Summary
目前的方法描述了一种非比率方法，使用现成的遗传编码钙指示剂在秀丽隐杆线虫中进行高分辨率、亚区室钙成像。
Abstract
钙（Ca 2+）成像已主要用于检查神经元活动，但越来越清楚的是，亚细胞Ca2+处理是细胞内信号传导的关键组成部分。体内亚细胞Ca2+动力学的可视化，其中神经元可以在其天然的完整回路中研究，已被证明在复杂的神经系统中具有技术挑战性。线虫秀丽隐杆线虫的透明度和相对简单的神经系统能够实现荧光标签和指示剂的细胞特异性表达和体内可视化。其中包括已被修饰用于细胞质以及各种亚细胞区室（例如线粒体）的荧光指示剂。该协议能够以亚细胞分辨率在体内进行非比率Ca 2 +成像，从而可以分析Ca2 +动力学，直至单个树突棘和线粒体的水平。在这里，使用具有不同Ca 2 +亲和力的两个可用的遗传编码指示剂来证明使用该协议测量单对兴奋性中间神经元（AVA）中细胞质或线粒体基质内的相对Ca2 +水平。结合秀丽隐杆线虫中可能的遗传操作和纵向观察，该成像方案可能有助于回答有关Ca2 +处理如何调节神经元功能和可塑性的问题。
Introduction
钙离子（Ca2+）是许多细胞类型中高度通用的信息载体。在神经元中，Ca2+负责神经递质的活动依赖性释放，细胞骨架运动的调节，代谢过程的微调，以及适当的神经元维持和功能所需的许多其他机制1，2。为了确保有效的细胞内信号传导，神经元必须在其细胞质中保持较低的基础Ca2+水平3。这是通过合作的Ca 2+处理机制实现的，包括将Ca2+摄取到细胞器中，例如内质网（ER）和线粒体。除了在质膜中排列Ca 2+渗透离子通道外，这些过程还导致整个神经元中细胞质Ca2+的异质水平。
休息和神经元激活期间的Ca 2+异质性允许对Ca 2+依赖机制进行多种的，位置特异性的调节1。Ca 2+浓度特异性作用的一个例子是通过肌醇1，4，5-三磷酸（InsP3）受体从ER释放Ca2+。低 Ca2+ 水平与 InsP3 相结合是打开受体的钙渗透性孔所必需的。或者，高Ca2+水平直接或间接抑制受体4。Ca 2+稳态对正常神经元功能的重要性得到了证据的支持，表明细胞内Ca 2+处理和信号传导中断是神经退行性疾病和自然衰老发病机制的早期步骤5，6。具体来说，ER和线粒体的异常Ca2+摄取和释放与阿尔茨海默病，帕金森病和亨廷顿病6，7的神经元功能障碍的发作有关。
研究自然衰老或神经变性过程中的Ca 2+稳态失调需要纵向观察活的，完整的生物体中具有亚细胞分辨率的Ca2+水平，其中天然细胞结构（即突触的排列和离子通道的分布）得以维持。为此，该协议为使用两种现成的基因编码Ca 2+传感器以高空间和时间分辨率记录体内Ca 2+动力学提供了指导。在秀丽隐杆线虫中使用所述方法获得的代表性结果表明，单个神经元的细胞质或线粒体基质中Ca 2+指示剂的表达如何允许快速获取荧光图像（高达50 Hz），这些荧光图像说明了Ca 2+动力学，并具有识别单个脊柱样结构和单个线粒体内Ca 2+水平的额外能力。
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Protocol
1. 创造转基因菌株
- 使用选择的克隆方法8，9，克隆表达载体以包含Pflp-18或Prig-3启动子（用于腹侧神经索中的AVA特异性信号），然后选择Ca2+指示剂，然后是3' UTR（有关更多信息，请参阅讨论）10。质粒及其来源的列表可在补充表1中找到。
- 遵循既定的方案，通过显微注射含有Ca2+指示剂转基因（~20ng/μL）和拯救DNAlin-15+（选择标记）的DNA混合物（<100ng/μL;每个质粒的浓度参见补充表1）来创建转基因菌株，将其释放到1日龄成年秀丽隐杆线虫10（基因型： 林-15（N765TS）;表型：多外阴）10，11。
注意。将 lin-15（n765ts） 亲本保持在15°C以抑制温度敏感突变。 - 将注射的父母维持在20°C，直到F1后代成年，以允许使用不存在多外阴表型进行转基因选择。
- 克隆传代13 个没有多外阴表型的成年F1后代，因为这表明含有Ca2+ 指示剂11的染色体外阵列的表达。
- 通过安装和成像 1 日龄成人来评估 Ca2+ 指示剂在没有多外阴表型的 F2 或 F3 后代中的表达，如第 3 节后面所述。
注意。如本文所述，快速采集图像需要相对较高的指标表达式（有关更多详细信息，请参阅讨论）。 - 对具有Ca 2+指示剂最佳表达的后续转基因菌株进行实验（有关更多详细信息，请参阅讨论），将菌株保持在标准条件下（NGM板上为20 °C）12。
2. 光学设置
- 使用能够进行长期延时成像的显微镜。
注意。使用配备488 nm和561 nm激发激光器的倒转盘共聚焦显微镜获取代表性数据。 - 使用低倍率物镜（即10x/0.40）对蠕虫进行粗略定位。
- 为了达到亚细胞分辨率，使用高倍率物镜切换到并定位神经元。
注意。使用100x/1.40 NA油物镜获取本研究中的代表性数据。 - 使用能够快速图像采集（>50 fps）的超灵敏相机获取图像。
- 对所选的Ca2+ 指示剂使用标准发射滤光片（即，用于GCaMP6f和mitoGCaMP的525 nm±50 nm发射滤光片）。
- 添加Z漂移校正器（ZDC）用于采集长度超过10秒的图像流，因为在成像过程中琼脂垫的干燥会导致神经突在几秒钟内偏离焦点。
注意。如果显微镜设置不允许ZDC，或者如果需要较长（>20分钟）的成像周期，则在琼脂垫周围应用硅脂或熔化的凡士林边界以减缓干燥。
3. 成像蠕虫的制备
- 准备琼脂垫
- 通过将分子级琼脂溶解在 M912 中的 13 mm x 100 mm 玻璃培养管中并微波数秒，制备 3 mL 的 10% 琼脂（参见 材料表）。
注意。熔融琼脂可以在加热块上保持长达1小时，或者每次需要琼脂垫时都可以新鲜。 - 将显微镜载玻片放在两个额外的载玻片之间，每个载玻片都有两层实验室胶带（见图1A-i）。
- 切开 1，000 μL 移液器吸头（不带过滤器）的尖端，并用它来将一小滴琼脂移液到中心盖玻片上（图 1A-i）。
- 通过在琼脂顶部向下按压另一张幻灯片来压平琼脂（图1A-ii）。
- 冷却后，使用13mm x 100mm玻璃培养管的开口将琼脂切成小圆盘（图1A-iii），然后去除周围的琼脂。
- 通过将分子级琼脂溶解在 M912 中的 13 mm x 100 mm 玻璃培养管中并微波数秒，制备 3 mL 的 10% 琼脂（参见 材料表）。
- 准备蠕虫滚动解决方案
- 将麝香酚粉末溶解在M9中以产生30 mM储备液。分离成50μL等分试样，并储存在4°C。
- 每3-5天解冻30mM麝香酚的新等分试样（并在使用时储存在20°C）。
- 用聚苯乙烯珠以 1：1 的比例稀释 30 mM 麝香酚原液，制成滚动溶液。
- 定位蠕虫以进行成像
- 将 1.6 μL 滚动溶液放在琼脂垫的中心。
注意：应调整液体量以成像年轻（较少）或年长的动物（更多）。 - 使用首选的蠕虫镐（即玻璃或铂丝镐）13，将没有多外阴表型11 的所需年龄的蠕虫转移到琼脂垫上的滚动溶液中（图1A-iv）。
注意。代表性数据来自1日龄雌雄同体（GCaMP6f菌株= FJH185; 有丝分裂GCaMP菌株;FJH597;见 补充表1），这可以通过仅存在一排卵来识别。有关处理不同年龄的蠕虫的更多详细信息，请参阅讨论。 - 等待~5分钟，让Muscimol减少蠕虫运动，然后将22mm x 22mm盖玻片放在琼脂垫的顶部，物理限制蠕虫运动。
- 对于腹侧神经索中的神经突成像，通过轻轻滑动盖玻片将蠕虫滚动到 图1B，C 所示的方向。
注意。要可视化腹侧神经索，请将蠕虫头部向上放置，然后滚动蠕虫，直到肠道位于蠕虫近端的右侧，左侧为蠕虫的远端部分（从观察者的角度来看）。反转此方向（图1C）以对背神经索中的神经突进行成像。
- 将 1.6 μL 滚动溶液放在琼脂垫的中心。
- 将蠕虫安装在显微镜上
- 将一滴浸油滴在盖玻片上，然后将其安装到显微镜载物台上。
- 使用明场中的低放大倍率物镜（10倍）物镜找到蠕虫。
- 切换到100倍物镜，然后调整对焦。
- 使用 GCaMP 或 mitoGCaMP 的照明和 488 nm 成像激光定位 AVA 神经突。
注意：使用小的调整以防止挤压蠕虫或拉下盖玻片。
4. 高分辨率图像流的采集
- 体内 GCaMP 成像
- 将曝光时间设置为 20 毫秒。
- 调整成像激光和采集设置，直到基础GCaMP荧光处于相机动态范围14的中间范围内。有关使用其他显微镜设置优化成像参数的建议，请参阅讨论。
注意。对于本研究中使用的光学设置，将488 nm成像激光器设置为以下输出设置：激光功率= 50%，衰减= 1。修改其他采集设置，如下所示：EM增益= 200，前置放大器增益= 1。 - 使用 GCaMP 荧光以 100 倍放大倍率定位 AVA 神经突后，将 ZDC（参见 材料表）设置为 ±30 μm 的范围，然后启动连续自动对焦。成像前根据需要手动校正焦平面。
- 以 100 倍放大倍率获取图像流。使用本研究中使用的设置可以实现长达 10 分钟的持续时间。
- 体内 有丝分裂GCaMP成像
- 根据需要按照步骤4.1.1-4.1.2获取相机动态范围14的中距离基础有丝分裂GCaMP荧光。
注意。对于本研究中使用的光学设置，将 488 nm 成像激光器设置为以下输出设置：激光功率 = 20%，衰减 = 10。将采集设置修改为以下内容：EM增益= 100，前置放大器增益= 2。 - 使用mitoGCaMP荧光定位AVA神经突中的线粒体后，按照上述步骤3.3中所述设置ZDC。
- 以 100 倍放大倍率获取图像流。
- 根据需要按照步骤4.1.1-4.1.2获取相机动态范围14的中距离基础有丝分裂GCaMP荧光。
5. 图像流分析
- 在适当的图像软件中打开图像流，以分析图像系列中的像素值（请参阅 材料表）。
- 使用 多边形选择 工具，定义包含 GCaMP 或 mitoGCaMP 的亚细胞感兴趣区域 （ROI）。
- 单击ROI 管理器>分析>工具。在 ROI 管理器中，单击 添加 ，然后单击 更多>多度量。在“多测量”窗口中，单击 “确定 ”以自动收集上面为图像流的每一帧定义的 ROI 的平均、最小和最大像素强度，以便进一步分析。
注意。建议使用比率F avg/F min将每个ROI的平均像素强度（Favg）归一化为最小强度（Fmin），以考虑由于在z平面中定位引起的荧光差异。在成像过程中丢弃蠕虫移动的图像流，因为这也会影响荧光测量。
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Representative Results
这两种方案能够以高空间分辨率快速获取体内单个神经突的亚细胞区域和细胞器内的差异Ca2+水平。第一个方案允许以高时间和空间分辨率测量细胞质Ca2+。这里使用谷氨酸能AVA命令中间神经元15中GCaMP6f的细胞特异性表达来证明这一点，其神经突贯穿腹侧神经索的整个长度。GCaMP6f荧光（50 Hz）的快速采集能够检测Ca 2+流入的方向传播（图2A和补充视频1）。GCaMP6f荧光的亚细胞定量显示，Ca2+内流的开始在仅10μm外的神经突的一部分中延迟（图2B）。此外，该协议允许对区室化的Ca 2+和亚阈值Ca2+事件进行多次观察。例如，沿着AVA神经突发现的树突状脊柱样结构在GCaMP6f荧光中具有闪光，该闪光与神经突活化无关，并且不会导致Ca 2+流入的传播（图2C，D和补充视频2）。
第二个方案旨在快速测量单个神经突中单个线粒体中的相对Ca2+ 水平。使用具有AVA特异性表达线粒体基质定位Ca2+ 指示剂mitoGCaMP的蠕虫菌株能够快速检测AVA神经突内单个线粒体水平的丝分裂GCaMP荧光变化。该成像协议揭示了至少在该神经元中Ca2+ 摄取线粒体的不同模式。首先， 图3A 所示的结果提供了相对较大量的Ca2+ 同步摄取到线粒体子中的示例。更具体地说，这些数据表明Ca2+ 对一些线粒体的摄取是同步的（Mito1和Mito2; 图3A，B 和 补充视频3），而邻近的线粒体似乎没有吸收Ca2+ （Mito3; 图 3A，B）。同样，线粒体的亚群被认为可以快速摄取和释放少量的Ca2+。这似乎也是同步的（Mito1和Mito3， 图3C，D 和 补充视频4），但同样仅适用于线粒体的一个子集（Mito 2， 图3C，D）。
图 1：安装和滚动秀 丽隐杆线虫 ，用于对腹侧神经索成像。 （A）制备琼脂垫和将单个蠕虫挑入滚动溶液的步骤图示。（B） 蠕虫位置在重新定位以进行成像之前的示例。红色箭头表示蠕虫需要向右滚动，这可以通过将盖玻片向右滑动（蓝色箭头）来实现。比例尺 = 50 μm。（C）可视化腹侧神经索所需的正确方向。注意：肠道位于观察者的右侧（使用正置显微镜）的近端，然后在远端的左侧。 请点击此处查看此图的大图。
图 2：在 AVA 神经突和脊柱样结构中快速采集具有亚细胞分辨率的 GCaMP6f 荧光。 （A）AVAL和AVAR神经突分叉处GCaMP6f荧光的代表性图像。比例尺 = 5 μm。（B）GCaMP6f荧光的定量归一化为该区域（Fmin）的最小荧光（F），用于面板A底部图像中定义的近端（橙色）和远端（蓝色）区域。（D）神经突中的归一化GCaMP6f荧光（橙色）和图C底部图像中相应区域的脊柱状投影（蓝色）。
图3.快速成像钙摄取到 AVA 神经突内的单个线粒体。 （A，C）随着时间的推移，有丝分裂GCaMP荧光的代表性图像。比例尺 = 50 μm。（B） 图A底部图像中显示的相应线粒体的归一化GCaMP荧光（F/ F min）的迹线。 （D）在图C底部图像中突出显示的区域的F/ F最小 成像超过40秒。 请 点击这里查看此图的大图。
补充视频 1：AVA 神经突中的 GCaMP6f 荧光。 视频以 2 倍的速度渲染。比例尺 = 5 μm。 请点击此处下载此视频。
补充视频 2：AVA 神经突上脊柱状投影中的 GCaMP6f 荧光。 视频以 2 倍的速度渲染。比例尺 = 5 μm。 请点击此处下载此视频。
补充视频 3：AVA 神经突同步线粒体钙摄取中的 MitoGCaMP 荧光。 视频以 4 倍的速度渲染。比例尺 = 5 μm。 请点击此处下载此视频。
补充视频4：AVA神经突中的MitoGCaMP荧光 - 线粒体对钙的快速摄取和释放。 视频以 4 倍的速度渲染。比例尺 = 5 μm。 请点击此处下载此视频。
补充表1：本研究中使用的遗传试剂和菌株。请点击此处下载此文件。
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Discussion
实施所述方法时的第一个考虑因素涉及为给定的研究问题选择具有理想特性的Ca2+指标。细胞质Ca 2+指示剂通常对Ca 2+具有高亲和力，这些指示剂对Ca 2+的敏感性与动力学（开/关速率）成反比16，17。这意味着需要根据感兴趣的现象优先考虑Ca2+灵敏度或动力学。对于具有相对较高的基础Ca 2+水平的亚细胞区室，例如ER，应考虑具有低Ca 2+亲和力的Ca2+指示剂18。为了生成用于Ca 2+指示剂的细胞特异性表达的重组DNA，应使用优选的克隆技术插入细胞特异性启动子19，20，然后插入所选的Ca2+指示剂和3' UTR。通过用启动子Pflp-18或Prig-3、let-858或unc-54 3' UTR构建质粒并以15-25ng/μL显微注射该质粒，可以实现AVA神经元中相对较高的表达水平（参见补充表1）。
将含有Ca 2+指示剂和lin-15+的质粒成功显微注射到lin-15（n765ts）突变蠕虫的性腺中，将产生表达Ca 2+指示剂的F1后代，并被拯救为多外阴表型。只有F1代的一个子集（30%-80%）会将合成DNA传递给F2代。Ca2+指示剂的表达应在获救的F2或F3后代的平板上评估合成DNA透<60%，方法是在被拯救的1日龄成人中安装和成像荧光，以应对多外阴表型。理想的表达水平是根据Ca2+指示剂的性质和位置以及生物学问题确定的。如果需要快速图像采集，则相对较高的表达是理想的。然而，已经发现Ca2+指示剂的极高表达会导致亚细胞错位，以及其他细胞或组织中的非特异性表达。
基因编码的Ca 2+指示剂已广泛用于秀丽隐杆线虫以及其他模式生物中Ca2+的体内分析。其中一些研究已经实现了神经元细胞体21，22，23，24中Ca2+水平的单细胞分辨率监测。在秀丽隐杆线虫和脊椎动物系统中已经实现了体内Ca2+在神经元亚区室中流入的测量，但只能通过记录整个神经突25，26或树突种群中的Ca 2+指示活性27。尽管测量整个神经元细胞体和树突中的Ca 2+活性反映了细胞的尖峰活性，但它不允许观察Ca 2+流入的动力学（即传播的方向或速率）或亚阈值Ca2+瞬变。很少有体内研究能够将神经元中的Ca2+处理与此处展示的空间和时间分辨率相鉴别。应该注意的是，大多数秀丽隐杆线虫神经元28中Ca 2+流入的时间动态似乎比脊椎动物神经元29慢，因此这种快速成像协议可能不足以捕获脊椎动物系统中类似的时间动态。然而，双光子显微镜的最新进展允许在自由行为的小鼠30中对单个海马树突中的钙进行超快速（120 Hz）亚细胞成像，这为在脊椎动物中实现类似的高分辨率Ca2+成像提供了希望。
需要注意的是，这种用于 体内 Ca2+ 成像的非比率方法需要使用麝香酚，麝香酚抑制体壁肌肉的收缩，从而限制成像期间的蠕虫运动31。如果在成像过程中有过度运动（超过~20%的蠕虫持续运动），应用新解冻的麝香酚等分试样制备新的滚动溶液，并且蠕虫在滚动前在滚动溶液中沐浴的时间应延长。Muscimol是一种GABA受体激动剂，这意味着它抑制GABA能神经元，包括那些为AVA神经元提供输入的神经元。此外，许多兴奋性神经元， 包括AVA， 表达低水平的GABA受体， 因此在该协议中使用麝香酚可能会降低神经元活动.然而，使用该协议，在麝香酚（未发表的数据）存在的情况下，AVA的总体自发激活仅减少~29%。麝香酚可以更大幅度地降低其他神经元的活化，这可以通过在滚动溶液中用麝香酚代替M9并在神经元细胞体中以低放大倍数进行成像来测试32。使用麝香酚的替代方法是使用比例Ca2+ 指示剂33，34，这将允许由于蠕虫运动引起的荧光校正。这种方法的缺点是它需要能够进行双波长成像的光学装置，并且限制了将Ca2+ 指示剂与许多其他荧光工具结合使用的能力。
所描述的显微镜系统的一个主要限制是旋转盘发射的光减少，这会导致信息丢失。该系统可以进行修改，以通过实施具有更大直径针孔的圆盘来增加对发射光的捕获。然而，这种改变会降低轴向（z平面）分辨率并增加背景荧光。用于此目的的另一种可能的显微镜设置是快速扫描光片显微镜，近年来已得到改进，可以进行原位和体内快速（高达50 Hz）成像35。
评估细胞质和线粒体Ca 2+的时空动力学将有助于更好地了解局部Ca2+瞬变，甚至亚阈值事件如何触发钙依赖性信号传导或调节线粒体生物学。这种亚细胞体内Ca2+成像对于研究突触可塑性，神经元代谢的活性依赖性变化以及神经元兴奋性的稳态调节特别有用。 进一步研究局部亚细胞环境如何适应定义的神经元活动状态（即，空间特异性浓度和Ca 2+的寿命）将深入了解Ca2+稳态如何导致神经元功能的致病性变化。在活的，完整的生物体中研究这一点的能力特别有用，因为它可以进行纵向研究，从而阐明Ca2 +稳态如何以及为什么随着自然衰老和疾病相关的神经变性而变化。应用这种方法研究衰老和神经变性在某种程度上仅限于秀丽隐杆线虫的早期生物年龄（成年<4天）。事实上，在成年后大约 5 天后，当蠕虫由于肌张力和角质层完整性下降而变得松弛时，安装和定位蠕虫进行成像期间的物理操作是困难的。
Ca2+的动力学和亚细胞处理的快速体内成像将有助于我们理解神经元兴奋性和细胞内信号传导如何在空间和时间上得到精细调节。由于Ca2 +依赖过程的多样性及其在神经元功能中的核心作用，该协议可以使许多领域的广泛研究和研究人员受益。例如，这种方法在健康神经元中的应用将深入了解为什么衰老过程中细胞质Ca 2+升高与突触可塑性受损，线粒体呼吸效率低下以及其他功能障碍一起发生36，37。此外，该方法可用于研究与年龄相关的Ca2+稳态失调38的原因。然而，这种方法在与衰老和神经变性相关的问题上的应用在某种程度上仅限于衰老的早期阶段（成年期<5天）38。如上所述，使用我们的滚动方法很难对老年蠕虫（>成年期5天）进行成像，但是秀丽隐杆线虫微流体的进步显示出以类似的空间分辨率成像长达12天的成年期39，40。
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Disclosures
作者声明没有竞争利益。
Acknowledgments
这项工作得到了美国国立卫生研究院（NIH）（R01-NS115947授予F. Hoerndli）的支持。我们还要感谢Attila Stetak博士提供的pAS1质粒。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 100x/1.40 Oil objective | Olympus | UPlanSApo | |
| 10x/0.40 Objective | Olympus | UPlanSApo | |
| 22 mm x 22 mm Cover glass | VWR | 48366-227 | |
| Agarose SFR | VWR | J234-100G | |
| Beam homogenizer | Andor Technologies | Borealis upgrade to CSU-X1 | |
| CleanBench laboratory table | TMC | With vibration control | |
| Disposable culture tubes | VWR | 47729-572 | 13 mm x 100 mm |
| Environmental chamber | Thermo Scientific | 3940 | Set to 20 °C |
| Filter wheel or slider | ASI | For 25 mm diameter filters | |
| FJH 185 | Caenorhabditis Genetics Center | FJH 185 | Worm strain |
| FJH 597 | Caenorhabditis Genetics Center | FJH 597 | Worm strain |
| GFP bandpass emission filter | Chroma | 525 ± 50 nm (25 mm diameter) | |
| ILE laser combiner | Andor Technologies | 4 laser lines | |
| ILE solid state 488 nm laser | Andor Technologies | 50 mW | |
| ImageJ | National Institutes of Health | Version 1.52a | |
| IX83 Spinning disk confocal microscope | Olympus | With Yokogawa CSU-X1 spinning disc | |
| iXon Ultra EMCCD camera | Andor Technologies | ||
| Low auto-fluorescence immersion oil | Olympus | Z-81226 | |
| MetaMorph | Molecular Devices | Version 7.10.1 | |
| Microscope control box | Olympus | IX3-CBH | |
| Muscimol | MP Biomedical / Sigma | 02195336-CF | |
| pAS1 | AddGene | 194970 | Plasmid |
| pBSKS | Stratagene | ||
| pCT61 | Plasmid available from Hoerndli/Maricq lab upon request | ||
| pJM23 | Plasmid available from Hoerndli/Maricq lab upon request | ||
| pKK1 | AddGene | 194969 | Plasmid |
| Polybead microspheres | Polysciences Inc. | 00876-15 | 0.094 µm |
| Stability chamber | Norlake Scientific | NSRI241WSW/8H | Set to 15 °C |
| Stage controller | ASI | With filter wheel control | |
| Standard microscope slide | Premiere | 9108W-E | 75 mm x 25 mm x 1 mm |
| Touch panel controller | Olympus | I3-TPC | |
| Z-drift corrector | Olympus | IX3-ZDC2 |
References
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