Summary
We stellen een muismodel op van C.albicans-geassocieerde kathetergerelateerde infectie (CRI), waarbij biofilm zich vormt op de katheter, en de interactie tussen C.albicans en gastheer goed correleert met de klinische CRI. Dit model helpt bij het screenen van therapieën voor C.albicans biofilm-geassocieerde CRI, waarmee een basis wordt gelegd voor klinische transformatie.
Abstract
Kathetergerelateerde infectie (CRI) is een veel voorkomende nosocomiale infectie die wordt veroorzaakt door candida albicans tijdens de implantatie van een katheter. Meestal worden biofilms gevormd op het buitenoppervlak van de katheter en leiden ze tot verspreide infecties, die dodelijk zijn voor patiënten. Er zijn geen effectieve preventie en behandeling in klinieken. Daarom is het dringend noodzakelijk om een diermodel van CRI op te stellen voor de preklinische screening van nieuwe strategieën voor de preventie en behandeling ervan. In deze studie werd een polyethyleen katheter, een veelgebruikte medische katheter, na ontharing in de rug van de BALB/c-muizen ingebracht. Candida albicans ATCC MYA-2876 (SC5314), dat versterkt groen fluorescerend eiwit tot expressie brengt, werd vervolgens geënt op het huidoppervlak langs de katheter. Intense fluorescentie werd 3 dagen later waargenomen op het oppervlak van de katheter onder een fluorescerende microscoop. Rijpe en dikke biofilms werden gevonden op het oppervlak van de katheter via scanning elektronenmicroscopie. Deze resultaten duidden op de adhesie, kolonisatie en biofilmvorming van candida albicans op het oppervlak van de katheter. De hyperplasie van de epidermis en de infiltratie van ontstekingscellen in de huidmonsters duidden op histopathologische veranderingen van de CRI-geassocieerde huid. Kortom, er is met succes een muis-CRI-model opgesteld. Dit model zal naar verwachting nuttig zijn bij het onderzoek en de ontwikkeling van therapeutische behandeling voor candida albicans-geassocieerde CRI.
Introduction
In de afgelopen jaren, met de ontwikkeling en toepassing van biomedische materialen, komen implantaatgerelateerde infecties naar voren als moeilijke klinische problemen 1,2. Met de brede toepassing van medische katheters in klinieken is het aantal gerelateerde infecties en sterfgevallen elk jaar enorm 3,4. De meest voorkomende infectieroutes van een kathetergerelateerde infectie (CRI) zijn onder meer: (1) ziekteverwekkers op het huidoppervlak infiltreren in het lichaam en hechten zich aan het buitenoppervlak van de katheter 5,6,7; (2) onjuiste aseptische operatie-afgeleide pathogenen dringen de katheter binnen, hechten zich eraan en koloniseren deze; (3) ziekteverwekkers in de bloedsomloop hechten en koloniseren zich aan de katheter; (4) geneesmiddelen die besmet zijn met pathogene micro-organismen.
Candida is de derde meest voorkomende reden voor CRI 8,9. Het is zeer waarschijnlijk dat het een bloedbaaninfectie en andere levensbedreigende invasieve candidiasis veroorzaakt nadat biofilms op het oppervlak van het implantaat zijn gevormd. De prognose is slecht en het sterftecijfer is hoog2. Er wordt gemeld dat biofilms worden gevormd op het oppervlak van de katheter binnen 2 weken na centraal veneuze insertie en in het lumen van de katheter een paar weken later10,11.
Candida albicans (C. albicans) biofilms gevormd op medische katheters vertonen een dubbellaags netwerk dat bestaat uit gist, stroma en mycelium12,13. De vorming van C. albicans-biofilms is niet alleen een sleutel tot resistentie tegen geneesmiddelen en immuunontwijking13, maar ook van vitaal belang voor de productie van verspreide sporen, wat leidt tot verdere hematogene infectie 2,12 en resulteert in ernstigere en zelfs levensbedreigende gevolgen. C. albicans-geassocieerde CRI is een belangrijke oorzaak van klinische schimmelinfectiesin de bloedbaan 7,14, en meer dan 40% van de patiënten met een C. albicans-infectie in de centraal veneuze katheter zal zich ontwikkelen tot bacteriëmie15.
Volgens de Infectious Disease Society of America omvat de aanbevolen behandeling van Candida CRI (1) verwijdering van de geïnfecteerde katheter; (2) het onderwerpen van de patiënten aan een systemische antischimmeltherapie van 14 dagen8; (3) het opnieuw implanteren van een nieuwe katheter4. In klinische toepassingen kunnen katheters soms echter niet volledig worden verwijderd. Sommige patiënten kunnen alleen worden behandeld met systemische antibiotica en antimicrobiële slottherapie, wat gepaard gaat met sterke bijwerkingen16,17.
Bestaande diermodellen van C. albicans, zoals het orofaryngeale candidiasismodel, het vaginale candidiasismodel en het invasieve systemische infectiemodel veroorzaakt door candidiasis18,19 kunnen niet goed correleren met de klinische CRI. Daarom werd in deze studie een C. albicans-geassocieerd CRI-model bij muizen opgesteld. Klinisch veelgebruikte polyethyleenkatheters werden gebruikt als subcutane implantaten20,21, en C. albicans werden geïnoculeerd op het huidoppervlak om de hechting van C. albicans aan de medische katheters en de vorming van biofilms te simuleren.
Dit model is met succes gebruikt in ons laboratorium om het anti-biofilmeffect van verschillende therapieën te screenen. Bovendien werd, als gevolg van de vertragingsdetectie van C. albicans na katheterinfectie, een C. albicans-stam met verbeterd groen fluorescerend eiwit (EGFP) geconstrueerd en geïnoculeerd bij muizen om de intuïtieve observatie van de kolonies en biofilms van C. albicans op de geïmplanteerde katheter te vergemakkelijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Proefdieren, mannelijke BALB/c-muizen (12-16 g), werden gekocht bij het Laboratory Animal Center, Xi'an Jiaotong University Health Science Center. Alle procedures zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Ethical Committee van de Xi'an Jiaotong University met het licentienummer SCXK (Shaanxi) 2021-103.
1. Buffer en voorbereiding van apparatuur
- Transfecte C. albicans-stammen met een plasmide pCaExp met hoge expressie.
- Koop C. albicans (SC5314) bij ATCC. Verkrijg de EGFP-fluorescerende stam22 met hoge expressie door C. albicans te transfecteren met een plasmide pCaExp met hoge expressie die het volledige open leesframe van het EGFP-gen bevat (de plasmidekaart is weergegeven in figuur 1) en gebruik dit voor volgende experimenten.
- Kweek de getransfecteerde C. albicans-stammen .
- Selecteer monoklonale kolonies van de fluorescerende stam C . albicans uit de gistextract, pepton, dextrosemedium (YPD), plaat en kweek een nacht (30 °C en 220 rpm) in 5 ml YPD vloeibaar medium (YPD + 50 μg/ml carbenicilline).
- Resuspendeer de C. albicans in normale zoutoplossing na centrifugatie bij 400 x g gedurende 5 min bij RT.
- Pas de concentratie van C. albicans-suspensie aan op 1 x 108 cellen/ml door de troebelheid te vergelijken met 0,5 McFarland-standaard.
- Bereid de chirurgische instrumenten voor.
- Zorg ervoor dat u alle chirurgische instrumenten (schaar, pincet, hemostatische pincet, naaldhouders, hechtnaalden) gedurende 30 minuten autoclavereert bij 121°C. Er worden steriele polyethyleenkatheters (binnendiameter: 0,28 mm; buitendiameter: 0,63 mm) gebruikt.
OPMERKING: De katheters die in dit onderzoek werden gebruikt, werden gesteriliseerd met ethyleenoxidegas en de verpakking werd geopend in een ultraschone tafel die gedurende meer dan 30 minuten aan UV werd blootgesteld. Voorafgaand aan de implantatie bij muizen werden de katheters ondergedompeld in 75% ethanol om besmetting te voorkomen.
- Zorg ervoor dat u alle chirurgische instrumenten (schaar, pincet, hemostatische pincet, naaldhouders, hechtnaalden) gedurende 30 minuten autoclavereert bij 121°C. Er worden steriele polyethyleenkatheters (binnendiameter: 0,28 mm; buitendiameter: 0,63 mm) gebruikt.
2. Opstellen van een muis-CRI-model
OPMERKING: De chirurgische ingreep wordt weergegeven in afbeelding 2.
- Acclimatiseer 30 BALB/c-muizen (12-16 g, mannelijk) in specifiek-pathogeenvrije (SPF) omstandigheden met vrije toegang tot water en voedsel en 12 uur -12 uur afwisselend licht- en donkercyclus.
- Verdeel willekeurig 30 BALB/c-muizen in drie groepen (n = 10 muizen/groep): (A) normale controlegroep; (B) kathetergroep (katheters geïmplanteerd zonder C. albicans); (C) Modelgroep (katheters geïmplanteerd met C. albicans).
- Verdoof de muizen met 1-4% isofluraan en leg de muizen in buikligging op een operatietafel. Het verlies van de oprichtreflex en het uitblijven van een reactie op teenstimulatie bevestigt de succesvolle anesthesie. Verwijder het haar en steriliseer de operatieplaats met drie afwisselende rondes jodofore of chloorhexidine en alcoholscrubs.
- Laat de muizen in de normale controlegroep zonder enige behandeling en zorg voor vrije toegang tot voedsel en water.
- Voor de muizen in de katheter- en modelgroepen, handhaaf de anesthesie op 3% isofluraan. Bevestig voldoende anesthesiediepte door het uitblijven van een reactie op teenknijpen en pas de isofluraanconcentratie indien nodig aan.
- Voor de muizen in de kathetergroep, intradermaal een steriele spuitnaald van 1 ml in het onthaarde gebied aan de achterkant om een gaatje te maken. Steek een katheter (ongeveer 1 cm lang) in het gat na het verwijderen van de naald van de spuit.
- Voor de muizen in de modelgroep, pipetteer 20 μL C. albicans suspensie op het gebied van de rugontharing om de commensale C. albicans op de huid te simuleren.
- Nadat de oplossing door de huid is opgenomen, brengt u een katheter in het onthaarde gebied met dezelfde procedures als beschreven in stap 2.5.
- Pipetteer nog eens 20 μL C. albicans suspensie langs de katheter naar het weefsel om C. albicans in de externe omgeving te simuleren.
- Bevestig de katheters met tape en gaas en breng de muizen terug naar kooien om te eten. Injecteer de muizen aan het einde van de behandeling subcutaan met meloxicam (4 mg/kg) als analgesie gedurende drie opeenvolgende dagen.
OPMERKING: Na de operatie werden muizen zorgvuldig gevoed met water en voedsel. De muizen werden twee keer per dag gecontroleerd. Muizen werden geëuthanaseerd met een door IACUC goedgekeurde methode als ze voedingsproblemen, aanzienlijk gewichtsverlies (10-20%) en onderkoeling ondervonden.
3. Evaluatie van het CRI-model
- Verdoof de muizen na 3 dagen met 3% isofluraan en offer ze op door cervicale dislocatie. Verzamel de katheters en huidweefselmonsters van de rug van de muizen.
- Observeer C. albicans en biofilms op de katheter door middel van scanning-elektronenmicroscopie.
- Dompel de katheters gedurende 48 uur onder in een 2,5% glutaaraldehyde-oplossing bij 4 °C. Spoel de katheters drie keer met steriele PBS.
- Fixeer de katheters gedurende 3 uur met 1% osmische zuur en spoel ze drie keer met steriel PBS.
- Dehydrateer de cellen op de katheters in gradiënt-ethanoloplossing met oplopende concentraties (50%, 70%, 80%, 90% en 100%, 15 min/gradiënt).
- Dompel de katheters driemaal onder in tert-butylalcohol (telkens 30 min).
- Vries de katheters snel in vloeibare stikstof in en vriesdroog het monster in een vriesdroger volgens de instructies van de fabrikant.
- Sputter de kathetermonsters met een goudafzettingsfactor van 10 nm door een afzetting van een ionenbundel.
- Observeer de aanwezigheid van C. albicans en zijn biofilm op het katheteroppervlak van elke groep onder een scanning-elektronenmicroscoop (onder hoog vacuüm, 1,5 kV-omstandigheden) en registreer de beelden in elke groep.
- Observeer C. albicans op de katheter door middel van fluorescentiemicroscopie.
- Dompel de katheters onder in 4% paraformaldehyde-oplossing voor fixatie bij 4 °C gedurende 48 uur.
- Observeer de aanwezigheid van C. albicans en zijn biofilm op het katheteroppervlak van elke groep met een fluorescentiemicroscoop onder 484 nm excitatie en noteer de beelden in elke groep.
OPMERKING: De vergroting is 400x. De fluorescentie van Candida albicans kan worden waargenomen met excitatie bij 490 nm en emissie bij 510 nm.
- Observeer C. albicans die in de huid van de muis verblijft.
- Dompel de dorsale huidweefsels van muizen onder in 4% paraformaldehyde-oplossing voor fixatie bij 4 °C gedurende 48 uur.
- Dehydrateer de dorsale huidweefsels in een gradiënt-ethanoloplossing met oplopende concentraties (50%, 70%, 80%, 90% en 100%, 15 min/gradiënt).
- Veranker de gedehydrateerde dorsale huidweefsels in paraffine bij 55-60 °C. Let op de temperatuur om broze weefsels te voorkomen. Om zoveel mogelijk onzuiverheden te verwijderen, herhaalt u deze stap drie keer (elk 30 minuten).
- Snijd de dorsale huidweefsels (dikte = 5 μm) in met een microtoom.
- Dewax de paraffinesecties door de objectglaasjes twee keer gedurende 20 minuten in xyleen onder te dompelen.
- Rehydrateer de secties door te elueren met gradiënt ethanol (absolute ethanol, 90% ethanol, 75% ethanol, water) gedurende 5 minuten per keer.
- Kleur de secties met periodiek zuur door de sectie 15 minuten onder te dompelen in de periodieke zuuroplossing voordat u eenmaal met stromend water en twee keer met gedestilleerd water wast.
- Kleurs de secties met een chevronkleuringsoplossing (volgens de instructies van de fabrikant) gedurende 30 minuten in het donker en spoel de secties gedurende 5 minuten onder stromend water.
- Dompel de secties 3-5 minuten onder in hematoxyline-oplossing voordat u ze wast met respectievelijk stromend water (2-3 min), gedifferentieerde oplossing (5-10 min) en stromend water.
- Dompel de secties drie keer onder in ethanol (elk 5 min) en xyleen twee keer (elk 5 min) voordat u de sectie afdicht met neutrale gom.
- Bekijk de beelden van het preparaat met een microscoop en analyseer de resten van C. albicans in de huid van muizen.
NOTITIE: De vergroting is 10x voor het oculair en 4x of 10x voor de objectieflens.
- Observeer de histopathologische veranderingen in de dorsale huidweefsels.
- Dompel de dorsale huidweefsels onder in 4% paraformaldehyde-oplossing voor fixatie bij 4 °C gedurende 48 uur. Dehydrateer de dorsale huidweefsels in gradiënt-ethanoloplossing met oplopende concentraties (50%, 70%, 80%, 90% en 100%, 15 min/gradiënt).
- Veranker de gedehydrateerde dorsale huidweefsels in paraffine zoals beschreven in stap 3.4.3.
- Snijd de dorsale huidweefsels (dikte = 5 mm) in met een microtoom.
- Dewax de paraffinesecties door de objectglaasjes twee keer gedurende 20 minuten in xyleen onder te dompelen.
- Rehydrateer de secties door te elueren met gradiënt ethanol (absolute ethanol, 90% ethanol, 75% ethanol, water) gedurende 5 minuten per keer.
- Kleur de secties gedurende 4 minuten met hematoxyline voordat u ze afspoelt met kraanwater om de vlotterkleur te verwijderen.
- Differentieer het monster met 1% zoutzuur-ethanoloplossing voordat u de objectglaasjes met stromend water spoelt.
- Dompel het monster gedurende 5 minuten onder in 85% en 95% ethanol en kleur het gedurende 3 minuten met eosine-oplossing.
- Dehydrateer het monster door ze elk gedurende 2 minuten onder te dompelen in gradiëntethanol (70%, 90%, 95% en 100%) en xyleen.
- Verzegel het preparaat met neutrale hars.
- Bekijk de beelden van het monster met een microscoop en analyseer de pathologische veranderingen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De C. albicans en biofilms op de katheters konden door de SEM worden waargenomen. Zoals te zien is in figuur 322, was het oppervlak van de polyethyleenkatheters in de kathetergroep glad en werd er geen aangehecht pathogeen micro-organisme waargenomen. Er waren echter volwassen en dichte C. albicans-biofilms zichtbaar op het oppervlak van de polyethyleenkatheters in de modelgroep, wat aangeeft dat C. albicans onder de experimentele omstandigheden met succes kon koloniseren en biofilms kon vormen op het katheteroppervlak bij muizen. Bovendien hebben de resultaten van de fluorescentiemicroscopie de bovenstaande conclusies verder bevestigd (figuur 4)22. Er was geen duidelijke fluorescentie op het oppervlak van de polyethyleenkatheters in de kathetergroep. In de modelgroep was echter een sterke fluorescentie zichtbaar die werd uitgezonden door aanhangende C. albicans-cellen op het katheteroppervlak. Dit gaf aan dat een groot aantal C. albicans-cellen zich aan het oppervlak van de katheters hechtte, wat de succesvolle constructie van C. albicans-biofilmgerelateerde CRI-modellen bij muizen aantoonde.
Om de infectie van huidweefsel van muizen intuïtiever te verifiëren, werd Sheff Periodate kleuringsanalyse uitgevoerd. Het detecteert de koolhydraten van de schimmelcellen, wat vaak wordt gebruikt in klinisch onderzoek (Figuur 5)22. Het huidweefsel in de normale controle- en kathetergroep werd negatief gekleurd door periodieke acid-Schiff (PAS), wat duidde op de afwezigheid van C. albicans-cellen in de weefsels. Een klein aantal positieve PAS-gekleurde C. albicans-cellen werd waargenomen in de modelgroep, wat de succesvolle simulatie van C. albicans-gerelateerde invasie en adhesie verder valideert.
Vervolgens werden de pathologische veranderingen in de huidweefsels van muizen geïnduceerd door C. albicans geëvalueerd door histopathologische analyse. Zoals te zien is in figuur 622, was de epidermislaag aanzienlijk verdikt en uitgebreid tot het binnenste deel van de huid in de modelgroep. Infiltratie van ontstekingen was ook zichtbaar, wat aangeeft dat de infectie van C. albicans duidelijke pathologische veranderingen in het huidweefsel van muizen veroorzaakte. De epidermislaag, dermislaag, talgklieren, haarzakjes en andere structuren waren helder en compleet in de kathetergroep. Er werden geen oedeem en ontstekingsinfiltratie waargenomen, vergelijkbaar met de normale controlegroep. Deze resultaten gaven aan dat het inbrengen van de katheter alleen geen duidelijke veranderingen in het huidweefsel veroorzaakte. De pathologische veranderingen in de weefsels van de modelgroep waren het gevolg van de infectie veroorzaakt door C. albicans. Samenvattend valideren de resultaten de succesvolle oprichting van een CRI-muismodel geassocieerd met C. albicans-biofilm .
Figuur 1: pCaExp plasmide atlas. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Schema met de procedure van het C.albicans-geassocieerde CRI muizenmodel. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: SEM op het oppervlak van de katheter in elke groep. (A) Kathetergroep; (B) Modelgroep (1000x, schaalbalk = 50 μm; 5000x, schaalbalk = 10 μm). Dit cijfer is aangepast met toestemming van Mo et al.22. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Fluorescentiemicroscopie van het katheteroppervlak in elke groep. (A) Kathetergroep; (B) Modelgroep (schaalbalk = 100 μm). Dit cijfer is aangepast met toestemming van Mo et al.22. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: H&E-kleuring van de rughuid van muizen in elke groep. (A) Kathetergroep; (B) Modelgroep; (C) Controlegroep, (40x, schaalbalk = 400 μm; 100x, schaalbalk = 200 μm). Dit cijfer is aangepast met toestemming van Mo et al.22. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 6: PAS-kleuring van de rughuid van muizen in elke groep. (A) Kathetergroep; (B) Modelgroep; (C) Controlegroep, (40x, schaalbalk = 400 μm; 100x, schaalbalk = 200 μm). Aanzienlijke verdikking en uitbreiding van de epidermislaag naar het binnenste deel van de huid is te zien in de modelgroep (rode rechthoeken). Dit cijfer is aangepast met toestemming van Mo et al.22. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
CRI is een van de meest voorkomende nosocomiale infecties in de klinische praktijk23. Ziekteverwekkers in de huidaanhangsels, zoals de opperhuid, talgklieren en haarzakjes, zijn allemaal mogelijke oorzaken van CRI23,24. Candida is de op twee na grootste ziekteverwekker die CRI veroorzaakt, waarbij Candida albicans het meest voorkomende type biofilminfectie was25,26. Daarom wilden we een relevant diermodel bouwen van Candida albicans biofilm-gerelateerde CRI om de behandeling en preventie van gerelateerde CRI te ondersteunen.
Om het CRI-model te construeren, werd een kleine hoeveelheid C. albicans toegevoegd aan de dorsale huid van muizen, wat de klinische situatie simuleert waarin een deel van de C. albicans niet volledig kan worden uitgeroeid in de diepe weefsels en aanhangsels van de huid door routinematige sterilisatie. Na de implantatie van de katheter werd C. albicans opnieuw ingeënt om de aanwezigheid van C. albicans in de externe omgeving tijdens de operatie na te bootsen.
In deze studie werd een 3-daags tijdstip geselecteerd voor de modelconstructie, dat lager is dan dat van de traditionele C. albicans biofilm-gerelateerde diermodellen18,27 vanwege de moeilijkheid in de biofilmvorming. Na infectie waren de adhesie van C. albicans en de vorming van biofilm zichtbaar op het katheteroppervlak in dit model, wat werd bewezen door de resultaten van de SEM- en fluorescentiemicroscopie (Figuur 3 en Figuur 4). Dit kan te wijten zijn aan het feit dat de concentratie van C. albicans in deze studie 1 × 108 CFU/ml was, wat veel hoger was dan die van andere diermodellen18,27. Bovendien staat de huid rond de katheter voortdurend in contact met de externe omgeving. Om de extreme omgevingen te simuleren die CRI kan tegenkomen, werd C. albicans na de operatie opnieuw ingeënt.
De herhaling van infectie wordt vaak veroorzaakt door ziekteverwekkers die in de omliggende weefsels achterblijven 23,28,29. Daarom is de aan- of afwezigheid van ziekteverwekkers in weefsels belangrijk voor CRI. In dit artikel werd PAS-kleuring uitgevoerd om de residuen van C. albicans in de huidweefsels te onderzoeken. Deze methode kan ook worden gebruikt om het klaringseffect van nieuwe therapeutische geneesmiddelen of methoden voor CRI te evalueren.
Concluderend werd een Candida albicans-stam met eGFP gebruikt om een CRI-model van muizen te construeren om de intuïtieve observatie van Candida albicans-kolonisatie op katheters te vergemakkelijken. Deze stam kan ook worden gebruikt om de interactie tussen Candida albicans en gastheercellen te evalueren, bijvoorbeeld de invasie en hechting van Candida albicans aan de gastheer, het anti-Candida albicans-effect van therapieën en de immuunrespons. Bovendien werd een inentingsmethode in twee stappen gebruikt om ziekteverwekkers te simuleren die afkomstig zijn van de externe omgeving en het lichaam. Het is vermeldenswaard dat de daaropvolgende microbiële kweek na infectie niet werd uitgevoerd. De aanwezigheid van biofilms is een belangrijke factor in de lage gevoeligheid van culturen 30,31,32. Eerdere rapporten suggereren dat microbiële kweek na infectie een lage gevoeligheid, specificiteit en nauwkeurigheid had 30,31,32,33,34. In plaats daarvan is de aanwezigheid van biofilms op het implantaat een betrouwbaardere index. Daarom werden SEM en fluorescentiemicroscopie in deze studie gebruikt om Candida albicans die biofilms vormen te visualiseren en te identificeren.
Dit model simuleerde echter niet de interactie tussen de verzwakte immuniteit van de patiënt en de Candida albicans-infectie die in klinieken werd waargenomen. Als het model rekening zou kunnen houden met de immuungecompromitteerde behandelingen (zoals continue injecties van glucocorticoïden)35 vóór de inenting met Candida albicans , zou het mogelijk zijn om infecties die zich in klinische situaties voordoen beter te simuleren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs verklaren dat ze geen bekende concurrerende financiële belangen of persoonlijke relaties hebben die het werk in dit artikel zouden kunnen hebben beïnvloed.
Acknowledgments
We zijn dankbaar voor de financiële steun van de Natural Science Foundation van de provincie Shaanxi (subsidienummer 2021SF-118) en de National Natural Science Foundation of China (subsidienummers 81973409, 82204631).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5 Mactutrius turbidibris | Shanghai Lujing Technology Co., Ltd | 5106063 | |
| 2.5% glutaraldehyde fixative solution | Xingzhi Biotechnology Co., Ltd | DF015 | |
| 4 °C refrigerator | Electrolux (China) Electric Co., Ltd | ESE6539TA | |
| Agar | Beijing Aoboxing Bio-tech Co., Ltd | 01-023 | |
| Analytical balances | Shimadzu | ATX124 | |
| Autoclaves Sterilizer | SANYO | MLS-3750 | |
| Butanol | Tianjin Chemio Reagent Co., Ltd | 200-889-7 | |
| Carbenicillin | Amresco | C0885 | |
| Eclipse Ci Nikon upright optical microscope | Nikon | Eclipse Ts2-FL | |
| Glucose | Macklin | D823520 | |
| Inoculation ring | Thermo Scientific | 251586 | |
| Isoflurane | RWD | 20210103 | |
| Paraformaldehyde | Beyotime Biotechnology | P0099 | |
| PAS dye kit | Servicebio | G1285 | |
| Peptone | Beijing Aoboxing Bio-tech Co., Ltd | 01-001 | |
| Polyethylene catheter | Shining Plastic Mall | PE100 | |
| RWD R550 multi-channel small animal anesthesia machine | RWD | R550 | |
| SEM | Hitachi | TM-1000 | |
| Temperature incubator | Shanghai Zhichu Instrument Co., Ltd | ZQTY-50N | |
| Ultrapure water water generator | Heal Force | NW20VF | |
| Ultrasound machine | Do-Chrom | DS10260D | |
| Xylene | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10023428 | |
| Yeast extract | Thermo Scientific Oxoid | LP0021B |
References
- Kojic, E. M., Darouiche, R. O.
- Giri, S., Kindo, A. J. A review of Candida species causing blood stream infection. Indian Journal of Medical Microbiology. 30 (3), 270-278 (2012).
- Weinstein, R. A., Darouiche, R. O. Device-associated infections: A macroproblem that starts with microadherence. Clinical Infectious Diseases. 33 (9), 1567-1572 (2001).
- Mermel, L. A., et al. Guidelines for the management of intravascular catheter-related infections. Clinical Infectious Diseases. 32 (9), 1249-1272 (2001).
- Seidler, M., Salvenmoser, S., Müller, F. -M. C. In vitro effects of micafungin against Candida biofilms on polystyrene and central venous catheter sections. International Journal of Antimicrobial Agents. 28 (6), 568-573 (2006).
- Chaves, F., et al. Diagnosis and treatment of catheter-related bloodstream infection: Clinical guidelines of the Spanish Society of Infectious Diseases and Clinical Microbiology and (SEIMC) and the Spanish Society of Spanish Society of Intensive and Critical Care Medicine and Coronary Units (SEMICYUC). Medicina Intensiva. 42 (1), 5-36 (2018).
- Raad, I. I., Bodey, G. P. Infectious complications of indwelling vascular catheters. Clinical Infectious Diseases. 15 (2), 197-208 (1992).
- Paul DiMondi, V., Townsend, M. L., Johnson, M., Durkin, M. Antifungal catheter lock therapy for the management of a persistent Candida albicans bloodstream infection in an adult receiving hemodialysis. Pharmacotherapy. 34 (7), e120-e127 (2014).
- Bouza, E., Guinea, J., Guembe, M. The role of antifungals against candida biofilm in catheter-related candidemia. Antibiotics (Basel). 4 (1), 1-17 (2014).
- Raad, I., et al. Ultrastructural analysis of indwelling vascular catheters: a quantitative relationship between luminal colonization and duration of placement. The Journal of Infectious Diseases. 168 (2), 400-407 (1993).
- Yousif, A., Jamal, M. A., Raad, I. Biofilm-based central line-associated bloodstream infections. Advances in Experimental Medicine and Biology. 830, 157-179 (2015).
- Douglas, L. J. Candida biofilms and their role in infection. Trends in Microbiology. 11 (1), 30-36 (2003).
- Mack, D., et al. Biofilm formation in medical device-related infection. International Journal of Artificial Organs. 29 (4), 343-359 (2006).
- Schinabeck, M. K., et al. Rabbit model of Candida albicans biofilm infection: liposomal amphotericin B antifungal lock therapy. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 48 (5), 1727-1732 (2004).
- Anaissie, E. J., Rex, J. H., Uzun, O., Vartivarian, S. Predictors of adverse outcome in cancer patients with candidemia. The American Journal of Medicine. 104 (3), 238-245 (1998).
- Fujimoto, K., Takemoto, K. Efficacy of liposomal amphotericin B against four species of Candida biofilms in an experimental mouse model of intravascular catheter infection. Journal of Infection and Chemotherapy. 24 (12), 958-964 (2018).
- Shuford, J. A., Rouse, M. S., Piper, K. E., Steckelberg, J. M., Patel, R. Evaluation of caspofungin and amphotericin B deoxycholate against Candida albicans biofilms in an experimental intravascular catheter infection model. The Journal of Infectious Diseases. 194 (5), 710-713 (2006).
- Koh, A. Y., Köhler, J. R., Coggshall, K. T., Van Rooijen, N., Pier, G. B. Mucosal damage and neutropenia are required for Candida albicans dissemination. PLoS Pathogens. 4 (2), e35 (2008).
- Tucey, T. M., et al. Glucose homeostasis is important for immune cell viability during candida challenge and host survival of systemic fungal infection. Cell Metabolism. 27 (5), 988-1006 (2018).
- Lawrence, E. L., Turner, I. G. Materials for urinary catheters: a review of their history and development in the UK. Medical Engineering & Physics. 27 (6), 443-453 (2005).
- Schumm, K., Lam, T. B. Types of urethral catheters for management of short-term voiding problems in hospitalized adults: a short version Cochrane review. Neurourology and Urodynamics. 27 (8), 738-746 (2008).
- Mo, F., et al. Development and evaluation of a film forming system containing myricetin and miconazole nitrate for preventing candida albicans catheter-related infection. Microbial Drug Resistance. 28 (4), 468-483 (2022).
- Balikci, E., Yilmaz, B., Tahmasebifar, A., Baran, E. T., Kara, E. Surface modification strategies for hemodialysis catheters to prevent catheter-related infections: A review. Journal of Biomedical Materials Research. Part B, Applied Biomaterials. 109 (3), 314-327 (2021).
- María, L. T., Alejandro, G. S., María Jesús, P. G. Central venous catheter insertion: Review of recent evidence. Best Practice & Research. Clinical Anaesthesiology. 35 (1), 135-140 (2021).
- Kojic, E. M., Darouiche, R. O.
- He, Y., et al. Retrospective analysis of microbial colonization patterns in central venous catheters, 2013-2017. Journal of Healthcare Engineering. 2019, 8632701 (2019).
- Mo, F., et al. In vitro and in vivo effects of the combination of myricetin and miconazole nitrate incorporated to thermosensitive hydrogels on C. albicans biofilms. Phytomedicine. 71, 153223 (2020).
- Cantón-Bulnes, M. L., Garnacho-Montero, J. Practical approach to the management of catheter-related bloodstream infection. Revista Espanola de Quimioterapia. 32 Suppl 2 (Suppl 2), 38-41 (2019).
- Böhlke, M., Uliano, G., Barcellos, F. C. Hemodialysis catheter-related infection: prophylaxis, diagnosis and treatment. The Journal of Vascular Access. 16 (5), 347-355 (2015).
- Fang, X., et al. Effects of different tissue specimen pretreatment methods on microbial culture results in the diagnosis of periprosthetic joint infection. Bone & Joint Research. 10 (2), 96-104 (2021).
- Naumenko, Z. S., Silanteva, T. A., Ermakov, A. M., Godovykh, N. V., Klushin, N. M. Challenging diagnostics of biofilm associated periprosthetic infection in immunocompromised patient: A clinical case. Open Access Macedonian Journal of Medical Sciences. 7 (5), 786-790 (2019).
- Cai, Y., et al. Metagenomic next generation sequencing improves diagnosis of prosthetic joint infection by detecting the presence of bacteria in periprosthetic tissues. International Journal of Infectious Diseases. 96, 573-578 (2020).
- Samanipour, A., Dashti-Khavidaki, S., Abbasi, M. R., Abdollahi, A. Antibiotic resistance patterns of microorganisms isolated from nephrology and kidney transplant wards of a referral academic hospital. Journal of Research in Pharmacy Practice. 5 (1), 43-51 (2016).
- Huang, G., Huang, Q., Wei, Y., Wang, Y., Du, H. Multiple roles and diverse regulation of the Ras/cAMP/protein kinase A pathway in Candida albicans. Molecular Microbiology. 111 (1), 6-16 (2019).
- Garlito-Díaz, H., et al. A new antifungal-loaded sol-gel can prevent candida albicans prosthetic joint infection. Antibiotics (Basel). 10 (6), 711 (2021).
