Summary
Bu protokol, murin pulmoner venlerinin mikroskopi kılavuzluğunda izolasyonunu ve immünofloresan boyamasını gösterir. Sol atriyum, pulmoner venler ve ilgili akciğerleri içeren doku örnekleri hazırlıyoruz ve bunları kardiyak Troponin T ve Connexin 43 için boyuyoruz.
Abstract
Pulmoner venler (PV'ler) atriyal aritmilerde ektopik atımların ana kaynağıdır ve atriyal fibrilasyonun (AF) gelişiminde ve ilerlemesinde çok önemli bir rol oynar. PV'ler, kardiyomiyositlerden oluşan miyokardiyal kılıflar (MS) içerir. MS, ektopik elektriksel uyarılar üretme yeteneği de dahil olmak üzere kardiyak çalışan miyokard ile benzerlikleri korudukları için AF'nin başlatılması ve sürdürülmesinde rol oynar. Kemirgenler yaygın olarak kullanılır ve kardiyomiyositler damar duvarının her yerinde yaygın olarak bulunduğundan, pulmoner ven miyokardını incelemek için mükemmel hayvan modellerini temsil edebilir. Bununla birlikte, küçük organ boyutu ve karmaşık anatomi nedeniyle murin PV'lerinin hassas mikrodiseksiyonu ve hazırlanması zordur.
PV'ler ile birlikte murin sol atriyumunu (LA) izole etmek için mikroskopi kılavuzluğunda bir mikrodiseksiyon protokolü gösterdik. LA ve PV'leri tam uzunlukta görüntülemek için kardiyak Troponin-T (cTNT) ve konneksin 43 (Cx43) antikorları kullanılarak immünofloresan boyama yapılır. 10x ve 40x büyütmede görüntüleme, PV yapısının kapsamlı bir görünümünün yanı sıra miyokard mimarisine ilişkin ayrıntılı bilgiler sağlar, özellikle MS içinde connexin 43'ün varlığını vurgular.
Introduction
Atriyal fibrilasyon (AF) en sık görülen sürekli aritmidir1. AF prevalansı, 2060 yılında Avrupa'da beklenen ~17,9 milyon hasta sayısıyla daha da artmaktadır1. AF, miyokard enfarktüsü, kalp yetmezliği veya inme gelişimi için önemli bir risk faktörü olduğu ve muazzam bir bireysel, sosyal ve sosyoekonomik yüke neden olduğu için klinik olarak oldukça önemlidir1. AF onlarca yıldır bilinmesine rağmen, AF'nin patofizyolojisi hala tam olarak anlaşılamamıştır2.
Zaten 1990'ların sonlarında, çalışmalar pulmoner venlerin (PV'ler) AF'yi başlatmada ve sürdürmede büyük etkisini göstermiştir, çünkü bunlar AF'yi tetikleyen ektopik atımlarınana kaynağıdır 3. PV'lerin yapısal olarak diğer kan damarlarından farklı olduğu gösterilmiştir. Tipik kan damarları düz kas hücreleri içerirken, PV'lerin tunika ortamı da kardiyomiyositleriçerir 4. Kemirgenlerde, bu kardiyak kas sistemi, intra ve ekstrapulmoner kısımların yanı sıra orifis bölgesi5 dahil olmak üzere tüm PV'ler boyunca her yerde bulunur. İnsanlarda, PV'ler ayrıca sol atriyal (LA) miyokard olarak adlandırılan miyokard kılıflarının (MS) uzantılarında gözlenebilen kardiyomiyositler içerir6,7.
MS, atriyal miyokard8 ile morfolojik benzerliklere sahiptir. Atriyal ve PV kardiyomiyositlerin şekli ve boyutu birbirleri arasında önemli ölçüde farklılık göstermez ve karşılaştırılabilir elektrofizyolojik özellikler gösterir8. PV içindeki elektrofizyolojik kayıtlar MS'in elektriksel aktivitesini kanıtlamıştır ve anjiyografik görüntüleme kalp atışıile senkronize kasılmaları ortaya koymuştur 9,10.
Boşluk bağlantıları, iyonların ve küçük moleküllerin geçişine izin veren altı conneksin alt biriminden oluşan gözenek oluşturan protein kompleksleridir11. Hücreden hücreye atamalarda boşluk bağlantıları bulunur, komşu kardiyomiyositleri birbirine bağlar ve kardiyomiyositler12,13 arasında hücreler arası bir elektriksel bağlantı sağlar. Kalpte birkaç konneksin izoformu eksprese edilir, konneksin 43 (Cx43) kalbin tüm bölgelerinde ifade edilen en yaygın izoformdur14. Önceki çalışmalar, PV'lerin15,16 kardiyomiyositlerinde Cx43'ün ekspresyonu için kanıt sağlar.
Özellikle küçük hayvan modellerinde, hassas yapıları nedeniyle bozulmamış PV'lerde MS'i araştırmak zor olmaya devam etmektedir. Burada, mikroskopi kılavuzluğunda mikrodiseksiyon kullanarak farelerde PV'lerin LA ve akciğer lobları ile birlikte nasıl tanımlanacağını ve izole edileceğini gösteriyoruz. Ek olarak, kardiyomiyositleri ve PV'ler içindeki ara bağlantılarını görselleştirmek için PV'lerin immünofloresan (IF) boyamasını gösteriyoruz.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Hayvan bakımı ve tüm deneysel prosedürler, Münih Ludwig-Maximilians-Üniversitesi Hayvan Bakımı ve Etik Komitesi'nin yönergelerine göre gerçekleştirildi ve farelerin kullanıldığı tüm prosedürler Regierung von Oberbayern tarafından onaylandı (ROB 55.2-2532. Vet_02-20-215, ROB 55.2-2532. Vet_02-18-46, SOYGUN 55.2-2532. Vet_02-19-86, SOYGUN 55.2-2532. Vet_02-21-178, ROB 55.2-2532. Vet_02-22-170). C57BL6 / N fareleri ticari olarak elde edildi.
1. Hazırlık
- 500 mL'lik bir Erlenmeyer şişesinde 3 mg agaroz ve 100 mL 1x Tris tamponlu salini karıştırarak% 3'lük bir agaroz jeli hazırlayın. Çözeltiyi bir mikrodalgada 600 W'ta 2-3 dakika jel homojen hale gelene kadar ısıtın.
- Jeli 100 mm çapında bir Petri kabına yavaşça dökerek diseksiyon kabını hazırlayın. Petri kabının yarısını jel ile doldurun. Homojen bir kıvam sağlamak için jeldeki kabarcıkları temizleyin. Jel katılaşana kadar diseksiyon kabını soğumaya bırakın.
- Sabitleme solüsyonu, geçirgenleştirme solüsyonu, bloke tamponu ve yıkama tamponu dahil olmak üzere gerekli tüm tamponları ve solüsyonları Tablo 1'de verilen tariflere göre hazırlayın.
2. Organ toplama ve doku hazırlama
NOT: Fare anestezisi ve kalbin alınması prosedürünü detaylandıran kapsamlı bir protokol daha önce yayınlanmıştır17,18. Bu nedenle, bu bölümün sadece kısa bir açıklamasını sunuyoruz. Deneyler 12 ila 16 haftalık C57BL6 fareleri (altı erkek, dört dişi) üzerinde yapıldı. Erkeğin vücut ağırlığı 26 g'dan 28 g'a ve dişinin vücut ağırlığı 19 g'dan 22 g'a kadar uzanıyordu. Aşağıdaki adımlar önceden sistemik heparin enjeksiyonu yapılmadan gerçekleştirildi.
- Fareyi izofluran (%5, %95 oksijen, Akış: 1 L/dk) ile uyuşturun ve yeterli anestezi derinliğini sağlayın.
- Fareyi sırtüstü pozisyonda konumlandırarak operasyon masasına aktarın. Narkozu izofluran inhalasyonu (% 2,% 98 oksijen, Akış: 1 L / dak) ile bir anestezi maskesi ile koruyun ve fareyi ekstremitelerinde bantla sabitleyin. Analjezi için fentanil enjekte edin (0.1 mg / 25 g vücut ağırlığı i.p.).
- Kürkü ksifoidal işlemde kaldırın ve enine 2 mm'lik bir kesim ayarlayın. Künt diseksiyon (makasın arka tarafı) kullanarak kürkü deri altı fasyadan ayırın ve göğüs kafesi ortaya çıkarmak için kesiği kraniyal ve yanal olarak uzatın.
- Karın kaudalini kostal kemere dikkatlice açın. Diyaframı kaudalden kesmek ve akciğerlerin çökmesini sağlamak için ksifoidal işlemi hafifçe kaldırın. Daha sonra diyaframı herhangi bir organa zarar vermeden soldan sağa doğru kesin ve kalbi ortaya çıkarmak için göğüs kafesini iki taraflı olarak açın.
- Fareyi kan durumuna düşürmek için kalp hala atarken inferior vena kava'yı (IVC) kesin ve 27 G'lik bir iğne ile sol ventriküle nüfuz ederek ve 10 mL buz gibi soğuk 1x fosfat tamponlu salin (PBS) enjekte ederek kalbi perfüze etmeye devam edin.
- Fare kalbindeki kanı temizledikten sonra aort arkını, superior vena kava'yı (SVC) ve trakeayı bulun. Onları kalp tabanının ~ 3 mm yukarısından kesin ve bağlı akciğerlerle birlikte kalbi alın.
- Hasat edilen organları, 2 mL sterilize edilmiş% 30 sükroz çözeltisi içeren 10 mL'lik konik bir tüpe daldırın. Numunelerin 4 °C'de 24 saat kurumasına izin verin.
3. LA ve PV'lerin mikroskopi kılavuzluğunda hazırlanması
- Susuz kalmış kalbi ve akciğerleri 40-50 mL 1x PBS içeren bir diseksiyon kabına yerleştirin. 10x büyütmeli parlak alan mikroskobunun altına koyun ve aydınlatmayı ayarlayın. Kalbi dorsal yüzeyi ile diseksiyon kabına yerleştirin. Ventriküler ve atriyal duvar arasındaki geçişi belirleyin ve cerrahi makas kullanarak ventrikülleri atriyumdan dikkatlice ayırın.
NOT: Bazı ventriküler dokuları tutmak için kulakçıklardan yaklaşık 1 mm aşağı kesin. Bu, daha sonra kalp tabanındaki yapılara zarar vermeden kulakçıkları diseksiyon kabına sabitlemek için gerekli olacaktır. Pozitif kontrol numunesi olarak kullanılabildikleri için ventrikülleri tutmanızı öneririz. Ventriküler dokuyu gömmek için, Bölüm 4'te açıklandığı gibi PV'lerin gömülmesi için özetlenen prosedürün aynısını izleyin. - Ayrılmış kulakçıkları ventriküler kesme yüzeyi (adım 3.1) ile kalp tabanı yukarı bakacak şekilde diseksiyon kabına yerleştirin. Kulakçıkları, akciğer lobları arkada, LA ve sol atriyal apendiks (LAA) sağda ve sağ atriyum (RAA) ve sağ atriyal apendiks (RAA) solda olacak şekilde yönlendirin. Kalan sol ventrikül dokusunu diseksiyon kabına sabitleyerek preparatı sabitleyin. Akciğer loblarını aşırı kuvvet uygulamadan nazikçe açın ve diseksiyon kabına sabitleyin (Şekil 1A).
- Kalp tabanındaki anatomik işaretlere genel bir bakış edinin.
- Kalp tabanının merkezinde aort kemeri olan aortu bulun.
- Pulmoner gövdeyi (PT) doğrudan aortun sağından tespit edin ve pulmoner arterleri (PA'lar) ayırt etmek için posteriora doğru seyrini takip edin. Karşılık gelen akciğer hilusunu (LH) bulmak için sol lob ve sağ üst / orta loblara kadar olan rotalarını takip ederek konumlarını doğrulayın.
- Aortun arkasında yer alan trakea ve/veya sol ve sağ ana bronşların (L Br, R Br) pozisyonunu belirleyin ve LH'ye doğru seyrini takip ederek konumlarını doğrulayın (Şekil 1A).
- Aortun solundaki SVC'yi bulun ve RAA'nın yanındaki RA'ya doğru seyrini takip ederek doğrulayın.
- Yukarıda belirtilen tüm tanımlanmış yer işaretlerini korurken kalp tabanının etrafındaki bağ ve yağ dokusunu çıkarın. Ek olarak, kalp tabanını serbestçe görebilmek için aort arkını ve trakeayı çıkarın (Şekil 1B).
- İnce forseps kullanarak künt diseksiyon ile PA'ları atriyumun üst yüzeyinden nazikçe ayırın. Daha sonra, onları LH'de kesin ve sol atriyal serbest duvarı (LAFW) ve PV'leri tam boyutlarında ortaya çıkarmak için yana çevirin. Ana bronşları LH'den kesin ve bronş dokusunu çıkarın (Şekil 1C).
NOT: LH, hem PA'lar hem de akciğerlere giden hava yolları için ortak giriş noktası ve PV'ler için çıkış noktası olarak hizmet eder. PV'lere herhangi bir zarar vermemek için LH'deki her prosedürün dikkatli bir şekilde gerçekleştirilmesi önemlidir. - LA/RA ile sol ve sağ ventrikülü (LV, RV) ayırmak için, RA'yı ön taraftan açmak için kalan RV'nin ön kısmından başlayarak triküspit kapaktan (TV) SVC'nin ön tarafına kadar bir kesim yapın. RA ve LA'yı ayırmak için interatriyal septumun yanındaki posterior RA serbest duvarı (RAFW) kesin. LV ve RV'yi tamamen kesmek için interventriküler septumun yanındaki posterior sağ ventrikül duvarını kesin.
NOT: Sağ atriyumun hazırlanması ve izolasyonu prosedürünü ayrıntılı olarak açıklayan kapsamlı bir protokol daha önce yayınlanmıştır19. RA'nın ayrılması, istenmeyen dokuyu LA-PV doku kompleksinden çıkarmak ve ek deneyler için doku toplamak için yararlıdır. - Bazal akciğer dokusunun bir kısmını keserek akciğer loblarının boyutunu küçültün, böylece yaklaşık 3-4 mm akciğer dokusu kalır.
NOT: Akciğer loblarının apislerini, sonraki gömme adımları sırasında şamandıra görevi gördükleri için koruyun ve PV'lerin OCT bileşiğine yatay olarak gömülmesine izin verin.
4. Doku gömme
- LA ve PV'ler de dahil olmak üzere preparatı, kalp tabanının ve akciğer tepesinin yukarı baktığından emin olarak bir kriyokalıba aktarın. Bunları fizyolojik bir konfigürasyonda düzenleyin - PV'lerin bükülmediğinden veya çevrilmediğinden emin olun.
- Kriyokalıbı OCT bileşiği ile doldurun ve kalan havayı çıkarmak için PV'leri ince forseps ile hafifçe sıkıştırın. Süreç boyunca fizyolojik konfigürasyonlarını değiştirmeden koruyun.
- O.C.T. bileşiğini dondurmak için gömülü doku ile birlikte kriyokalıbı kuru buz üzerine koyun. Numuneleri ileride kullanmak üzere -80 °C'de saklayın.
NOT: Sonraki prosedürler için tam uzunlukta PV içeren bölümlerin elde edilmesini sağlamak için PV'leri yatay konumda tutmak çok önemlidir.
5. Donmuş doku kesitlerinin kesilmesi ve toplanması
NOT: Doku bloklarını kesmek için makine ayarları -18 °C numune sıcaklığına ve -25 °C bıçak sıcaklığına ayarlanmıştır.
- Doku bloğu ile numune tutucu arasına bir O.C.T. bileşiği tabakası uygulayarak numune tutucuya bir doku bloğu takın. 3-4 dakika dondurun.
- Numune kafasını bloke edin ve numune tutucuyu, numune tutucuyu numune başlığındaki doku bloğu ile birlikte numune aynası serbest bırakma kolunu kapatarak yükleyin. İnce ayar düğmelerini kullanarak doku bloğunun konumunu hassas bir şekilde ayarlayın.
- Kriyokalıbı numuneden çıkarın. Numune kafasının ve kriyostatın elektrikli freninin blokajını kaldırın.
- Kriyostatı 30 μm ile 50 μm arasında bir trim boyutuyla trim moduna ayarlayın. PV'ler görünür hale gelene kadar doku örneğini kesin.
- İnce kesit kesme moduna geçin ve kalınlığı 10 μm'ye ayarlayın. PV'ler ve bağlı akciğer ve atriyal doku dahil olmak üzere bölümleri toplamaya başlayın. Yuvarlanma önleyici bir plaka kullanarak veya her bölümün serbest ucunu ince bir soğuk fırça ile bıçak tutucuya sabitleyerek bölümleri toplayın ve yayın.
- Bölümün yanına bir slayt (oda sıcaklığında tutulan) yerleştirin. Donmuş bölüm ve O.C.T. bileşiği daha sıcak slayt yüzeyine dokunulduğunda erirken, bölümün slayta doğal olarak yapışmasına izin vererek bölümü dikkatlice fırçadan ayırın.
NOT: Kesitlerde herhangi bir yırtılma veya kıvrımı önlemek için kesit alma işlemi sırasında sabit ve nazik bir durum sağlayın. Gerekirse bıçağı yeni bir bıçakla değiştirin. - Her slaytta en fazla üç bölüm toplayın. Slaytları etiketleyin ve -20 °C'de saklayın.
NOT: Her PV için en az beş bölüm (iki slayta eşdeğer) toplamanızı öneririz.
6. PV'lerden kriyoseksiyonların immünofloresan boyaması
- Donmuş slaytları bir boyama sistemi üzerine yerleştirin ve bölümlerin oda sıcaklığında yaklaşık 20 dakika çözülmesine izin verin.
NOT: Numuneleri nemli tutmak için boyama sistemini suyla doldurun. Dokunun kurutulması antijenlere zarar verebilir, bu da boyama prosedürleri sırasında spesifik olmayan antikor bağlanmasına ve aşırı lekelenme artefaktlarına neden olabilir. - 20 dakika çözüldükten sonra, dokuyu oda sıcaklığında 10 dakika boyunca slaytlara sabitlemek için bölümleri birkaç damla sabitleme solüsyonu (% 4 paraformaldehit [PFA], Tablo 1) ile örtün.
- Sabitlemeden sonra, slaytları dikey slayt rafına aktarın ve 1x PBS ile dolu bir kaba daldırın. Kabı düşük hızda bir çalkalayıcı üzerine yerleştirin ve slaytları 5 dakika yıkayın. Her seferinde taze 1x PBS kullanarak bu yıkama döngüsünü iki kez daha tekrarlayın.
- Yıkadıktan sonra, her slayttaki her bir bölümü ksilol içeren bir sıvı engelleyici kalemle daire içine alın. Boyama sistemindeki slaytları yeniden düzenleyin ve bir Pasteur pipeti ile her numuneye 1 veya 2 damla geçirgenlik solüsyonu (%0.1 Triton X-100, Tablo 1) uygulayın. Hücre ve hücre organel zarlarına nüfuz etmesi için bölümlerin oda sıcaklığında 10 dakika inkübe etmesine izin verin.
- Geçirgenlikten sonra, Adım 6.3'te açıklanan prosedürün aynısını izleyerek, slaytları 1x PBS'de 3 x 5 dakika yıkayarak% 0.1 Triton X-100 çözeltisini çıkarın.
- Yıkadıktan sonra, boyama sistemi üzerindeki slaytları yeniden düzenleyin ve her bölüme 1 veya 2 damla Blokaj Tamponu (Tablo 1) uygulayın ve bloke edici tampon ile tamamen kaplandığından emin olun. Slaytların oda sıcaklığında 1 saat inkübe etmesine izin verin.
- 5 μL fare anti-cTNT antikoru (1:200 seyreltilmiş) ve 1 μL tavşan anti-Cx43 antikoru (1:1.000 seyreltilmiş) 994 μL Bloke Edici Tampon ile doldurulmuş 1.5 mL'lik bir mikrosantrifüj tüpüne pipetleyerek 1 mL birincil antikor karışımı hazırlayın. İyice karıştırmayı sağlamak için karışımı yukarı ve aşağı pipetleyin.
NOT: Uygulanan antikor karışımının miktarını bölümün boyutuna göre ayarlayın. Bölümlerin antikor karışımı ile tamamen kaplandığından emin olun. Antikorların konsantrasyonu, inkübasyon süresi ve optimal inkübasyon sıcaklığı, antikor tipi, antikor klonları ve doku özellikleri gibi faktörlere bağlı olarak değişebilir. Her antikor için boyama koşullarının ayrı ayrı test edilmesini ve optimize edilmesini öneririz. - Bloke etme adımından sonra (adım 6.6), kalan bloke edici tamponu çıkarın ve her bölüme doğrudan 2 veya 3 damla primer antikor karışımı uygulayın. Slaytların gece boyunca 4 °C'de inkübe etmesine izin verin.
- Birincil antikor inkübasyonundan sonra, slaytları 3 x 5 dakika boyunca Yıkama Tamponu ile hafifçe çalkalayarak yıkayın (Tablo 1).
- 1 μL AF488 konjuge keçi antifare ikincil antikoru (1: 1.000 seyreltilmiş) ve 1 μL AF568 konjuge keçi antitavşan ikincil antikoru (1: 1.000 seyreltilmiş) 998 μL Yıkama Tamponu ile doldurulmuş 1.5 mL mikrosantrifüj tüpüne pipetleyerek 1 mL ikincil antikor karışımı hazırlayın. İyice karıştırmak için karışımı yukarı ve aşağı pipetleyin.
- Yıkama adımından sonra (adım 6.9), boyama sistemindeki slaytları yeniden düzenleyin ve her bölüme bir pipetle 2 veya 3 damla ikincil antikor karışımı uygulayın. Floroforun söndürülmesini önlemek için numuneleri ışıktan korurken antikorların oda sıcaklığında 45 dakika inkübe etmesine izin verin. İkincil antikor inkübasyonundan sonra, slaytları 3 x 5 dakika boyunca Yıkama Tamponu ile hafifçe çalkalayarak yıkayın (Tablo 1).
- Boyama sistemindeki slaytları yeniden düzenleyin. Her bölüme 2 ila 3 damla Hoechst-33342 solüsyonu uygulayarak bölümleri Hoechst-33342 ile (1x PBS'de 1:1.000 seyreltmede) karşı boyayın. Slaytların oda sıcaklığında 10 dakika inkübe etmesine izin verin.
- İnkübasyondan sonra, slaytları 3 x 5 dakika Yıkama Tamponu ile hafifçe çalkalayarak yıkayın (Tablo 1). Her kızağa 1 veya 2 damla floresan montaj ortamı uygulayarak kızakları monte edin. Slaytları lamel ile örtün.
NOT: Yerleştirirken lamellerin düz olduğundan emin olun. Herhangi bir hava kabarcığı varsa, bunları çıkarmak için kabarcığın yan tarafına hafifçe baskı uygulayın. - Monte edilmiş slaytları 4 °C'de bir slayt koruyucuda saklayın.
NOT: Slaytların mümkün olduğunca erken görüntülenmesi önerilir. Bu protokol sadece bahsedilen antikorlar için geçerli değildir. Hedef antijenler ve antikorlar, bireysel deney gereksinimlerine veya alternatif antijen tespit stratejilerine göre değiştirilebilir veya değiştirilebilir.
7. İmmünofloresan boyama dilimlerinin görüntülenmesi
- Mikroskobu kurun.
- Mikroskobu, üreticinin kılavuzunu izleyerek lazer ışık kaynağı, bağlı bilgisayar ve beraberindeki yazılımla başlatın.
- Yapılandırma menüsüne girin. Floresan görüntüleme için uygun kamera tipini seçmek için tıklayın (örn. DFC365FX siyah beyaz kamera).
- Al menüsüne girin ve üç kanal oluşturun.
- Hoechst-33342'nin tespiti için FCr1 kanalını seçin, etiketleyin ve seçim bölümünde DAP filtre küpünü seçin. Pozlama süresini 200 ms'ye, elektronik kazancı 2'ye ve ışık yoğunluğunu %17'ye ayarlayın.
- cTNT'nin tespiti için FCr2 kanalını seçin (AF488 konjuge antikor ile boyanmış), etiketleyin ve seçim bölümünde L5 filtre küpünü seçin. Pozlama süresini 200-300 ms'ye, elektronik kazancı 1,8'e ve ışık yoğunluğunu %100'e ayarlayın.
- Cx43'ün (AF568 konjuge antikor ile boyanmış) tespiti için FCr3 kanalını seçin, etiketleyin ve seçim bölümünde TXR filtre küpünü seçin. Pozlama süresini 150 ms'ye, elektronik kazancı 2'ye ve ışık yoğunluğunu %100'e ayarlayın.
NOT: Filtre küplerinin spektral özellikleri Tablo 2'de listelenmiştir.
- Slaytı mikroskop tablasına yükleyin.
- 10x büyütmede genel bakış görüntüleme gerçekleştirin:
- 10x objektifi seçin ve Canlı'ya tıklayarak lazer deklanşörünü açın. FCr1 kanalı seçiliyken, bir sinyal algılanana kadar slaytta gezinmek için gezgin işlevini kullanın. Hücre çekirdekleri ayırt edilebilir hale gelene kadar numuneyi kabaca odaklayın.
- Numunenin tam bir önizlemesini yakalamak için spiral tarama modunu başlatın. Numuneyi korumak için düğmeye tekrar tıklayarak canlıyı devre dışı bırakın. LA, PV'ler ve akciğer dokusunu tanımlayın.
- Sonraki döşeme taraması için ilgi alanını tanımlayın; İlgilendiğiniz alanda birden fazla netleme noktası seçin. FCr1 kanalında Canlı'ya tıklayın ve her netleme noktası için odağı ayarlayın. Her netleme noktası için tam netleme konumunu temsil eden ilgili Z konumlarını kaydedin. Numunenin eksiksiz bir genel bakış görüntüsünü yakalamak için döşeme taramasını 10x büyütmede başlatın.
- Tarama tamamlandıktan sonra, döşeme taramasını açın ve tek tek görüntüleri birleştirin. Tek kanalların parlaklığını ve kontrastını artırmak için, bunları nesne çubuğunda seçin ve sinyal aralıklarını kaydırıcılarla istediğiniz gibi ayarlayın.
- 40x büyütmede yakınlaştırılmış görüntüler elde edin:
- 40x reklam verme amacını seçin. Her kanal için pozlama süresini ve kazanç ayarlarını aşağıdaki gibi yapın: FCr1: DAP filtre küpü: pozlama süresi: 50 ms, kazanç: 1,5; FCr2: L5 filtre küpü: pozlama süresi: 80 ms, kazanç: 1.8; FCr3: TXR filtre küpü: pozlama süresi: 20 ms, kazanç: 2.
- PV deliğinin (PVO) yanı sıra ekstrapulmoner ve intrapulmoner PV (PVex, PVin) bölgelerini bulmak için adım 7.3'ün genel bakış görüntüsünü kullanın. Taranacak bu alanı tanımlayın.
- Image alt menüsünü açın ve Z-Stack'i etkinleştirmek için z'ye tıklayın.
- FCr1 kanalını seçin ve canlı bir önizleme elde etmek için lazer deklanşörünü açın.
- Z-Stack alt menüsüne gidin ve focus ince ayar düğmesini genel sinyal odağını kaybetmeye başlayana kadar saat yönünde ve saat yönünün tersine çevirerek Z-Stack başlangıç ve bitiş noktalarını belirleyin.
- Odak aralığını ayarladıktan sonra, Sistem İçin Optimize Edilmiş Z-Stack modunu seçin ve genişletilmiş alan derinliği görüntülerini hesapla (EDF) seçeneğini etkinleştirin. Dokunun ne kadar düz olduğuna bağlı olarak, yaklaşık 0,5 μm'lik bir adım aralığına sahip yaklaşık 20 katman bekleyin.
- Kutucuk taramasını başlatın. Taradıktan sonra, döşeme taramasını açın ve yalnızca EDF görüntüsünü birleştirin. Tek kanalların parlaklığını ve kontrastını artırmak için, bunları nesne çubuğunda seçin ve sinyal aralıklarını kaydırıcılarla istediğiniz gibi ayarlayın (bkz. adım 7.3.4).
- Görüntüleri oluşturduktan sonra projeyi kaydedin ve her görüntünün hem birleştirilmiş sürümünü hem de ham kanallarını bir TIFF dosyası olarak dışa aktarın.
NOT: Dosyaları ImageJ tarafından okunabilir TIFF olarak kaydetmek, ImageJ'in orijinal döşeme boyutunu piksel yerine μm cinsinden içe aktarmasına olanak tanır. İkincil antikorların fotoağartılmasını önlemek için bir lazer sinyaline ihtiyaç duyulmadığında her zaman lazer deklanşörünü kapatın.
8. ImageJ ile görüntü düzenleme
- İlgili ham kanal dosyalarını ImageJ'e yükleyin. Resmin üzerine tıklayın | Renk | Birleştirin ve her kanal için istediğiniz rengi seçin.
- Analiz | Araçlar | Ölçek Çubuğu ve sağ alt köşeye yapıştırın. Görüntü gereksinimlerine göre daha fazla işleme ve analize devam edin. İşiniz bittiğinde birleştirilen görüntüleri kaydedin.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
10 adet 12-16 haftalık farede PV'lerin mikrodiseksiyonu, boyanması ve görüntülenmesi yapıldı. Protokolü takiben, tüm deneysel farelerde PV'leri LA ile birlikte başarılı bir şekilde mikrodiseke ettik ve sekiz farede PV'lerin kapsamlı bir görünümüne sahip kesitler elde ettik. LA-PV bileşkesindeki PV deliği (PVO) bölgesini, ekstrapulmoner PV'leri (PVex) (akciğer hilumu ile LA-PV bileşkesi arasındaki PV'ler) ve intrapulmoner PV'leri (PVgirişi) (akciğer dokusu ile çevrili PV'ler) tanımlamak için genel bakış görüntüleri 10x büyütmede çekildi (Şekil 2). Söz konusu bölgelerin yakınlaştırılmış görüntüleri 40x büyütme objektifinde elde edilmiştir (Şekil 3).
PVO'da, PVex'te ve PV'de tipik bir kas çizgisine sahip spesifik cTNT sinyalleribulduk (Şekil 3). Cx43, her üç PV bölgesinde de bulundu ve çoğunlukla komşu kardiyomiyositler arasında yansıtıldı (Şekil 3 ve Şekil 4A). MS'de kardiyomiyositlerin hem polar tarafında (Şekil 3, sarı oklar) hem de lateral tarafında (Şekil 3, kırmızı oklar) Cx43 ile ilgili sinyaller gözlendi.
Şekil 1: Mikroskop altında murin pulmoner venlerinin tanımlanması. Parlak alan mikroskobu (10x büyütme). Kalp, atriyumda, sol akciğer lobunda, sağ orta akciğer lobunda ve sağ alt akciğer lobunda dört pim ile diseksiyon kabına sabitlenir. (A) Ortadaki aort arkı ile ventriküler dokuyu atriyumdan ayırdıktan sonra kalp tabanına genel bakış. Atriyum altta bulunur; Akciğer lobları resmin üst yarısına yayılmıştır. PV'ler AA, ana bronşlar ve PA'lar tarafından gizlenir. (B) Trakea, ana bronşların parçaları, aort arkı, bağ ve yağ dokusu çıkarıldıktan sonra kalp tabanının üstten görünüm görüntüsü. Görüntünün ortasındaki KA'lar, PT'den LH'ye kadar tam seyrini gösterir ve PV'leri kapsar. (C) Akciğer loblarından PA'ları kestikten ve ekstrapulmoner bronşiyal dokuyu çıkardıktan sonra PV'lerin üstten görünüm görüntüsü. Ölçek çubukları = 5 mm. Kısaltmalar: AA = aortik ark; AscA = çıkan aort; IVC = inferior vena kava; L Br = sol ana bronş; L PV = sol pulmoner ven; LA-PV J = sol atriyum-pulmoner ven bileşkesi; LAA = sol atriyal apendiks; LAFW = sol atriyal serbest duvar; LH = akciğer hilumu; L. LL = sol akciğer lobu; PA'lar = pulmoner arterler; PT = pulmoner gövde; R Br = sağ ana bronş; R PV = sağ pulmoner ven; R-A PV = sağ yükselen pulmoner ven; RAA = sağ atriyal apendiks; LL = sağ aksesuar akciğer lobu; LL = sağ inferior akciğer lobu; R. mid. LL = sağ orta akciğer lobu; LL = sağ superior akciğer lobu; SVC = superior vena kava. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 2: İmmünofloresan mikroskobu ile enine kesit görüntüsünde yetişkin fare pulmoner venlerine ve sol atriyuma genel bakış. Hücre çekirdekleri Hoechst-33342 (mavi) ile boyandı; kardiyomiyositler anti-cTNT antikoru (beyaz) ile etiketlendi; ve boşluk bağlantıları anti-Cx43 antikoru (yeşil) kullanılarak tespit edildi. Beyaz dikdörtgenler aşağıdaki bölgeleri vurgular: a, PV deliği (PVO); b, ekstrapulmoner PV (PVex); ve c, intrapulmoner PV (PVgirişi). Ölçek çubuğu = 500 μm. Kısaltmalar: L PV = sol pulmoner ven; LAA = sol atriyal apendiks; LAFW = sol atriyal serbest duvar; LV-EP = sol ventrikül - ejeksiyon yolu; R PV = sağ pulmoner ven; R-A PV = sağ yükselen pulmoner ven; RV = Sağ ventrikül. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 3: İmmünofloresan mikroskobu kullanılarak sağ PV miyokardın yakınlaştırılmış görünümü. Hücre çekirdekleri Hoechst-33342 (mavi) ile boyandı; kardiyomiyositler anti-cTNT antikoru (beyaz) ile etiketlendi; ve Cx43+ boşluk bağlantıları anti-Cx43 antikoru (yeşil) ile tespit edildi. (A) Sağ ekstrapulmoner PV boyunca uzunlamasına bir kesit gösteren EDF karo taramaları. LA ve PV deliği resimde gösterilmemiştir ve solda yer alırken, intrapulmoner PV ve karşılık gelen akciğer parankimi (ayrıca gösterilmemiştir) sağda yer alacaktır. (B,C) Sağ ekstrapulmoner PV'nin EDF tek karo taramaları. Oklar, kardiyomiyositlerin hücresel sınırlarındaki Cx43+ boşluk bağlantılarını vurgular. Sarı oklar, kardiyomiyositlerin polar taraflarında, interkalasyonlu disklerle birlikte lokalize olan boşluk bağlantılarını gösterirken, kırmızı oklar, kardiyomiyositlerin lateral tarafındaki boşluk bağlantılarını gösterir. Ölçek çubukları = 50 μm (A), 20 μm (B,C). Kısaltmalar: PV = pulmoner ven; EDF = genişletilmiş alan derinliği; LA = sol atriyum. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 4: Kontrol dokusunun immünofloresan boyanması. (A) Murin LV'nin pozitif kontrol boyaması. Hücre çekirdekleri Hoechst 33342 (mavi) ile boyandı; kardiyomiyositler anti-cTNT antikoru (beyaz) ile etiketlendi; ve anti-Cx43 antikoru (yeşil) ile Cx43+ boşluk bağlantıları tespit edildi. (B) Sadece sekonder antikorlar kullanılarak sağ ekstrapulmoner PV'nin negatif kontrol boyaması. Hücre çekirdekleri Hoechst 33342 (mavi) ile boyanır. Ölçek çubukları = 20 μm (A), 50 μm (B). Kısaltmalar: LV = sol ventrikül; PV = pulmoner ven. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
| Filtre Küpü | Uyarma Filtresi | Emisyon Filtresi |
| DAP | 350 / 50 | 460 / 50 |
| L5 Serisi | 480 / 40 | 527 / 30 |
| TXR (Teksrak) | 560 / 40 | 630 / 75 |
Tablo 1: Leica DM6 B filtre küplerinin uyarma ve emisyon filtresi özellikleri.
| Bileşik | Son konsantrasyon | g veya mL / 100 mL gerekli |
| Sabitleme çözümü | ||
| Paraformaldehit (PFA) %16 | 4% | 25 mL |
| Fosfat Tamponlu Salin (PBS) 1x konsantre | 75 mL | |
| Geçirgenlik Çözümü | ||
| Triton X-100 | 0.1% | 0.1 mL |
| Fosfat Tamponlu Salin (PBS) 1x konsantre | 99,9 mL | |
| Engelleme Tamponu | ||
| Normal serum (NGS) | 10% | 10 mL |
| Sığır Serum Albümini (BSA) | 0.5% | 0.5 mg |
| Ara 20 | 0.1% | 0.1 mL |
| Fosfat Tamponlu Salin (PBS) 1x konsantre | 89.9 mL | |
| Yıkama Tamponu | ||
| Sığır Serum Albümini (BSA) | 0.5% | 0.5 mg |
| Ara 20 | 0.1 mL | |
| Fosfat Tamponlu Salin (PBS) 1x konsantre | 99,9 mL | |
Tablo 2: Tampon Tarifleri.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Bu protokolle, fare kalbinin PV'lerini ayırt etmek ve izole etmek ve üzerlerinde immünofloresan boyama yapmak için bir yöntemi paylaşıyoruz. Organ toplandıktan sonra, kalp ve akciğerler sterilize edilmiş sükroz çözeltisinde kurutuldu, ardından ventriküller mikroskobik kılavuzluk altında atriyum ve akciğer loblarından ayrıldı. Daha sonra, kalp tabanı PV'leri görselleştirmek için hazırlandı ve ardından hilustaki akciğerlerden kesildi. Daha sonraki immünofloresan boyama, dokuyu OCT bileşiğine gömerek, bir kriyotom ile keserek ve cTNT ve Cx43 için immünofloresan boyama gerçekleştirerek bir kriyoteknik kullanılarak gerçekleştirildi.
PV'lerin izole edilmesi, AF'nin aritmogenezindeki rollerini incelemek için yararlı olabilir. Bununla birlikte, farelerde PV izolasyonu zordur. Küçük boyutlarına ek olarak, PV'ler ana bronşların ve kalp tabanındaki belirgin damarların arkasına gizlenir ve tespitlerini büyük ölçüde dolambaçlı hale getirir. Bu protokol, murin PV'lerini araştırmak için basit ve şeffaf bir yol sağlar ve morfolojik özelliklerini ayrıntılı olarak incelemek için ekonomik bir yaklaşıma izin verir. Önerilen hasat ve hazırlama yaklaşımı, PV'ler, karşılık gelen akciğer lobları ve LA arasındaki anatomik ilişkileri koruyarak tüm LA-PV doku kompleksinin araştırılmasını kolaylaştırır.
MS heterojen bir dizilime sahiptir. Süreklilik ve lif oryantasyonunda önemli değişkenlik, sıçanlar ve insanlar da dahil olmak üzere birçok türde tanımlanmıştır ve çoğunlukla PV delikleri 4,20 çevresinde bulunur. Bu farklılıklar anizotropik elektrik iletimi ile sonuçlanır ve PV'lerde yeniden giriş uyarımlarının ve otonomik aktivitenin başlatılmasını indükleyebilir21. Ayrıca, LA-PV bağlantısında MS ve atriyal miyokard arasındaki elektriksel ara bağlantı, senkronize olmayan elektriksel darbelerin PV'lerden sol atriyuma geçişine yol açarak AF2 ile sonuçlanabilir. Bu nedenle, LA-PV bağlantısındaki morfolojik oranların korunması, atriyal miyokard ve PV'ler arasındaki etkileşimi incelemek için çok önemlidir. Bunu başarmak için ana bronşların ve PA'ların doğru tanımlanması esastır. Yer işaretlerini anatomik konumlarına ve ilişkilerine göre 10x büyütmeli bir mikroskop kullanarak ve kalp tabanından LH'ye kadar olan seyrini sistematik olarak takip ederek belirledik.
İmmünoreaktif boyalara dayalı boyama yaklaşımları, farklı türlerde yaygın olarak kullanılmaktadır ve mikroskopide yüksek kaliteli görsel kontrast sağlayarak hedef antijenlerin doğrudan saptanmasına izin verir. Bu yaklaşım, bozulmamış doku dilimlerinin protein düzeyinde hem kalitatif hem de kantitatif karakterizasyonunu sağlar. Miyokard ve kardiyak olmayan kas sistemini ayırt etmek için TNT'nin kardiyak izotipini kullanıyoruz. PV'lerde kardiyomiyositlerin yanı sıra SVC ve IVC'nin varlığı daha önce tanımlanmıştır7. Bununla birlikte, PA'lar, bronşlar ve özel akciğer damarları dahil olmak üzere akciğerlerin diğer tübüler yapıları, kalp kası hücreleri içermez, bu da onları IF boyama7 ile ayırt etmeyi kolaylaştırır. Kardiyomiyositler, cTNT gibi yapı proteinlerini etiketleyerek, ışın yoluna doğru yönelimlerine bağlı olarak karakteristik çapraz çizgilerini gösterirler. Çizginin yönü, OrientationJ veya Directionality Plugin gibi eklentilerle ImageJ'de eşlenebilir. Bu, kardiyomiyositlerin yönlülüğünün ölçülmesine ve karakterize edilmesine yardımcı olur ve anizotropik elektrik iletimi olan bölgeleri tanımlamak için yararlı olabilir. Ayrıca, bu çalışma, LV'dekine benzer şekilde organize edilen murin PV miyokardında bol miktarda Cx43 varlığına ilişkin önceki bulguları desteklemektedir (Şekil 4A)15,16. Dikkat çekici bir şekilde, murin PV'lerinde kardiyomiyositlerin lateral membranında boşluk bağlantıları gözlemledik. Lateralizasyon olarak bilinen bu durum, özellikle erkek farelerde AF'de patofizyolojik bir mekanizma olarak gösterilmiştir22. Bu nedenle, bu protokol fare MS kardiyomiyositlerinde benzer çalışmalar için potansiyeli vurgulamaktadır.
PV izolasyonu, aritmi araştırmaları için önemli bir tekniktir, çünkü IF-boyama, akış sitometrisi, floresanla aktive edilen hücre sıralaması, optik haritalama ve yama kelepçesi dahil olmak üzere bir dizi araştırmaya izin verir. Bununla birlikte, sabit ve gömülü dokunun IF görüntülemesi için mevcut protokol oluşturulduğundan, kardiyomiyositlerin PV preparatlarından yama kelepçesi gibi deneylere izin vermek için yeterli kalitede izole edilebileceğine dair doğrudan kanıt şu anda eksiktir. Mikrodiseksiyonun başarısı, murin kalp dokusunun küçüklüğü ve kırılganlığı nedeniyle araştırmacının deneyimine bağlıdır. IF görüntülemenin kalitesi de büyük ölçüde gömme adımına bağlıdır. Yatay düzenlemelerin elde edilmesi zordur, kesitlerin doku bütünlüğü zarar görebilir ve PV'ler OCT bileşiği ile doldurulmazlarsa yırtılabilirler. Ayrıca, yöntem PV'lerin 3D rekonstrüksiyonuna izin vermediğinden, protokolün geçerliliği 2D görüntüleme ile sınırlıdır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarların beyan edecek herhangi bir çıkar çatışması yoktur.
Acknowledgments
Bu çalışma, Alman Kardiyovasküler Araştırma Merkezi (DZHK; 81X3600221to H.V., 81X2600255 to S.C.), Çin Burs Konseyi (CSC201808130158 to R.X.), Alman Araştırma Vakfı (DFG; Vasküler Tıpta Klinisyen Bilim Adamı Programı (PRIME), MA 2186/14-1 - PT) ve Corona Vakfı (S199/10079/2019 - SC).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adhesion slides | Epredia | 10149870 | |
| AF568-secondary antibody | Invitrogen | A11036 | Host: Goat, Reactivity: Rabbit |
| Agarose | Biozym LE | 840104 | |
| Alexa Fluor 488-secondary antibody | Cell Signaling Technology | 4408S | Host: Goat, Reactivity: Mouse |
| Anti-Connexin 43 /GJA1 antibody | Abcam | ab11370 | Polyclonal Antibody, Clone: GJA1, Host: Rabbit |
| Anti-cTNT antibody | Invitrogen | MA5-12960 | Monoclonal Antibody, Clone: 13-11, Host: Mouse |
| Bovine serum albumin | Sigma-Aldrich | A2153 | |
| Brush | Lukas | 5486 | size 6 |
| Cover slips | Epredia | 24 mm x 50 mm | |
| Cryotome Cryo Star NX70 | Epredia | Settings: Specimen temperature: -18 °C, Blade Temperature: -25 °C | |
| DFC365FX camera | Leica | ||
| DM6 B fluorescence microscope | Leica | ||
| Dry ice | |||
| Dubecco's phosphate-buffered saline (DPBS) 1x conc. | Gibco | 14040133 | 500 mL |
| Dumont #5FS Forceps | F.S.T. | 91150-20 | 2 pieces needed |
| Fine Scissors | F.S.T. | 14090-09 | |
| Fluorescence mounting medium | DAKO | S3023 | |
| Graefe Forceps | F.S.T. | 11052-10 | |
| Hoechst 33342 | Invitrogen | H3570 | Cell nuclei counterstaining |
| ImageJ | FIJI | analysis and processing software | |
| LAS X | Leica | Imaging software for Leica DM6 B | |
| Microtome blades S35 | Feather | 207500000 | |
| Microwave | |||
| Normal goat serum | Sigma-Aldrich | S26-M | |
| O.C.T. compound | Tissue-Tek | 4583 | |
| Paraformaldehyde 16% | Pierce | 28908 | methanol-free |
| Pasteur pipettes | VWR | 612-1681 | |
| Petri dish | TPP | 93100 | 100 mm diameter |
| Rocker 3D digital | IKA Schüttler | 00040010000 | |
| Slide staining jars | EasyDip | M900-12 | |
| Specimen Molds | Tissue-Tek Cryomold | 4557 | 25 mm x 20 mm x 5 mm |
| StainTray M920 staining system | StainTray | 631-1923 | Staining system for 20 slides |
| Sterican Needle | Braun | 4657705 | G 27 - used for injection (step 2) and pinning (step 3 and 4) in the protocol |
| Student Vannas Spring Scissors | F.S.T. | 91500-09 | |
| Super PAP Pen Liquid Blocker | Super PAP Pen | N71310-N | |
| Syringes | Braun | 4606108V | 10 mL |
| Tris base | Roche | TRIS-RO | component for 1x Tris-Buffered Saline (TBS) |
| Triton X-100 | Sigma-Aldrich | T8787 | |
| Tween 20 | Sigma-Aldrich | P2287 |
References
- Lippi, G., Sanchis-Gomar, F., Cervellin, G. Global epidemiology of atrial fibrillation: An increasing epidemic and public health challenge. International Journal of Stroke. 16 (2), 217-221 (2021).
- Wijesurendra, R. S., Casadei, B.
- Haïssaguerre, M., et al. Spontaneous initiation of atrial fibrillation by ectopic beats originating in the pulmonary veins. The New England Journal of Medicine. 339 (10), 659-666 (1998).
- Mueller-Hoecker, J., et al. Of rodents and humans: a light microscopic and ultrastructural study on cardiomyocytes in pulmonary veins. International Journal of Medical Sciences. 5 (3), 152-158 (2008).
- Kramer, A. W., Marks, L. S. The occurrence of cardiac muscle in the pulmonary veins of Rodenita. Journal of Morphology. 117 (2), 135-149 (1965).
- Nathan, H., Eliakim, M. The junction between the left atrium and the pulmonary veins. Circulation. 34 (3), 412-422 (1966).
- Nathan, H., Gloobe, H. Myocardial atrio-venous junctions and extensions (sleeves) over the pulmonary and caval veins: Anatomical observations in various mammals. Thorax. 25 (3), 317-324 (1970).
- Bond, R. C., Choisy, S. C., Bryant, S. M., Hancox, J. C., James, A. F. Ion currents, action potentials, and noradrenergic responses in rat pulmonary vein and left atrial cardiomyocytes. Physiological Reports. 8 (9), 14432 (2020).
- Thiagalingam, A., et al. Pulmonary vein contraction: Characterization of dynamic changes in pulmonary vein morphology using multiphase multislice computed tomography scanning. Heart Rhythm. 5 (12), 1645-1650 (2008).
- Spach, M. S., Barr, R. C., Jewett, P. H. Spread of excitation from the atrium into thoracic veins in human beings and dogs. The American Journal of Cardiology. 30 (8), 844-854 (1972).
- Scott McNutt, N., Weinstein, R. S. Membrane ultrastructure at mammalian intercellular junctions. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 26, 45-101 (1973).
- Barr, L., Dewey, M. M., Berger, W. Propagation of action potentials and the structure of the nexus in cardiac muscle. Journal of General Physiology. 48 (5), 797-823 (1965).
- Kawamura, K., Konishi, T. Ultrastructure of the cell junction of heart muscle with special reference to its functional significance in excitation conduction and to the concept of "disease of intercalated disc". Japanese Circulation Journal. 31 (11), 1533-1543 (1967).
- Van Kempen, M. J., Fromaget, C., Gros, D., Moorman, A. F., Lamers, W. H. Spatial distribution of connexin43, the major cardiac gap junction protein, in the developing and adult rat heart. Circulation Research. 68 (6), 1638-1651 (1991).
- Verheule, S. Tissue structure and connexin expression of canine pulmonary veins. Cardiovascular Research. 55 (4), 727-738 (2002).
- Xiao, Y., et al. Expression of connexin 43, ion channels and Ca2+-handling proteins in rat pulmonary vein cardiomyocytes. Experimental and Therapeutic Medicine. 12 (5), 3233-3241 (2016).
- Xia, R., et al. Whole-mount immunofluorescence staining, confocal imaging and 3D reconstruction of the sinoatrial and atrioventricular node in the mouse. Journal of Visualized Experiments. (166), (2020).
- Tomsits, P., et al. Medetomidine/midazolam/fentanyl narcosis alters cardiac autonomic tone leading to conduction disorders and arrhythmias in mice. Lab Animal. 52 (4), 85-92 (2023).
- Xia, R., et al. Isolation and culture of resident cardiac macrophages from the murine sinoatrial and atrioventricular node. Journal of Visualized Experiments. (171), (2021).
- Bredeloux, P., Pasqualin, C., Bordy, R., Maupoil, V., Findlay, I. Automatic activity arising in cardiac muscle sleeves of the pulmonary vein. Biomolecules. 12 (1), 23 (2021).
- Chen, P. S., et al.
- Thibault, S., Ton, A. -T., Huynh, F., Fiset, C. Connexin lateralization contributes to male susceptibility to atrial fibrillation. International Journal of Molecular Sciences. 23 (18), 10696 (2022).
