Summary
Modellen for murine intrapulmonal trakealtransplantasjon (IPTT) er verdifull for å studere obliterativ luftveissykdom (OAD) etter lungetransplantasjon. Det gir innsikt i lungespesifikk immunologisk og angiogen oppførsel ved luftveisoblossasjon etter allotransplantasjon med høy reproduserbarhet. Her beskriver vi IPTT-prosedyren og dens forventede resultater.
Abstract
Murine intrapulmonal trakealtransplantasjon (IPTT) brukes som modell for obliterativ luftveissykdom (OAD) etter lungetransplantasjon. Opprinnelig rapportert av vårt team, har denne modellen fått bruk i studien av OAD på grunn av sin høye tekniske reproduserbarhet og egnethet for å undersøke immunologisk atferd og terapeutiske inngrep.
I IPTT-modellen settes et trakealtransplantat fra gnagere direkte inn i mottakerens lunge gjennom pleura. Denne modellen er forskjellig fra heterotopisk trakealtransplantasjon (HTT) -modellen, hvor transplantater transplanteres til subkutane eller omentale steder, og fra ortotopisk trakealtransplantasjon (OTT) -modellen der donorluftrøret erstatter mottakerens luftrør.
Vellykket implementering av IPTT-modellen krever avanserte bedøvelses- og kirurgiske ferdigheter. Anestetiske ferdigheter inkluderer endotrakeal intubasjon av mottakeren, innstilling av passende ventilasjonsparametere og passende tidsbestemt ekstubering etter utvinning fra anestesi. Kirurgiske ferdigheter er avgjørende for presis graftplassering i lungen og for å sikre effektiv forsegling av den viscerale pleura for å forhindre luftlekkasje og blødning. Generelt tar læringsprosessen ca 2 måneder.
I motsetning til HTT- og OTT-modellene, i IPTT-modellen, utvikler allograftluftveiene luftveisoblossasjon i det relevante lungemikromiljøet. Dette gjør det mulig for etterforskere å studere lungespesifikke immunologiske og angiogene prosesser involvert i luftveisutslettelse etter lungetransplantasjon. Videre er denne modellen også unik ved at den viser tertiære lymfoide organer (TLOs), som også ses i humane lungeallotransplantater. TLOer består av T- og B-cellepopulasjoner og er preget av tilstedeværelsen av høye endotelvenuler som styrer rekruttering av immunceller; Derfor vil de sannsynligvis spille en avgjørende rolle i graftaksept og avvisning. Vi konkluderer med at IPTT-modellen er et nyttig verktøy for å studere intrapulmonale immun- og profibrotiske veier involvert i utviklingen av luftveisobliterasjon i lungetransplantatet.
Introduction
Lungetransplantasjon er etablert som en effektiv behandling for pasienter med luftveissykdommer i sluttstadiet. Imidlertid er median overlevelsesrate for humane lungetransplanterte bare ca. 6 år, med utvikling av obliterativ bronkiolitt (OB), en type obstruktiv luftveissykdom (OAD), som er en viktig dødsårsak etter det første året etter transplantasjon1.
Flere dyremodeller har blitt brukt til å undersøke mekanismen som ligger til grunn for OAD. En slik modell er heterotopisk trakealtransplantasjon (HTT) modell2. I denne modellen implanteres trakealtransplantater i mottakerens subkutane vev eller omentum. Iskemiindusert tap av epitelceller fra trakealtransplantat forekommer, etterfulgt av alloreaktiv lymfocyttinfiltrasjon og apoptose av donorepitelceller. Fibroblaster og myofibroblaster migrerer rundt luftrøret, og produserer en ekstracellulær matrise. Endelig oppstår fullstendig fibrøs utslettelse av luftveislumenet. HTT-modellen er teknisk enkel, gir et in vivo-miljø og gir høy reproduserbarhet.
En annen modell for å studere OAD er modellen for ortotopisk trakealtransplantasjon (OTT) fra rotter, der trakealtransplantater plasseres i mottakerens luftrør for å opprettholde fysiologisk ventilasjon3. I denne modellen resulterer iskemi-indusert uttømming av donorepitelceller i at de erstattes av mottakerepitelceller i luftrøret, og danner en uhindret luftvei ledsaget av moderat fibrose. Selv om disse modellene har bidratt til forståelsen av luftveisutslettelse etter lungetransplantasjon, har de begrensninger når det gjelder rekapitulering av lungeparenkymalt mikromiljø.
Vår forskningsgruppe introduserte modellen for intrapulmonal trakealtransplantasjon (IPTT) fra rotter, der trakealtransplantater implanteres i mottakerlunge4 (figur 1). IPTT-modellen utviser fibrøs utslettelse av luftveislumen som forekommer i lungemikromiljøet. Videre har den blitt brukt på mus som er teknisk mer utfordrende enn rotte IPTT 5,6,7,8,9,10. Denne tilpasningen av murine IPTT-modellen gjorde det mulig for oss å dykke dypere inn i de intrikate detaljene i det immunologiske lungemiljøet til OAD etter lungetransplantasjon ved hjelp av transgene mus.
IPTT-modellen har noen unike egenskaper. Den ene er neoangiogenese, som forenkles av lungesirkulasjon og spiller en avgjørende rolle i luftveisutslettelse 4,10. I tillegg viser IPTT-modellen lymfoide aggregater, hvorav noen har høye endotelvenuler som uttrykker perifer nodeadressein, noe som indikerer at de er tertiære lymfoide organer (TLOer)7,8. TLOer ligner lymfeknuter og består av T-celler, B-celler, og ofte, et germinalt senter ledsaget av follikulære dendrittiske celler11,12. TLO er rapportert ved ulike kroniske inflammatoriske sykdommer, inkludert luftveisutslettelse, noe som gjør IPTT-modellen egnet for å undersøke rollen til TLOer i luftveisutslettelse 7,8,11,12,13. Denne artikkelen presenterer metodikken til murine IPTT-modellen, med mål om å gjøre forskere kjent med denne modellen og legge til rette for videre undersøkelser av luftveisutslettelse etter lungetransplantasjon.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dyr ble behandlet i samsvar med retningslinjene fastsatt av Canadian Council on Animal Care i Guide to the Care and Use of Experimental Animals. Den eksperimentelle protokollen ble godkjent av dyrepleiekomiteen ved Toronto General Hospital Research Institute, University Health Network.
1. Donorkirurgi
MERK: BALB / c-mus brukes som et eksempel på givere for forsøket. Alle prosedyrer må utføres ved hjelp av en steril teknikk.
- Før prosedyren, registrer vekten av hver mus.
- Avlive musen ved hjelp av et CO2 -kammer.
- Når døden er bekreftet, plasser musen i en liggende stilling og fest lemmer med tape.
- Forbered det kirurgiske området ved å sterilisere det med 70% isopropylalkohol.
MERK: Hvis nødvendig og som anbefalt av den lokale dyreetiske komiteen, klipp pelsen fra snittstedet. - Gjør et midtlinjesnitt på huden, starter fra midten av magen og strekker seg til den fremre livmorhalsområdet.
- Få tilgang til luftrøret ved å trekke fettputene forsiktig tilbake, bevege stroppemusklene sideveis og skille luftrøret fra omkringliggende bindevev. Bruk tang for å skape mellomrom mellom luftrøret og spiserøret.
- Løft xiphoid og kutt membranen.
- Løft brystbenet, og sørg for en klar bane fra brystbenet til nakkeområdet ved å sette inn en hemostat. Klem ribbeholderen på begge sider og kutt gjennom brystbenet, som strekker seg opp gjennom nakkemusklene.
- Fjern thymus og fett eller muskler som hindrer luftrøret for å avsløre trakeal bifurkasjon.
- Klipp begge hovedbronkiene og forsiktig skille luftveien fra spiserøret.
- Klipp strupehodet og fjern det.
- Spray den dissekerte luftrøret med steril saltoppløsning eller konserveringsløsning med sterilt gasbind gjennomvåt i steril saltoppløsning eller konserveringsløsning og legg den på is for å bevare levedyktigheten.
2. Mottaker kirurgi
MERK: C57BL/6-mus brukes som et eksempel på mottakere for eksperimentet.
- Administrer buprenorfin med vedvarende frisetting i en dose på 1 mg/kg om morgenen på operasjonsdagen.
- Indusere anestesi i et induksjonskammer ved bruk av 5% isofluran.
- Når musen er lett bedøvet, injiser intraperitonealt en cocktail bestående av (0,1 mg / g) xylazin og (0,01 mg / g) ketamin.
- Sett musen tilbake i induksjonskammeret med 2-3 % isofluran opprettholdt.
- Barber pelsen på operasjonsstedet. Bupivakain administreres også subkutant som en linjeblokk langs det planlagte insicion stedet i en dose på 7 mg/kg.
- Bekreft fraværet av refleksrespons på en tåklemme før orotracheal intubasjon. Intuber musen orotrakealt ved hjelp av et 20 G intravenøst kateter og koble den til en ventilator med et tidalvolum på 500 μL, en respirasjonsfrekvens på 120 bpm, 100% oksygen og 2% isofluran. Bruk et stativ med en klemme på tungen, hold dyret i vertikal stilling med nakken forlenget, for å lette denne prosedyren.
- Aktiver en varmepute og plasser musen i en høyre sidestilling på toppen av puten, med hodet vekk fra kirurgen og halen vendt mot kirurgen (figur 2). Fest lemmer med tape. Sett veterinærsalve på øynene for å forhindre tørrhet under anestesi.
- Skrubb operasjonsområdet med 7,5% povidonjod, steriliser med 70% isopropylalkohol og skrubb med 10% povidonjod. Påfør sterile kirurgiske gardiner for å dekke operasjonsområdet.
- Legg donorluftrøret inn i et 16 G intravenøst kateter i løpet av denne tiden (figur 3C,D).
- Bruk skalpell til å lage et snitt i mottakerens hud og cauterize muskel og bindevev.
- Åpne det femte eller sjette interkostalrommet og hold ribbeholderen åpen ved hjelp av to retractorer.
- Dissekere det nedre lungebåndet ved hjelp av bomullspinne og saks.
- Simuler dannelsen av veien for donorluftrøret (figur 3G,H).
- Fest ventilatorutløpsrøret ved delvis å okkludere det med en treveis stoppekran for å lette oppblåsingen av venstre lunge.
- Lag en vei ved å punktere venstre lunge med en 20 G nål. Sikre at punkteringsdybden er omtrent lik lengden på trakealallograftet. Velg stikkstedet ved lungekanten (som angitt i figur 3I), og sørg for at banen går parallelt med bordplaten (som markert med en blå sirkel i figur 3J).
MERK: En oppadgående innføringsvinkel vil føre til penetrasjon av pleuralaget, mens en dypere vinkel kan føre til blødning fra store kar (som markert med røde kryss i figur 3J). - Sett 16 G intravenøst kateter inn i venstre lunge og ekstruder donorluftrøret inn i venstre lunge. Etter innsetting av trakeallograft, slipp treveis stoppekran for å tillate uhindret ekspiratorisk strømning gjennom utløpsrøret.
- Lukk pleurainjeksjonsstedet med et klips (figur 3K,L). Plasser klipsen nøyaktig på stikkstedet, med kanten justert for å matche konturen til lungekanten (indikert med den blå sirkelen i figur 3L).
MERK: Feil plassering av klippestedet kan føre til ineffektiv forsegling og luftlekkasje, mens utilstrekkelig klipsdybde kan føre til at klipsen løsner etter operasjonen (som vist av de røde kryssene i figur 3L). - Fyll thoraxhulen med saltoppløsning og absorber saltoppløsningen med en gasbind.
- Blås opp venstre lunge og lukk ribbeina ved hjelp av en løpende suturteknikk.
- Lukk muskel og hud med avbrutte suturer.
- Administrer meloksikam analgetikum subkutant i en dose på 5 mg/kg ved slutten av operasjonen.
- Observer mottakermusen til den er våken. Fjern deretter luftrøret og legg mottakermusen i et bur.
MERK: Mottakermus bør plasseres individuelt. - Administrer meloksikam (5 mg/kg) én gang daglig via subkutan injeksjon, starter 24 timer etter operasjonen og fortsetter i 3 dager postoperativt.
3. Innsamling av prøver fra resipientmus
- Indusere anestesi i et induksjonskammer ved bruk av 5% isofluran.
- Bekreft fraværet av refleksrespons på tåklemmen før orotracheal intubasjon. Intubasjonsmetode og respiratorsetting er den samme som ved mottakerkirurgi.
- Plasser musen i en liggende stilling og fest lemmer.
- Forbered det kirurgiske området ved å sterilisere det med 70% isopropylalkohol.
- Gjør et midtlinjesnitt på huden, starter fra midten av magen og strekker seg til den fremre livmorhalsområdet.
- Ekssanguiner musen via vena cava inferior ved hjelp av en 1 ml sprøyte koblet til en 25 G kanyle, noe som resulterer i eutanasi.
- Åpne brystet og få tilgang til luftrøret på samme måte som en donormus. Bind luftrøret rundt intubasjonsrøret med 7-0 silke.
- Fjern thymus, fett og muskler for å avsløre hjertet.
- Skjær venstre atrium, høyre atrium og dårligere vena cava. Perfus lungene med 3 ml sterilt saltvann via høyre ventrikkel.
- For histologisk analyse, blås opp lungene med 10% formalin via et intuberende rør.
- Ekstuber ventilasjonsrøret og bind luftrøret med 7-0 silke.
- Del strupehodet og spiserøret. Trekk dem i en dårligere retning, og trekk deretter ut hjertet og lungeblokken, plasser den i 10% formalin.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Basert på vår erfaring krever ferdigheter i denne modellen vanligvis omtrent 2 måneders trening. Når ferdigheter er oppnådd, krever donorprosedyrene vanligvis 15 minutter, mens mottakerprosedyrene krever ca. 30 minutter. Den forventede dødeligheten for en opplært operatør er 0%.
I figur 4A viser et trakealt allotransplantat fullstendig obstruksjon med fibroblastisk vev, og epitelcellene er synlig ødelagt. Omvendt, i figur 4B, forblir en trakeal isograft åpen, og epitelcellene er bevart.
Figur 5 illustrerer en lunge der trakeallotransplantatet er transplantert, og viser tilstedeværelse av lymfoide aggregater.
Figur 1 Diagram over murine intrapulmonal trakealtransplantasjonsmodell. En trakeal allograft ekstraheres fra en donormus. Trakealallograftet lastes inn i et kateter. Trakeal allograft transplanteres til lungen til en mottaker. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2 Mottakers stilling under operasjonen. Musen er plassert i en høyre lateral decubitus stilling. Mottakermusens hode er orientert bort fra kirurgen og halen vender mot kirurgen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3 Kateter for trakealinnleggelse og illustrasjon av retningen for innsetting av trakealtransplantat. (A) Kateteret for trakealinnsetting. Det ytre kateteret har en skarp spiss (venstre), mens det indre kateteret har en stump spiss (høyre). (B) Kombinasjon av ytre og indre katetre. Det indre kateteret stikker litt ut fra det ytre kateteret. (C,D) Lasting av donorluftrøret i kateteret. Den røde braketten indikerer trakealtransplantatet. (E) Trakealtransplantat inne i kateteret. Den røde braketten indikerer trakealtransplantatet. (F) Ekstrudering av det indre trakealtransplantatet ved bruk av det indre kateteret som en "pusher". Den røde braketten indikerer trakealtransplantatet. (G, H) Simulering av retningen for plassering av trakealtransplantatet. (I,J) Opprette banen ved hjelp av en 22 G nål. Dybden bør nøye samsvare med lengden på et trakealt allotransplantat. Nålens retning skal være motsatt fra kirurgen og parallelt med bordplaten. Det riktige punkteringsstedet er betegnet med det røde punktet. Den riktige innsettingsvinkelen indikeres av den blå sirkelen. Feil vinkler er angitt med røde kryss. (K,L) Lukker pleuralinjeksjonsstedet med et klips. Svarte linjer representerer utklipp. Rødt punkt representerer stikkstedet. Den blå sirkelen angir riktig beskjæringspunkt. Røde kryss angir feil klippepunkter. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4 Histopatologi 28 dager etter lungetransplantasjon. (A) H&E (venstre) og Massons Trichrome (høyre) fargede bilder av et trakeallotransplantat (Donor: BALB/c, mottaker: C57BL/6). Allograftens lumen er okkludert med kollagen og fibrøst vev farget blått av Massons Trichrome (svart pilspiss). I tillegg har epitelcellene gått tapt (blå pilspisser). (B) H&E (venstre) og Massons Trichrome (høyre) fargede bilder av en trakeal isograft. I motsetning til allotransplantatet forblir lumen i isograften (Donor, mottaker: C57BL/6) åpen, og epitelcellene bevares. Farget vev er slim. Skalastenger = 500 μm. Forkortelse: H&E = hematoksylin og eosin. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5 Lymfoide aggregater i lunge med transplantert trakealallograft. (A) H&E-farget bilde av en lunge med transplantert trakeallograft in situ. Lymfoide aggregater (svarte piler) observeres i lungevevvet. Skala bar = 500 μm. (B) Immunfluorescensbilde av et lymfoid aggregat, som fremhever tilstedeværelsen av B-celle (B220, rød), T-celle (CD3, grønn) og kjerner (DAPI, blå). Skala bar = 100 μm. Forkortelser: H&E = hematoksylin og eosin; DAPI = 4',6-diamidino-2-fenylindol. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Murine IPTT-prosedyren inkluderer kritiske trinn. Når det gjelder anestesi, er det første avgjørende trinnet endotrakeal intubasjon. Det er viktig å holde musen i en passende høyde med bena på bordet for å visualisere stemmebåndene og lette umiddelbar intubasjon. I tillegg er forsiktig justering av respirasjonsvolum og positivt endeekspiratorisk trykk (PEEP) nødvendig. Vanligvis er et respiratorisk volum på 500 μL og et PEEP på 2cmH2Otilstrekkelig for mus som veier 25-30 g. Imidlertid kan større mottakermus oppleve "hikke" -episoder, noe som indikerer oksygenmangel. I slike tilfeller kan det være nødvendig å øke luftveiene, PEEP, og midlertidig klemme ekspiratorisk rør for å rekruttere lungen. Hvis hikke vedvarer, bør dybden på luftrøret justeres. Til slutt er tidspunktet for trakealrørsekstubasjon kritisk, og bekreftelse av mottakerens respirasjonsfrekvens er viktig for å sikre tilstrekkelig utvinning. Unnlatelse av å gjøre dette kan føre til postekstubasjon mortalitet.
Når det gjelder den kirurgiske prosedyren, er riktig plassering av det transplanterte luftrøret avgjørende. Simulering av riktig nåleretning er nødvendig for å plassere trakealtransplantatet nøyaktig (figur 3G). Hvis banen er for grunt, kan trakealtransplantatet trenge inn i pleura, mens å sette det for dypt kan føre til lungekarperforasjon og alvorlig blødning. Et annet kritisk trinn er å sikre nøyaktig forsegling av innføringspunktet ved å feste pleurasnittet som trakeallotransplantatet ble satt inn i med en rustfritt stålklips (figur 3H). Utilstrekkelig forsegling kan forårsake luftlekkasje, noe som potensielt kan føre til mottakerdødelighet etter brystlukking.
Mens IPTT-modellen gir noen fordeler, for eksempel relativ enkelhet, høy reproduserbarhet og et immunologisk miljø som ligner det som ses ved lungetransplantasjon, har den noen begrensninger. Trakeale allotransplantater i IPTT-modellen skiller seg fra den kliniske situasjonen, der OB forekommer i de små luftveiene. Videre, i denne store histokompatibilitetskomplekset (MHC) mismatch IPTT-modellen, er trakeal allograft fullstendig okkludert med fibroblastisk vev, noe som er i motsetning til klinisk OAD hvor fibroblastisk vev okklusjon vanligvis er delvis. For å løse dette problemet kan en annen stammekombinasjon (mindre eller annen alvorlig mismatch) brukes for IPTT (avhengig av den tiltenkte studien), da det kan resultere i en mildere alloimmun respons og mildere fibroblastisk vev okklusjon sammenlignet med BALB / c-til-C57BL / 6-kombinasjonen. Vi kjenner ikke til publiserte studier som undersøker ulike stammekombinasjoner, så denne muligheten må testes empirisk.
Til slutt er det et ikke-vaskularisert transplantat, som ligner på HTT- og OTT-modellene. For å løse denne begrensningen kan ortotopisk lungetransplantasjon (OLT) benyttes14. Utviklingen av OAD-lignende patologi har imidlertid vært variabel i musens OLT-modell 15,16,17. Gitt IPTT-modellens relative enkelhet og reproduserbarhet sammenlignet med OLT, er det fortsatt en rimelig modell å studere mekanismene for transplantasjonsrelatert OAD. Avslutningsvis fungerer IPTT-modellen som en nyttig forskningsmodell for å studere intrapulmonale immun- og profibrotiske veier involvert i utviklingen av luftveisutslettelse etter lungetransplantasjon.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne av dette manuskriptet har ingen interessekonflikter å avsløre.
Acknowledgments
Forfatterne vil gjerne takke Jerome Valero for å redigere dette manuskriptet. Figur 1 og figur 3I,J,L ble laget med BioRender.com.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BALB/cJ | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Donor |
| BD 1 mL Syringe | Becton Dickinson | 309659 | |
| BD PrecisionGlide Needle Aiguile BD PrecisionGlide |
Becton Dickinson | 305122 | |
| Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture | Bovie | DEL1 | |
| C57BL/6J | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Recipient |
| Dumont #5/45 Forceps | F·S·T | 11251-35 | |
| Ethicon Ligaclip Multiple -Clip Appliers- | Ethicon | LX107 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | F·S·T | 11150-10 | |
| Glover Bulldog Clamp | Integra | 320-127 | |
| Halsted-Mosquito Hemostats | F·S·T | 13009-12 | |
| Horizon Titanium Ligating Clips | Teleflex | 001201 | |
| Leica M651 Manual surgical microscope for microsurgical procedures | Leica | ||
| Magnetix Fixator with spring lock | CD+ LABS | ACD-001 | |
| Microsurgical Scissor | Jarit | 277-051 | |
| Mouse and Perinatal Rat Ventilator Model 687 | Harvard | 55-0001 | |
| Perfadex Plus | XVIVO | 19850 | |
| Retractor Tip Blunt - 2.5 mm | CD+ LABS | ACD-011 | |
| small animal table | CD+ LABS | ACD-003 | |
| Surgipro Blue 24" CV-1 Taper, Double Armed | Covidien | VP702X | |
| Systane ointment | Alconn | 1444062 | |
| System Elastomer | CD+ LABS | ACD-007 | |
| Terumo Surflo IV Catheter, 20 G x 1 in | Terumo Medical Corporation | SR-OX2025CA | |
| VMT table Top | benson | 91803300 |
References
- Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).
- Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation. 70 (6), 857 (2000).
- Dutly, A. E., et al. A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation. Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).
- Wagnetz, D., et al. Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs. Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).
- Hirayama, S., et al. Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways. Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).
- Watanabe, T., et al. Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Transpl Immunol. 69, 101467 (2021).
- Matsuda, Y., et al. Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation. Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).
- Suzuki, Y., et al. Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).
- Watanabe, T., et al. A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans. Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).
- Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).
- Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin. Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).
- Sato, M., et al. The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation. J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).
- Okazaki, M., et al. Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants. A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).
- Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
- Watanabe, T., et al. A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).
- Guo, Y., et al. Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels. Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).
