Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Kalsiumavbildning i mus Superior Colliculus

Published: April 21, 2023 doi: 10.3791/65181
Automatic Translation
*1, *1, 1
1Chinese Institute for Brain Research
* These authors contributed equally

Summary

Denne protokollen beskriver prosedyren for avbildning av kalsiumresponser i overlegen colliculus (SC) av våken mus, inkludert avbildning av enkeltneuronaktivitet med to-foton mikroskopi mens du forlater cortex intakt i villtypemus, og avbildning av hele SC med bredfeltsmikroskopi i partial-cortex mutante mus.

Abstract

Superior colliculus (SC), en evolusjonært bevart midthjernestruktur hos alle vertebrater, er det mest sofistikerte visuelle senteret før fremveksten av hjernebarken. Den mottar direkte innganger fra ~ 30 typer retinal ganglionceller (RGC), med hver koding av en bestemt visuell funksjon. Det er fortsatt unnvikende om SC bare arver retinale egenskaper eller om ytterligere og potensielt de novo-behandling skjer i SC. For å avsløre nevral koding av visuell informasjon i SC, gir vi her en detaljert protokoll for optisk registrering av visuelle responser med to komplementære metoder i våkne mus. Den ene metoden bruker to-foton mikroskopi for å avbilde kalsiumaktivitet ved enkeltcelleoppløsning uten å ablatere overliggende cortex, mens den andre bruker bredfeltsmikroskopi for å avbilde hele SC av en mutant mus hvis cortex i stor grad er uutviklet. Denne protokollen beskriver disse to metodene, inkludert dyreforberedelse, virusinjeksjon, implantasjon av hodeplater, pluggimplantasjon, datainnsamling og dataanalyse. De representative resultatene viser at to-foton kalsiumavbildningen avslører visuelt fremkalte nevronresponser ved enkeltcelleoppløsning, og bredfeltkalsiumavbildningen avslører nevral aktivitet over hele SC. Ved å kombinere disse to metodene kan man avsløre nevral koding i SC på forskjellige skalaer, og en slik kombinasjon kan også brukes på andre hjernegrupper.

Introduction

Superior colliculus (SC) er et viktig visuelt senter hos alle virveldyr. Hos pattedyr mottar den direkte innganger fra netthinnen og den visuelle cortex1. Mens optisk opptak har blitt mye brukt på cortex 2,3,4,5, hindres anvendelsen i SC av dårlig optisk tilgang 6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17 ,18,19. Målet med denne protokollen er å gi detaljer om to komplementære metoder for optisk opptak av nevral aktivitet i SC.

SC ligger under cortex og tverrgående sinus, som begrenser optisk tilgang til de kollikulære nevronene. En tilnærming for å overvinne denne begrensningen er å aspirere den overliggende cortex og eksponere den fremre-laterale SC 7,9,10,13,14,19. Men fordi SC mottar kortikale innganger, kan en slik operasjon påvirke hvordan SC-nevronene reagerer på visuelle stimuli. For å overvinne denne begrensningen, beskriver vi her en alternativ protokoll for å avbilde det overfladiske laget av den bakre-mediale SC med en silisiumplugg, mens du lar cortex være intakt 8,11. Spesielt, for å oppnå enkeltcelleoppløsning, brukte vi to-foton mikroskopi for å avbilde kalsiumresponser i bakre mediale SC av villtype mus. I tillegg, for å oppnå bred dekning, brukte vi bredfeltsmikroskopi for å avbilde hele SC av en mutant mus hvis bakre cortex ikke har utviklet20.

De to metodene beskrevet i denne protokollen er komplementære til hverandre. To-foton kalsiumavbildning uten å ablatere cortex er egnet for opptak av nevral aktivitet ved enkeltcelleoppløsning med intakte kortikale innganger. Kalsiumavbildningen med bredt felt er egnet for registrering av nevral aktivitet i hele SC mens du ofrer romlig oppløsning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle eksperimentelle prosedyrer ble utført i samsvar med dyrevelferdsretningslinjene og godkjent av IACUC ved Chinese Institute for Brain Research, Beijing.

MERK: Tidslinjen for denne protokollen er som følger: 1) lag sugekoppen; 2) injisere viruset; 3) implantere hodeplaten; 4) etter 3 uker, implanter pluggen; 5) Etter en ~ 3 dagers utvinning og habituation på tredemølle, utføre to-foton / bredfeltsavbildning.

1. Tilberedning av en sugekopp (figur 1A)

  1. Legg en dråpe fosfatbufret saltvann (PBS, 1x) i en akrylfat og berør den med en 21 G flat nål for å fylle spissen ved kapillaritet.
  2. Dekk spissen av nålen med et gjennomsiktig silikonlim og sett i ca. ~10 min.
  3. Klipp silikonlimet med saks til en disk med ~ 2 mm diameter.

2. Klargjøring av plugger (figur 1B)

  1. Forbered en 0,75 mm tykk plastshimling og kutt ut en 1 cm x 1 cm firkant i midten. Forbered to akrylblokker. Rengjør mellomlegget og akrylblokkene med alkohol og tørk dem med linsepapir.
  2. Sett shim-lageret på en akrylblokk, sett silikonlimet i midten for å fylle ~ 90% av åpningen (unngå bobler), tilsett en annen akrylblokk og ~ 1 kg kraft, og vent 20 min.
  3. Under et kirurgisk mikroskop, kutt silikonlimet med en skalpell til 1 mm høy med 1,5 mm brede trekantede prismer over et stykke papir med trekanter trykt på den.
  4. Fjern støv fra de trekantede prismene med plastklebrig tape og legg det på et glassdeksel med 5 mm diameter og 0,15 mm tykkelse.
  5. Sett dekselet med de trekantede prismene under en koronabehandler, slå på koronabehandleren og før den nærmere dekselet til lynet vises. Hold den i den posisjonen i noen minutter til de er festet til hverandre.
    MERK: Dette trinnet kan være annerledes for andre koronabehandlere.
  6. Legg pluggene i en petriskål og legg den i en kuvøse ved 70 °C over natten.

3. Fremstilling av dyr og injeksjon av viral konstruksjon

  1. Bruk C57BL/6J (villtype) og Emx1-Cre:Pals1flox/wt (partial-cortex)20 mus av begge kjønn ved 6 ukers alder (9 uker ved bildetidspunktet).
  2. Steriliser alle materialer og instrumenter som brukes til kirurgisk prosedyre.
  3. Bedøv musen med 5 % isofluran og oppretthold deretter isofluran på 1 %-2 % med en strømningshastighet på 1 l/min under operasjonen. Bekreft nivået av anestesi ved mangel på tåklemmerefleks.
  4. Fest musen på en stereotaktisk ramme med ørestenger. Gjennom hele operasjonen, legg oftalmisk salve på museøynene for å forhindre uttørking, og hold kroppstemperaturen på 37 ° C med en termostatisk varmepute.
  5. Barber pelsen og steriliser hudoverflaten med iodophor og 75% etanol. Injiser lidokain (5 mg/kg, subkutan injeksjon [SQ]), tilidin (2 mg/kg, SQ) og meloksikam (2 mg/kg, SQ).
    MERK: Den kirurgiske prosedyren for sterilisering, analgesi og lokalbedøvelse kan variere fra institusjon til institusjon.
  6. Fjern huden over SC med kirurgisk saks for å avsløre skallen. Rengjør skallen med en bomullspinne.
  7. Juster den stereotaktiske rammen til skalleoverflaten er flat. Bor et hull 0,5 mm lateralt og 0,42 mm foran lambda til dura er eksponert.
  8. Injiser adenoassosiert virus (AAV) som uttrykker GCaMP6m (rAAV2/9-hsyn-GCaMP6m; 1 x 10 13 GC/ml oppløst i1x PBS) på dybder på 1 mm og 1,6 mm fra lambda med en skrå glassmikropipette (spissen er skråstilt til 25° med en diameter på 40-50 μm).
  9. Injiser 100 nL på hver dybde med en hastighet på 50 nl/min og vent 5 minutter etter hver injeksjon. Etter injeksjonen, trekk sakte injektoren ut.

4. Implantasjon av hodeplaten

  1. Rengjør muskler og vev over skallen og skrap skallen med et blad. Hvis blødning oppstår, stopp det med gelskum og rengjør blodet. Fest hodeplaten (figur 1C) til skallen med en selvherdende dental harpiks sement. Bland spesielt en 3/4 skje polymer, tre dråper monomer og en dråpe katalysator i en keramisk bolle på is. Påfør blandingen på hodeplaten og skallen. Fest dem sammen og vent 5 minutter til limet stivner.
  2. Injiser antibiotika (ceftiofurnatrium, 5 mg/kg, SQ) for å forebygge infeksjoner. Fjern musen fra den stereotaksiske rammen og legg den på en varmepute for gjenoppretting. Sett den tilbake i buret etter å ha kommet seg fra anestesi. For smertebehandling, gi ibuprofenholdig drikkevann (0,5 ml / 50 ml) til musen i 3 dager etter operasjonen.

5. Implantasjon av pluggen (figur 2)

  1. Implanter pluggen 3 uker etter virusinjeksjonen. Bedøv og fest musen på en stereotaksisk ramme, som beskrevet i trinn 3.2-3.5. Forbered gelskum dynket i saltvann for å stoppe potensiell blødning.
  2. Bor en 3 mm x 2 mm oval med en mikrodrill sentrert på 0,5 mm bakenfor lambdaen. Tynn grensen til den ovale til den sprekker. Tynn skallen foran det ovale opptaksvinduet for å gjøre coverslip nær SC.
  3. Ta av benklaffene med fine tang. Lag et kutt på dura bakre til tverrgående sinus og fjern dura-stykket. Tilsett om nødvendig kunstig cerebrospinalvæske (ACSF) til hjernen med en 3 ml sprøyte for å forhindre tørking. Tørk skallen og opptaksvinduet med gelskum og bomullspinner.
  4. Sett inn en dråpe silikonlim i opptaksvinduet. Bruk sugekoppen til å holde pluggen med undertrykk. Bruk en motorisert mikromanipulator for å flytte sugekoppen og senk pluggen ned i silikonlimet til dekselet berører skallen. Flytt deretter pluggen fremover ~ 1 mm for å skyve bort den tverrgående sinus og avsløre SC. Dette trinnet bør gjøres på 1-2 minutter før silikonlimet blir klebrig.
  5. Rengjør hodeplaten og påfør butylcyanoakrylat og harpikssement rundt grensen til pluggen for å feste den til hodeplaten.
    MERK: Gi postoperativ behandling, som beskrevet i trinn 4.2.

6. To-foton avbildning (figur 3)

  1. Hodet fester dyret på en roterende tredemølle med hodeplaten. Plasser tredemøllen under et to-foton mikroskop og juster høyden til en passende posisjon. Sett en svart aluminiumskjegle mellom målet og hodeplaten for å forhindre lysforurensning fra skjermen for visuell stimulering. Habituate musen i ~ 15 min.
  2. Utfør to-foton avbildning på mikroskopet med en 16x forstørrelse, 0,8 numerisk blenderåpning (NA) og 3 mm arbeidsavstand (WD) mål. Bruk en Ti:safirlaser med moduslåseteknikk styrt av to galvoskannere for å eksitere GCaMP6m ved 920 nm. Juster lasereffekten ved prøveplanet mellom 20-80 mW.
  3. Skann et synsfelt på 600 μm x 600 μm ved 4,8 Hz med en romlig oppløsning på 2,4 μ m/piksel, og bildenevral aktivitet over dybden opptil 350 μ m.
    MERK: Samplingsfrekvensen og romlig oppløsning er for galvoskannere, og bør justeres for resonansskannere.
  4. Samle utsendt fluorescens med et dikroisk speil og oppdag det ved hjelp av et fotomultiplikatorrør (PMT) etter å ha ført det gjennom et båndpassfilter.
  5. Ta opp musens bevegelse på tredemøllen med en roterende koder. Bruk et kamera med et 50 mm-objektiv for å registrere pupillens størrelse og posisjon. Synkroniser disse opptakene og bildeopptakene til visuell stimulering ved å registrere utløsere sendt av stimuleringsdatamaskinen.

7. Analyse av kalsiumresponser målt ved to-foton avbildning

  1. Korriger hjernens bevegelse under avbildning ved hjelp av SIMA21 eller NoRMCorre22.
  2. Tegn et interesseområde manuelt ved hjelp av tryllestavverktøyet Cell Magic Wand (ImageJ), og tilpass det med en ellipse i MATLAB. Trekk ut fluorescensspor av hver avkastning etter fjerning av nevropilforurensning:
    Equation 1
    F true og Frawer henholdsvis de korrigerte og rå fluorescensamplitudene til ROI, Fneuropiler fluorescensamplituden til den omkringliggende nevropilen, og r er den ufokuserte neuropilforurensningsfaktoren (0,7 for vårt oppsett). R estimeres ved å måle signalene på en blodåre der Ftrue=0, som beskrevet tidligere23,24.
  3. Fjern langsomme svingninger i grunnlinjen ved å trekke den åttende persentilverdien fra et 15 s-vindu midtstilt på hver ramme25.
  4. Definer visuelle responser av et nevron som den relative endringen av fluorescensamplitude i avkastningen i stimulusperioden:
    Equation 2
    F-topp er toppamplituden til fluorescenssporet under den visuelle stimuleringen, og F-baselineer gjennomsnittlig amplitude i løpet av en 0,5 s periode før stimulering.

8. Bredfeltsavbildning og dataanalyse (figur 4)

  1. Bygg et bredfeltmakroskop med tandemlinse4 (figur 4A). Tandemlinsemakroskopet er to kameralinser (50 mm og 105 mm) koblet til via en adapter, og forstørrelsen er ~ 2x.
  2. Forbered mutante mus med delvis cortex som beskrevet i trinn 3.2-3.5. Injiser 100 nL AAV som uttrykker GCaMP6m på en dybde på 200 μm i midten av hver side av SC.
  3. Etter ~ 3 uker, implantere en 5 mm diameter coverslip over SC. Utfør en oval kraniotomi på 4 mm x 3 mm sentrert på SC og tynn benet rundt den. Trykk deretter dekselet direkte på SC og fest det med harpikssement.
  4. Excite GCaMP6m med en blått lysemitterende diode (LED) med et eksitasjonsfilter (469 nm ± 35 nm). Ta bilder ved hjelp av et CMOS-kamera (Complementary Metal Oxide Semiconductor) etter å ha passert et utslippsfilter (525 nm ± 39 nm) ved 10 Hz. Kameraet dekker et område på 5,36 mm x 2,85 mm med en romlig oppløsning på 2,63 μm/piksel.
  5. Convolve hvert ervervet bilde med et normalisert boksfilter og reduser det til 1/4 av den opprinnelige størrelsen. For hvert bildepunkt i bildet definerer du svaret, som beskrevet i trinn 7.4.
    MERK: Gi postoperativ behandling, som beskrevet i trinn 4.2.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Figur 1A,B viser hvordan du lager henholdsvis sugekoppen og pluggene. Figur 2 viser hvordan du implanterer pluggen vellykket. Etter implantering av pluggen eksponeres den bakre-mediale SC, som vist i figur 2D. Figur 3 viser kalsiumresponser av SC-nevroner fra et eksempel på villtype mus avbildet ved hjelp av to-foton mikroskopi. Det trekantede prismet, som lett fanges opp under mikroskopet, kan brukes til å lokalisere avbildningsstedet (figur 3B). Visuelle responser vises ved enkeltcelleoppløsning (figur 3C, Dog Video 1). Figur 4 viser kalsiumresponser av SC-nevroner fra et eksempel på partial-cortex mutant mus avbildet ved hjelp av bredfeltsmikroskopi. Det oppkjøpte bildet ble først redusert til en fjerdedel av den opprinnelige størrelsen (figur 4B). Visuelt fremkalte kalsiumresponser er vist på begge sider av SC (figur 4C og Video 2). Figur 5 viser uttrykket av GCaMP6m i SC på injeksjonsstedet og bildestedet; Det er færre nevroner på injeksjonsstedet.

Figure 1
Figur 1: Forberedelse. (A) Tre trinn for å lage sugekoppen (trinn 1.1-1.3); PBS inne i kanylen vises ikke. (B) Tre trinn for å lage pluggene (trinn 2.1-2.3). (C) To typer hodeplate med en diameter på 8 mm for villtypemus. To typer hodeplate med en diameter på 7 mm for mutante mus i delvis cortex. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Implantasjon av pluggen (trinn 5.2-5.5). (A) Benet er tynnet. Omgivelsene er harpiksement. (B) Benet og dura fjernes for å eksponere nedre colliculus og cerebellum. (C) Pluggen senkes, og den skyver den tverrgående sinus fremover for å eksponere den bakre-mediale SC. Den grønne stiplede sirkelen markerer omslaget. Den blå stiplede trekanten markerer pluggen. Den røde stiplede sirkelen markerer sugekoppen. (D) Pluggen er festet med butylcyanoakrylat og harpikssement. Bildet er overeksponert for å vise posterior-mediale SC tydelig. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: To-foton kalsiumavbildning . (A) Skjematisk fremstilling av musens hjerneanatomi etter implantering av pluggen. Den mørke stiplede linjen markerer omrisset av SC. Den gule trekanten indikerer det trekantede prismet. Den grønne fargen angir GCaMP-uttrykket. (B) Et bilde av silisiumets trekantede prisme under mikroskopet før skanning. (C) Et bilde av fluorescensen av GCamMP fra SC-nevroner, målt ved to-foton mikroskopi fra et eksempel på villtypemus. (D) En standardavviksprojeksjon av fluorescensen over bilder (se Video 1). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Wide-field calcium imaging . (A) Et bilde av bredfeltsoppsettet. (B) Et eksempel på et RAW-bilde og det nedsamplede bildet. Den stiplede gule linjen markerer omrisset av SC. (C) En enkelt ramme og en standardavviksprojeksjon av kalsiumresponsene til SC-nevroner, målt ved bredfeltsmikroskopi fra et eksempel på partiell cortex-mus (se Video 2). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 5
Figur 5: Koronale snitt av musehjerne i ulik avstand fra injeksjonsstedet. Den nederste raden viser den høye forstørrelsen av boksene som er merket i øverste rad. Det gule stiplede rektangelet markerer injeksjonsstedet, som inneholder mindre nevroner enn regionen til høyre. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Video 1: Rå og bevegelseskorrigerte videoer av kalsiumresponsene til SC-nevroner på den visuelle stimulansen i Video 3 ved to-foton mikroskopi. Bildene ble tatt ved 4,8 Hz og vist ved 20 Hz. Vennligst klikk her for å laste ned denne videoen.

Video 2: Rå og bevegelseskorrigerte videoer av SC-nevronenes kalsiumresponser på den visuelle stimulansen i Video 3 ved bredfeltsmikroskopi. Bildene ble tatt ved 10 Hz og vist ved 20 Hz. Klikk her for å laste ned denne videoen.

Video 3: En svart fullskjermlinje (5° bred) som driver i 12 forskjellige retninger (50°/s). Vennligst klikk her for å laste ned denne videoen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Kritiske trinn i protokollen
Det mest kritiske trinnet er kraniotomi i trinn 5.2 og 5.3. For det første er benet på 0,5 mm bakenfor lambda tykt og har blodkar inni, noe som kan forårsake blødning under boreprosessen. Tilstrekkelig gelskum bør tilberedes for å stoppe blødningen. For det andre er det en god sjanse for angiorrhexis når du fjerner beinet like over den tverrgående sinus. For feilsøking er en alternativ tilnærming å tynne beinet inne i ovalen og fjerne det bit for bit. Et annet triks er å suge beinet før løfting for å gjøre løsningen av dura fra beinet lettere og forhindre blødning.

Et annet kritisk trinn er pluggimplantasjonen i trinn 5.4, der hele prosessen skal vare 1-2 min. For feilsøking kan man først flytte pluggen med mikromanipulatoren til en passende posisjon i ACSF og stille inn den endelige posisjonen til pluggen. Tilsett deretter silisiumlimet og flytt pluggen med passende hastighet til den endelige posisjonen.

Betydning
Denne protokollen har to fordeler. For det første gir den detaljer for avbildning av bakre-mediale SC ved enkeltcelleoppløsning med en intakt cortex i villtypemus, mens i tidligere rapporter ble den overliggende cortex aspirert for å eksponere den fremre-laterale SC. For det andre beskriver den hvordan man kan avbilde hele SC av partial-cortex mutante mus ved hjelp av bredfeltkalsiumavbildningsteknikken. Disse to tilnærmingene kan brukes til å avbilde andre hjernegrupper i å oppføre seg dyr på forskjellige skalaer.

To alternative metoder har blitt rapportert for å avbilde den bakre-mediale SC uten å aspirere den overliggende cortex15,16. Schröder et al. hadde en sirkulær 4 mm kraniotomi og påførte et rustfritt stålrør med en skive og et glassdeksel i hver ende for å avsløre SC16. Jo større kraniotomi og mer stivt materiale, sammenlignet med det vi brukte, er mer sannsynlig å forårsake blødning under implantasjonen. I tillegg, fordi rustfritt stål ikke er biokompatibelt, er det mer sannsynlig å forårsake infeksjon for kronisk bildebehandling. På samme måte var glassdekselet som ble brukt i Savier et al. også stivere og ikke biokompatibelt, og mer sannsynlig forårsake blødninger og infeksjoner15. En annen forskjell fra disse to metodene er at vårt virale injeksjonssted er utenfor bildevinduet, og dermed påvirkes bildekvaliteten mindre av den potensielle skaden på injeksjonsstedet (figur 5).

Begrensninger av protokollen
Denne protokollen gir detaljer for avbildning av kalsiumresponser i det overfladiske laget av SC. Avbildning av dypere lag, for eksempel ved bruk av et prisme26, dekkes ikke. To-foton kalsiumavbildningsmetoden brukes til å registrere nevral aktivitet i bakre-mediale SC og dekker ikke den fremre-laterale SC 7,13. Hele SC-kalsiumavbildning med bredfeltsmikroskopi ble brukt på mutante partial-cortex-mus. For avbildning av hele SC av brede mus, må man aspirere overliggende cortex. En alternativ måte å avbilde hele SC, uten viral injeksjon, er den iboende bildebehandlingsteknikken; Den har imidlertid et lavere signal-støy-forhold 6,8.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Dette arbeidet støttes av National Natural Science Foundation of China (32271060). Y.-t.L. designet forskningen, utførte eksperimentet, analyserte dataene og skrev manuskriptet. Z.L. og R.W. utførte eksperimentet.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
16x objective Nikon
50-mm lens Computar M5018-MP2
5-mm coverslip Warner instruments CS-5R
bandpass filter Chroma Technology HQ575/250 m-2p
butyl cyanoacrylate Vetbond, World Precision Instruments
camera for monitoring pupil FLIR BFS-U3-04S2M-CS
camera for widefield imaging Basler acA2000-165µm
corona treater Electro-Technic Products BD-20AC
dichroic Chroma Technology T600/200dcrb 
galvanometers Cambridge Technology
glass bead sterilizer RWD RS1502
microdrill RWD 78001
micromanipulator Sutter Instruments QUAD
photomultiplier tube Hamamatsu R3896
rotory encoder USdigital MA3-A10-125-N
self-curing dental adhesive resin cement  SuperBond C&B, Sun Medical Co, Ltd. Moriyama, Japan
thermostatic heating pad  RWD 69020
Ti:Sapphire laser Spectra-Physics Mai Tai HP DeepSee
translucent silicone adhesive  Kwik-Sil, World Precision Instruments
treadmill Xinglin Biology
Virus Strains
rAAV2/9-hsyn-Gcamp6m Vector Core at Chinese Institute for Brain Research, Beijing
Animals
C57BL/6J wild type Laboratory Animal Resource Center at Chinese Institute for Brain Research, Beijing
Emx1-Cre The Jackson Laboratory  5628
Pals1flox/wt Christopher A. Walsh Lab
Software
ImageJ NIH Image
Labview National Instruments
MATLAB Mathworks

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. May, P. J. The mammalian superior colliculus: laminar structure and connections. Progress in Brain Research. 151, 321-378 (2006).
  2. Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248 (4951), 73-76 (1990).
  3. Ohki, K., Chung, S., Ch'ng, Y. H., Kara, P., Reid, R. C. Functional imaging with cellular resolution reveals precise micro-architecture in visual cortex. Nature. 433 (7026), 597-603 (2005).
  4. Ratzlaff, E. H., Grinvald, A. A tandem-lens epifluorescence macroscope: Hundred-fold brightness advantage for wide-field imaging. Journal of Neuroscience Methods. 36 (2-3), 127-137 (1991).
  5. de Vries, S. E. J., et al. A large-scale standardized physiological survey reveals functional organization of the mouse visual cortex. Nature Neuroscience. 23 (1), 138-151 (2020).
  6. Mrsic-Flogel, T. D., et al. Altered map of visual space in the superior colliculus of mice lacking early retinal waves. The Journal of Neuroscience. 25 (29), 6921-6928 (2005).
  7. Cang, J., Wang, L., Stryker, M. P., Feldheim, D. A. Roles of ephrin-as and structured activity in the development of functional maps in the superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 28 (43), 11015-11023 (2008).
  8. Feinberg, E. H., Meister, M. Orientation columns in the mouse superior colliculus. Nature. 519 (7542), 229-232 (2015).
  9. Ahmadlou, M., Heimel, J. A. Preference for concentric orientations in the mouse superior colliculus. Nature Communications. 6, 6773 (2015).
  10. de Malmazet, D., Kühn, N. K., Farrow, K. Retinotopic separation of nasal and temporal motion selectivity in the mouse superior colliculus. Current Biology. 28 (18), 2961-2969 (2018).
  11. Li, Y. T., Turan, Z., Meister, M. Functional architecture of motion direction in the mouse superior colliculus. Current Biology. 30 (17), 3304-3315 (2020).
  12. Gribizis, A., et al. Visual cortex gains independence from peripheral drive before eye opening. Neuron. 104 (4), 711-723 (2019).
  13. Inayat, S., et al. Neurons in the most superficial lamina of the mouse superior colliculus are highly selective for stimulus direction. The Journal of Neuroscience. 35 (20), 7992-8003 (2015).
  14. Barchini, J., Shi, X., Chen, H., Cang, J. Bidirectional encoding of motion contrast in the mouse superior colliculus. eLife. 7, 35261 (2018).
  15. Savier, E. L., Chen, H., Cang, J. Effects of locomotion on visual responses in the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 39 (47), 9360-9368 (2019).
  16. Schröder, S., et al. Arousal modulates retinal output. Neuron. 107 (3), 487-495 (2020).
  17. Ge, X., et al. Retinal waves prime visual motion detection by simulating future optic flow. Science. 373 (6553), (2021).
  18. Chen, H., Savier, E. L., DePiero, V. J., Cang, J. Lack of evidence for stereotypical direction columns in the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 41 (3), 461-473 (2021).
  19. Kasai, M., Isa, T. Effects of light isoflurane anesthesia on organization of direction and orientation selectivity in the superficial layer of the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 42 (4), 619-630 (2022).
  20. Kim, S., et al. The apical complex couples cell fate and cell survival to cerebral cortical development. Neuron. 66 (1), 69-84 (2010).
  21. Kaifosh, P., Zaremba, J. D., Danielson, N. B., Losonczy, A. S. I. M. A. Python software for analysis of dynamic fluorescence imaging data. Frontiers in Neuroinformatics. 8, 80 (2014).
  22. Pnevmatikakis, E. A., Giovannucci, A. NoRMCorre: An online algorithm for piecewise rigid motion correction of calcium imaging data. Journal of Neuroscience Methods. 291, 83-94 (2017).
  23. Kerlin, A. M., Andermann, M. L., Berezovskii, V. K., Reid, R. C. Broadly tuned response properties of diverse inhibitory neuron subtypes in mouse visual cortex. Neuron. 67 (5), 858-871 (2010).
  24. Göbel, W., Helmchen, F. In vivo calcium imaging of neural network function. Physiology. 22 (6), 358-365 (2007).
  25. Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice. Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).
  26. Evans, D. A., et al. A synaptic threshold mechanism for computing escape decisions. Nature. 558 (7711), 590-594 (2018).

Tags

Nevrovitenskap utgave 194
Kalsiumavbildning i mus Superior Colliculus
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Li, Z., Wu, R., Li, Y. t. Calcium… More

Li, Z., Wu, R., Li, Y. t. Calcium Imaging in Mouse Superior Colliculus. J. Vis. Exp. (194), e65181, doi:10.3791/65181 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter