Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in

Neuroscience

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Diegelmann, S., Jansen, A., Jois, S., Kastenholz, K., Velo Escarcena, L., Strudthoff, N., Scholz, H. The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (121), e55024, doi:10.3791/55024 (2017).

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Abstract

Introduction

Essen ist wichtig; jedoch Deregulierung der Nahrungsaufnahme in Essen Störungen wie Bulimie, Anorexie oder die allgemeine Tendenz erlegt zu viel zu essen Kosten auf den Einzelnen und die Gesellschaft 1, 2, 3. Das Ziel der vorliegenden Forschung ist Regulationsmechanismen der Nahrungsaufnahme zu entdecken und eine Strategie zur Maximierung für Unordnung Bildung zu umgehen. Zahlreiche Studien haben in Essstörungen 4, 5, 6 neue Erkenntnisse der Schaltung und die Rolle von Signalsystemen zur Verfügung gestellt Säugetiermodellorganismen verwendet. Dennoch ist unser Wissen über die neuronalen und molekularen Grundlagen dieser Erkrankungen zugrunde liegen bleibt noch lange nicht abgeschlossen. In den letzten Jahren hat sich die Fruchtfliege Drosophila melanogaster ein wertvolles Modellsystem werden für grundlegende mechanistische Einblicke in die Regulation von metabolis entwirrenm 7, 8, 9. Die kapillare feeder (CAFE) Assay für Drosophila melanogaster wurde von einer früheren Arbeit im Jahr 2007 inspiriert von Dethier in blowfly 10, 11 im Labor von Seymour Benzer etabliert. Die CAFE - Test machte es möglich , direkt die Nahrungsaufnahme in Drosophila melanogaster zu messen. In diesem Verhaltenstest-System füttern Fliegen auf flüssige Nahrung in abgestufter Glaskapillaren in einem Fläschchen gegeben zur Verfügung gestellt. Der Rückgang des kapillaren Meniskus zeigt den Verlust von Lebensmitteln Lösung durch Verdunstung und der Nahrungsaufnahme. Die Bestimmung der Verdampfungsrate von Fläschchen ohne Fliegen ermöglicht die genaue Quantifizierung der Nahrungsaufnahme.

Die CAFE - Assay ist eine von mehreren Verhaltensparadigmen verwendet Fütterung in Drosophila melanogaster zu messen und Forscher haben die am besten geeignete für ihre spezifischen wählenFrage. Die Entscheidung für einen bestimmten Test zu verwenden, sollten Sie die folgenden Punkte zu beachten: die Art des Lebensmittels vorgesehen ist; die Fütterung Zustand; die Messung der Aufnahme oder Aufnahme von Nährstoffen und Untersuchung der Nahrungsaufnahme oder Reaktion auf Lebensmittel.

Die CAFE-Test, wie in diesem Bericht beschrieben wird, ist ideal für folgende Nahrungsaufnahme einer flüssigen Nahrungsquelle unter einer aufrechten Futterzustand. Alternativ kann die Nahrungsaufnahme für eine Fliege Gruppe in einem Fläschchen oder auf einer Platte auf einem farbigen Nahrungsquelle gemessen werden. Flies werden in der Regel nach der Fütterung und die Menge der aufgenommenen Farbstoff wird durch Spektrometrie oder visuelle Inspektion des gefärbten Bauch bestimmt getötet oder betäubt. Flies starten Sie die aufgenommene Nahrung nur 30 Minuten nach der Einnahme auszuscheiden, damit dieser Ansatz schwierig ist für die Analyse von kontinuierlichen länger Fütterung zu verwenden Verhaltensweisen 12, 13.

Im Gegensatz sind Fliegen intakt gehalten, wenn resorbierbaren Farbstoffs mit radioaktiven Tracer verwendet werden , und den Verbrauch von Radioisotop in einem Szintillationszähler 14, 15 erzielt. Die Absorption des radioaktiven Markers durch das System fly Verdauungs macht langfristige Nahrungsaufnahme Messung möglich, könnte aber zu einer Unterschätzung des Verbrauchs führen, weil der nicht-absorbiert und ausgeschieden Tracermoleküle. Ein anderer Ansatz als Reaktion auf Lebensmittel in Drosophila melanogaster zu messen ist der Rüssel Verlängerung Antwort (PER), die für die Nahrungsaufnahme 16 normalerweise auftritt. Dieses elegante Verfahren misst die erste Reaktion auf einen Reiz Essen, aber nicht aufnehmen, die Menge der Aufnahme. Die Nahrungsaufnahme wird während der Fütterung mit mehreren post-Verdauungs - Rückkopplungssignalen , die kritisch sind für die Regulierung der Zufuhr 17, 18 dynamisch angepasst. Mehrere Versuche wurden in den letzten Jahren zu semi-Automate Datensammlung in der PER-Test gemacht worden 19, 20. Das PER wird durch einen elektrischen Pad oder einer Kombination von Elektroden und gezählt via Computer erkannt. Die PER - Test mit Radioisotopen - Aufnahme Kombination ergab , dass dieser Test durch eine geringe Empfindlichkeit auf die Erfassung Menge Futter Differenzen 18 begrenzt ist. Die manuelle Zuführung Assay (MAFE) 21, in dem eine Fliege manuell mit einer Glaskapillare eingespeist wird, wurde vor kurzem zur Messung der Nahrungsaufnahme in einem einzigen immobilisierten fly entwickelt. Der MAFE Assay vermeidet die Interferenzen von Nahrungssuche und Zuführen Initiation und hat eine Zeitauflösung von Sekunden und die Einleitung PER und der Nahrungsaufnahme kann in dem Assay unabhängig überwacht werden. Jedoch beeinflußt die Art, wie Immobilisierung des fly bestimmte Aspekte von Fressverhalten (zB Fortbewegung, Motivation) muss noch untersucht werden. Für eine exzellente vergleichende Bewertungen verschiedener Tests zur Nahrungsaufnahme in Drosophila Messung michlanogaster und Forschern zu helfen , die am besten geeignete, siehe Berichte von Deshpande und Marx zu finden 13, 22.

Die CAFE-Assay vermeidet einige der Nachteile anderer beschriebenen Tests oben und verbindet einfache Bedienung mit einer zuverlässigen Messung der Nahrungsaufnahme. Hier wird eine detaillierte Beschreibung des CAFE-Test wird zur Verfügung gestellt und wir zeigen eine einfache Einrichtung Modifikation Verdunstung zu reduzieren. Repräsentative Ergebnisse einschließlich eines zwei Wahl der Lebensmittel-Test (kurz- und langfristig) und der Saccharose-Aufnahme von Fliegen demonstriert. In der Diskussion vergleichen wir unsere beschriebene Verfahren mit alternativen Möglichkeiten, die CAFE-Test durchzuführen, und mögliche Einschränkungen hervorheben.

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Protocol

1. Die CAFE-Assay

HINWEIS: Der Test besteht aus drei Komponenten: ein Versuchsfläschchen, eine spezifische Deckel und Mikrokapillaren. Ein Kunststoff-Box mit Deckel wird verwendet, um die vorbereiteten Fläschchen für den Transport und die Feuchtigkeit effizienter zu steuern.

  1. Verwenden Sie eine Drosophila melanogaster Kultur - Kunststoffröhrchen (optional 8 cm Höhe, 3,3 cm Durchmesser) als Rohr für den Test.
  2. Verschließen Sie die Fläschchen mit einem hergestellten Plexiglasdeckel enthält einen O-Ring (1A, 1B). Legen Sie fliegt durch Antippen oder mit einem Blasrohr durch die zentrale Öffnung des Deckels (0,9 cm Durchmesser), die auch für die Luftzirkulation und Wasserversorgung ermöglicht, und schließen Sie das Loch mit einem Schwamm Spund. Sechs kleinere konische Öffnungen (0,4 cm oberen Durchmesser, 0,3 cm Innendurchmesser) umgeben das zentrale Loch und passen Sie die Pipettenspitzen von 2-20 & mgr; l Volumen der Kapillaren in Position zu halten. (Siehe Zusatz Zahlen für technische Details des Deckels.)
    HINWEIS: Die Verwendungeines Schwamms Stopfen mit Öffnungen für die Stelle des nach Maß Deckel Kapillaren in unserer Handschrift verwendet wird, ist möglich. Unsere maßgeschneiderten Deckel ermöglicht einen sicheren Umgang mit den vorbereiteten Fläschchen Minimierung des Risikos der Kapillaren nach unten fallen.
  3. Um die flüssige Lebensmittel darstellen, verwenden Sie 5 ul Mikrokapillaren mit 1 & mgr; l Mark. Positionieren Sie die Kapillaren in den konischen Öffnungen im Deckel durch die Spitze eines 2 abschneidet - 20 & mgr; l - Pipettenspitze und Einführen der Spitze in das Loch (Abbildung 1B, mit rotem Rand markiert). Um Fliegen an der Flucht zu verhindern, legen Sie eine ungeschnittene 2-20 ul Pipettenspitze in die gleiche Öffnung.
  4. Um sicher mehrere vorbereitete Ampullen verarbeiten, legen Sie sie in eine Plastikbox mit einem gerasterten Inlay (2A).

2. Herstellung von Flies

  1. Halten Sie Fliegen auf Standardnahrung bei 25 ° C, 60% relativer Luftfeuchtigkeit und 12 h / 12 h Hell-Dunkel-Zyklus.
  2. Zur Brutbedingungen kontrollieren, stellen 35 jungfräulichen Weibchen eind 15 Männer für jede Versuchsgruppe in eine Plastikkulturfläschchen (9,8 cm Höhe, 4,8 cm Durchmesser) mit 50 ml fliegen Essen. Lassen Sie Fliegen Eier für die ersten 3 Tage zu legen, dann übertragen Erwachsenen frische Lebensmittel Fläschchen fliegt und lassen Sie sie für zwei weitere Tage Eier legen. Danach wiederholen Sie die Übertragung erneut. Verwerfen Erwachsener fliegt nach 2 Tage.
  3. Da die Nahrungsaufnahme auf Fly Größe abhängig ist, um das Gewicht einer Gruppe von 100 Fliegen bestimmen durch 2- bis 3-Tage alten erwachsenen anesthetizing fliegt mit einem CO 2 fly - Pad und sammeln sie in ein 1,5 - ml - Kunststoffröhrchen und Messen mit einem Standard Labormaßstab. Bestimmen Sie das Nassgewicht von mindestens vier unabhängigen Fliegengruppen sortiert nach Geschlecht (Tabelle 1); Verwenden Sie das Gewicht ul Nahrungsmittelverbrauch pro mg fly zu berechnen. Verwenden Sie den Wert der Menge der Nahrung, um zu bestimmen, dass eine einzige Fliege pro Experiment Feeds und stellen Sie die Anzahl der Lebensmittel gefüllten Kapillaren entsprechend Entleerung der Kapillaren zu vermeiden, durch die Fütterung.
    1. Für einen 3 h Assay Verwendung20 Fliegen und zwei gefüllte Kapillaren. Für einen Langzeitversuch (> 3 h und bis zu 9 Tage), verwenden, um eine Gruppe von acht Fliegen mit einer Lieferung von vier gefüllten Kapillaren (zuverlässige Ergebnisse können nicht mit weniger als acht Fliegen unter den beschriebenen Bedingungen erhalten werden).
  4. Separate Fliegen in Gruppen (8 oder 20 Fliegen) nach Gewicht unter CO 2 Belichtung zu messen. Übertragen Sie die Gruppe in eine neue Lebensmittelfläschchen (mit 15 ml Standardnahrung) zu ermöglichen Erholung von CO 2 Sedierung für 48 Stunden vor dem Experiment. Verwenden 4- bis 6-Tage alten Fliegen für das CAFE-Test.
  5. Als nicht verhungert Fliegen Wildtyp nur marginal ernähren 19, 21, Pre-verhungern fliegt 3 h Fütterungsversuche. Kein Fasten ist erforderlich, wenn die Nahrungsaufnahme über mehrere Tage überwacht. Für das Fasten, Transfer fliegt 16 bis 20 h vor dem Test durch vorsichtiges sie in ein Fläschchen klopfen nur einen 45-mm-Durchmesser gefalteten Filterpapier angefeuchtet mit ~ 0,5 ml ddH enthält2 O (doppelt destilliertem Wasser), und in der Nähe mit einem aufgesteckt CAFE - Test Deckel.

3. Herstellung von Liquid-Food

  1. Bereiten einer 3 M (10%, w / v) Saccharose - Stammlösung durch Füllen 102,6 g Saccharose (C 12 H 22 O 11) zu 100 ml ddH 2 O. Die Pipetten - 3 & mgr; l, 33 & mgr; l, 333 & mgr; l, 3,3 ml und 6,6 ml der Stammlösung in einen 15 ml-Kunststoffrohr; 2 mL Lebensmittelfarbe (Rot: Cochenille [E124]; für Blau: Indigokarmin [E132]) und ddH 2 O. Die resultierenden Konzentrationen sind 0,001, 0,01, 0,1, 1 und 2 M Saccharose auf 10 ml mit füllen .
    HINWEIS: Der Lebensmittelfarbstoff des Meniskus leichter ermöglicht die Visualisierung. Jedoch könnte der Farbstoff einen Einfluss auf die Nahrungsaufnahme haben. Um eine Vorspannung zu vermeiden aufgrund des Farbstoffs der Lebensmittelfarbstoff verzichten oder randomisiert, um die Verwendung von Farbstoffen für die Lebensmittelproben während des Experiments und Gruppen.
  2. Zur Prüfung auf Alkohol bevorzugt Pipette 333 ul der 3 M Saccharose-Stammlösung in einem 15 ml Kunststoffröhrchen.1,5 ml (2,3 ml) von 100% EtOH (Ethanol) und fügen Sie ddH 2 O bis zu 10 ml in 15% zur Folge (0,25 mm) und einer 23% (0,39 mM) Arbeitslösungen.
  3. Halten Sie Stammlösungen bei -20 ° C und Arbeitslösungen bei 4 ° C; Verwenden Sie innerhalb 1 Woche.
  4. Füllen mit einem farbigen Nahrungsmittellösung gleichzeitig bis 10 Kapillaren, durch Kapillarkraft. Führen Sie die Enden der Kapillaren in die Saccharose-Lösung (die Kapillaren in einem 45 ° Winkel zur Lösung halten). Stoppen Sie, wenn die Flüssigkeit die obere (5 ul) Markierung der Kapillare erreicht, und entfernen Sie überschüssige Lösung auf der außen und innen mit Seidenpapier.

4. Montage und Durchführen der Kapillar-feeder-Assay

  1. Wenn das Fasten ist nicht erforderlich, übertragen Sie die experimentellen Fliegen auf den Test durch Antippen oder durch Blasrohr. Stellen Sie sicher, drei Kontrollfläschchen ohne Fliegen umfassen Verdunstung zu quantifizieren.
  2. Entfernen Sie vorsichtig eine Pipettenspitze (2-20 & mgr; l Volumen), die eine der äußeren openin schließtgs, und legen Sie eine gefüllte Glaskapillare, Boden-Ende zuerst. Sichern Sie die Kapillare durch die Pipettenspitze zurück neben der Kapillare platzieren. Wenn mehrere Lebensmittel-Lösungen getestet werden, wiederholen Sie diesen Vorgang entsprechend.
  3. Legen Sie die Kapillare endet innerhalb aller Fläschchen auf dem gleichen Niveau um Verzerrungen zu vermeiden, dass, wenn die Nahrungsquellen befanden sich in unterschiedlichen Höhen auftreten konnte (3-4 cm vom Deckel); halten Sie einen Abstand zu dem Filterpapier, um die Kapillare verhindern ein Auslaufen durch versehentliches das Filterpapier oder verschiedenen Viskositäten von Nahrungsquellen zu berühren.
  4. Beschriften Sie das obere Ende der gefärbten Flüssigkeit mit einem Markierungsstift (Marke Anfang). Um zu gewährleisten, können die verschiedenen Kapillaren identifiziert werden, beschriften sie individuell eine Farbe oder ein Streifencode.
  5. Legen Sie mehrere vorbereitet CAFE - Assays in einer Kunststoffbox mit gerasterten Inlay und übertragen Sie die Box (2A) auf eine sichere Position unter Laborbedingungen oder in einer temperatur-, licht- und feuchtigkeitsgesteuerten Climaß Kammer (Parameter: 25 ° C, 60% relative Luftfeuchtigkeit, 12 h / 12 h Hell-Dunkel - Zyklus) für den Versuchszeitraum (zB 3 h oder Tage).
  6. Als Bodenfilterpapier trocknet aus , wenn der Test über mehrere Tage durchgeführt wird, gelten Frischwasser alle 24 h über den Schwamm Spund (100 & mgr; l) in der Test Luftfeuchtigkeit konstant zu halten. Verwenden Sie vier separaten Fläschchen (8 cm Höhe, 3,3 cm Durchmesser) , gefüllt mit 30 ml ddH 2 O als Feuchtigkeits Geräte und legen sie neben den CAFE - Assays in der Kunststoffbox. Verwenden Sie eine Abdeckung für die Kunststoff - Box auf Feuchtigkeit kontrollierten Umgebung während des Experiments (2A) erstellen.
    HINWEIS: Breitere Variabilität tritt unter Laborbedingungen; jedoch ist es möglich , die CAFE - Test bei Raumtemperatur durchzuführen (z. B. in einem Klassenzimmer). Die Verwendung einer Befeuchtungseinrichtung (Filterpapier, mit oder ohne einem nassen Schwamm Spund, Wasserflaschen und Abdeckung für die Kunststoff-Box gefüllt) ist sehr Verdunstung zu verringern ermutigt (
  7. Ersetzen Sie die Kapillaren mit frisch gefüllten diejenigen, für die Langzeitversuche alle 24 h. Notieren Sie sich tote Fliegen vor jedem 24 h Intervall und verwenden, um die Zahl der lebenden Fliegen Verbrauch pro Fliege für den folgenden Zeitraum zu berechnen. Entsorgen Sie die alten Kapillaren nach dem Niedergang des Meniskus gemessen wird (siehe 5.1).
    HINWEIS: Während eines 3 h Experiment, das wir kaum tote Fliegen zu sehen. Während einer 4 Tage-Studie finden wir in der Regel 1-3 tote Fliegen.
  8. Am Ende des Tests oder vor der Kapillare zu ersetzen, markieren Sie die untere Meniskus der Kapillare (Markierung Ende) mit einem Markierungsstift während der CAFE - Test noch in der aufrechten Position befindet. Entsorgen Sie die Daten , wenn Markierung Ende nicht unter dem ursprünglichen Marke (Marke Anfang). Sie den Deckel nicht entfernen, da dies den Meniskus ändern könnte.
  9. Entfernen Sie vorsichtig die Kapillaren aus dem Test und speichert sie für die Datenerfassung. Überprüfen Sie, ob die Flüssigkeit in der Kapillare das untere Ende erreicht, wenn nicht Discard die Daten, als Nahrung zu den Fliegen nicht zugänglich war. Sammeln Sie alle Kapillaren pro Fläschchen als Gruppe. Legen Sie ungeschnitten Pipettenspitzen in alle Öffnungen zu verhindern Fliegen entweicht. Zerlegen Sie das Setup und waschen Sie die Fläschchen, Deckel und Schwamm Spunde in einem Seife Bad und trocken über Nacht bei Raumtemperatur für die weitere Verwendung.
    HINWEIS: Flies kann weiter nach dem Test untersucht werden. Bestätigen Nahrungsaufnahme mit dem Auge oder unter einem Präpariermikroskop.
  10. Wiederholungsversuche mit den gleichen Genotypen an mindestens drei verschiedenen Tagen.

5. Datenerhebung und Analyse

  1. Messen Sie den Abstand zwischen Marke Anfang und Marke Ende an der Kapillare einen Sattel oder mit einem Lineal. Zur Übertragung von Daten direkt in eine Tabelle, verwenden Sie einen USB (Universal Serial Bus) angeschlossen digitaler Schieber (Abbildung 1E). Entsorgen Sie die Kapillaren nach der Messung.
  2. Konto für Kapillarengröße Nahrungsaufnahme oder Verdunstung zu berechnen. Betrachten wir zum Beispiel eine KappeIllary, die 73 mm lang und enthält 5 & mgr; l von Lebensmitteln Lösung. Ein 14,6 mm Abnahme des Meniskus spiegelt die Aufnahme von 1 & mgr; l Lösung. Berechnen der Nahrungsaufnahme mit der folgenden Formel:
    Nahrungsaufnahme (ul) = gemessene Abstand (mm) / 14,6 mm
  3. Um den Effekt der Verdunstung auf die Nahrungsaufnahme auszuschließen, berechnen Verdunstung in den drei (mindestens) Kontrollfläschchen ohne Fliegen bedeuten. Subtrahieren dieses Mittelwertes aus dem Wert für die Nahrungsaufnahme durch die Fliegen erhalten.
  4. Verwenden Sie die folgende Formel Gesamtverbrauch pro Fliege zu bestimmen:
    Der Futterverbrauch (ul) = (Nahrungsaufnahme [ul] - Verdunstungsverlust [ul]) / Gesamtzahl der Fliegen in der Phiole. Für langfristige Experimente verwenden, um die Anzahl der Fliegen lebendig vor dem Start des 24-Stunden-Intervall.
  5. Zur Berücksichtigung der Unterschiede in der Körpergröße, wie zum Beispiel zwischen männlichen und weiblichen Fliegen, normalisieren die Nahrungsaufnahme auf das Körpergewicht (ul Lebensmittel / mg fly).
  6. Verwenden Sie statistische Software für die Datenanalyse. Für Normally verteilten Daten, T -Tests die Nutzung student Unterschiede zwischen zwei fly Gruppen zu bestimmen und verwenden ANOVA (Varianzanalyse) mit Tukey post hoc Cramer Tests für mehr als zwei Gruppen. In einer Auswahl Situation analysieren Unterschiede aus einer zufälligen Auswahl eines nichtparametrischer einer Stichprobe Zeichen-Test.

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Representative Results

Flies des w 1118 Genotyp verwendet zu demonstrieren , wie der Test durchgeführt wird. Die w 1118 Mutanten werden häufig verwendet , transgene Linien zu erzeugen und den genetischen Hintergrund von Transgenen mit dem weißen Gen markiert zu steuern. Normalerweise für Verhaltensexperimente alle transgenen Linien werden für fünf Generationen der gleichen w 1118 Lager rückgekreuzt, die als experimentelle Kontrolle verwendet wird. Wir zeigen verschiedene Experimente: einen Vergleich der Verdampfungsverlust für unsere modifizierten Setup, eine kurzfristige Nahrungsmittelwahl Experiment, ein Experiment langfristige Nahrungsaufnahme, und ein Experiment auf verschiedenen Saccharose Verdünnungen.

Die Verdampfung spielt eine entscheidende Rolle bei der Durchführung des CAFE-Assays. Wir enthalten zusätzliche Ansätze für unsere Test Verdunstung zu verringern: i) die zentrale Schwamm Spund nachgefüllt mit Wasser alle 24 h; ii) ADDInalen Wasser gefüllten Fläschchen innerhalb der Transportbox und iii) die Verwendung einer Abdeckung für die Box (siehe 4.6 ein Feuchtigkeits Gehäuse zu schaffen). Vergleichen der Verdampfung zwischen einem Aufbau ohne und mit oben genannten Vorrichtungen wird eine signifikante Reduktion der Verdampfungs gesehen. Auch die Auswirkungen der höheren Volatilität eines Lösung Ethanol enthält, ist nicht nachweisbar das neue Setup.

In einem Zwei-Wahl Essen Experiment eine Gruppe von 20 Fliegen kann für 3 h füttern. In natürlichen Umgebungen, füttern Fruchtfliegen bevorzugt auf Früchte mit Alkohol 22, und es hat sich gezeigt, unter Verwendung einer ähnlichen Einrichtung Fermentieren, dass Fliegen Hefe-Saccharoselösungen mit Ethanol über Hefe-Saccharoselösungen ohne Ethanol 23 bevorzugen. Hier sind zwei Auswahl von Lebensmitteln angeboten werden, eine 0,1 M Saccharose - Lösung mit roter Lebensmittelfarbe gekennzeichnet und eine 0,1 M Saccharose - Lösung mit 15% EtOH beschriftet mit blauer Lebensmittelfarbe (1A, C). Visuelle exAminierung des Bauches zeigt an, dass die Fliegen ernähren sich von beiden Lösungen (Abbildung 1D). Nahrungsmittelverbrauch pro Fliege deutlich größer (fast 2fache) für die Saccharose - Lösung , enthaltend EtOH (3A).

In einem nachfolgenden Experiment wurde eine Langzeitstudie, eine Gruppe von acht Fliegen hat Zugriff auf ähnliche Nahrungsquellen für 4 Tage und Fliegen verbrauchen mehr des ethanolhaltigen Lebensmittel an jedem Tag (3B). Die Präferenz - Index für Ethanol ([Suc + EtOH] - [Suc] / Gesamtverbrauch) konstant bleibt über diesen Zeitraum (Durchschnitt = 0,29, Tabelle 4). Die beobachtete Ethanol bevorzugt ist konsistent mit verschiedenen anderen Publikationen und zeigt , dass zwischen den verschiedenen Nahrungsmittelquellen 24, 25, 26 unterscheiden kann Fliegen. Die beobachtete ethanol Anziehungs könnte ein Ergebnis der unterschiedlichen Wärmeinhalt sein,die angebotenen Lösungen und die belohnenden Eigenschaften von Ethanol 24. Der Test kann auch zur Messung der negativen Auswirkungen von Nahrungsergänzungsmitteln verwendet werden. Ja und zeigte Kollegen in der ersten Veröffentlichung dieser Methode , die Anwendung von Paraquat (ein Oxidations Arzneimittel) Nahrungsmittelverbrauch 10 abnimmt.

Im nächsten Experiment wird der Unterschied in der Nahrungsaufnahme zwischen den Geschlechtern gezeigt. Metabolic Anforderungen unterscheiden zwischen männlichen und weiblichen D. melanogaster. Zum Beispiel, während männlichen Fliegen bevorzugen kohlenhydratreiche Nahrung, während die Eierproduktion, eine Phase , die eine erhöhte Proteinbiosynthese erfordert, bevorzugen Frauen proteinreiche Diäten über kohlenhydratreiche Diäten 27. Zusammengefügten männlichen und weiblichen Fliegen wurden in diesem Experiment verwendet. Um zu analysieren, Unterschiede bei der Nahrungsaufnahme zwischen 20 männliche und 20 weibliche Fliegen innerhalb von 3 h Förderintervalls wird ein CAFE-Assay eine Saccharose concent mitRation Serie. Fünf Kapillaren wurden zur Verfügung gestellt, mit Lösungen , die 10-3 bis 2 M Saccharose und Verbrauch von jeder Lösung wurde gemessen (4A). Die Ergebnisse zeigten , dass beide Geschlechter hochkonzentrierten Zuckerlösungen als Nahrungsmittelquelle (4A) bevorzugt. Jedoch verbraucht Weibchen wesentlich der beiden niedrigsten Konzentration Saccharoselösungen im Vergleich zu Männern (P <0,05); Auf der anderen Seite verbraucht Männchen deutlich der höherkonzentrierten Lösungen (P <0,001). Beachten Sie, dass diese Daten nicht für Unterschiede in der Körpergröße berücksichtigen haben. Weiblichen D. melanogaster sind in der Regel größer und schwerer als die Männchen (Tabelle 1). Wenn die Nahrungsaufnahme normalisiert sind nicht mehr signifikant Masse, Unterschiede zwischen Männern und Frauen im Verbrauch von Low-Saccharoselösungen zu fliegen. Zusammengefasst Männchen Saccharoselösung als begattete verbrauchen, im Einklang mit früheren Daten, reflektierender möglich, verschiedene Stoffwechselbedarf, Nährstoff Vorlieben oder einfach Unterschiede in der Fähigkeit, auf die Kapillaren zwischen den beiden Geschlechtern zu ernähren.

Abbildung 1
1 Figur: Die Drosophila melanogaster kapillaren feeder Assay. A) Die Fütterung Test mit Fliegen. Angefeuchtetem Filterpapier liefert Wasser am Boden des Gefäßes. Vier Kapillaren während des Experiments (rot- und blau gefärbte Lebensmittel in entgegengesetzte Kapillaren) zur Verfügung gestellt. Beachten Sie, dass die Kapillaren durch eine zweite Pipettenspitze in Position gesichert sind, und nicht benutzte Positionen unter Verwendung von Pipettenspitzen sind geschlossen. Ein Schaum Stecker in der Mitte des Deckels Luftaustausch ermöglicht. B) Detailansicht des Deckels. Cut-Pipettenspitzen (2-20 & mgr; l, rot umrandet) in die konischen Öffnungen von nicht verwendeten Positionen eingesetzt wird, und eine zweite piPette Spitze wird in den Ausschnitt Spitze eingeführt, um das Loch zu schließen. Die geschnittenen Pipettenspitzen verwendet werden, die Mikrokapillaren zu steuern Platzierung und ungeschnitten Spitzen werden verwendet, eng in die Kapillaren zu halten. C) A D. melanogaster fly - Feeds auf einer Kapillare. D) Nach der Fütterung, Lebensmittelfarbe ist deutlich sichtbar in der Fliege Bauch. E) Ein digitaler Schieber wird der Abstand zwischen Markierung zu messen Beginn und Ende des Meniskus markieren. Die Daten werden direkt in eine Excel-Tabelle über USB übertragen. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 2
Abbildung 2: Einfluss der Verdunstung in der Kapillar - Feeder - Assay. A) Mehrere CAFE - Test platziert inneneine Plastikbox mit einem gerasterten Einlage. Für die Feuchtigkeit während des Experiments vier Wasser gefüllten Fläschchen Steuerung (rote Felgen) innerhalb des Gitters platziert. Die Verdampfungs Steuerungen sind in unmittelbarer Nähe zu diesen Ampullen gegeben. Eine Abdeckung für die gesamte Einrichtung wird im Hintergrund angezeigt. B) Vergleich der Volumenverlust durch Verdampfung. Der Mittelwert für die Verdunstung über 4 Tage gezeigt. Feuchtigkeit wird durch (i) gesteuert wird Wasser zu dem zentralen Schwamm Spund Anwendung (24 h-Intervall); (Ii) Zugabe von vier Wasser gefüllten Fläschchen in das Netz; und (iii) mit einer Kunststoffabdeckung für die gesamte Einrichtung. Die Verdunstung ist deutlich geringer , wenn Feuchtigkeit für beide getesteten Lösungen (*** P ≤ 0,001; N = 48) gesteuert wird. Keine Unterschiede in der Flüchtigkeit zwischen EtOH enthält und nicht enthält, Sucrose-Lösung wird mit dem Feuchtigkeits Vorrichtungen verwendet nachweisbar. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version zu sehendiese Figur.

Figur 3
Abbildung 3: Präferenz für Ethanol (EtOH) Saccharose enthält über Saccharose - Lösung. A) Der Nahrungsverbrauch für männliche w 1118 Fliegen gezeigt. Männchen verbrauchen wesentlich einer 15% EtOH Saccharose enthaltenden Lösung als einer Ebene Saccharoselösung. *** P ≤ 0,001; N = 27 B) Flies bevorzugen deutlich eine Saccharoselösung 23% EtOH während einer 4-Tage - Testversion enthält. *** P ≤ 0,001; ** P ≤ 0,01; N = 16. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Abbildung 4
Abbildung 4: Consumption (ul / fliegen und ul / mg fly) verschiedener Sucrosekonzentrationen von männlichen und weiblichen w 1118 Flies. A) Der Verbrauch verschiedener Konzentrationen von Saccharoselösungen unterscheidet sich deutlich zwischen Männern und Frauen. Weibliche Fliegen verbrauchen mehr zu niedrigeren Sucrosekonzentrationen und männlichen Fliegen verbrauchen mehr bei höheren Konzentrationen. * P <0,05; *** P <0,001; N = 27 Studien mit 20 Männern je N = 30 Studien mit 20 Frauen pro Stück). B) Nahrungsaufnahme auf einer Massenbasis. Ein signifikanter Anstieg des Verbrauchs erfolgt zwischen männlichen und weiblichen Fliegen für die 0,1 bis 2 M Saccharoselösungen bei der Masse zu fliegen normalisiert. *** P ≤ 0,001; N = 27 Männer, N = 30 Frauen. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Tabelle 1
Tabelle 1: Körpergewicht der männlichen und weiblichen w 1118 Flies. Vier bis fünf Gruppen von 100 Fliegen wurden gemessen, und das Körpergewicht (mg / fly) wurde berechnet. Die Mittelwerte (mit STABW (Standardabweichung) und STERROR (Standardfehler)) gezeigt. Die Mittelwerte werden verwendet, die Nahrungsaufnahme zu normalisieren, um Masse (ul / mg fly) fliegen. Bitte klicken Sie hier , um diese Tabelle zu laden.

Tabelle 2
Tabelle 2: Verdampfungsverlust (ul) im Rahmen des CAFE - Assay. Die Menge der Flüssigkeit durch Verdampfung verloren wird 4 Tage angezeigt. Die Luftfeuchtigkeit wird (+) oder nicht kontrolliertt (-) , wie in Abbildung 2 beschrieben. Verdampfungsdaten für zwei verschiedene Lösungen (Saccharose und Saccharose sowie EtOH) werden angezeigt. Die Mittelwerte werden für jeden Tag und über den Zeitraum präsentiert (mit STABW und STERROR). Der Verdampfungsverlust des Saccharose-Verdünnungen Experiment wird unter separat dargestellt (Werte bedeuten). Bitte klicken Sie hier , um diese Tabelle zu laden.

Tisch 3
Tabelle 3: Der Verbrauch von 0,1 M Sucrose mit / ohne 15% EtOH von Male w 1118 Flies Fed 3 h. Der Verbrauch beider Lösungen von Gruppen von 20 Fliegen wurde auf 3 Tage 3 h gemessen. Die Verbrauchswerte für das Fliegengruppen werden durch die Anzahl der getesteten Fliegen geteilt Mikroliter Aufnahme pro Fliege zu schätzen Nach Verdampfungsverlust abgezogen wird. Die Mittelwerte (mit STABW und STERROR) gezeigt. Bitte klicken Sie hier , um diese Tabelle zu laden.

Tabelle 4
Tabelle 4: Verbrauch von 0,1 M Sucrose mit und ohne 23% EtOH für vier Tage von Male w 1118 Flies. Verbrauch beider Lösungen durch Gruppen von 8 entfernt wurde 4 Tage für 24 h gemessen. Bevorzugt Index für Ethanol wurde unter Verwendung der folgenden Formel (- [Suc] / Gesamtverbrauch [Suc + EtOH]) berechnet. Die Verbrauchswerte für das Fliegengruppen werden durch die Anzahl der getesteten Fliegen geteilt ul Aufnahme pro Fliege nach Abzug Verdampfungsverlust abzuschätzen. Die Mittelwerte (mit STABW und STERROR) für jeden Tag gezeigt..jove.com / files / ftp_upload / 55024 / JoVE55024R1-Diegelmann-Table-4.xlsx "target =" _ blank "> Klicken Sie hier um diese Tabelle zum Download bereit.

Tabelle 5
Tabelle 5: Der Verbrauch von fünf Konzentrationen von Sucrose von männlichen und weiblichen w 1118 Flies. Die Einnahme von jeder Lösung, und der Wert für die Summe von Saccharose Aufnahme wird gezeigt. Mittelwerte für jede Konzentration sind unter jeder Säule (mit STDEV und STERROR) gegeben. Zur Aufnahme basiert auf Fly Masse ( & mgr ; l - Aufnahme pro Milligramm fly) zu berechnen, Nahrungsmittelverbrauch wird durch das durchschnittliche Gewicht der männlichen oder weiblichen Fliegen (aus Tabelle 1 gezeigt , nach rechts) unterteilt. Bitte klicken Sie hier , um diese Tabelle zu laden.

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Discussion

Der Bericht beschreibt die CAFE-Test in einem Schritt-für-Schritt-Mode auf dem technischen Aufbau und die erfolgreiche Entwicklung im Labor konzentrieren. Aufgrund seiner Einfachheit kann dieser Assay auch bildungs ​​als Schul Experiment verwendet werden. Die Beispiele zeigen , dass der Assay Untersuchung von Lebensmitteln Erkundung, bevorzugt und Verbrauch in Drosophila melanogaster über kürzere und längere Zeiträume (Stunden bis Tage) ermöglicht. Die CAFE - Assay wurde Themen wie Essen und Drogenkonsum, Sucht, Energie - Homöostase und neuronalen Steuerung der Zuführung 16, 18, 24, 25 weit im Feld zu untersuchen.

Im CAFE-Test muss experimentellen Fliegen erfolgreich durchführen mehrere Aufgaben Lebensmittel, wie Nahrungssuche, Sensorik und Fortbewegung zu erhalten; Unfähigkeit, diese Aufgaben zu erfüllen könnte in reduziertem Verbrauch führen. ZumAlterungsverhalten hängt hauptsächlich von der Hungerzustand der Fliegen und 21 durch Fasten 19, erhöht werden. Sensing und dadurch die Lokalisierung, der Nahrungsquelle kann durch die Fähigkeit der Fliege beeinflusst werden , um Geruch oder Geschmack und könnte indirekt zu einem geringeren Verbrauch 28 zur Folge haben . Die Anzeige der Lebensmittel am Ende einer Kapillare zwingt die Fliege herunterklettern und sich aktiv in einer umgekehrten Position halten zu füttern. Um die Trinkposition auf der Kapillare halten, muss die Fliege ihre Muskelkontraktion zu koordinieren. Wertminderung oder Hyperaktivität der Fortbewegung würde deutlich Nahrungsaufnahme beeinflussen, wie auch Bewegungsmangel aufgrund von Alterung. Darüber hinaus Störungen durch andere fliegt bei diesem Manöver führt zu vorzeitiger Beendigung der Nahrungsaufnahme. Daher kann die Anzahl der Fliegen verwendet werden sollte vor dem Experiment bestimmt. Diese Zahl sollte sicherstellen, dass alle Fliegen richtig ernähren kann und sollte für f-Steuerungly Dichte in dem Fläschchen (von 8 bis maximal 20 Fliegen in unserem D. melanogaster CAFE Untersuchungsröhrchen). Fütterung wird durch den Nährwert der Mahlzeit beeinflusst und fliegt dynamisch ihre Einnahme entsprechend anpassen 24, 29. Es wurde gezeigt , dass Mutanten den Neurotransmitter Octopamin haben normale PRO Antwort - Scores aber zugleich zeigen eine deutliche Abnahme der Nahrungsaufnahme 14 fehlt. Ferner ist bei der Fütterung, um die Motivation zu essen sinkt weiter und führt zum Abbruch des Verhaltens.

Die oben genannten Überlegungen gelten nicht nur für die CAFE-Assay, beeinflussen sie das Verhalten als auch in anderen Testsystemen gemessen Fütterung. Daher kann die Fähigkeit von Fliegen zur Durchführung des Assays zu berücksichtigen, wenn die Nahrungsaufnahme zu messen. Obwohl es technisch nicht anspruchsvoll ist, hat das CAFE-Test einige mögliche praktische Nachteile. Der Rückgang des Meniskusinnerhalb der Kapillare hängt von Verdampfungsverlust und die Nahrungsaufnahme durch die Fliegen. Hohe Verdampfungs problematisch ist das Signal-Rausch-Verhältnis in Bezug auf und sollte daher minimiert werden. Wir wandten mehrere zusätzliche Ansätze und Geräte während des Versuchszeitraums um die Feuchtigkeit zu steuern (siehe 4.6). Dieses Zubehör hat uns geholfen, die Verdunstung deutlich und sogar eliminiert Auswirkungen unterschiedlicher Volatilität der Nahrungsquellen zu reduzieren wir verwendet. Dennoch, wenn kein Klimakammer der Assay verfügbar ist , kann bei Raumtemperatur (in einem Klassenzimmer Eg) durchgeführt werden , mit einer höheren Verdampfungswerte als Nachteil.

Wie im Protokoll erwähnt, müssen die Enden der Kapillaren im Inneren des Fläschchens auf dem gleichen Niveau angeordnet werden Vorspannung der in der Flug Wahl aufgrund zur Nahrungsquelle unterschiedliche Abstände zu vermeiden. Um dies zu erreichen, wird die Kapillar Position mit einer zweiten Pipettenspitze befestigt. Die Länge der Kapillare erscheint kein Kriterium sein, zum Einspeisen in Wild-Typ fliegt 10. Verschüttete Flüssigkeiten der Flüssigkeit kann eine genaue Anzeige der Nahrungsaufnahme untergraben (siehe 4.3 und 4.9); eine vibrationsfreie Umgebung verhindert Leckagen. Partikel in der Lösung Block Kapillare strömen und der Nahrungsaufnahme verhindern. Die Nahrungsmittellösung, besonders wenn es Hefe enthält, muss vollständig zu vermeiden, eine solche Blockade gelöst werden. Die Verwendung von wasserlöslichen Hefeextrakt können dieses Problem überwinden, sondern als eine unvollständige Nahrungsquelle kann es zusätzliche Fitnesskosten verursachen. Nahrungs Zugänglichkeit muss vor und nach dem Experiment evaluiert werden. Die einzige Flugdaten, die in die Analyse einbezogen werden sollte, ist, dass erhalten wird, wenn der Zugang zu Nahrung während des gesamten Experiments vorlag (siehe 4.9). Die upside-down Zuführposition ist ein kritisches Merkmal des Experiments. Unter natürlichen Bedingungen ist diese Zuführungsposition, die Fliege nicht fremd, wie Früchte von den Bäumen herabhängen und sie könnten eine faule Frucht hinunterklettern. Dies wird durch Experimente unterstützt comparing die Mahlzeit Größen von Fliegen in einer umgekehrten Position in der CAFE - Test auf (i) eine horizontale Essen Position immobilisiert Fliegen im MAFE Assay und (ii) eine rechte Seite nach oben Fütterung Position unter Verwendung von radioaktiv markierten Nahrung 13, Fütterung 21 . Obwohl die Upside-Down-Essen-Display kein Problem für die Fliegen zu sein scheint, könnte es die Zusammensetzung von Lebensmitteln innerhalb der Kapillare beeinflussen. Abgehängte Ergänzungen wie Hefezellen könnte über die Schwerkraft auf den Boden der Kapillare sinken und damit stärker konzentriert am Boden sein könnte oder könnte die Kapillare verstopfen. Dies würde Fliegen Verhalten beeinflussen und damit die Ergebnisse. Sicherstellen, dass die Komponenten der Beschickungslösung vollständig gelöst sind, und häufig frische Kapillaren bei Langzeitversuchen Einführung minimiert diesen Einfluss auf die Nahrungsaufnahme.

Die Verwendung des CAFE-Test hier beschrieben erlaubt die Messung der Nahrungsaufnahme in einer Fliege Gruppe im Laufe der Zeit erstreckt sich vonStunden oder Tagen. Wenn genauere Analyse erforderlich ist (z. B. das Verhalten eines einzelnen Fliege oder Verhalten im Bereich von Minuten), andere Fütterungstests, wie dem MAFE Assay sind besser geeignet. Es könnte möglich sein , die Zahl der geschlüpften Fliegen weiter durch die Verwendung einer 1,5 - ml - Mikrozentrifugenröhrchen und eine einzige Kapillare 30 reduziert werden.

Die Anzahl von Experimenten verwendet , um die repräsentative Ergebnisse zu erhalten , variiert von 15 bis 27, in Übereinstimmung mit in der Literatur beschriebenen Experimente 17, 24. Der Test kann in einem klassischen blinde Weise durchgeführt werden, die mögliche Vorspannung von der Experimentator Regeln, und es wird in der Regel mindestens vier bis fünf Mal auf jeder von mehreren Tagen wiederholt. Daten mit dem CAFE-Test erhalten wird, kann auf das Körpergewicht normalisiert werden, um Unterschiede in Fressverhalten Bezug zur Körpergröße zu berücksichtigen. Die Ergebnisse mit diesem Test erhaltenen sind robust und reproduzierbar, so dass eswurde für Studenten erfolgreich in praktischen Kursen eingeführt.

Die CAFE - Assay ist weithin auf dem Gebiet der metabolischen und Geschmacksforschung in Drosophila melanogaster verwendet; Es hat mehrere Anwendungen in der Rolle von Nahrungsergänzungsmitteln zu testen und / oder Drogen auf Fressverhalten, und es kann verwendet werden , 24 , um die Dosis - Antwort auf eine bestimmte Nahrungsmittelquelle zu untersuchen. In Kombination mit der bemerkenswerten Vielfalt von Techniken verwendet neuronalen Schaltungen in D. melanogaster zu manipulieren, dieser Test erlaubt auch die Rolle der Verstärkung Systeme zu untersuchen Forscher auf das Verhalten Fütterung 12, 17, 18.

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Disclosures

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Vials (breeding) Greiner Bio-One 960177 www.greinerbioone.com
Vials (CAFE assay) Greiner Bio-One 217101 www.greinerbioone.com
Lid-CAFE assay Workshop
Plastic box, low wall Plastime 353 www.plastime.it
Cover for the plastic box Workshop
Capillaries BLAUBRAND  REF 7087 07 www.brand.de
Pipette tips Greiner Bio-One 771290 www.greinerbioone.com
Filter paper circles Whatman 10 311 804 www.sigmaaldrich.com
D(+)-Sucrose AppliChem 57-50-1 www.applichem.com
Ethanol absolute VWR Chemicals 20,821,330 www.vwr.com
Food color (red, E124) Backfun 10027 www.backfun.de
Food color (blue, E133) Backfun 10030 www.backfun.de
Soap solution (CVK 8) CVH 103220 www.cvh.de
Digital caliper GARANT 412,616 www.hoffmann-group.com
Vials (breeding) Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm 
Vials (CAFE assay) Height 8 cm, diameter 3.3 cm
Lid-CAFE assay Produced in university workshop, technical drawing supplied
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Plastic box, low wall A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions 
Cover for the plastic box Dimensions (37 x 29 x 18 cm)
Capillaries DIN ISO 7550 norm,  IVD-guideline 98/79 EG, ends polished
Pipette tips Pipettes for the outer circle are cut according to the lid
Filter paper circles 45 mm diameter works nicely if folded for the vials used
D(+)-Sucrose Not harmful
Ethanol absolute Highly flammable liquid and vapor
Food color (red, E124) Not stated
Food color (blue, E133) Not stated
Soap solution (CVK 8) Odor neutral soap
Digital caliper
Standard fly food (for 20 L)
Agar 160 g
Brewer's Yeast 299.33 g
Cornmeal 1,200 g
Molasses 1.6 L
Propionic acid 57.3 mL
Nipagin 30% 160 mL

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References

  1. Krauth, C., Buser, J., Vogel, K. How high are the costs of eating disorders - anorexia nervosa and bulimia nervosa - for German society. Eur. J. Health Econ. 3, (4), 244-250 (2002).
  2. Cawley, J., Meyerhoefer, C. The medical costs of obesity and instrumental variables approach. J. Health Econ. 31, 219-230 (2012).
  3. PriceWaterhouse Coopers LLP. The costs of eating disorders: Social, health and economic impacts. Assessing the impact of eating disorders across the UK on behalf of BEAT. PwC. Available from: https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf (2015).
  4. Lenard, N. R., Berthoud, H. R. Central and peripheral regulation of food intake and physical activity: pathways and genes. Obesity. 16, S11-S22 (2008).
  5. Magni, P., et al. Feeding behavior in mammals including humans. Trends in Comp. Endocrinology and Neurobiology. 1163, 221-232 (2009).
  6. Morton, G. J., Meek, T. H., Schwartz, M. W. Neurobiology of food intake in health and disease. Nature Reviews Neuroscience. 15, 367-378 (2014).
  7. Bharuchka, K. N. The epicurean fly: using Drosophila melanogaster to study metabolism. Pediatr. Res. 65, (2), 132-137 (2009).
  8. Smith, W. W., Thomas, J., Liu, J., Li, T., Moran, T. H. From fat fruit fly to human obesity. Physiol. Behav. 136, 15-21 (2014).
  9. Rajan, A., Perrimon, N. Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies. BMC Biology. 11, (2013).
  10. Ja, W. W., et al. Prandiology of Drosophila and the CAFE assay. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104, (20), 8253-8256 (2007).
  11. Dethier, V. G. The Hungry Fly: A Physiological Study of the Behavior Associated with Feeding. Harvard Univ Press. Cambridge, MA. (1976).
  12. Albin, S. D., Kaun, K. R., Knapp, J., Chung, P., Heberlein, U., Simpson, J. H. A subset of serotonergic neurons evokes hunger in adult Drosophila. Curr. Biol. 25, 2435-2440 (2015).
  13. Deshpande, S. A., et al. Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology. Nat. Methods. 11, (5), 535-540 (2014).
  14. Geer, B. W., Olander, R. M., Sharp, P. L. Quantification of dietary choline utilization in adult Drosophila melanogaster by radioisotope methods. J. Insect Physiol. 16, 33-43 (1970).
  15. Thompson, E. D., Reeder, B. A., Bruce, R. D. Characterization of a method for quantitating food consumption for mutation assays in Drosophila. Environ. Mol. Mutagen. 18, 14-21 (1991).
  16. Wong, R., Piper, M. D., Wertheim, B., Partridge, L. Quantification of food intake in Drosophila. PLoS One. 4, (6), e6063 (2009).
  17. Scheiner, R., Steinbach, A., Classen, G., Strudthoff, N., Scholz, H. Octopamine indirectly affects proboscis extension response habituation in Drosophila melanogaster by controlling sucrose responsiveness. J. Insect Physiol. 69, 107-117 (2014).
  18. Liu, Y., Luo, J., Carlsson, M. K., Nässel, D. R. Serotonin and insulin-like peptides modulate leucokinin-producing neurons that affect feeding and water homeostasis in Drosophila. J. Comp. Neurol. 523, 1840-1863 (2015).
  19. Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila. PLoS One. 9, (6), e101107 (2014).
  20. Itskov, P. M. Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behavior in Drosophila. Nat. Commun. 5, 4560 (2014).
  21. Qi, W., Yang, Z., Lin, Z., Park, J. Y., Suh, G. S. B., Wang, L. A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value. Mol. Brain. 8, 87 (2015).
  22. Marx, V. Metabolism: feeding fruit flies. Nat. Methods. 12, (7), 609-612 (2015).
  23. Spieth, H. T. Courtship behavior in Drosophila. Annu. Rev. Entomol. 19, 385-405 (1974).
  24. Devineni, A. V., Heberlein, U. Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction. Curr. Biol. 19, (24), 2126-2132 (2009).
  25. Lee, K. P., et al. Lifespan and reproduction in Drosophila: New insights from nutritional geometry. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105, (7), 2498-2503 (2008).
  26. Pohl, J. B., et al. Ethanol preference in Drosophila melanogaster is driven by its caloric value. Alcohol Clin. Exp. Res. 36, (11), 1903-1912 (2012).
  27. Vargas, M. A., Luo, N., Yamaguchi, A., Kapahi, P. A role for S6 kinase and serotonin in postmating dietary switch and balance of nutrients in D. melanogaster. Curr. Biol. 20, (11), 1006-1011 (2010).
  28. Masek, P., Scott, K. Limited taste discrimination in Drosophila. Proc. Natl. Acad. Sci. 107, (33), 14833-14838 (2010).
  29. Pool, A. H., Scott, K. Feeding regulation in Drosophila. Curr. Opin. Neurobiol. 29, 57-63 (2014).
  30. Luo, J. N., Lushchak, O. V., Goergen, P., Williams, M. J., Nässel, D. R. Drosophila insulin-producing cells are differentially modulated by serotonin and octopamine receptors and affect social behavior. Plos One. 9, (6), e99732 (2014).

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