Uma Introdução à Vespas parasitas de * These authors contributed equally

Immunology and Infection

Your institution must subscribe to JoVE's Immunology and Infection section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Parasitóide (parasita) vespas constituem uma classe importante de inimigos naturais de insetos, incluindo muitos

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Small, C., Paddibhatla, I., Rajwani, R., Govind, S. An Introduction to Parasitic Wasps of Drosophila and the Antiparasite Immune Response. J. Vis. Exp. (63), e3347, doi:10.3791/3347 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Protocol

Todo o protocolo para a experiência é dividido em quatro passos (Fig. 9). (1) Cultivar vespas em larvas de mosca, (2) Configurando infecções e preparar o animal para dissecção, (3) Isolamento e fixação hospedeiro / agente estruturas; (4) Analisando os tecidos imunes.

1. Vespas cultura sobre larvas de Drosophila

Manutenção de culturas de vespas requer um planejamento cuidadoso. Em relação ao moscas em crescimento, é bastante trabalhosa. Mantemos nossas colônias da vespa em laboratório de larvas ou pupas da linhagem de Drosophila yw a 24 ° C. Vespas cultura envolve manter uma fonte contínua de anfitriões na fase certa e limpar os "infectados" frascos de moscas que surgem antes que as vespas fazem. Vespas seguir o método de determinação do sexo haplodiploid e por isso é importante que as fêmeas são acasaladas antes que eles infectem os anfitriões.

  1. No dia 1, adicionar uma pequena bagatela de recém-précolar de levedura preparado (feita misturando 1 ml de água em cerca de 1 g de levedura seca activa para um frasco de fresco mosca alimento A receita do alimento mosca não é crítica;. que crescem no meio de moscas corn-meal/sucrose/agar. o local de 50-60 jovens (2-4 dias de idade) yw adulto (ou estirpe de tipo selvagem outro essencialmente) voa a pôr ovos durante 48 horas a 24 ° C.
  2. No dia 3, remover as moscas dos frascos. Colocar um tampão zumbido no frasco com uma gota de mel no lado interior da ficha de zumbido. Mel é diluído 2:01 em água destilada.
  3. Usando CO 2, anestesiar as vespas fêmeas e classificar 6-8 e 6-8 machos que são cerca de 2-3 dias de idade. Adicione-os ao frasco que contém 0-48 horas anfitriões de idade. Observe que as vespas são mais sensíveis às emissões de CO 2 do que as moscas, e você pode ter que calibrar a sua exposição ao gás. Pesquisadores de Drosophila não usar um padrão Drosophila projeto da estação de anestesia. Um bom ponto de partida para anestesiar vespas é para ajustar a pressão de CO 2para cerca de metade do que é necessário para anestesiar moscas.
  4. Recoloque o plugue do zumbido (com mel) no frasco. Delicadamente, coloque o frasco de lado até as vespas acordar.
  5. Coloque esses frascos com larvas de moscas e vespas em 24 ° C incubadora.
  6. Infecções bem sucedidas irá atrasar pupariation ligeiramente. Hosts que sofreram ataque de vespa, mas são capazes de se defender (ou se eles não estão infectados), continuar o desenvolvimento seguindo o cronograma normal e moscas adultas emergem destas pupários bem à frente das vespas.
  7. Dependendo da espécie de vespa e temperatura, vespas eclose em 25-30 dias.
  8. Retire as moscas adultas a partir dos frascos em que as vespas estão em desenvolvimento.

2. Configurando Infecções e Preparação animais infectados para Dissecção

Antes de começar, ter um casal de vidro limpo ou placas de Petri de plástico, um pirex dissecando com 9 depressões, Kimwipes, água destilada (em uma garrafa de esguicho), 70% de etanol (em uma garrafa de esguicho), 1X PBS (em uma garrafa de esguicho), lâminas de microscópio, e uma espátula, pequena limpo à mão.

  1. Para configurar infecções, siga os passos 1-5 acima. Dependendo do experimento, pode ser necessário usar hospedeiros que são mais ou menos no mesmo estádio de desenvolvimento. Para isso, egglays de 2-6 horas pode ser usado para a infecção.
  2. Para colher larvas infectadas (para dissecção de tecidos imunes ou parasitas), remova o conteúdo dos frascos de mosca em um copo pequeno ou placa de Petri de plástico.
  3. Usando um estereomicroscópio e fórceps finos (pinças), cuidadosamente escolher 6-10 larvas, um por um, e colocá-los em uma depressão bem com PBS 1X em primeiro lugar, depois transferi-los em água, etanol a 70%, água, e 1X PBS, sucessivamente. O objectivo destas medidas é libertar os animais do alimento rapidamente e completamente limpar e esterilizar sua superfície. A lavagem em água dilui o etanol ea lavagem final em PBS remove o etanol. Para o Passo 3 abaixo, não é o melhor deixar oanimais em PBS durante mais de 10 minutos.

3. Isolar e Fixação de host / parasite Estruturas

Fundo

A glândula linfática larval é um pequeno órgão hematopoiético 7. No terceiro estádio larval, o gânglio linfático contém uma grande par de lóbulos anteriores que flanqueiam o vaso dorsal (Fig. 3A, 6B-C, 7A-D). Os lóbulos anteriores são divididos em regiões especializadas com propriedades únicas células 7. Progenitores de três tipos de células, plasmatócitos, lamellocytes, e células de cristal residem nos lóbulos anteriores. Células pericárdicas separar os lóbulos anterior a partir da lóbulos menores posteriores. A glândula linfática Drosophila é um modelo para a hematopoiese insetos e mamíferos 8,9.

De gordura corporal é funcionalmente semelhante ao fígado dos mamíferos. A resposta humoral é desencadeada no microbiana gordura corporal seguinte ou infecção vespa 1,4,10. Comoum resultado, uma combinação única de genes de péptidos antimicrobianos são activados e os péptidos são secretados para o hemolinfa 1. O corpo de gordura é também o tecido primário para glicogénio e triglicéridos de produção e de armazenamento 11. O corpo de larvas de gordura ocupa um volume substancial da hemocele e, portanto, ao contrário do gânglio linfático, é fácil de localizar. Vamos agora demonstrar como dissecar a glândula linfática e da gordura corporal a partir de larvas de terceiro estádio.

Antes de começar

Necessita de pinça fina (pinças) e etanol limpos lâminas de microscópio.

Dissecção da glândula linfática larval

  1. Utilizando uma pinça fina, selecione um errante larva de terceiro ínstar mantidas em 1X PBS.
  2. Coloque a larva sobre uma lâmina de microscópio.
  3. Usando uma pinça, a posição do animal com o lado ventral para cima.
  4. O uso de dois pares de pinças, segurar o animal em cada lado da extremidade posterior (pontas de seta 1, fig. 3A) e gcantes puxar a cutícula para introduzir uma lágrima, pequena superficial na cutícula.
  5. A hemolinfa contendo hemócitos, intestino, e gordura corporal começará a escapar da cavidade do corpo. A hemolinfa podem ser tomadas com uma 10 uL "pipetteman" para fazer esfregaços, se necessário.
  6. Colocando as duas pinças, no lado direito do animal sob os ganchos da boca (pontas de seta 2, fig. 3A), suavemente rasgar a cutícula.
  7. Mover ambos os fórceps para o lado esquerdo do animal sob os ganchos da boca (pontas de seta 2, fig. 3A) e cuidadosamente fazer uma outra pequena lágrima.
  8. Enquanto segura a boca ganchos do animal, puxe a cutícula para baixo em direção à extremidade posterior do animal (como se descascando-lo de volta).
  9. À medida que a cutícula é puxado para trás, o cérebro, de gordura corporal, discos imaginais, glândulas salivares, e proventrículo ficará exposta. A cutícula desanexada está agora na extremidade posterior, mas ainda terá o vaso dorsal com a glândula linfática ligado a ele. </ Li>
  10. Corte o proventrículo e movê-lo para longe da área da glândula linfática. A glândula linfática será debaixo do cérebro, mesmo que você não pode ser capaz de vê-lo.
  11. Cuidadosamente arreliar fora a gordura corporal, intestino, glândulas salivares, e outras estruturas que podem estar sentados na glândula. Ter cuidado para não separar o gânglio linfático a partir da glândula anel eo vaso dorsal localizado posterior para o cérebro. A glândula linfa será posicionado plana contra a lâmina de microscópio.
  12. Retire cuidadosamente todos os outros tecidos fora da glândula linfática até toda a glândula se desenvolve a partir dos lobos anterior ao último conjunto de células do pericárdio.

Nota: A glândula linfa adequadamente dissecados terá um par de lóbulos anteriores e dois conjuntos de lóbulos posterior ao longo do vaso dorsal (Fig. 6B). Os lóbulos pode ser facilmente danificado ou pode cair a partir do vaso dorsal. As amostras devem ser manuseados com muito cuidado. A glândula também hcomo uma tendência a encolher ou contrato. Suavemente endireitar o órgão na sua extremidade posterior permite que todas as partes e as células a ser apresentado bem. Isto é especialmente necessário para os protocolos de imunocoloração.

Fay dissecção corpo

  1. Na fase de dissecação da Zeiss 1000 microscópio de dissecação (qualquer estéreo microscópio de dissecção pode ser utilizado), colocar uma caixa de luz que permite que a luz incidente a ser transmitido através da amostra. Posicione uma larva de terceiro estádio do Passo 2 sobre uma lâmina de microscópio em 200 ul de PBS 1X. Inclinar a fonte de luz de distância a partir da amostra de modo a que o organismo aparece transparente e, por conseguinte, é fácil de visualizar os seus órgãos internos.
  2. Utilizando uma pinça posição, o animal de modo que a extremidade anterior é longe de você.
  3. Utilizando uma pinça, mantenha a cutícula da larva no lado esquerdo de ganchos sua boca (ponta de seta 1, a fig. 3B). Usando a pinça outros, gentilmente rasgar a cutícula todo o caminho até a extremidade posterior (arrowhead 2, Fig. 3B). Não rasgue a cutícula longe do corpo na extremidade posterior.
  4. Muito delicadamente iniciar a remoção do intestino para o lado.
  5. Remover suavemente o cérebro, os discos imaginais, ea glândula anel com o gânglio linfático correndo através do vaso dorsal.
  6. Não remova as glândulas salivares desde há gordura corporal aderir a estas glândulas.
  7. Com cuidado, retire a cutícula e deixar o corpo de gordura no slide em 1X PBS.

Nota 1: A gordura corporal tem apenas uma camada de células e é, por conseguinte, importante ter todas as células achatada no mesmo plano sobre a lâmina de vidro. As células são endopolyploid e fácil de visualizar. Uma amostra de corpo bem dissecados de gordura deve manter contactos celulares normais, e deve ter o mínimo de glóbulos de gordura ao redor da amostra dissecado (Fig. 6I, J).

Nota 2: Se os ovos de vespas não são afetados pelo sistema imune do hospedeiro, eles vão initiatdesenvolvimento e quase que imediatamente. Os primeiros estádios de desenvolvimento do parasita (a partir do hospedeiro larva) são facilmente acessíveis a partir do hemocelo dissecado (Fig. 8). Ovos ou larvas de parasitas ou aderir à gordura corporal ou de outros órgãos, ou simplesmente deslizar sobre a lâmina de vidro durante a dissecção.

4. Analisando os tecidos imunes

  1. Ar seco gânglios linfáticos durante 5-10 min e remove 1X PBS a partir da corrediça de gordura corporal antes da fixação por 5-10 minutos com paraformaldeído a 4% preparada em PBS. Cada slide pode ter vários gânglios dissecados para a coloração. Mova slides com as amostras fixas em uma câmara caseira umidificado para as etapas subseqüentes. Esta câmara está preparada pela colocação de duas peças de dobradas, toalhas de papel húmidas, na parte inferior de uma caixa de vazio ponta de plástico micropipeta. Um ou mais lâminas com as amostras podem ser colocados na parte superior do divisor utilizado para segurar as pontas.
  2. Como tal, a análise dos tecidos imunes é efectuado de acordo com métodos padrão quecombinar na rotulagem celular vivo e 4 imunohistoquímica indireta.

5. Os resultados representativos

  1. Wasp infecção ativa a expressão do repórter via Toll Drosomycin-GFP (Fig. 6G, J). Nesta experiência, o efeito de vespa de infestação na expressão do gene é visualizada in vivo utilizando um GFP-repórter ligado ao promotor Drs. 12. Em animais de controlo não infectados, a expressão da GFP não é detectado. O sinal de GFP é claramente detectado no citoplasma e núcleo das células do corpo gordo, dissecados a partir de animais infectados com L. victoriae. Para obter os melhores resultados, a proporção de vespas: hosts devem ser 1:10. A infecção deve durar pelo menos 2 horas. Após a infestação, os Drs. intensifica-GFP sinal e muitas células de gordura corporal são GFP-positivo, mesmo até 72 horas 1,4.
  2. Infecção vespa induz a diferenciação de lamellocytes no lglândula ymph (Fig. 6D). Lamellocytes cercar e impedir o desenvolvimento de vespa (Fig. 6H). Glândulas linfáticas são dissecados para visualizar as alterações celulares induzidas nos lobos anterior após L. victoriae infecção. Recém-diferenciadas lamellocytes estão presentes na periferia dos lóbulos dissecados; lamellocytes são marcados com um transgene GFP que é impulsionada pelo potenciador disforme (MSNF9-GFP). Todas as células são visualizadas com a actina filamentosa utilizando rodamina marcado faloidina. Note-se que a integridade dos lóbulos anteriores é interrompida nessas glândulas como a membrana basal, que normalmente envolve o lobo continuamente (Fig. 6C), é agora descontínuo (Fig. 6D). A partir dos mesmos dissecações, lamellocytes na hemolinfa também pode ser visualizada em esfregaços (Fig. 6G), alguns dos quais estão associados com a estrutura da cápsula formada para bloquear o desenvolvimento do parasita (Fig. 6H).
  3. Sproteína pätzle é expressa na maioria das células do gânglio linfático larval (Fig. 7C, D). Para detectar SPZ nos gânglios linfáticos dissecados, seguimos um protocolo padrão para a coloração de células do gânglio linfático com anticorpos policlonais anti-SPZ anticorpos 4. In vivo, SPZ aumento níveis em células dos gânglios linfáticos após a infecção vespa (compare painéis fig. 7C, E com 7G, I, e 7D painéis, F com 7H, J).
  4. Estágios iniciais e finais de desenvolvimento de larvas de vespa de acolhimento e pupas (Fig. 8). Para examinar as fases de desenvolvimento de vespas, lagartas infectadas, são dissecados em momentos diferentes após a oviposição. Aqui nós mostramos uma amostragem dessas etapas de Leptopilina spp. De tipo selvagem infectado D. melanogaster hospeda.

A Figura 1
Figura 1. Diferentes espécies de vespas e postura de um ovo de vespa. Todas as imagens foram obtidas utilizando um microscópio estereoscópico Leica. A Trichopria vespa fêmea drosófilas oviposita ovo em um D. melanogaster pupa. Ampliação B de oviposição de Trichopria drosófilas em acolhimento pupa pontos. C melanizadas indicam a cicatrização no local da oviposição. D L. boulardi do sexo masculino. E G. xanthopoda fêmea. F L. victoriae fêmea. G L. heterotoma macho (à esquerda) e fêmea.

A Figura 2
Figura 2. Os ciclos de vida que mostram a mosca / vespa corrida armamentista. Resultados de oviposição em um dos dois resultados. As reacções quer imune do hospedeiro ter sucesso para bloquear o desenvolvimento da vespa (à esquerda), ou a vespa frustra respo imune do hospedeiroNSES e consegue (à direita). Modificado de Melk e Govind, 1999 18.

A Figura 3
Figura 3. Larvas terceiro instar mostrando os órgãos de interesse antes de dissecção. Todas as imagens foram obtidas usando um estereomicroscópio Leica. Um hml> larva GFP com GFP (verde) de fluorescência (seta) em células individuais do gânglio linfático indica a localização geral do gânglio linfático em um animal intacto. A larva foi fotografada com lentes de campo de fluorescência e brilhante. Pontas de seta aponta para locais importantes para o protocolo de dissecção linfa glândula descrito no texto. B Cg> larva GFP com GFP expressão na gordura corporal para indicar a localização do órgão em um Anim intactaai. Pontas de seta aponta para locais importantes para o protocolo de gordura corporal dissecção descrito no texto.

A Figura 4
Figura 4. Imuno-circuito genético da resposta imune do hospedeiro contra os componentes principais parasitóides ataque. Da via Toll são mostrados. Spätzle (SPZ) é ativado pela enzima protease processamento Spätzle, SPE. Ativado SPZ serve como ligante para Toll. Sinalização intracelular leva à ativação de fatores de transcrição NF-kB, dorsal e Dif. Cacto serve como inibidor da via do IkB. Activação do Drosomycin, uma canónicas Ligação do gene alvo via, pode ser monitorizado utilizando linhagens de moscas transgénicas com o repórter da GFP (ver fig. 6I, J).

A Figura 5
Figura 5. A encapsulação em resposta a L. infestação em victoriaeHospedeiros Serpent> GFP-dl de Drosophila. Um potenciador do gene da serpente é expressa em células de sangue 13. Quando este potenciador dirige a expressão da proteína de fusão GFP-dorsal em um transgene, dorsal é detectado através da fluorescência verde da GFP em alguns plasmatócitos e lamellocytes que compõem as cápsulas e agregados. Todas as imagens foram obtidas utilizando um microscópio Zeiss LSM confocal. Um ovo de L. ampliações Lamellocytes victoriae. BD (setas brancas) na extremidade posterior do expresso ovo GFP-dorsal. Cd maior da amostra no painel B. EH amostras são contrastadas com rodamina-faloidina marcado para visualizar actina filamentosa (F-actina, vermelho) e com Hoechst 33258 para visualizar o DNA (azul). E Encapsulated ovo de L. victoriae. cápsula F melanizadas de L. victoriae. GH L. victoriae INFEction induz células do sangue (plasmatócito e lamellocyte) agregação.

A Figura 6
Figura 6. As respostas imunes contra a infecção de vespa. Imagens em painéis A e B foram obtidos usando um Zeiss Axio Scope. Imagens em painéis CJ foram obtidos utilizando um microscópio confocal Zeiss LSM. Uma larva Anfitrião mostrando ovo de vespa melanizadas encapsulado (seta) através da cutícula transparente. B Representante terceiro instar larval glândula linfática corados com Hoechst 33258 revela células de todos os lobos e intercalados células pericárdicas. Barra de escala representa 100 μ. CJ Todas as amostras foram contrastadas com Hoechst 33258 (para núcleos rótulo) e faloidina rodamina (para rotular F-actina). CD Anterior lóbulos linfáticos glândula de controle (C) e L. victoriae infectadas (D) MSNF9-GFP animais. Nos animais infectados, expressão MSNF enhancer, específicos para lamellocytes 14, é detectada com um repórter da GFP nuclear. Plasmatócitos E isoladas a partir de animais não infectados não expressam GFP. Estes animais têm muito poucos ou nenhuns lamellocytes. F Plasmatócitos (GFP-negativo seta curta) e recém-diferenciados, lamellocytes maiores (setas longas) com expressão GFP nuclear fraca de L. victoriae infectado MSNF9-GFP larva. plasmatócitos G livres e agregados e lamellocytes da hemocele de um L. victoriae infectado larva Drs.-GFP. Expressão do repórter Drs.-GFP é activado em alguns plasmatócitos (seta pequena), mas não em lamellocytes (setas longas) pós-infecção. H encapsulados e larva vespa melanizados de L. boulardi-infectados MSNF9-GFP larva hospedeira. Numerosos MSNF9-GFP positivas lamelloctyes cercam a larva da vespa (estrutura escuro; seta grossa) e exibem expressão GFP forte nuclear (setas longas). Esta panel anteriormente publicado no PLoS One 15. células do corpo IJ gordos dissecado a partir de não infectado (I) e L. victoriae-infectado (J) larva Drs.-GFP. GFP é nuclear e citoplasmática em células de gordura corporal de animais infectados. Clique aqui para ver maior figura .

A Figura 7
Figura 7. Spätzle expressão após a infecção vespa parasitóide. As amostras foram contra AJ com Hoechst 33258 para visualizar DNA. Todas as imagens foram obtidas utilizando um microscópio Zeiss LSM confocal. Lobos AF Anterior dissecados a partir de larvas yw não infectada. As amostras foram processadas para imunocoloração indirecta sem anticorpo primário (A e B) ou com anti-SPZ anticorpo (vermelho; C, D, E, F) e contrastadas com Alexa Farinha faloidina-a etiqueta F-actina em células (verde;. B, D, F) lobos GJ Anterior dissecados a partir de larvas yw infectado e corados com anticorpo anti-SPZ (vermelho, G, H, I, J) e Alexa Fluor-faloidina (verde; painéis. H, J) EF ampliações mais elevadas de amostras em C e D, respectivamente ampliações. IJ mais elevadas das amostras em G e H, respectivamente. Barras de escala em painéis de AD, G, H representam 50 um.

A Figura 8
Figura 8. Fases de larva e pupa de L. heterotoma e L. boulardi. fases individuais foram isolados a partir de larvas ou de pupas infestação pós mosca hospedeiros, como indicado. Todas as imagens foram obtidas utilizando um Zeiss Axio Scope. Top linha AF L. estágios heterotoma, 1-6 dias após a infecção. inferior linha AF pós-embrionário L. estágios boulardi, 4 a 12 dias após infecção.

A Figura 9 Figura 9. Fluxograma do protocolo experimental.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Interesse em vespas parasitas de Drosophila está surgindo como técnicas moleculares para decodificar genomas inteiros se tornar eficiente e rentável. No entanto, em relação aos seus excepcionalmente bem estudadas anfitriões, muitos aspectos fascinantes da biologia vespa permanecem obscuros. Estes incluem questões relacionadas com a gama de hospedeiros, imunossupressão, superparasitismo e comportamento. O foco desta apresentação foi demonstrar os efeitos da infecção nos tecidos imunes a mosca. As técnicas de dissecação demonstrado aqui pode ser utilizado para a análise da expressão do gene ao nível do ARN (hibridização in situ), ou para a extracção de ácido nucleico para microarrays ou PCR, ou para análises ocidentais de proteínas. Uma grande variedade de linhagens de moscas estão disponíveis nos centros e laboratórios de pesquisa de ações individuais para manipular e rotular as células imunológicas. A escolha de linhagens de moscas é ditada pelas questões experimentais. Estas técnicas de dissecação também pode ser utilizado para a análise de imunetecidos de outras espécies de Drosophila.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Não há conflitos de interesse declarados.

Acknowledgments

Somos gratos ao Prof Todd Schlenke para Trichopria drosófilas, Prof Ip Tony para linhagens de moscas transgénicas, e Carl Prof Hashimoto para anti-Spätzle anticorpos. Agradecemos membros presentes e passadas de laboratório para suas contribuições para esta apresentação. Este trabalho foi financiado pelas subvenções seguintes: a partir de NIH (S06 GM08168, RISE 41399-009, e-RR03060 G12), USDA (NRI / USDA CSREES 2006-03817 e 2009-35302-05277) e PSC-CUNY.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Yeast Fisher Scientific S80245-3 Active Dry
Fly Food Home made Corn meal, sugar Standard
Honey Dutch Gold From the store Clover
Vials Fisher Scientific AS514
Cotton plug/Foam stopper Fisher Scientific 14-127-40A
Spatula Fisher Scientific 21-401-15
Pyrex dissecting dish Fisher Scientific 50-930-382 9-well
Microscope slides pre-cleaned Fisher Scientific 7101 25.4 mm x 76.2 mm
Glass coverslips Pearl D12544 22 x 50
Glass coverslips Pearl G12544 22 x 60
Pasteur Pipette J H Berge 71-5200-05
100 mm Tweezers Sigma-Aldrich T-4662 Style # 5
Wash Bottle Fisher Scientific 03-409-22A Fisherbrand
Kim Wipess Fisher Scientific 34155 Kimberly Clark
Paper Towel Fisher Scientific Fisher X-101-C 1/8 x 13 1/8 in.
Leica stereomicroscope Empire Imaging Systems, INC. 10446208 MZFLIII
Zeiss Stereomicroscope Carl Zeiss, Inc. 000000-1006-126 "Stemi" 1000 or 2000-C
Light Source -LED Gooseneck illuminator Fisher Scientific 12563501
Stage Carl Zeiss, Inc.
Zeiss Laser 510 Scanning Confocal Microscope Carl Zeiss, Inc.
Incubator Thermo Fisher Scientific, Inc. 815
Dulbecco’s Phosphate-Buffered Salt Solution 1X Fisher Scientific MT-21-030-CM Mediatech
Ethanol Fisher Scientific 64-17-5 99.5 %
Formaldehyde (37% w/w) Fisher Scientific F79-1
H–chst 33258 Molecular Probes, Life Technologies H-1398 0.2 μg/ml Excitation 352 nm; Emission 461 nm
Rhodamine phalloidin Molecular Probes, Life Technologies R415 200 units/ml (6.6 μM) Excitation 546 nm; Emission 565 nm
Alexa Fluor 488 phalloidin Molecular Probes, Life Technologies A22289 Excitation 495 nm; Emission 518 nm 300 units/ml
CO2 tank TW Smith
Anti-Spz antibody Gift Dr. C. Hashimoto (Yale)
Secondary antibody TRITC-conjugated donkey anti-rabbit, concentration 1:50. Jackson ImmunoResearch 711-165-152 Detected at Excitation 546 nm; Emission 565 nm
Antifade MP Biomedicals ICN10274790 0.08 mg of N-propyl gallate in 20 ml of 50% glycerol in 1X PBS
Wasp Strains Fly Strains
L. victoriae16 y w
L. boulardi 171 UAS-GFP-Dorsal17
L. heterotoma2 SerpentHemoGal413
L. heterotoma 141 MSNF9-moCherry14
Trichopria drosophilae MSNF-GFP15
G. xanthopoda18 y w Serpent-Gal4 UAS GFP-Dorsal/Basc4
y w ; Drosomycin-GFP/CyO y+12

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Schlenke, T. A., Morales, J., Govind, S., Clark, A. G. Contrasting infection strategies in generalist and specialist wasp parasitoids of Drosophila melanogaster. PLoS Pathog. 3, 1486-1501 (2007).
  2. Chiu, H., Morales, J., Govind, S. Identification and immuno-electron microscopy localization of p40, a protein component of immunosuppressive virus-like particles from Leptopilina heterotoma, a virulent parasitoid wasp of Drosophila. J. Gen. Virol. 87, 461-470 (2006).
  3. Gueguen, G., Rajwani, R., Paddibhatla, I., Morales, J., Govind, S. VLPs of Leptopilina boulardi share biogenesis and overall stellate morphology with VLPs of the heterotoma clade. Virus Res. 160, 159-165 (2011).
  4. Paddibhatla, I., Lee, M. J., Kalamarz, M. E., Ferrarese, R., Govind, S. Role for sumoylation in systemic inflammation and immune homeostasis in Drosophila larvae. PLoS Pathog. 6, e1001234 (2010).
  5. Sorrentino, R. P., Carton, Y., Govind, S. Cellular immune response to parasite infection in the Drosophila lymph gland is developmentally regulated. Dev. Biol. 243-265 (2002).
  6. Sorrentino, R. P., Melk, J. P., Govind, S. Genetic analysis of contributions of dorsal group and JAK-Stat92E pathway genes to larval hemocyte concentration and the egg encapsulation response in Drosophila. Genetics. 166, 1343-1356 (2004).
  7. Jung, S. H., Evans, C. J., Uemura, C., Banerjee, U. The Drosophila lymph gland as a developmental model of hematopoiesis. Development. 132, 2521-2533 (2005).
  8. Krzemien, J., Crozatier, M., Vincent, A. Ontogeny of the Drosophila larval hematopoietic organ, hemocyte homeostasis and the dedicated cellular immune response to parasitism. Int. J. Dev. Biol. 54, 1117-1125 (2010).
  9. Martinez-Agosto, J. A., Mikkola, H. K., Hartenstein, V., Banerjee, U. The hematopoietic stem cell and its niche: a comparative view. Genes Dev. 21, 3044-3060 (2007).
  10. Lemaitre, B., Hoffmann, J. The host defense of Drosophila melanogaster. Annu. Rev. Immunol. 25, 697-743 (2007).
  11. Schlegel, A., Stainier, D. Y. Lessons from "lower" organisms: what worms, flies, and zebrafish can teach us about human energy metabolism. PLoS Genet. 3, e199 (2007).
  12. Ferrandon, D., Jung, A. C., Criqui, M., Lemaitre, B., Uttenweiler-Joseph, S., Michaut, L., Reichhart, J., Hoffmann, J. A. A drosomycin-GFP reporter transgene reveals a local immune response in Drosophila that is not dependent on the Toll pathway. EMBO J. 17, 1217-1227 (1998).
  13. Bruckner, K., Kockel, L., Duchek, P., Luque, C. M., Rorth, P., Perrimon, N. The PDGF/VEGF receptor controls blood cell survival in Drosophila. Dev. Cell. 7, 73-84 (2004).
  14. Tokusumi, T., Shoue, D. A., Tokusumi, Y., Stoller, J. R., Schulz, R. A. New hemocyte-specific enhancer-reporter transgenes for the analysis of hematopoiesis in Drosophila. Genesis. 47, 771-774 (2009).
  15. Tokusumi, T., Sorrentino, R. P., Russell, M., Ferrarese, R., Govind, S., Schulz, R. A. Characterization of a lamellocyte transcriptional enhancer located within the misshapen gene of Drosophila melanogaster. PLoS One. 4, e6429 (2009).
  16. Morales, J., Chiu, H., Oo, T., Plaza, R., Hoskins, S., Govind, S. Biogenesis, structure, and immune-suppressive effects of virus-like particles of a Drosophila parasitoid, Leptopilina victoriae. J. Insect Physiol. 51, 181-195 (2005).
  17. Bettencourt, R., Asha, H., Dearolf, C., Ip, Y. T. Hemolymph-dependent and -independent responses in Drosophila immune tissue. J. Cell Biochem. 92, 849-863 (2004).
  18. Melk, J. P., Govind, S. Developmental analysis of Ganaspis xanthopoda, a larval parasitoid of Drosophila melanogaster. J. Exp. Biol. 202, 1885-1896 (1999).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics