Summary
이 프로토콜은 스테롤 수송체 ABCG5/G8의 결정화를 위한 설정을 설명합니다. ABCG5/G8은 행잉 드롭 결정화를 위해 이셀로 재구성됩니다. 이 프로토콜은 특수 재료나 기질이 필요하지 않으므로 X선 결정학을 통해 단백질 구조를 결정하기 위한 모든 실험실에서 쉽게 접근할 수 있고 적용할 수 있습니다.
Abstract
ATP-결합 카세트(ABC) 수송체는 지질에 내장된 막 단백질을 구성합니다. 이러한 막 단백질을 지질 이중층에서 수성 환경으로 추출하는 것은 일반적으로 세제를 사용하여 달성됩니다. 이 세제는 지질 이중층을 분해하고 단백질을 용해시킵니다. 지질 이중층 내 막 단백질의 고유 서식지는 구조적 특성 분석을 위한 용액에서 안정성과 균일성을 유지하는 데 어려움을 초래합니다. 긴 사슬과 짧은 사슬 인지질과 세제의 혼합물로 구성된 Bicelles는 천연 지질 구조를 복제합니다. 지질 이세 및 세제의 활용은 특히 막 단백질의 고분해능 구조를 결정하기 위해 고품질 회절 결정을 얻기 위한 적합한 모델 시스템 역할을 합니다. 이러한 합성 미세환경을 통해 막 단백질은 본래의 형태와 기능을 보존하여 3차원 결정의 형성을 촉진합니다. 이 접근법에서, 세제-가용화된 헤테로다이메릭 ABCG5/G8은 콜레스테롤이 보충된 DMPC/CHAPSO bicelles에 재통합되었습니다. 이 설정은 단백질 결정화를 위한 증기 확산 실험 절차에 사용되었습니다.
Introduction
ATP-결합 카세트(ABC) 수송체는 생체막 1,2,3,4,5를 가로지르는 다양한 ATP 의존성 수송 과정을 담당하는 막 단백질의 슈퍼패밀리를 구성합니다. 이러한 수송 단백질은 심혈관 질환과 관련이 있으며 간에서 후속 배설을 위해 담즙으로 콜레스테롤 유출을 촉진하는 데 중요한 역할을 합니다. 결과적으로, 콜레스테롤 대사와 균형은 수년 동안 상당한 관심을 끌었다.6. 체내에서 콜레스테롤과 다른 스테롤을 제거하는 데 관여하는 특정 메커니즘은 인간 ABCG 아과, 특히 이종 ABCG5/G8 7,8,9,10의 구성원을 포함합니다. 이들 유전자 중 하나의 돌연변이는 이질체를 교란하여 기능을 상실하고 스테롤 밀매에 영향을 미치는 질환인 좌골혈증을 유발한다11,12,13. 이 질병의 관련성과 콜레스테롤 유출을 촉진하는 역할을 감안할 때, 스테롤 수송체는 상당한 관심을 끌었습니다. 그럼에도 불구하고, 분자 메커니즘과 기질 선택성의 복잡한 세부 사항은 대부분 공개되지 않은 상태로 남아 있습니다. 따라서 ABCG5/G8의 결정 구조를 규명하는 것은 콜레스테롤 수송의 메커니즘과 다운스트림 기능을 이해하는 데 중요한 진전입니다.
막 단백질은 접히고 올바르게 기능하기 위해 막 내에 고정되어야 합니다. 결과적으로, 자연 환경에서 막 단백질을 추출하는 것은 종종 단백질의 불안정성, 잘못 접힘 및 기능 상실을 초래합니다14,15. 이러한 과제는 막 단백질 결정화에서 직면하는 주요 장애물을 강조합니다. 그러나, 단백질을 이두박과 같은 합성 세제 이중층으로 재구성하는 것은 이러한 곤경에 대한 해결책으로 등장하여, 네이티브와 유사한 이중층 환경 내에서 막 단백질의 유지를 가능하게 한다16. Bicelles는 합성 인지질과 세제가 물에 현탁되고 용해되는 집합체입니다. 특히, 그들은 생체막16,17,18을 모방하는 이중층 구조를 채택합니다. Bicelle은 온도와 점도에 따라 액체 상과 겔 상 사이를 전이할 수 있습니다. Bicelle 결정화는 작은 이중층 디스크와 저온에서 낮은 점도를 활용하여 단백질과 bicelle 용액의 철저한 혼합을 촉진합니다. bicelles의 크기는 준비 중 세제 대 지질 비율에 따라 다릅니다19,20. bicelle 형성을 위해 널리 사용되는 세제는 3-[(3-cholamidopropyl)dimethylammonio]-2-hydroxy-1-propanesulfonate(CHAPSO)와 함께 3-[(3-cholamidopropyl)dimethylammonio]-1-propanesulfonate(CHAPS) 및 1,2-ditridecanoyl-sn-glycerol-3-phosphocholine(DHPC)21입니다. 이 세제는 디-미리스토일-포스파티딜콜린(DMPC) 및 1-팔미토일-2-올레오일-포스파티딜콜린(POPC)과 같은 지질과 함께 사용됩니다. 또한, 최근 연구는 생리학적 조건 하에서 이두엽 내 막 단백질의 완전한 기능을 입증했습니다. 예를 들어, Lee와 동료들은 지질 이중층22,23을 기반으로 ABCG5/ABCG8의 결정 구조를 성공적으로 결정화하고 보고했습니다. 결정화 공정에서, 단백질-바이셀 혼합물은 고처리량 결정화 로봇(24)을 포함하는 표준 장비를 사용하여 수용될 수 있다. 그러나 bicelles 활용의 타당성은 더 높은 온도에서 결정화 조건으로 인한 단백질의 열 안정성에 달려 있습니다. 그럼에도 불구하고, 다른 기술과 비교할 때, 막 단백질에 필요한 결정화 조건은 일반적으로 낮은 농도의 침전제, 염 및 완충액을 포함하는 온화한 상태로 유지됩니다. 이를 통해 단백질-이체 혼합물과 증기 확산을 모두 효과적으로 만들고 막 단백질의 구조 연구를 위한 도구를 쉽게 구현할 수 있습니다.
이 프로토콜은 ABCG5/G8의 X선 결정 구조를 고분해능으로 측정하기 위한 단백질 준비 및 이체 결정화의 필수 단계를 간략하게 설명합니다(그림 1).
Protocol
1. 클로닝과 단백질 발현
- 인간 ABCG5/G8 유전자를 이전 프로토콜25,26에 따라 Pichia pastoris 효모로 복제합니다. 간단히 말해서 pPICZB에서 pSGP18 및 pLIC 발현 벡터를 도출합니다. 리노바이러스 3C 프로테아제 부위를 암호화한 후 칼모듈린 결합 펩타이드(CBP)를 ABCG8 cDNA(pSGP18-G8-3C-CBP)의 C-말단에 추가합니다.
- 글리신(His 6 GlyHis 6)으로 분리된6-히스티딘 태그를 ABCG5 cDNA(pLIC-G5-H12)의 C-말단에 첨가한다. electroporation을 사용하여 플라스미드를 Pichia 균주 KM71H로 동시 형질전환시킵니다.
NOTE: 사용된 플라스미드, 배지 및 완충액에 대한 자세한 내용은 재료 표를 참조하십시오. - 형질전환된 효모 세포를 28°C의 MD 한천 플레이트에서 성장시킵니다.
- 글리신(His 6 GlyHis 6)으로 분리된6-히스티딘 태그를 ABCG5 cDNA(pLIC-G5-H12)의 C-말단에 첨가한다. electroporation을 사용하여 플라스미드를 Pichia 균주 KM71H로 동시 형질전환시킵니다.
- 1-2일 후 10-12개의 콜로니를 선택하고 소규모 배양을 위해 50mL 원심분리 튜브를 사용하여 10mL의 최소 글리세롤 효모 질소 염기(MGY) 배지에 접종합니다.
- 더 나은 통기를 위해 원심분리기 튜브 뚜껑에 세 개의 작은 구멍을 만듭니다. 600nm(OD600)의 광학 밀도가 10에 도달할 때까지 250rpm에서 지속적으로 흔들면서 세포가 28°C에서 성장하도록 하며, 일반적으로 1-2박이 걸립니다.
참고: 세포 성장은 일반적으로 12-24시간이 걸립니다.
- 더 나은 통기를 위해 원심분리기 튜브 뚜껑에 세 개의 작은 구멍을 만듭니다. 600nm(OD600)의 광학 밀도가 10에 도달할 때까지 250rpm에서 지속적으로 흔들면서 세포가 28°C에서 성장하도록 하며, 일반적으로 1-2박이 걸립니다.
- 다음 날, 멸균 MGY 배지 1L를 2.4L 플라스크에 담아 1차 배양액과 함께 접종합니다. 플라스크를 28°C의 셰이커 인큐베이터에서 250rpm으로 24시간 동안 배양합니다.
- pH를 5-6 사이로 유지하려면 pH가 안정화될 때까지 10% 수산화암모늄(NH4OH)을 추가합니다.
- 배양 1L당 순수 메탄올 1mL(0.1%(v/v) 메탄올)을 첨가하여 pH를 조정하고 단백질 발현을 유도합니다.
참고: 총 36-48시간 동안 12시간마다 리터 배양액당 5mL 순수 메탄올(0.5%(v/v) 메탄올)을 주입합니다. - 4°C에서 30분 동안 15,000 x g 에서 원심분리하여 세포를 수확합니다.
- 세포 펠릿을 수집하고 0.5g/mL의 농도로 용해 완충액(0.33M 자당, 0.3M Tris-Cl pH 7.5, 0.1M 아미노헥사노산, 1mM EDTA 및 1mM EGTA)에 재현탁시킵니다. 현탁액을 -80 °C에서 보관하십시오. 일반적으로 배양된 세포 1L에서 30 ± 5g의 세포 질량을 회수할 수 있습니다.
참고: 세포 펠릿을 냉동실에 직접 보관하거나 멤브레인 준비를 위해 용해 완충액에서 즉시 재현탁을 수행합니다.
2. 마이크로솜막의 제조
- 세포를 해동하고 단백질 분해 효소 억제제(2μg/mL 류펩틴, 2μg/mL 펩스타틴 A, 2mM PMSF, 재료 표 참조)를 추가합니다.
- 세포를 추가로 용해하려면 25,000-30,000psi에서 얼음으로 냉각된 유화제 또는 미세유동화기( 재료 표 참조)를 사용하십시오. 이 과정을 3-4회 반복합니다.
- 세포 파편을 제거하기 위한 원심분리기: 3,500-4,000 x g 에서 15분 동안 회전한 다음 15,000 x g 에서 30분 동안 두 번째 회전. 두 스핀을 모두 4°C로 유지합니다.
- 마이크로솜막 소포를 분리하려면 상층액을 초원심분리 튜브로 옮기고 4°C에서 1.5시간 동안 2,00,000 x g 에서 초원심분리를 실시합니다.
- dounce 균질화기를 사용하여 50mL의 완충액 A(50mM Tris-Cl pH 8.0, 100mM NaCl 및 10% 글리세롤)에 멤브레인 펠릿을 재현탁시킵니다. 현탁액을 -80 °C에서 보관하십시오.
3. 단백질 준비 - 헤테로다이머의 정제
- 얼어붙은 마이크로솜막을 해동하고 가용화 완충액을 사용하여 농도를 4-6mg/mL로 조정합니다. 완충액은 50mM Tris-HCl, pH 8.0, 100mM NaCl, 10% 글리세롤, 1%(w/v) β-도데실 말토시드(β-DDM), 0.5%(w/v) 콜레이트, 0.1%(w/v) 콜레스테릴 헤미숙시네이트(CHS), 5mM 이미다졸, 5mM β-메르캅토에탄올(β-ME), 2μg/mL 류펩틴, 2μg/mL 펩스타틴 A 및 2mM PMSF를 포함해야 합니다( 재료 표 참조).
참고: 동일한 부피의 멤브레인 제제와 가용화 완충액을 혼합하거나 단백질 분해효소 억제제 및 환원제 없이 2배 가용화 완충액을 사용할 수 있습니다. 완충액을 짧게 끓이면 CHS를 효율적으로 용해시키는 데 도움이 됩니다. 정제 시에는 4°C 냉각 버퍼만 사용하십시오.- 혼합물을 4°C에서 1시간 동안 중간 속도로 저어줍니다. 실온(RT)에서 20-30분 동안 추가로 저어줍니다.
- 혼합물을 1,00,000 x g 에서 4°C에서 30분 동안 원심분리하여 불용성 멤브레인을 제거합니다. 가용화된 상층액을 수집하고 20mM 이미다졸 및 0.1mM TCEP를 첨가합니다.
- 친화성 컬럼 크로마토그래피26 수행: 가용화된 상층액을 버퍼 A(단계 2.2.1)에서 밤새 사전 평형화된 Ni-NTA 비드(10-15mL)( 재료 표 참조)에 결합합니다.
참고: 이 시점부터 버퍼를 실행할 때 글리세롤을 사용하지 마십시오.- 25mM 이미다졸을 함유한 Buffer B(50mM HEPES, pH 7.5, 100mM NaCl, 0.1%(w/v) β-DDM, 0.05%(w/v) cholate, 0.01%(w/v) CHS, 0.1mM TCEP)의 10컬럼 부피로 컬럼을 2회 세척합니다.
- 50mM 이미다졸을 함유한 10 컬럼 부피의 Buffer B로 컬럼을 세척합니다.
- 완충액 C(200mM 이미다졸이 포함된 완충액 B)를 사용하여 단백질을 용출합니다.
- 용리된 단백질에 1mM TCEP(재료 표 참조)와 10mM MgCl2를 추가합니다.
- SDS-PAGE 겔에서 용리된 분획을 검증하여 올바른 단백질 크기26을 확인합니다.
참고: 일반적인 단백질 수율(1st Ni-NTA): 6L 배양액당 10-20mg의 단백질. 임계 미셀 농도 (CMC)의 10x 또는 5x (약 0.01 %)에서 DDM을 사용하십시오. 이 프로토콜은 0.1% DDM을 사용합니다. - Ni-NTA 용리의 피크 분획을 동일한 부피의 완충액 D1(1mM CaCl 2, 1mM MgCl2의 완충액 B)으로 희석하고, 혼합하고, 단백질 분획을 CBP 세척 완충액 D1로 사전 평형을 이룬 CBP 컬럼(3-5mL)(재료 표 참조)에 로드합니다.
- 완충액 D1 및 D2(1mM CaCl2, 1mMMgCl2, 0.1%(w/v) 데실-말토스 네오펜틸 글리콜(DMNG)을 사용한 완충액 B, β-DDM 없음)을 사용하여 세제를 교환하기 위해 CBP 컬럼에서 순차 세척을 수행: 먼저 D1 컬럼 부피 3개로 세척합니다. 둘째, D1:D2(3:1, v/v)의 3컬럼 부피로 세척합니다. 셋째, D1:D2(1:1, v/v)의 3열 부피로 세척합니다. 네 번째 단계, D1:D2 컬럼 부피 3개(1:3, v/v)로 세척한 다음 D2 컬럼 부피 6-10개로 세척합니다.
- CBP 컬럼(총 10mL)에서 1mL 분획에 300mM NaCl이 포함된 CBP 세척 완충액 D2를 사용하여 단백질을 용리합니다. 용출된 분획을 1-2mL로 농축합니다.
참고: 일반적인 단백질 수율(1st CBP)은 6L 배양액당 5-15mg의 단백질입니다. 말토스 네오펜틸 글리콜(MNG) 세제는 4°C에서 정제된 단백질 저장을 향상시킵니다. DMNG와 Lauryl MNG(LMNG)가 모두 사용되었으며, DMNG는 더 나은 X선 회절 결정을 산출했습니다. 임계 미셀 농도(CMC)의 10-20배인 약 0.003%에서 DMNG를 사용합니다. 이 프로토콜은 0.1% DMNG를 사용했습니다. CBP 용리액의 일부를 겔 여과 크로마토그래피(4.4단계)로 추가로 정제하여 단백질의 ATPase 활성을 분석하거나 투과 전자 현미경(TEM)을 통해 단분산성을 평가할 수 있습니다.
4. 단백질 준비 - 사전 결정화 처리
- 엔도글리코시다아제 H(Endo H, 10-15mg 정제 단백질당 ~0.2mg) 및 HRV-3C 프로테아제(10-15mg 정제 단백질당 ~2mg)를 각각 사용하여 N-결합 글라이칸 및 CBP 태그를 절단합니다( 재료 표 참조). 4 °C에서 하룻밤 동안 배양합니다.
- Endo H 및 3C 프로테아제 배양 중에 통합된 단백질에 대해 환원성 알킬화를 수행합니다. 4°C에서 밤새 20mM 요오도아세트아미드( 재료 표 참조)로 배양하는 것으로 시작합니다. 그런 다음 얼음에 추가로 2mM 요오드아세트아미드를 넣고 1시간 배양합니다.
참고: 이 단계는 4°C에서 최대 1개월 동안 단백질 저장을 더욱 안정화합니다. - 두 번째 CBP 컬럼(1-2mL)을 사용하여 절단된 CBP 태그를 분리합니다. 이 프로세스에는 버퍼 D2를 사용합니다.
참고: 일반적인 단백질 수율(2차 CBP)은 6L 배양액당 5-10mg의 단백질입니다. - 겔 여과 크로마토그래피를 사용하여 CBP 태그가 없는 단백질을 정제합니다. 완충액은 10mM HEPES, pH 7.5, 100mM NaCl, 0.1%(w/v) DMNG, 0.05%(w/v) 콜레이트 및 0.01%(w/v) CHS를 함유해야 합니다.
참고: 일반적인 단백질 수율(겔 여과)은 6L 배양액당 2-8mg의 단백질입니다. 이 단계에서 겔 여과 중 DDM 피크(~65kD)가 없으면 DMNG로의 세제 교환이 성공했음을 나타냅니다. - 환원성 메틸화를 통해 통합된 단백질 분획을 변형: 단백질에 20mM 디메틸아민 보란(DMAB, 재료 표 참조)과 40mM 포름알데히드를 추가합니다. 진동 쉐이커에서 4 °C에서 2 시간 동안 배양합니다. 10mM DMAB를 추가합니다.
- 10mM DMAB의 첨가를 포함하여 4.5단계를 반복하고 4°C에서 밤새(12-18시간) 배양합니다.
- 100mM Tris-Cl, pH 7.5를 첨가하여 반응을 중단하십시오.
- 메틸화된 단백질을 100mM Tris-Cl, pH 8.0 및 100mM NaCl로 사전 평형화된 2mL Ni-NTA 컬럼에 로드합니다.
- 10컬럼 용량의 세척 완충액(10mM HEPES, pH 7.5, 100mM NaCl, 0.5mg/mL DOPC: DOPE(3:1, w/w), 0.1%(w/v) DMNG, 0.05%(w/v) 콜레이트, 0.01%(w/v) CHS)를 사용하여 컬럼을 세척합니다.
- 용출 완충액(10mM HEPES, pH 7.5, 100mM NaCl, 200mM 이미다졸, 0.5mg/mL DOPC)을 사용하여 지질 단백질을 용리합니다. DOPE(1:1, w/w), 0.1%(w/v) DMNG, 0.05%(w/v) 콜레이트, 0.01%(w/v) CHS).
참고: 일반적인 단백질 수율(2nd Ni-NTA)은 6L 배양액당 1-5mg의 단백질입니다. - 4.4단계에서 사용된 완충액과 사전 평형을 이룬 PD-10 탈염 컬럼을 통해 단백질 용리액을 통과시킵니다.
- 탈염 및 지질 단백질을 콜레스테롤(이소프로판올 또는 에탄올로 제조)과 함께 밤새 ~20μM의 최종 농도로 배양합니다.
- 다음날 아침, 4°C에서 10분 동안 1,50,000 x g 의 초원심분리에 의해 침전제를 제거한다. 상층액을 수집합니다.
- 100kDa 차단 원심 농축기를 사용하여 단백질을 30-50mg/mL의 최종 농도로 농축합니다.
- 탁상용 냉장 원심분리기를 사용하여 30°C에서 4분 동안 최고 속도로 침전제를 제거합니다.
- 상층액을 4°C의 얼음 위에 유지하고 이두박근에서 결정화 조건을 설정합니다.
참고: 농축 단백질은 일주일 이내에 결정 성장을 위해 사용되어야 합니다. 단백질을 얼리지 마십시오.
5. bicelles에 있는 단백질 결정화
- DMPC 지질과 CHAPSO 세제를 3:1(w/w) 비율로 사용하여 10% bicelle 원액을 준비합니다( 재료 표 참조).
알림: 임계 미셀 농도(CMC)의 5배인 약 0.5%에서 CHAPSO를 사용하십시오. 이것은 단백질-bicelle 혼합물에서 CMC 주변의 세제 농도를 유지합니다(단계 5.2).- 탈이온화된 H2O-용해 세제(CHAPSO)를 사전 건조된 지질(5 mol% 콜레스테롤과 95 mol% DMPC의 혼합물)에 첨가합니다.
알림: 클로로포름으로 다양한 지질 조성물을 준비하고 RT에서 질소 가스 스트림을 사용하여 유리 시험관에서 건조합니다. 잔류 용매를 진공 챔버에 밤새 넣어 얇은 지질층을 형성하여 제거합니다. - 수조 초음파 발생기를 사용하여 지질과 세제를 재현탁시킵니다.
- 용액이 투명해질 때까지 지속적인 전력을 사용하여 얼음으로 식힌 물에 bicelle 혼합물을 초음파 처리합니다.
알림: 청력 보호구를 사용하고 혼합물을 액상으로 유지하기 위해 충분한 얼음 공급을 확인하십시오. - 0.2μm 원심 필터로 용해되지 않은 구성 요소를 제거합니다( 재료 표 참조).
알림: 분취된 bicelle 용액을 -80°C에서 보관하십시오.
- 탈이온화된 H2O-용해 세제(CHAPSO)를 사전 건조된 지질(5 mol% 콜레스테롤과 95 mol% DMPC의 혼합물)에 첨가합니다.
- 10% 이두(단계 5.1.4)와 단백질(단계 4.7.4)을 1:4(v/v) 비율로 부드럽게 결합하여 얼음 위에 단백질/이체 혼합물을 만들어 최종 단백질 농도가 5-10mg/mL 사이가 되도록 합니다.
- 단백질과 bicelle 혼합물을 얼음 위에서 30분 동안 배양합니다.
- 48웰 플레이트를 사용하여 행잉 드롭 증기 확산 형식으로 결정화 조건을 설정합니다.
- 1.6 M-2.0 M 황산암모늄, 100 mM MES(pH 6.5), 0%-4% PEG 400 및 1 mM TCEP를 포함하는 동일한 부피(0.5 또는 1 μL)의 단백질/바이셀 혼합물과 결정화 저장 용액을 혼합합니다( 재료 표 참조).
알림: 각 실험 전에 저장 용액의 매트릭스를 만들고 황산암모늄(1.6-2.0M) 및 PEG 400(0%-4%)을 조정합니다. - 20°C에서 결정화를 위해 배양합니다.
- 다음날 결정화 트레이를 점검하여 덮개 유리가 제대로 밀봉되었는지 확인하십시오.
- 적어도 하루에 한 번 결정 성장을 모니터링하십시오. 고품질 결정은 일반적으로 50-150 μm x 20-50 μm x 2-5 μm 크기의 1-2 주 이내에 나타납니다.
참고: 결정은 낮은 단백질 농도에서 형성되는 데 더 오래 걸릴 수 있습니다. 성숙한 결정은 한 달 이내에 수확해야 합니다. - 단백질 결정을 0.2M 말로네이트 나트륨에 담그고 50 또는 100 μm 극저온 루프를 사용하여 액체 질소에 급속 동결합니다.
참고: X선 회절분석기를 사용할 수 있는 경우 15-30분 X선 빔 노출로 몇 개의 결정을 테스트하여 최대 5Å의 회절을 나타냅니다. 고분해능 회절에는 싱크로트론 광원이 필요합니다. 0.2M 말로네이트 나트륨을 동결 보호제로 사용하는 100μm x 50μm x 2μm 크기의 결정은 싱크로트론 X선으로 약 90개의 회절 이미지 프레임을 제공할 수 있습니다.
- 1.6 M-2.0 M 황산암모늄, 100 mM MES(pH 6.5), 0%-4% PEG 400 및 1 mM TCEP를 포함하는 동일한 부피(0.5 또는 1 μL)의 단백질/바이셀 혼합물과 결정화 저장 용액을 혼합합니다( 재료 표 참조).
Representative Results
재조합 ABC 반수송체, 인간 ABCG5 및 ABCG8은 Pichia pastoris 효모에서 동시 발현됩니다. 그런 다음 효모막 분획은 원심분리를 통해 분획됩니다. 이 프로토콜에 요약된 바와 같이, 이종이량체 단백질은 탠덤 컬럼 크로마토그래피를 사용하여 추출됩니다. 그 후, 화학적으로 전처리된 단백질은 인지질/콜레스테롤 이세포로 배양하여 결정화됩니다. 정제 및 결정화 공정의 개략도는 그림 1에 나와 있습니다.
정제된 단백질의 단분산성을 평가하기 위해 0.01-0.05mg/mL의 단백질을 포함하는 샘플을 1%-2% 우라닐 아세테이트로 염색합니다. 그런 다음 음성 염색 TEM을 사용하여 이러한 샘플을 검사합니다(그림 2A). 동결-해동 주기를 거치지 않고 단백질 안정성을 평가하기 위해 분석 겔 여과 크로마토그래피가 사용됩니다. 이 분석에는 단백질의 작고 동일한 부피의 부분 표본을 사용하여 정제된 단백질의 시간 과정 저장을 모니터링하는 것이 포함됩니다(그림 2B). 4°C에서 일주일 동안 배양한 후 피크 분획에서 단백질이 약간 손실될 수 있으며, 이는 잔류 가용성 단백질 응집체로 인한 것일 수 있습니다. 그럼에도 불구하고 전체 단백질 수율은 결정 성장에 충분합니다. 음성 염색 TEM 및 분석 겔 여과 크로마토그래피의 사용은 특히 다양한 엔지니어링 구조에서 결정화에 대한 단백질의 적합성을 평가하기 위한 표준 관행입니다.
컬럼 크로마토그래피 공정의 각 단계에서뿐만 아니라 사전 결정화 화학 처리 후 단백질 품질을 평가하기 위해 2개의 Ni-NTA 컬럼, 2개의 CBP 컬럼, 1개의 겔 여과 및 환원성 알킬화에 해당하는 분획의 분취액을 10% SDS-PAGE 겔에 로드합니다(그림 3). 또한 알킬화에 사용되는 동일한 반응 환경을 에틸 수은(EMTS)을 사용한 수은 라벨링에 적용할 수 있지만 이는 현재 연구의 범위를 벗어납니다.
결정의 성장은 편광판이 장착된 탁상용 실체 현미경을 사용하여 매일 모니터링됩니다. 성숙하고 데이터 수집에 적합한 결정은 일반적으로 50μm x 100μm x 2μm의 크기를 달성합니다(그림 4). 결정 수확 과정에서 더 작은 결정이나 클러스터는 의도적으로 피합니다.
그림 1: 이종 이량체 ABCG5/G8의 정제(A) 및 이체 결정화(B)에 대한 개략도. 재조합 인간 ABCG5(hG5) 및 ABCG8(hG8)의 구축물은 각각 RGS-H 6-G-H6 및 3C-CBP 태그를 가지고 있습니다(A, 상단). 탠덤 친화성 컬럼 크로마토그래피, 겔 여과 크로마토그래피에 이어 이종 정제를 달성합니다(A, 하단). 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2: 정제된 단백질의 단분산성 (A) 및 안정성(B) 평가. (A) TEM을 사용한 음성으로 염색된 ABCG5/G8(G5G8) 이종이량체의 전자 현미경 사진. 대표적인 입자는 흰색 원으로 강조 표시됩니다. 스케일 바 = 100nm. (B) 4°C에서 보관된 알킬화 단백질은 한 달 동안 분석 겔 여과 크로마토그래피로 분석되었으며 일주일 후 단백질이 약간 손실되었습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 3: 컬럼 크로마토그래피 및 환원성 알킬화의 단백질 용리액에 대한 SDS-PAGE 분석. 다양한 부피(1-10μL)의 단백질 분획을 10% Tris/Glycine 겔에 로드하고 200V의 일정한 전압에서 45분 동안 실행했습니다. 겔을 Coomassie blue로 염색하고, 탈색하고, 공기 건조하고, 탁상용 스캐너로 스캔했습니다. 1° & 2° Ni: 첫 번째 및 두 번째 Ni-NTA 컬럼; 1° 및 2° CBP: 첫 번째 및 두 번째 CBP 컬럼; 피크 분획 실선: 결정화를 위한 합동 분획; 피크 분수 점선: 어깨 분수; EMTS : 에틸 수은 티오 살리시 네이트; IA: 요오드아세다마이드. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 4: 광학 현미경을 이용한 단백질 결정 성숙 평가. 결정화 방울에서 나온 ABCG5/G8의 성숙한 결정은 탁상과 편광판이 장착된 실체 현미경으로 시각화되었습니다. 스케일 바 = 100 μm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Discussion
막 단백질의 결정화와 관련된 문제는 bicelle27 또는 lipid cubic phase (LCP)14 접근법과 같은 지질 이중층 기반 결정화 방법의 개발을 촉진했습니다. 그러나 막 단백질의 성공적인 결정화를 달성하는 것은 여전히 단백질 준비의 중요하고 때로는 병목 현상이 발생하는 단계에 달려 있습니다. 특히, ABC 수송체는 X선 결정학에 적합한 결정을 성장시키는 데 만만치 않은 장애물을 제시합니다. 이 프로토콜은 인간 ABCG5/G8 스테롤 수송체의 준비를 간소화하고 이체 결정화 접근법을 통해 결정 성장을 촉진하기 위한 포괄적인 실습 지침을 제공합니다.
이 프로토콜을 고안할 때 주요 고려 사항은 단백질 정제의 초기 단계에서 상당한 단백질 수율을 달성하여 사전 결정화 처리 중에 어느 정도의 단백질 손실을 허용하는 것이었습니다(그림 3). 이 문제를 해결하기 위한 일반적인 전략에는 광범위한 단백질 엔지니어링, 다양한 발현 숙주의 활용, ortholog 또는 homolog 탐색 등이 포함됩니다. 그럼에도 불구하고, 겉보기에 복잡해 보이는 이 절차를 통해, 프로토콜의 성공을 뒷받침하고 다른 ABC 수송체 또는 막 단백질을 일반적으로 연구할 때 발생할 수 있는 잠재적 한계에 대한 통찰력을 제공하는 여러 중추적인 단계가 확인되었습니다.
첫째, 이 프로토콜은 단백질 응집을 최소화하기 위해 각 단계에서 철저한 원심분리를 사용합니다. 또한 정제된 단백질의 열안정성을 지속적으로 모니터링하는 것이 중요합니다. 전자 현미경은 단백질 단분산성을 검증하는 데 사용되며, 분석 겔 여과는 시간 경과에 따른 단백질 안정성을 추적합니다(그림 2). 원형 이색법(CD) 또는 시차 주사 열량계(DSC)와 같은 대체 기술도 통합할 수 있습니다. 또한, 특정 단계에서 지질의 통합은 정제된 ABCG5/G8의 활성과 결정형성을 모두 극대화하는 데 필수적입니다. 예를 들어, 콜레이트 및 CHS는 측정 가능한 ATP 가수분해를 나타내는 데 필요합니다. 인지질은 메틸화 단백질의 안정성을 유지하는 데 없어서는 안될 필수 요소입니다. 콜레스테롤은 이체 용액의 필수 구성 요소로, 고분해능 X선 회절에 적합한 결정 성장을 촉진합니다(그림 4).
본질적으로 전체 절차는 일주일의 노력으로 완료할 수 있습니다. LCP와 달리, 행잉 드롭 결정화 트레이에서 크리스탈을 회수하는 것은 간단합니다. 상당한 단백질 수율(약 10mg)을 제공하는 이 프로토콜은 ABCG5/G8 돌연변이 또는 기타 수송 단백질과 관련된 결정학적 연구를 개발하는 데 쉽게 적응할 수 있습니다. 이는 현재 전자 현미경을 통한 시각화를 피하는 경우에 특히 적합합니다.
Disclosures
저자는 공개할 것이 없습니다.
Acknowledgments
이 연구는 JYL에 대한 자연 과학 및 공학 연구 위원회 디스커버리 그랜트(RGPIN 2018-04070)와 캐나다 보건 연구소 연구 프로젝트 그랜트(PJT-180640)의 지원을 받습니다. 이 프로토콜은 Farhat et al.22 및 Lee et al.23에 의해 이전에 보고된 ABCG5/G8 결정 구조의 원본 보고서를 기반으로 합니다.
Materials
Name | Company | Catalog Number | Comments |
ABCG5 | National Institute of Health collection | NCBI accession number NM_022436 | |
ABCG8 | National Institute of Health collection | NCBI accession number NM_022437 | |
ÄKTA FPLC system | Cytiva (formerly GE Healthcare Life Sciences) | ||
CaCl2 | Wisent | 600-024-CG | Anhydrous |
CBP | Agilent | 214303 | Calmodulin binding peptide affinity resin |
Centrifugal concentrators (Vivaspin) | Sartorius | ||
CHAPSO | Anatrace | C317 | Anagrade |
Cholesterol | Anatrace | CH200 | |
CHS | Steraloids | C6823-000 | |
DMAB | MilliporeSigma | 180238 | 97% |
DMNG | Anatrace | NG322 | |
DMPC | Anatrace | D514 | |
DOPC | Avanti | 850375 | |
DOPC | Anatrace | D518 | |
DOPE | Avanti | 850725 | |
DTT | Fisher | BP172 | |
Dual Thickness MicroLoops | MiTeGen | ||
EDTA | BioShop | EDT003 | Disodium salt, dihydrate |
EGTA | MilliporeSigma | 324626 | |
Emulsifier (EmulsiFex-C3) | Avestin | ||
Endo H | New England Biolabs | P0702 | |
Ethanol | Greenfield | P016EAAN | Ethyl Alcohol Anhydrous |
Formaldehyde | MilliporeSigma | 252549 | ACS Reagent |
Glycerol | BioShop | GLY004 | |
HEPES | BioShop | HEP001 | |
HRV-3C protease | Homemade | ||
Imidazole | BioShop | IMD510 | Reagent grade |
Iodoacetamide | MilliporeSigma | I1149 | BioUltra |
Isopropanol | Fisher | BP2618212 | |
Leupeptin | BioShop | LEU001 | |
MES | MilliporeSigma | 69892 | BioUltra |
Methanol | Fisher | A412P | |
MgCl2 | Wisent | 800-070-CG | Hydrated |
microfluidizer (LM 20) | Microfluidics | ||
NaCl | BioShop | SOD002 | |
NH4OH | Fisher | A669-212 | ACS Reagent |
Ni-NTA superflow | Qiagen | 30430 | Nickel-charged resins |
PEG 400 | MilliporeSigma | 202398 | |
Pepstatin | BioShop | PEP605 | |
PMSF | MilliporeSigma | P7626 | |
pSGP18 and pLIC | Homemade (derived from pPICZ, Invitrogen) | ||
SDS | BioShop | SDS003 | |
Sodium cholate | Fisher | 229101 | |
Sodium malonate | MilliporeSigma | 63409 | |
Sucrose | Wisent | 800-081-WG | Ultra pure |
Superdex 200 30/100 GL | Cytiva (formerly GE Healthcare Life Sciences) | 28990944 | Prepacked gel-filtration column |
TCEP | |||
TEM | FEI, Technai | ||
Tris Base | Fisher | BP152 | |
β-DDM | Anatrace | D310S | Sol Grade |
β-mercaptoethanol | MilliporeSigma | ||
ε-aminocaproic acid | Fisher | AAA1471936 |
References
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