En experimentell modell för att studera Tuberculosis-Malaria Coinfection på Natural Överföring av Mycobacterium tuberculosis Och Plasmodium berghei

Immunology and Infection
 

Summary

Tuberkulos och malaria är två av de vanligaste infektioner hos människor och viktigaste orsakerna till sjuklighet och dödlighet i fattiga befolkningar i tropikerna. Vi etablerade ett experimentellt modellsystem för att studera resultatet av coinfection malaria-tuberkulos hos möss efter utmaning med både patogener via deras naturliga smittväg.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Mueller, A. K., Behrends, J., Blank, J., Schaible, U. E., Schneider, B. E. An Experimental Model to Study Tuberculosis-Malaria Coinfection upon Natural Transmission of Mycobacterium tuberculosis and Plasmodium berghei. J. Vis. Exp. (84), e50829, doi:10.3791/50829 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Coinfections inträffar naturligt på grund av den geografiska överlappningen av olika typer av patogena organismer. Samtidiga infektioner troligen modulera respektive immunsvar mot varje enskild patogen och kan därmed påverka patogenes och sjukdoms utfall. Coinfected patienter kan också reagera på olika sätt på anti-infektiösa ingripanden. Coinfection mellan tuberkulos som orsakas av mykobakterier och malariaparasiten Plasmodium, som båda är coendemic i många delar av Afrika söder om Sahara, har inte studerats i detalj. För att närma sig den utmanande men vetenskapligt och kliniskt mycket relevant fråga hur coinfection malaria-tuberkulos modulerar värd immunitet och kursen för varje sjukdom, etablerade vi en experimentell musmodell som tillåter oss att dissekera de framkallade immunsvar mot både patogener i koinfekterade värd . Notera, för att de flesta exakt härma naturligt förvärvade mänskliga infektioner, vi utför experimentellinfektioner i möss med både patogener genom sina naturliga smittvägar, dvs aerosol-och myggbett, respektive.

Introduction

Mänskliga populationer är sällan utsatta för endast en patogen. Särskilt i områden med hög förekomst av infektioner, t.ex. Afrika söder om Sahara, coinfections utgör ett utmärkt men mycket underskattad folkhälsoproblem. Tuberkulos och malaria är de vanligaste bakterie-och parasitinfektioner hos människor, respektive och fortfarande stora orsakerna till sjuklighet och dödlighet i fattiga befolkningar i tropikerna. Trots den breda geografiska överlappningen mellan tuberkulos och malaria och det stora antalet personer som riskerar att coinfection, är mycket lite känt om samspelet mellan de olika och ofta motverkande immunregulatorer och effekten samtidigt framkallade mot malariaparasiter och tuberkelbacillerna i coinfected individer.

Gnagare modeller av blandinfektioner tillåter karakterisera differentialimmunreaktioner mot olika patogener i en värd, alltså belysa den ömsesidiga inflytandenader moduler patologi och kliniska resultatet av den enskilda sjukdomen, vilket också kommer att bidra till att identifiera nya rekommendationer för behandling och prevention. Vi har etablerat en experimentell musmodell som gör det möjligt för oss att undersöka konsekvenserna orsakade av samtidig infektion med Mycobacterium tuberculosis (Mtb) och gnagare Plasmodium arter inom samma värd 1. Viktigt är att efterlikna naturligt förvärvade infektioner hos människor så nära som möjligt, implementerar vår modell de naturliga infektionsvägarna som används av både patogener. Tuberkulos är en luftburen infektion, som därför huvudsakligen manifesteras i lungorna. Den smittämnen, är Mtb överförs av personer med aktiv sjukdom via aerosol vägen när de utvisa smitt aerosoldroppar under hostar eller nyser. Således är aerosol infektion lämplig metod för att efterlikna naturlig infektion. Generering av luftburna partiklar som innehåller Mtb kan uppnås genom användningav ett inandningsexponering systemet. Denna hela kroppen exponeringskammare tillåter exponera försöksdjur till Mtb innehållande infektiösa aerosoldroppar (figur 1), vilka inhaleras i alveolerna i lungorna där infektion initieras 2.

Malaria, å andra sidan är en vektorburen sjukdom som orsakas av protozo apicomplexan parasiten Plasmodium som naturligt överförs genom bett av en kvinnlig Anopheline mygga. Under blodmjöl, är smitt sporozoites deponerats enligt värd huden och därefter når levern via blodet. Inom hepatocyter de utvecklas och snabbt föröka sig i levern-stegs schizonter. Så småningom mogna schizonter brista och släppa tusentals patogena första generationens merozoites in i blodomloppet där de startar en progressiv cykel av röda cellinvasion, replikering, röd cell bristning, och reinvasion 3. Den Plasmodium livscykel Continderingar som vissa merozoites utvecklas till sexuella parasitstadier, de manliga och kvinnliga gametocyter, som kan tas upp av myggor under blod måltider. I mygga, Plasmodium sporozoites utvecklas inom oocystor som bor i mygga midgut och så småningom migrera till spottkörtlarna och därefter vidarebefordras till en annan värd 3,4.

Även i experimentella djurmodeller leveransen av Mtb via aerosol och därmed mest relevanta väg är mycket vanligt, har många experimentella gnagare Plasmodium infektionsstudier, inklusive studier om malaria-tuberkulos coinfection 5-7 genomförts genom att infektera möss med parasiterade erytrocyter, vilket ger upphov till blod-scenen malariainfektion medan exklusive kliniskt tysta lever-scenen fasen. Emellertid är levern skede ett obligatoriskt steg under infektion och relevant med avseende på anti-plasmodial immunitet 8-11. Vi anser det därför viktigt att inkludera lever phase för malariasmitta och underhåll i studier av både malaria och coinfection malaria-tuberkulos, respektive. Dessutom har det visats att naturligt överförda sporozoiter är mer smittsam än de överförs via nål infektioner 12, vilket föranledde oss att etablera malariainfektion genom myggbett istället för att injicera isolerad spottkörtel som härrör sporozoiter. Det enda sättet att få smittsamma myggor för naturlig överföring av malariaparasiter är att behålla hela livscykel parasiten i både vertebratvärden (här musen) och mygga vektor. Således är oundviklig tillgång till en insectary för parasit underhåll för att utföra naturlig överföring av bettet.

Vår protokoll som beskrivs här har utvecklats för att undersöka hur coinfection med Plasmodium sporozoites effekter på kronisk tuberkulos 1. För att göra detta, möss aerosol infekterade med M. tuberkulos och 40 dagar senare, då M. tuberkulosinfektion har nått den kroniska fasen, möss utsätts för malaria-smitt myggor. Resultatet av både malaria och tuberkulos i coinfected djur kan följas genom att övervaka blod parasitemia och bakteriehalten i vävnaden, respektive. I våra protokoll, beskriver vi i detalj hur man infektera möss med både patogener via deras naturliga infektionsvägen och hur för att bekräfta framgångsrik patogen överföring. I våra händer, är vanligen uppnått infektionsfrekvensen för både experimentella infektioner 100%. Dessa protokoll kan användas för att studera både infektioner separat eller, som vi gör, för att modellera och studera coinfection mellan två av de mest utmanande humana infektionssjukdomar. Denna modell är tillämplig på andra Mycobacterium och gnagare Plasmodium arter utöver de som beskrivs i detta protokoll.

Protocol

Säkerhetsåtgärder och Etik Statement

De studier som presenteras här innebär arbete med mänskliga patogener Mtb och gnagare malariaparasiten Plasmodium berghei (P. berghei). Experiment med Mtb (stam H37Rv) och P. berghei måste utföras under lämpliga biosäkerhet förhållanden. Biosäkerhetsnivå (BSL) 2 laboratorier krävs för gnagare malariaparasiter såsom P. berghei och BSL 3 med avseende på Mtb och följaktligen för alla saminfektion studier som beskrivs häri. OBS: Möss infekterade med Mtb inte sprida smittan till andra möss i omedelbar närhet (vår egen observation). Sprid till försöksledaren kan därför uteslutas, men lämpliga skyddskläder måste bäras inne i BSL 3 laboratorium vid alla tillfällen. Enligt våra regler, praktiker bär kirurgiska buskmarker, hårnät, engångs respiratorer, och två par handskar, varav den yttre är kasseras när som helst arms dras ut ur skåpet. Nya sätts på innan du kommer in i skåpet igen. Två containrar, en med 2% Buraton (OBS: andra desinfektionsmedel som godkänts för att inaktivera Mtb kan användas på godkänd koncentration) för vätska och infekterat material avfall och en för ytan sanering, bereds före försöket och placeras inuti skåpet. Dessutom kommer plastpåsar skall användas för fast noninfectious avfall. Enligt tyska regler, allt arbete i samband med hantering och bearbetning av Mtb kulturer eller vävnad som härrör från Mtb infekterade möss måste utföras i en klass 2 biosäkerhet skåp inom en BSL3 lab. Vid hantering mykobakterier, åtgärder måste vidtas för att undvika uppkomsten av aerosoler.

Kvinna C57BL / 6 möss (Charles River) som är mellan 6-8 veckor användes för alla coinfection experiment och underhållas under särskilda spärrvillkor i BSL 3 anläggningar. Djuromsorg och experiment var performed enligt protokoll som godkänts av den etiska kommittén för djurförsöksministeriets för jordbruk, miljö och landsbygdsområden i delstaten Schleswig-Holstein

För att få malaria mygga stadier, var NMRI möss köptes från Charles River Laboratory, Sulzfeld, Tyskland och hålls under specifika patogenfria förhållanden inom universitetet Heidelberg djuranläggning (IBF). Alla djurförsök utfördes enligt europeiska regler och godkännas av de statliga myndigheterna i Baden-Württemberg (Regierungspräsidium Karlsruhe).

1. Aerosol Infektion av möss med Mtb med en Glas-Col Aerosol avdelningen

Det bästa sättet att standardisera aerosol infektion av försöksdjur med Mtb är att använda mykobakterier från frysta lager med kända CFU titer. För att bereda stamkulturer, kultur Mtb i Middlebrook 7H9 buljong kompletterad med OADC (oljesyra, Albumin, Dextros, Katalas) anrikningsmedium och 0,05% Tween 80, en kolkälla för mykobakterier och åtgärder för att undvika bakteriell hopklumpning på samma gång. Kulturer bör ha en OD ≤ 1 vid tidpunkten för skörd. Vid högre OD, bakteriella klumpar ökar och livskraft minskar. Förvara 1 ml alikvoter vid -80 ° C. Bestäm antalet livskraftig kolonibildande enheter (CFU) i frysta lager genom bordläggningen en serie av 10-faldiga spädningar av tre oberoende flaskor på 7H11 agarplattor kompletterade med 0,5% glycerol, 1 g / L asparagin, och OADC och räkna kolonier efter 4 veckor av inkubation vid 37 ° C. Utför aerosol infektion som beskrivs nedan.

  1. Tina Mtb lager av kända CFU titer och noggrant blanda suspensionen fem gånger för att skingra bakterie klumpar med hjälp av en 1 ml spruta med en 27 G nål. Undvik produktion av aerosoler.
  2. Beroende på önskad infektionsdosen, överföra erforderlig volym i mykobakteriens lager iett 50 ml rör som innehåller steril PBS. Den slutliga volymen är 6 ml. OBS: Genom att variera antalet mikroorganismen i denna suspension var andelen bakterier försedda aerosoldroppar varieras. Vi siktar vanligtvis på ett upptag av 100 livskraftig baciller per lunga (lågdos-infektion). Enligt vår erfarenhet, kräver denna i närheten av 1-2 x 10 6 Mtb / ml i en total volym av 6 ml, varav 5,5 ml nebuliserad (se nedan). Det rekommenderas att göra en serie experimentella aerosol utmaningar med olika koncentrationer av bakterier för att hitta idealiska förutsättningar för din infektion. Av följande skäl hög dos infektioner med upp till 5.000 mykobakterier kan göras för att snabba på infektionsprocessen, så få som 5 bakterier kan användas för att framgångsrikt infektera möss med aerosol. Infektionen hastigheten är vanligen 100%.
  3. Ta tillräcklig volym (beredd på över slutlig volym krävs) för plätering att bestämma inokulat titer, vi brukar ta bort 500 l till tallrik tekniska tre exemplar.
  4. Placera djur ien fackindelade mesh korg (en mus per korg) i den cirkulära aerosol kammaren och stäng locket till aerosol kammaren. OBS: Andra modeller är utrustade med en paj formad korg som består av fem individuella fack, som var och en rymmer 20 möss.
  5. Fäst Venturi-nebulisatorn till de tre rostfria ledskål.
  6. Avlägsna det mykobakteriella suspensionen från 50 ml rör med en 10 ml spruta utrustad med en 18 G trubbig nål och bära sprutan till aerosol kammaren i en låda avslutad transport.
  7. Avlägsna skruvlock av nebulisatorn och försiktigt injicera mykobakterier suspensionen i nebulisatorn. Undvik generering av aerosoler. Kasta sprutan i en avfallsbehållare innehållande 2% Buraton. Täta nebulisator med skruvlock.
  8. Slå på huvudströmbrytaren och UV-lampan. Displayen på manöverpanelen visar "Glas-Col Apparatus Co".
  9. Vrid programväljaren på. Displayenvisa "Är nebulisatorn redo?" "Är korg laddad?" Tryck på Enter när du är klar ". Tryck på retur.
  10. Displayen visar "Enter Värm Time 900", vilket innebär att förvärmning tiden för förbränningsanläggningen (som sanerar frånluften) är 900 sek. Tryck på retur.
  11. Displayen visar "Enter dimmun tid 1800", vilket innebär att dimmuntiden är satt till 1.800 sek som standard. För att förlänga dimmun tid, skriv in "2400" och tryck enter. OBS: Under dimmuncykeln, luft under tryck finfördelar fjädring, och därmed generera mindre aerosoler innehållande mykobakterier. När huvudluftströmmen, dessa droppar (cirka 2-5 ^ m i storlek) transporteras in i aerosolkammaren.
  12. Displayen visar "Skriv CD Time 1800", vilket innebär att det förfall cykeln tar 1.800 sek. Ställ in på "2400" och tryck enter. OBS: Under denna cykel, molnet som har byggts up i aerosol kammaren under dimmuncykeln kan sönderfalla. De små dropparna inandning av försöksdjuren.
  13. Displayen visar "Enter december Time 900", vilket innebär att UV-ljuset dekontamineringscykel tar 900 sek. Tryck på retur. Maskinen startar cykling genom förvärmning, dimmun, moln förfall och UV-sanering.
    VARNING: Vakuumflödesmätare bör ange 60 kubikfot / tim (kontrollera när förvärmning cykeln startar, justera vakuumreglerventil om det behövs) och tryckluftsflödesmätare 10 kubikfot / tim (kontrollera när finfördelning cykel startar, justera luftreglerventil i enlighet därmed ).
  14. När cykeln är klar, kommer knappsatsen att visa "Process Complete - Ta Specimen". Stäng av programmet, UV och huvudströmbrytaren.
  15. Kontrollera om det mykobakteriella fjädring har nebuliseras helt och om inte, spela in den återstående volymen genom att försiktigt ta bort suspensionen med en lämplig spruta meden 18 G trubbig nål. Den återstående volymen bör inte vara mer än 1 ml.
  16. Ta nebulisatorn från lederna och placera den i en kastrull med 2% Buraton i minst 2 timmar, vanligen desinfektion gjort O / N. Efteråt överföra nebulisatorn till en fräsch kastrull och skölj noga med vatten. Lämna nebulisator lufttorka.
  17. Öppna aerosolkammaren och återgå djuren till sina burar. Bag korgarna i autoklav väskor och autoklav. Rengör ytorna på insidan av aerosol kammare med 2% Buraton OBS:. Av säkerhetsskäl bör en eldriven luftrenande andningsutrustning bäras under denna procedur.
  18. Med hjälp av de återstående 500 | il av det mykobakteriella suspension (se steg 1.3) plate 10-faldiga utspädningar av en teknisk tre exemplar (3 x 100 | il) på 7H11 agarplattor.

2. Verifiera Upptag av Önskad CFU i lungorna

En dag efter aerosol infektion av försöksdjur bestämma bakterie loannons i lungorna hos utsedda kontrolldjur i syfte att kontrollera spridningen av den önskade CFU. OBS: Vi utser vanligtvis en extra grupp av 3-5 möss för dag 1 CFU beslutsamhet.

För att övervaka loppet av Mtb infektion med tiden, kan det mykobakteriella vävnadsbörda granskas av plätering seriespädningar av hela homogenorgan för CFU beslutsamhet. Lungan är den primära platsen för sjukdomen manifestation i tuberkulos men mjälte, lever och lymfkörtlar brukar analyseras i enlighet därmed. De utspädningar som skall pläteras är beroende av den förväntade mykobakteriell belastning i de organ, som är beroende av den ursprungliga inoculum (låg dos vs hög dos), vilket ger upphov till olika bakteriella belastningar i vävnad, såväl som på den kroppsdel ​​och tidspunkten till analyseras. Vid infektion låg dos, bakteriehalten på Mtb H37Rv i lungan når vanligen en platå mellan dag 25-30.

  1. Placera euthanized djur (Eutanasi: CO 2 kvävning ellerterminal anestesi) på absorberande papper på en dissekera ombord i en klass II biosäkerhet skåp och desinficera möss med 70% etanol. OBS: 70% alkohol är endast yta sanering och kommer inte döda Mtb.
  2. Gör ett litet snitt i mitten av buken och dra in mushud ovanför huvudet.
  3. Öppna buken och bröstkorgen med kirurgisk sax och ta bort bröstväggen, så att lungorna är åtkomliga.
  4. Avlägsna lungorna och överför till ett 15 ml rör med homogeniseringsbuffert (sterilt vatten / 1% volym / volym Tween 80/1% vikt / volym albumin).
  5. Med hjälp av kolven av en 5 ml spruta stam lungor genom 100 nm siktar in i en liten petriskål.
  6. Flush siktar flera gånger med en 1 ml pipett utrustad med en barriär spets och distribuerar lungan homogenatet bland 8 agarplattor (ca 250 l / plattan,. Se till att de har en väl torkad yta).
  7. Försiktigt platta proverna använda engångsspridare som bortskaffas i 2%Buraton.
  8. Lämna agarplattor torka inuti skåpet. Täta varenda tallrik med parafilm, linda in i aluminiumfolie och inkubera upprätt vid 37 ° C under minst 4 veckor.

3. Konstruktion av Escape säker Mosquito Burar

Gnagare Plasmodium stammar är inte skadliga för människor. Eftersom Mtb-infekterade möss är mottagarna av parasiten och arbetet sker under BSL 3 förhållanden, försiktighetsåtgärder är nödvändiga för att förhindra att myggor från att fly sina burar. Beroende på den planerade infektions regimen, autoklaverbara och återanvändbara metall-frame burar eller self-made engångs burar kan användas. De sistnämnda rekommenderas om genom bett infektion av försöksdjur krävs för att utföras av ett definierat antal myggor per mus. Om själv tillverkade burar behövs, förbereda burar till exakta specifikationer som hälsa myggor och säkerheten för laboratoriet beror på deras sound konstruktion (figur 2).

  1. Ta en kartong till exempel en halv pint glass kartong eller papper kaffekopp (Figur 2).
  2. Skär en liten öppning i sidan av kartongen och täck med ett dubbelt skikt av latex med en skåra skuren i varje del för att skapa en säker ingång för myggor. OBS: Öppningen har en total storlek på 2 cm x 2 cm, är slangen (suganordning) som vi använder för att ta in och / eller ta ut myggor en modifierad 15 ml Falcon rör ansluten till en vakuumpump och därmed fungerar som en suganordning med en diameter av 1,5 cm.
  3. Tejpa en bit filterpapper på insidan botten av kartongen för att suga upp droppar.
  4. Förslut glass koppar med nät (dubbelt lager av nylon mesh, storlek 1 mm x 1 mm) och fäst till kartongen med tejp och gummiband.
  5. För infektionsexperiment där det krävs definierade antalet myggor per mus, förbereda burar med 10-15 infekterade myggor, helst innehåller var och en en AV-nomsnittliga av 10000 vildtyp spottkörtel P. berghei-sporozoiter.
  6. Helst svälta myggor för 24 timmar innan du utför blodmjöl.

4. Malaria Infektion av möss genom myggbett

Den gnagare malariaparasiten används häri är P. berghei men alla andra gnagare Plasmodium stam av intresse kan användas. För att få smittsamma myggor för sporozoit transmission hela livscykel parasiten bibehålls i både vertebratvärden (mus) och mygga vektor. Parasit underhåll utförs i en insectary. Av naturliga överföringsförsök, bör det minsta antalet sporozoiter per spottkörteln inte vara mindre än 10.000. För detaljerade protokoll om parasit underhåll hänvisar vi till Methods in Malaria Research från Moll et al., 2013.

  1. Bedöva naiva möss eller djur preinfected för 40 dagar med Mtb med ketamin (100 mg / kg)och xylazin (7 mg / kg)-lösning genom intraperitoneal injektion (200 ul / mus). OBS: Tiden mellan Mtb och Plasmodium infektion kan justeras beroende på den bakomliggande frågeställningen. På samma sätt kan ordningen på patogena utmaningar vändas, kan dvs möss exponeras för smitt myggbett före Mtb infektion.
  2. Placera sövda möss på nettning av myggburar (en mus per mygga bur för definierade mygga till mus-förhållande) och låta myggorna att föda genom membranet under 10-15 min. OBSERVERA: Närvaron av blod i mygga tarmar förut matning och därmed sporozoit överföring.
  3. Överför möss tillbaka i sina burar och övervaka hela tiden tills de vaknar upp ur narkos. OBS: Placera möss på hushållspapper och inte på sängkläder (risk för kvävning) och hålla sig varm (plats nära tillsammans och täcka kroppar med hushållspapper).
  4. Döda myggor genom att spraya dem med 70% etanol eller andra desinfektionsmedel genom netting av buren. Autoklav burar och kasta om engångständare användes.

5. Övervakning parasitemi

  1. Punktering svansvenerna i slutet med en nål och samla en droppe blod i varje ände av en bild.
  2. Använd en annan bild för att dra en droppe blod över hälften av bilden längd. Vänd över spridaren att använda den andra kanten för den andra smear. Lämna glider lufttorka.
  3. Giemsa-färg
    1. Placera objektglasen i objektglashållare och fixa blodutstryk med kort nedsänkning i absolut metanol. OBS: På grund av att användningen av glas porslin bör hållas på minimal i BSL 3 vi använder polypropylen kyvetter för alla lösningar.
    2. Doppa kladd i Giemsa (01:10 i avjoniserat vatten). Efter 10 min, Doppa dem i och ut ur färgnings kyvetter fylld med avjoniserat vatten några gånger för att skölja bort överflödigt fläcken.
    3. Slutligen luft torra glasen i ett vertikalt läge.
  4. ALTERNATIV STAIN: Wright & #180; s fläck
    1. Lös Wrights fläck vid en koncentration av 1 mg / ml i metanol.
    2. Filtrera genom veckat filter före användning.
    3. Sänk de blodutstryk i färglösningen och inkubera under 4 minuter (OBS: metanol fixering av utstryk är inte nödvändigt eftersom färglösningen är metanol baserad).
    4. Tvätta genom skölj diabilder i avjoniserat vatten enligt ovan och låt glider lufttorka.
    5. När Giemsa / Wrights fläcken är klar, försiktigt föra över samtliga reagenser i en Buraton innehållande förfogande potten.
  5. Blodutstryk analys
    1. Analysera färgade blodutstryk med Ijusmikroskopi vid en 100-faldig förstoring med oljeimmersion.
    2. Räkna oinfekterade och infekterade erytrocyter i ett område av blodutstryk där erytrocyter är anordnade i ett monoskikt.
    3. För att uppnå en väl definierad parasitemia, räkna minst 10 olika synfält visar en erytrocyt monolager.
    4. Calculåt den relativa parasitemia (i%) genom att dividera antalet parasiterade erytrocyter med antalet erytrocyter och multiplicera med 100.

Representative Results

Infektion av möss med Mtb och P. berghei via den naturliga vägen, dvs aerosol och myggbett, respektive, ger konsekvent och reproducerbart infektion av alla djur (Tabell 1) 1. Vi kan övervaka framgångsrik infektion och under både malaria och tuberkulos genom att bestämma den initiala händelsen (prepatency) och antalet parasiter i blodet (P. berghei parasitemia) och bördan av Mtb i olika organ, respektive. Ett exempel på en framgångsrik malariaparasiten överföring av infektiösa myggbett visas i tabell 1 och figur 3. Matning av 10 sporozoit-infekterade myggor på varje mus resulterade i en 100% infektionsgrad som bekräftades genom närvaron av blod stegs parasiter 4-5 dagar senare (tabell 1 och figur 3A). Huvudsakligen finner vi liknande parasiten i blodet hos individuella möss i samma försöks group, vilket indikerar att sporozoit överföring av myggbett resultat på ett konsekvent och reproducerbart infektion. Genom att jämföra prepatency i naiva kontrollmöss med det i Mtb-coinfected djur, kan vi se att prepatency är något fördröjd i möss som hade preinfected med Mtb (Tabell 1, Figur 3B) 1. Som vi tidigare 1 har rapporterats, kan vi bedöma effekten av Mtb coinfection på loppet av malaria genom daglig övervakning parasitemia i Giemsa-färgade blodutstryk som visas i figur 3B.

Infektion av möss med Mtb genom användning av en inandning system resulterar i framgångsrika nedfall av bakterier i lungorna med relativt låg variabilitet mellan enskilda möss (Figur 4A). Vi kan följa mykobakteriella belastningar i lungor och andra organ av intresse över tiden genom CFU beslutsamhet. Ett exempel på den mykobakteriella belastningen i lungorna avMtb infekterade C57BL / 6 möss i frånvaro eller närvaro av P. berghei visas i figur 4B.

Tabell 1. Prepatency efter sporozoit överföring av myggbett. Samtliga möss utvecklade blod-stegs infektioner efter naturlig överföring av P. berghei-sporozoiter genom myggbett. Anpassad från en PLoS ONE, 7 (10), e48110 med tillåtelse.

Experimentell mus grupp (C57BL / 6) Utmaning med 10 smitt myggbett Antal blodstegs positiva djur / Antal djur per grupp Mean prepatency [d]
naiv P. berghei 7/7 4,4
Mtb infekterade P. berghei 7/7 5,5 d>

Figur 1
Figur 1. Övergripande system av den experimentella proceduren. C57BL / 6 möss utsätts för Mtb-innehållande aerosoldroppar i en Glas-Col aerosol kammare. En dag efter aerosol infektion, är upptaget av Mtb verifieras genom CFU analys av lungan. 40 dagar efter Mtb utmaningen (när tuberkulos har blivit kronisk i infekterade möss), djuren utsätts för P. berghei infekterade myggor. För att bekräfta lyckad sporozoiten överföring och att följa loppet av Plasmodium-infektion, är parasitemia övervakas dagligen i Giemsa-färgade blodutstryk med start 3 dagar efter myggbett.

/ Files/ftp_upload/50829/50829fig2highres.jpg "src =" / files/ftp_upload/50829/50829fig2.jpg "/>
Figur 2. Skiss av en mygga bur. Smitt myggor ingår i en kartong till exempel en halv pint glass kartongen. En liten öppning är skuren i sidan av kartongen och täckt med ett dubbelt lager av latex med en skåra skuren i varje del för att skapa en säker ingång för myggor. Ett stycke filterpapper tejpas på insidan kartongens botten för att suga upp droppar. Glass kåporna är stängda med nät (Nylon mesh), som är fäst vid kartongen med tejp och gummiband.

Figur 3
Figur 3. Blod parasitemia. A) Exempel på en Wright `s färgade blodutstryk visar parasiterade erytrocyter (Skala bar, 20 & #181;. M) B) parasitemia i musblod övervakades genom analys av dagliga Giemsa-färgade blodutstryk. Coinfected möss har en reducerad parasitemi jämfört med Plasmodium enstaka infekterade möss (n = 10), Resultaten visas som medelvärden ± SD, *** p <0.001. Utdrag ur en PLoS ONE, 7 (10), e48110 med tillstånd.

Figur 4
Figur 4. Detektion av Mtb i lungan. C57BL / 6-möss aerosol utmanades med 100 CFU av Mtb och 40 dagar senare, infekterad med P. berghei genom myggbett. A) En dag efter aerosol infektion upptaget av det önskade antalet Mtb verifierades genom plätering hela lunghomogen för CFU beslutsamhet. B) Bakterierl laster vid tiden för coinfection bestämdes i lung lysat av 3 möss via CFU-analys (Mtb d40/d0). 12 dagar efter coinfection, var lung lysat klädd för CFU analys för att bedöma effekten av Plasmodium coinfection på Mtb kontroll. Observera, att Mtb siffror i lungorna ökade under coinfection med P. berghei NK65. X-axeln märkning: tid efter Mtb -infection/time efter coinfection. Anpassad från en PLoS ONE, 7 (10), e48110 med tillåtelse.

Discussion

Vi beskrev hur möss kan vara produktivt infekterade med Mtb och P. Berghei via deras naturliga smittvägar. Vi tillämpar etablerad infektion protokoll för att studera experimentellt tuberkulos 13 eller malaria 12 och nyligen antagit dem att studera coinfectionen mellan Mtb och Plasmodium i musmodell 1.

De mest kritiska stegen för framgångsrika infektioner är överföringen av de båda patogenerna vid önskade nummer. Mykobakteriella lager bör inte vara äldre än 2 år, eftersom de kommer att förlora lönsamhet över tiden, och den ursprungligen beslut titer av bestånden kommer sannolikt inte längre att vara korrekt. Som ett resultat, skulle infektionsdoser vara mycket lägre än förväntat. Därför bör CFU titrar av stamkulturer fastställas varannan månad. Lika viktigt är det standardiserade odling och produktion av Mtb bestånd i första hand. Odlingsbetingelser, såsommedium, kosttillskott, tid och volym bör standardiseras för att kunna jämföra data från försök med olika lager av Mtb. Mycobacteria tenderar att klumpa under odling, och därför är det viktigt att hålla odlingsbetingelser standardiserad, skörd bakterier vid samma tillväxtfasen och återsuspendera ofta under på delning. I annat fall kan det finnas en stor variation i CFU titer och infektions utfall.

Den generation av homogent infekterade mygg partier är en annan avgörande steg. Eftersom olika myggor kommer att livnära sig på varje enskild mus, är det viktigt att alla myggor som används för en infektion experiment kommer från samma parti och att endast de partier där mer än 90% av myggor smittas används.

Den nuvarande modellen kan användas för att dissekera immunsvar och immunmoduleringar i en infekterad värd genom att jämföra den med de immuna svaren i enstaka infekterade värdar. Vi kan tillämpa various väl etablerade metoder såsom histologi, immunohistokemi, cytometri analys av immuncellpopulationer, eller PCR och ELISA för cytokin-och kemokin upptäckt att vävnaden eller kroppsvätskor av intresse. Det bör noteras, att sådana musmodeller har vissa begränsningar. Medan en majoritet av människor som smittats med Mtb utveckla en latent infektion utan tecken på kliniska symtom, möss utvecklar en kronisk sjukdom med progressiv lungpatologi. Ändå C57BL / 6 möss är relativt resistenta mot Mtb infektion och inte utvecklar klassiska granulom som observerats hos patienter mänskliga tuberkulos. Som ett resultat, behöver immunopatologiska reaktioner i mus reflektera latent eller aktiv sjukdom varken humant tuberkulos på lämpligt sätt. Trots skillnaden mellan latenta och kroniska sjukdomar i människa och mus, har möss i stor utsträckning använts för att identifiera och studera värdfaktorer som styr Mtb infektion och är värdefulla och oumbärliga verktyg för att undersökaimmunsvar vid infektionssjukdomar. Viktigt mottaglighet för Mtb-infektion varierar betydligt mellan vanligen används inavlade musstammar och mer känsliga stammar såsom DBA eller C3H kan ingå i co-och singel-infektionsstudier. Bortsett från de patogena arterna som beskrivs här, andra Mycobacterium arter av intresse (t.ex. kliniska isolat) kan användas. På samma sätt, medan ingen enskild malariamodell replikerar alla aspekter av mänsklig sjukdoms olika musmodeller gör liknar olika aspekter av naturligt förvärvad mänsklig malariainfektion. Till exempel, P. berghei ANKA och P. yoelii YM/17XL är allmänt studeras modeller av mänsklig (P. falciparum-inducerad) svår malaria, med P. berghei ANKA betraktas som en utmärkt modell för human cerebral malari s 14,15. P. berghei NK65 är en utmärkt modell för hyperparasitemi och akuta malaria anemi, och har nyligen varitbeskrivs som en experimentell modell för malariaassocierad akut respiratory distress syndrome (MA-ARDS 16). Med användning av den beskrivna saminfektion modell kunde vi nyligen visat att samtidig P. berghei NK65 infektion förvärrar kronisk tuberkulos 1.

Bortsett från att använda olika gnagare malariaparasiter, kan beslutet och tidpunkten för infektionshändelser anpassas beroende på den bakomliggande frågeställningen. På fältet kan samtidig Plasmodium infektioner vara närvarande vid tidpunkten för Mtb infektion eller förvärvad senare. I båda scenarierna de immunsvar mot Mtb och Plasmodium kan påverkas på olika sätt. Därför kan möss vara infekterade med Plasmodium-sporozoiter antingen före eller efter Mtb infektion. Dessutom kan möss utmanas vid olika tidpunkter efter Mtb-infektion för att bedöma konsekvenserna av Plasmodium-inducerade immunsvar på akut kontra kroniskttuberkulos. Viktigt när man väljer en malariaparasit för att studera coinfection malaria-tuberkulos, bör man vara medveten om att vissa gnagare Plasmodium stammar orsaka akut sjukdom i vissa stammar mus och ge efter för smitta inom bara dagar eller veckor medan Mtb orsakar kronisk och långvariga infektioner hos immunkompetenta möss. Därför är avgörande tidpunkten för saminfektion i syfte att undvika för tidig död hos försöksdjur.

Moduleringen av värdimmunitet genom samtidig infektion med flera patogener arter förblir dåligt kända. Vår experimentella coinfection modellen ger ett kraftfullt verktyg för att undersöka Mycobacterium - Plasmodium interaktion med immunsystemet hos en infekterad värd och kommer att bidra till vår förståelse om hur coinfections kan påverka patogenes, sjukdoms utfall, vaccination, immundiagnostik och terapi.

Disclosures

Författarna har ingenting att lämna ut.

Acknowledgements

Författarna vill tacka Miriam Ester för mygga avel. Detta arbete stöddes av intern finansiering från Research Center Borstel och gick med finansiering från Leibniz Center infektion.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Buraton Schülke active ingredients: aldehyds (formaldehyde, glutaraldehyde, oxalaldehyde, ethyl hexanal)
Middlebrook 7H9  Sigma M0178 For Mtb broth cultures
Middlebrook 7H11  BD Biosciences 283810 Agar medium for Mtb culture
Middlebrook OADC enrichment medium BD Biosciences 212240 Add to 7H9 and 7H11 for Mtb culture
Staining Dish Science Services E62542-12
24-slide Holder w/Handle Science Services E62543-06
Giemsas Azur-Eosin-Methylene blue solution Merck Millipore 109204
Wright´s stain Sigma W0625
Inhalation Exposure System Glas-Col
Nebulizer-Venturi Glas-Col
Ice cream cups Häagen-Dazs Used as mosquito cages
Metal-frame mosquito cages BioQuip Products 1450A

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Mueller, A. -K., et al. Natural Transmission of Plasmodium berghei Exacerbates Chronic Tuberculosis in an Experimental Co-Infection Model. PLoS ONE. 7, e48110 (2012).
  2. Korbel, D. S., Schneider, B. E., Schaible, U. E. Innate immunity in tuberculosis: myths and truth. Microbes Infect. 10, 995-1004 (2008).
  3. Aly, A. S., Vaughan, A. M., Kappe, S. H. Malaria parasite development in the mosquito and infection of the mammalian host. Annu. Rev. Microbiol. 63, 195-221 (2009).
  4. Cirimotich, C. M., Dong, Y., Garver, L. S., Sim, S., Dimopoulos, G. Mosquito immune defenses against Plasmodium infection. Dev. Compar. Immuno. 34, 387-395 (2010).
  5. Page, K. R., et al. Mycobacterium-induced potentiation of type 1 immune responses and protection against malaria are host specific. Infect. Immun. 73, 8369-8380 (2005).
  6. Hawkes, M., et al. Malaria exacerbates experimental mycobacterial infection in vitro and in vivo. Microbes Infect. 12, 864-874 (2010).
  7. Scott, C. P., Kumar, N., Bishai, W. R., Manabe, Y. C. Short report: modulation of Mycobacterium tuberculosis infection by Plasmodium in the murine model. Am. J. Trop. Med. Hyg. 70, 144-148 (2004).
  8. Hoffman, S. L., Doolan, D. L. Malaria vaccines-targeting infected hepatocytes. Nat. Med. 6, 1218-1219 (2000).
  9. Mueller, A. K., et al. Genetically attenuated Plasmodium berghei liver stages persist and elicit sterile protection primarily via CD8 T cells. Am. J. Pathol. 171, 107-115 (2007).
  10. Mueller, A. K., Labaied, M., Kappe, S. H., Matuschewski, K. Genetically modified Plasmodium parasites as a protective experimental malaria vaccine. Nature. 433, 164-167 (2005).
  11. Nussenzweig, R. S., Vanderberg, J., Most, H., Orton, C. Protective immunity produced by the injection of x-irradiated sporozoites of plasmodium berghei. Nature. 216, 160-162 (1967).
  12. Vaughan, J. A., Scheller, L. F., Wirtz, R. A., Azad, A. F. Infectivity of Plasmodium berghei sporozoites delivered by intravenous inoculation versus mosquito bite: implications for sporozoite vaccine trials. Infect. Immun. 67, 4285-4289 (1999).
  13. Coleman, J., Juhn, J., James, A. A. Dissection of midgut and salivary glands from Ae. aegypti mosquitoes. J. Vis. Exp. e228 (2007).
  14. Franke-Fayard, B., et al. A Plasmodium berghei reference line that constitutively expresses GFP at a high level throughout the complete life cycle. Mol. Biochem. Parasitol. 137, 23-33 (2004).
  15. Lin, J. W., et al. Loss-of-function analyses defines vital and redundant functions of the Plasmodium rhomboid protease family. Mol. Microbiol. 88, 318-338 (2013).
  16. Bancroft, J. D. G., M, Theory and Practice of Histological Techniques. Churchill Livingstone. New York. (2007).
  17. Schneider, B. E., et al. A role for IL-18 in protective immunity against Mycobacterium tuberculosis. Eur. J. Immunol. 40, 396-405 (2010).
  18. Craig, A. G., et al. The role of animal models for research on severe malaria. PLoS Pathog. 8, e1002401 (2012).
  19. de Souza, J. B., Hafalla, J. C., Riley, E. M., Couper, K. N. Cerebral malaria: why experimental murine models are required to understand the pathogenesis of disease. Parasitology. 137, 755-772 (2010).
  20. Van den Steen, P. E., et al. Immunopathology and dexamethasone therapy in a new model for malaria-associated acute respiratory distress syndrome. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 181, 957-968 (2010).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics