Исследование в Vivo метаболизма глюкозы в высоким содержанием жиров диеты кормили мышей с использованием тест на переносимость глюкозы в устной (ТТГ) и инсулина терпимости испытания (ITT)

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Нынешняя статья описывает поколения и метаболических характеристик как модель диета индуцированного инсулина сопротивления и ожирение высоким содержанием жиров диеты кормили мышей. Далее к услугам подробные протоколы для выполнения тест толерантности устные глюкозы и инсулина тест толерантности, мониторинг всего тела изменения глюкозы метаболизм в естественных условиях.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Nagy, C., Einwallner, E. Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test (OGTT) and Insulin Tolerance Test (ITT). J. Vis. Exp. (131), e56672, doi:10.3791/56672 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Ожирение является наиболее важным фактором риска в патогенезе сахарного диабета 2 типа, болезни, которая характеризуется сопротивления инсулина стимулирует глюкозы и валовой декомпенсация метаболизма глюкозы системных. Несмотря на значительный прогресс в понимании метаболизма глюкозы молекулярные механизмы его регулирования в области здравоохранения и болезни остаются под расследование, хотя срочно необходимы новые подходы к профилактике и лечению диабета. Диета, производные глюкозы стимулирует панкреатическую секрецию инсулина, который служит в качестве основной регулятор клеточных анаболических процессов во время кормили- и таким образом балансирует уровень глюкозы в крови уровней для поддержания статуса системного энергии. Хронический overfeeding триггеры мета воспаления, что приводит к изменениям в периферийных инсулина рецептор связанные сигнализации и таким образом уменьшает чувствительность к утилизацию глюкозы, инсулина опосредованной. Эти события в конечном итоге привести к повышенный уровень глюкозы натощак и уровень инсулина, а также снижение толерантности к глюкозе, которые в свою очередь служат важными показателями сопротивления инсулина. Здесь, мы представляем протокол для генерации и метаболических характеристик высоким содержанием жиров диеты (HFD)-кормили мышей как часто используемые модели диета индуцированного инсулина сопротивления. Мы в деталях иллюстрируют устный тест на переносимость глюкозы (ТТГ), который контролирует периферической утилизации перорального глюкозы нагрузки и инсулина секреции с течением времени. Кроме того мы представляем протокол для инсулина терпимости испытания (ITT) для мониторинга действий всего тела инсулина. Вместе эти методы и их нисходящие приложения представляют собой мощные инструменты, чтобы охарактеризовать общие метаболического фенотипа мышей, а также конкретно оценить изменения в метаболизме глюкозы. Они могут быть особенно полезны в области широких исследований сопротивление инсулина, диабета и ожирения для обеспечения лучшего понимания патогенеза, а также чтобы проверить действие терапевтических вмешательств.

Introduction

В развитых странах ожирение и диабет достиг эпидемии размеры из-за отсутствия физической активности и избыточного потребления переработанных продуктов питания, последствия, которые вызваны быстрой урбанизации, индустриализации, а также глобализации. Хотя исследования на сопротивление инсулина и сопутствующие заболевания, такие как гиперлипидемии и атеросклероза, приобрела известность в течение последних десятилетий, сложных биологических механизмов, которые регулируют метаболизм в здоровье и болезни остаются неполностью понимать и по-прежнему существует настоятельная необходимость для новых методов лечения для предотвращения и лечения этих заболеваний1.

Инсулина и его дерегулирующее Гормон глюкагон служат в качестве главных регуляторов клеточной энергии питания и макро баланса, таким образом также поддержание надлежащего системного крови глюкозы концентрации2. Глюкоза, сам действует как одним из основных стимуляторов секреции инсулина β-клеток поджелудочной железы, в то время как другие макроэлементы, гуморальных факторов, а также нейронных ввода далее изменить этот ответ. Инсулин следовательно инициирует анаболические процессы ФРС государства путем содействия распространению избыток крови глюкозы в мышечных и жировых клеток и далее активации гликолиза, а также белка - или синтез жирных кислот, соответственно. Кроме того инсулин подавляет вывод глюкозы в печени путем ингибирования глюконеогенеза. Хронический избыток энергии потребления и мета воспаление приводит к гиперинсулинемия и периферийных инсулина сопротивления вниз регуляции экспрессии рецепторов инсулина, а также изменения в течению сигнальных путей, что приводит в нарушение чувствительность к глюкоза, инсулин опосредованной утилизации, а также недостаточно ингибирование печеночных глюкозы производства3,4,5,6.

Широкий спектр животных моделей с генетической, питания или экспериментальных индукции болезни было доказано быть отличные инструменты для изучения молекулярных механизмов сопротивления инсулина и различных формах диабета, а также его сопутствующих заболеваний7 . Ярким примером является широко используемым и хорошо создана HFD-индуцированной мыши модель, которая характеризуется быстрое увеличение веса за счет увеличения рацион в сочетании с сокращением метаболические эффективность, привело инсулина сопротивления8, 9. как в модели животных и людей, высоте голодного уровня в крови глюкозы и инсулина, а также нарушение толерантности глюкозы администрации являются часто используемые показатели сопротивления инсулина и других системных изменений глюкозы метаболизм. Таким образом, мониторинга глюкозы и инсулина в крови на базальную государства или после стимуляции являются легко доступными отсчетов.

Настоящий Протокол излагаются поколения HFD-кормили мышей, а также два часто используемых методов, устный тест на переносимость глюкозы (ТТГ) и инсулин сопротивление испытания (ITT), которые являются полезными для характеризуют метаболического фенотипа и расследования изменения в метаболизме глюкозы. Мы описываем ТТГ в деталях, который оценивает распоряжение перорального глюкозы нагрузки и инсулина секреции с течением времени. Кроме того мы предоставляем инструкции о том, как проводить ITT для расследования всего тела инсулин действия путем мониторинга концентрации глюкозы крови в ответ на болюсного инсулина. Протоколы, описанные в этой статье хорошо известны и были использованы в нескольких исследованиях10,,1112. Помимо незначительные изменения, которые могут помочь увеличить успех мы предоставляем руководства для экспериментального дизайна и анализа данных, а также полезные советы избежать потенциальных ошибок. Протоколы, описанные здесь, могут быть очень мощные инструменты, чтобы исследовать влияние генетических, фармакологических, пищевых и других экологических факторов на метаболизм глюкозы всего тела и его связанных расстройств, таких как сопротивление инсулина. Помимо стимуляции с глюкозы и инсулина целый ряд других соединений может быть использован для стимуляции в зависимости от назначения отдельных исследований. Хотя за пределами сферы действия этой рукописи, многие другие нисходящие приложения могут выполняться на Рисованные крови, такие как анализ крови значений, отличных от глюкозы и инсулина (например, липидов и липопротеинов профили) а также подробную анализ метаболических маркеров (например, количественные реального времени полимеразной цепной реакции (ПЦР), Западный анализ помаркой и твердофазный Assay иммуносорбента (ELISA)). Далее проточная цитометрия и флуоресценции активирован ячейку Сортировка (FACS) могут быть применены к исследовать эффекты в популяциях различных одной ячейки, в то время как транскриптомики, протеомических и Метаболомные подходы могут быть использованы для нецелевого анализа.

В целом, мы предоставляем простой протокол для создания модели HFD-индуцированной мыши, описывая далее два мощных подходы к изучению метаболические изменения всего тела, ТТГ и МТС, который может быть полезным инструментом для изучения патогенеза заболевания и Разработка новых методов лечения, особенно в области метаболизма ассоциированных заболеваний, таких как сопротивление инсулина и диабет.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Все методы, описанные здесь были одобрены животное уход и использование Комитета медицинский университет Вены и проведены согласно Федерации из европейских лабораторных животных науки ассоциаций (FELASA). Пожалуйста, обратите внимание, что все процедуры, описанные в настоящем протоколе должны выполняться только после утверждения институциональных и государственных, а также сотрудников, которые являются технически опытными.

1. HFD-кормили мышей

Примечание: Сохранить все мышей C57BL/6J на свет/темно цикл 12-h с бесплатным доступом к продовольствию и воде.

  1. В возрасте 6 недель, место мышей для 8-12 недель на HFD (40-60% тучных калорий) вызвать ожирение, питаясь худой-группе контроля обезжиренная диета (LFD) (10% тучных калорий).
  2. Определите вес тела мышей на еженедельной основе. Вес кривые должны показать похожие шаблоны в обеих группах, с уклоном выше в группе HFD-кормили.

2. ТТГ

Примечание: Если время проб крови выбираются во время ОГТТ каждые 15 мин, эксперимент должны быть выполнены с максимум 15 мышей параллельно, для того чтобы иметь по крайней мере 1 мин-время обработки на мышь.

  1. Подготовка на день раньше ТТГ
    1. Перевести мышей в клетке с свежим постельным бельем и быстро их на ночь перед тестированием (14 ч), при одновременном обеспечении мышей имеют доступ к питьевой воде (например, удалите пищу в 6:00 для времени начала на следующее утро в 8:00 утра).
      Примечание: Пост мышей на ночь является стандартный подход, однако короче быстро (5-6 ч) более физиологических для мышей (см. обсуждение для подробной информации).
  2. Подготовка в день эксперимента (но до эксперимента)
    1. Подготовка 10 мл 20% раствора глюкозы (растворить D-(+)-глюкозы в дистиллированной воде).
      Примечание: Все реагенты, которые находятся в ведении животных должны быть фармакологического класса и стерильный.
    2. Подготовить 96-луночных тарелку для сбора плазмы, путем заполнения одной скважиной для каждой точки время выборки и каждой мыши, с 5 мкл NaEDTA (0,5 М ЭДТА, pH 8.0 в 0,9% NaCl, хранения на RT). В ходе эксперимента Храните эту пластину на льду.
      Примечание: Смотрите Рисунок 1 дополнительный для подробного контрольного перечня.
  3. Мера веса тела всех мышей и пометить их хвосты с постоянным маркером для мыши, легко различимыми (например, мышь 1 = 1 тире тире мыши 2 = 2, и т.д.).
  4. Измерение глюкозы и забор крови (рис. 2)
    1. Тщательно Отрежьте кончик хвоста, с помощью острых ножниц («вариант A» на рис. 2) 1-2 мм. Всегда вытирайте первая капля крови, чтобы избежать гемолиз или загрязнения с тканевой жидкости перед новой крови проб для определения глюкозы крови. Нарисуйте небольшой крови (~ 3 мкл) для измерения базальный уровень глюкозы в крови (= время точка 0) с глюкометр.
      ВНИМАНИЕ: Проверьте и отрегулируйте количество тест-полоски на глюкометр заряда.
      Примечание: Как метод выборки альтернативного крови, Ник вен боковой хвост мыши с лезвием острый скальпель («вариант B» на рис. 2). Боковые хвост вен обычно осуществляется примерно одной трети по длине хвост от кончика хвоста, переход к основанию хвоста для нескольких образцов. Рекомендуется использовать крем местной анестезии. Остановить поток крови, применяя давление пальца на мягких тканей для по крайней мере 30 s перед животное возвращается к своей клетке.
    2. Сбор крови (около 30 мкл) с помощью свежих капиллярной трубки (держать горизонтальная капиллярная трубка). Пустой капиллярной трубки с помощью пипетки, поставив наконечник пипетки в верхней части конец капиллярной трубки и тщательно толкая собранной крови в колодец 96-луночных пластины, избегая пузырьков воздуха. Повторите эту процедуру для всех мышей - по одному.
      Примечание: Как альтернативу для сбора крови через капилляр, использовать пипетку, скорректирована в правильный том (например, 30 мкл) для сбора крови, или собирать капли крови от хвоста на фильм парафин и накапайте его в ЭДТА решение. Строго Избегайте контакта вазелин с кровью или глюкометр тест-полоски, как это может повлиять на последующие измерения глюкозы и инсулина.
      Предупреждение: ТТГ очень напряженным для мышей: худой мышей может потерять около 15% от их веса тела в течение ночи быстро. Кроме того забор крови в разное время точках приводит к значительной потере крови. Для проще проб крови, это возможность тщательно массаж mouse-tail с вазелином.
      Примечание: Организационные руководящие принципы может ограничить допустимый объем крови, собранные в течение установленного периода. Чтобы не превышать допустимые максимальные следует скорректировать объемы выборки и timepoints. Вес тела мышей должны использоваться для расчета общего вывода разрешен в крови.
  5. Рассчитать необходимый объем раствора глюкозы, основанные на массе тела (1 г глюкозы/кг веса тела, это может быть увеличена до 3 г/кг) в ведении пероральная затравка для каждой мыши. Например мышь с весом тела 30 g потребуется 150 мкл 20% раствора глюкозы для администрирования 30 мг глюкозы.
    Примечание: Чтобы дозы глюкозы на вес мыши является стандартной процедурой. Если доступны данные состава тела, дозы глюкозы ОГТТ должна быть рассчитана на основе мяса массы тела (см. обсуждение для подробной информации).
  6. Управление глюкозы
    1. Подготовка everythingthat необходима в течение всего эксперимента заранее (таймер, эксперимент регистрационного листа, глюкозы монитор и полоски, капилляры, шприцы, раствора глюкозы, 96-луночных пластины, скальпель, калькулятор, баланс, Постоянный маркер, скамейке документы, Пипетка с наконечником и перчатки).
    2. Для приложения глюкозы сдерживать мыши, твердо держа шиворот. Нанести на кожу вокруг шеи, чтобы предотвратить скручивания из задержите указатель мыши и должным образом Наклоните голову обратно достаточно твердость. Также убедитесь, что мышь может дышать правильно.
      Примечание: После начала администрация глюкозы, хорошее время Управление является очень важным.
    3. Тщательно управлять раствора глюкозы (основанный на шаг 2,5) непосредственно в желудок с помощью кормления иглы. Осторожно прямой подачи иглы через рот к пищевода. Позволяет мыши, чтобы проглотить иглы: иглы полностью погружается в пищевод/желудка Нижняя мыши. Затем ввести раствор глюкозы (рис. 3a).
      1. Если любое сопротивление или если животное борется немедленно, снять иглу и переместить его. Запустить таймер сразу после первого кормления и администрировать глюкозы для всех других мышей с интервалом 1 мин.
        Примечание: Это может быть полезно применить капли раствора глюкозы непосредственно от кормления иглы в рот мышь, которая будет стимулировать лизать и глотания, способствуя тем самым легче вставки кормления иглы. Не прикладывайте давление при вставке кормления иглы, поскольку это может серьезно ранить животное.
  7. После 15 минут измерить уровень глюкозы в крови с глюкометр и дополнительно принять образцы (~ 30 мкл) кровь (как описано в деталях на шаге 2.4) каждой мыши в том же порядке, как они были введены.
    Примечание: Управление временем очень важно; Следуйте по максимально возможной, с использованием тех же интервалов времени для кормления. Пусть мышь двигаться так же свободно, как это возможно и предел ограничения к минимуму во время всей процедуры, уменьшить стресс, который может изменить результаты. Молоко хвост с одной стороны и собирать кровь, с другой.
  8. Повторите шаг 2.7 в выбранное время очки в зависимости от ожидаемых результатов (например, на 30, 45, 60, 90, 120, 150 и 180 мин после приема глюкозы). Если точки выбранного времени больше чем 120 мин, убедитесь, что мышей имеют доступ к питьевой воде. Убедитесь, что мышь всегда имеют доступ к питьевой воде. По окончании эксперимента мышей верните их дома клетки оборудованы с продуктов питания и воды.
    Предупреждение: ТТГ очень утомительно для мышей. Поэтому ждать по крайней мере за 1 неделю до выполнения следующего метаболических тестирования, таких как ITT.
  9. После эксперимента Центрифугуйте образцы крови на 2500 x g, 30 мин., 4 ° C. Передача супернатант (плазмы) пустые скважин пластины и хранить его при-20 ° C до анализа.
    1. Запись гемолиз образцов, если они присутствуют (см. раздел 3).
  10. Определить уровни инсулина плазмы, использование коммерчески доступных ELISA комплекта (см. Таблицу материалов) следуя инструкциям производителя комплекта.
    Примечание: В зависимости от поста государства, а также на метаболизм исследуемых мышей, трудности во время этот assay может произойти: ночь поста инсулин уровнях (время точка 0) очень низкая и поэтому близки к пределу обнаружения. Чтобы избежать этой проблемы, удвоить количество объем рекомендованных плазмы и соответственно сократить вдвое в результате анализа ELISA. С другой стороны, если мышь достичь пика инсулина при ТТГ, особенно в HFD-кормили мышей, уровень инсулина может превышать предел обнаружения: разбавить образца (например, десятикратного с 0,9% NaCl) и повторить анализа ELISA. Гемолиз в образцах плазмы может привести к деградации инсулина, что приводит к уменьшению значения индикации. Деградация, зависит от времени, температуры и концентрации гемоглобина в образце. Всегда держите опаковые образцы холодного или на льду для уменьшения деградации инсулина.

3. ITT

Примечание: Те же меры предосторожности, описанные для ТТГ (обработку мышей, крови, глюкометр и использования вазелин) также должны быть применены при выполнении ITT. Например все инъекции должны осуществляться в течение 15 мин с интервалом 1 мин если 15 мышей тестируются параллельно. Для МТС последующие коллекции образцов крови с капиллярной трубки является необязательным.

  1. Подготовка перед эксперимент
    1. Быстрая мышей для по крайней мере за 2 ч до инъекции инсулина, обеспечивая мышей имеют доступ к питьевой воде (например, удаление продуктов питания в 8:00 утра, тест мышей 2-5 h позже).
    2. Разбавить 1:1,000 инсулина в 0,9% NaCl (складе: 100 ед/мл инсулин; рабочие концентрации 0,1 ед/мл) и подготовить 20% глюкозы (D-(+)-раствора глюкозы растворяют в дистиллированной воды) под управлением если мышей стали гипогликемических.
      Примечание: ITT обычно выполняется после того, как короткие быстро, чтобы избегать гипогликемии, которая в противном случае может произойти в одночасье постились животных. Все реагенты, которые находятся в ведении животных должны быть фармакологического класса и стерильный.
  2. Мера веса мышей, Марк хвост, вырезать кончик хвоста, с помощью острых ножниц и измерить базальную глюкозы крови, как описано выше для ТТГ в шаге 2.4.
  3. Инъекции инсулина
    1. Впрыснуть инсулин внутрибрюшинно (0,75 U инсулин/кг веса тела, рассчитывается заранее), сдерживать мыши методом загривок.
    2. Использовать свежие, стерильные 27 или 30 манометра для каждого животного избежать дискомфорта и риск заражения любого места инъекции.
      Примечание: Стерилизации кожи может продлить продолжительность инсулина администрации и таким образом может вызвать дополнительные помехи для животного. Поэтому не рекомендуется.
    3. Наклоните голову мыши вниз под небольшим углом подвергать вентральной стороне животного. Место стерильной иглой с наклонной вверх и под углом в 30 ° в нижнем правом квадранте живота животного (рис. 3b). Запустите таймер сразу после того, как вводится первая мышь.
      Примечание: Низкие дозы Ситт (0.1 U/кг) могут быть выполнены конкретно оценить чувствительность печеночных инсулина. Что касается ТТГ, расчета объем впрыска, основанные на массе тела является стандартной процедурой, при этом основывая дозы на мышечной массы является предпочтительным, если доступны данные композиции тела.
  4. Измерение уровня глюкозы в крови в выбранное время точках (например, после 15, 30, 45, 60 и 90 минут).
    Примечание: Как инсулин короткого перерыва ~ 10 мин в мышей13, конце различия после инсулина администрации (например, после 2 h) могут не отражать прямой эффект действия инсулина. Администрирование 20% раствора глюкозы, в случае, если мышь становится гипогликемических (крови глюкозы ниже 35 мг/дл) и находится в опасности смерти.
  5. После того, как последний раз указывает, место мышей обратно в свои дома клетки, подготовлены с большим количеством пищи и воды.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Рисунок 1 иллюстрирует таблица схема времени для метаболического фенотипа мышь на диеты. В возрасте примерно 6 недель мышей должно уделяться HFD, в то время как LFD-группа может служить в качестве контрольной группы. Важно отметить, что вес тела должен определяться еженедельно соблюдать, если есть ожидаемое увеличение веса тела. Любые виды стресса (например, шума или агрессивного поведения мужчин) может помешать с увеличением веса тела и должны быть устранены немедленно. Каждый когорты мышей для экспериментов диета должна состоять из по крайней мере 10 мышей потому, что эти диеты эксперименты являются длительным, и нетипичные часто (например, мышь, не набирает вес или мышей с ненормальным глюкозы или уровни инсулина). После выбранного периода времени (в зависимости от гипотезы исследования и точкой время ожидаемых изменений) ТТГ и МТС могут выполняться для оценки действий толерантности и инсулина глюкоза. В этом документе были выбраны конце моменты времени для метаболических испытания.

Важно то, что должно быть время восстановления по крайней мере 1 недели между ТТГ и МТС, как эти эксперименты приводят к существенной потери крови и, таким образом очень напряженным для мышей. Если объемы сбора крови снизилась (например, если сначала выполняет ITT без дополнительных крови коллекции), этот период восстановления также может быть сокращен или опущен, в соответствии с руководящими принципами для нескольких крови ничьих в животных14, 15,16,17.

В этом большое исследование с 60 мышей C57BL/6J в общей сложности, половина из мышей были установлены на HFD или LFD в возрасте 6 недель (n = 30/группа) и увеличение веса тела был контроль за 16 недель на диете. Потребление HFD привели к значительному увеличению массы тела, как показано на рисунке 4. В возрасте 6 недель вес тела был 20.2 g в обеих группах. В то время как мыши на LFD показали последовательную, слегка увеличения веса тела (31.2 g ± 2,7) за исследуемый период, мышей на HFD увеличился их веса тела, особенно в первые недели и достиг максимума вес тела после 16 недель на диете. Хотя масса кривых показан аналогичный шаблон во время эксперимента, мышей HFD-группа достигла 1,5 - 2 раза выше веса тела (44,4 g ± 4.0) по сравнению с LFD-кормили мышей.

Расследовать метаболического фенотипа двух когорт, были исполнены ТТГ (рис. 5) и МТС (рис. 6). Как кровь объем ограничен мелких грызунов, точки обслуживания (POC) для диабетических людей (глюкометр) был использован для контроля уровня глюкозы в крови в ходе этих экспериментов метаболического фенотипа. Как показано на рисунке 2, глюкозы в крови мониторы, просты в использовании, нужен лишь небольшой капли крови и отображать уровень глюкозы в крови в течение нескольких секунд для документации. Рисунок 5 представляет время курс абсолютной глюкозы (bРисунок 5a) и абсолютной инсулин уровнях (рис. 5 c) во время ТТГ. Как правило, здоровые мыши с нормальной глюкозе показывает характерный быстрый рост в крови глюкозы, достигая своего пика 15-30 мин после вызов глюкозы.

Поглощение последующие глюкозы, главным образом проведенного мышцы, жир ткани и ткани печени приводит к постепенной снижение концентрации глюкозы в крови. Все эксперименты, LFD-кормили мышей служил группе терпимая(ый) контроля глюкозы и таким образом выполнил ожидаемых метаболических профиль: пик уровня глюкозы в крови ~ 240 мг/дл был достигнут примерно 15 мин после приема глюкозы, немедленно последовало снижение, достигая Базальные уровни приблизительно 60 мин после вызов глюкозы, указав правильное глюкозы ликвидации. В противоположность HFD-мышей достиг примерно ~ 320 мг/дл глюкозы и показал почти не утилизации глюкозы, указывающее глюкозы сопротивления. Когда уровень глюкозы в крови между двумя группами уже отличаются в состоянии поста (например представитель), расчет площади под кривой (AUC) выше базовых глюкозы следует выполнять для проверки результатов (Рисунок 5a b).

Кроме того циркулирующего инсулина крови были определены с использованием инсулина ИФА тест (рис. 5 c) для того, чтобы предоставить дополнительные сведения о базовых патофизиологии в этой модели. В то время как уровень инсулина были почти неизменным в контрольной группе, мышей кормили HFD показал 16-fold повышенной поста уровня, по сравнению с контрольной группой, а также существенно увеличить инсулина ответ, указывающий HFD-индуцированной компенсационные гиперинсулинемия как Предпринята попытка компенсировать снижение глюкозы ликвидации потенциала, которое может быть вызвано сопротивление инсулина. Однако помните, что не следует чрезмерно интерпретировать результаты ТТГ, как этот тест не непосредственно оценить действия инсулина и не должны использоваться заключить заявления о сопротивление инсулина.

Для измерения чувствительности инсулина в HFD-кормили мышей, ITT была выполнена 1 неделю после ТТГ (рис. 6a). В этот assay степень, в которой кровь концентрации глюкозы осенью, после инсулина администрации представляют собой эффективность действия инсулина всего тела. HFD-кормили мышей показало нарушениями снижение уровня глюкозы в крови по сравнению с группой контроля LFD-кормили, во всех точках времени во время ITT, таким образом предлагая сопротивление инсулина. ITT результаты обычно представлены как время курс уровня глюкозы, но дополнительно также обратное, проявленную AUC ниже базовой линии глюкозы может быть как показано в рисунке 6b. Если группы, которые сравниваются имеют аналогичные голодного уровня глюкозы в крови (которые не происходит в этом эксперименте), уровни глюкозы во время ITT также могут быть представлены как процент базальной глюкозы. Как и мышей, дерегулирующее ответ на инсулин активируется, если уровень глюкозы в крови падает ниже ~ 80 мг/дл18: дефекты в этом дерегулирующее ответ в частности мыши модели могут быть неправильно истолкованы как увеличение в чувствительность инсулина. Во время HFDs и последующих метаболических фенотипические экспериментов останцы часто может произойти. Мышей, которые не набирать вес на HFD, или тех, показаны ненормальной уровень глюкозы натощак и/или уровень инсулина должны быть исключены из анализа. Для двух последних, останец испытание может проводиться для каждой экспериментальной группы отдельно (например, испытания Граббс)

В этом исследовании в качестве примера мы показали и интерпретации данных о метаболических эксперименты в естественных условиях, осуществляется на мышах с диеты индуцированной ожирения, нетерпимость глюкозы и инсулина сопротивления и сравнили их с контрольной группой с нормального веса тела. Как и ожидалось, было нарушение толерантности к глюкозе и гиперинсулинемия ожирением мышей в соответствии с сопротивлением инсулина, по сравнению с соответствием возраст управления мышей; Это было обнаружено с помощью прочные, надежные, время и бюджет ориентированных методов, которые являются относительно легко выполнять. Различия в толерантности к глюкозе, уровень инсулина, а также как чувствительность инсулина, которые получаются все представленные методами ТТГ и ITT, часто может помочь планировать последующие шаги исследования, которое может включать более сложных экспериментов, такие как гипергликемической или hyperinsulinemic зажимов, а также эксперименты с изолированной панкреатических островков.

Figure 1
Рисунок 1. Таблица схема времени для режима предлагаемые диеты и метаболических экспериментов в естественных условиях. Для того, чтобы исследовать метаболические эффекты HFD мышей, животных опытной группы размещаются на HFD на возраст, примерно 6 недель, в то время как в контрольной группе получает LFD. Вес тела мышей должны определяться на еженедельной основе для оценки надлежащего веса. После примерно 12 недель на диете (или точки выбранного времени в зависимости от гипотезы исследования) метаболического фенотипа мышей оценивается ТТГ после 1 недели время восстановления, и впоследствии ITT. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Figure 2
Рисунок 2. Методы для забора крови в ходе метаболических экспериментов. ТТГ, а также ITT, где требуется повторное крови, мы рекомендуем рисунок крови через тщательно резки 1-2 мм кусок кончик хвоста с острыми ножницами (вариант А), а затем определение уровня глюкозы в крови с глюкометр и дальнейший сбор крови с капилляр для определения уровня инсулина и других значений соответствующих крови. Кроме того кровь может также попробовать через хвост вен (вариант B) или артериальная катетеризация (не показан). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Figure 3
Рисунок 3. Пероральная затравка глюкозы (а) и инсулина внутрибрюшинной инъекции (b). Представитель образы устные глюкозы администрации с помощью кормления иглы во время ТТГ () и внутрибрюшной инъекции инсулина во время ITT (b). Смотреть протокол для подробного описания. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Figure 4
Рисунок 4. Тела веса HFD-кормили и LFD-кормили мышей C57BL/6J. Мышей C57Bl/6J были либо набор на 60% HFD, или 10% LFD в качестве элемента управления, в течение 20 недель. В то время как мыши на HFD показали ожидаемое увеличение массы тела, особенно в течение первых недель на диете, LFD-кормили мышей показало почти постоянного веса за исследуемый период. Результаты являются среднее ± SEM. *p < 0,05, ** p < 0.01, *** p < 0,001. n = 30% группы. ANOVA и Тьюки должность Специального теста были использованы для тестирования различий. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Figure 5
Рисунок 5. ТТГ выступал в HFD-кормили и LFD-кормили животных C57BL/6J. () глюкозы уровни во время ТТГ. После ночи быстро уровни глюкозы (мг/дл) были измерены в пост государства и 15, 30, 45 и 60 мин после управляющей раствора глюкозы устно через затравки (1 г глюкозы/кг). Уровень глюкозы в HFD-группы были подняты в состоянии поста, а также после глюкозы вызов. Увеличение, достигла своего пика после 15 мин после задержки и медленно уменьшаться. Результаты являются среднее ± SEM. *p < 0,05, **p < 0.01, ***p < 0,001. n = 30% группы. Статистический анализ проводился с помощью теста ANOVA и Тьюки должность Специального . (b) глюкозы площадь под кривой (AUC)) во время ТТГ. Чтобы вычислить базовые исправлены АУК, базальный глюкозы уровнях (точка 0 время) были вычтены из всех позднее получил уровень глюкозы в крови для каждой мыши индивидуально, после чего расчет отдельных AUCs. AUC выше базовых глюкозы иллюстрирует сопротивление глюкозы в HFD-кормили мышей. Статистический анализ проводился с помощью ANOVA и Тьюки должность Специального теста (глюкозы) или студента две хвостатые t-тест (AUC)). (c) Уровни инсулина при ТТГ. Уровни инсулина (нг/мл) были измерены после голодания периода 4 h и 15, 30 и 60 мин после управляющей раствора глюкозы устно через затравки (1 г глюкозы/кг). HFD-кормили мышей не только компенсацию за инъекции глюкозы с выше увеличения уровня инсулина в крови, они также начался и закончился ТТГ с повышенными инсулин уровнях по сравнению с контрольной группой. Результаты являются среднее ± SEM. *p < 0,05, **p < 0.01, ***p < 0,001. n = 30% группы. Статистический анализ проводился с помощью теста ANOVA и Тьюки должность Специального . Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Figure 6
Рисунок 6. СИТТ, выполненных в HFD-кормили и LFD-кормили животных C57BL/6J. () глюкозы уровни во время ITT. Уровень глюкозы (мг/дл) были измерены в пост государства и 15, 30, 45 и 60 мин после инъекции инсулина внутрибрюшинно (0,75 инсулина U/кг). Во время ITT HFD-кормили мышей показало повышенный глюкозы. Уровень глюкозы в крови не были адекватно опустил в HFD-кормили мышей после инъекции инсулина. Результаты являются среднее ± SEM. *p < 0,05, **p < 0.01, ***p < 0,001. n = 30% группы. Статистический анализ проводился с помощью теста ANOVA и Тьюки должность Специального . (b) глюкозы площадь под кривой (AUC)) во время ITT. Чтобы вычислить базовые исправленные обратное АУК, базальный глюкозы уровнях (точка 0 время) были вычтены из всех позднее полученные глюкозы крови для каждой мыши индивидуально. Значения были перевернутый (умножение с -1), следуют расчет отдельных AUCs. Как следствие высокий уровень глюкозы в HFD-кормили мышей во время ТТГ базовый исправлены обратное AUC был ниже в HFD-кормили мышей, по сравнению с контролем мышей, которые далее предложил чувствительность снижение инсулина. Статистический анализ проводился с помощью ANOVA и Тьюки должность Специального теста (глюкозы) или студента две хвостатые t-тест (обратная AUC). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Дополнительная цифра 1. Контрольный список для подготовки эксперимента. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Дополнительная цифра 2. Уровни инсулина в СИТТ. Плазмы инсулин уровнях во время МТС в LFD-кормили против HFD-кормили групп показали аналогичные динамика в плазме крови инсулина после инъекции инсулина в обеих группах. Как и ожидалось, мышей HFD выставляются уровни сильно увеличенной базального инсулина, по сравнению с контрольной группой. Кроме того увеличение уровней инсулина в HFD-кормили мышей был сильнее, что может быть частично вызвано завышению мышечной массы тела если количество вводят инсулин рассчитывается на основе массы тела (обычные нормализации подход) как выполняется в этом эксперименте. Однако ответ инсулина был поврежден в группе HFD-кормили (недостаточное сокращение уровня глюкозы в плазме), таким образом далее подчеркивая стойкий инсулин государства в этих животных. Результаты являются среднее ± SEM. *p < 0,05, **p < 0.01, ***p < 0,001. Статистический анализ проводился с помощью теста ANOVA и Тьюки должность Специального . Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

С высокой распространенности диабета и сопутствующих заболеваний населения в мире существует сильное требование для адресации молекулярный механизм, профилактики и лечения заболеваний19исследований. Представленные протокол описывает устоявшиеся методы для генерации HFD мышей, надежные животных модель, используемая для метаболических исследований, а также проведение ТТГ и МТС, которые являются мощными инструментами для оценки всего тела метаболические изменения Например, сопротивление инсулина. Методы, представленные в настоящем документе может быть полезным для изучения роли подозреваемых генов, экологические факторы, а также фармакологических, диетическое, физические или генетических терапии на тело метаболизм глюкозы9,10. В то время как глюкоза служит основным стимулом для секреции инсулина в ТТГ, представленный протокол могут быть изменены (со-) применение других веществ, таких как макро и другие гормоны, которые известны изменить ответ инсулина2. Аналогично ITT протокол может быть изменена приложением (со-) других веществ (например, глюкагона или катехоламинов) согласно индивидуальных исследований вопрос. Основные надписи описанные протоколы ТТГ и ITT являются концентрации глюкозы и инсулина в крови; Однако измерения других параметров крови, таких как глюкагон, жирные кислоты и липопротеидов, а также различных метаболических маркеров на уровне мРНК и белка также может быть полезным в зависимости от цели исследования.

Следователи должны быть осведомлены, что нейроэндокринные реакции на гипогликемия, секрецию инсулина, действия инсулина, а также общей метаболического фенотипа сильно зависят от генетический фон мышей10. Здесь мы использовали мышей C57BL/6J генетический фон в качестве HFD-индуцированной модели сахарного диабета, которые имеют частичное обесценение в секреции инсулина глюкоза опосредованной благодаря естественным удаления в гене transhydrogenase нуклеотидов никотинамид 20, делая их подходящую модель для изучения ожирения связанные инсулина сопротивления8,9. Протоколы описанные здесь мая также использоваться метаболически охарактеризовать альтернативные мыши модели сопротивление инсулина и диабета, которые как правило основаны на Моногенные заболевания или химического разрушения β-клеток21, 22 , 23. меры предосторожности во время экспериментального дизайна включают в себя тестирование соответствует возрасту мышей, как снижение чувствительности инсулина с возраст24и далее проводить эксперименты на мышах от того же пола. Как генетических мутаций и лечения может привести к разному фенотипы в зависимости от пола25,26, он также может быть целесообразно исследовать обоих полов отдельно друг от друга.

Метод выборки крови, описанный в настоящем Протоколе не требует анестезии, которая может повлиять на сердечного ритма, кровоснабжение и метаболизм глюкозы, уступая-физиологические результаты10. Кроме того артериального катетера может быть имплантированы, который позволяет сосудистой выборки без обработки стресс во время эксперимента, но также добавляет усилий, затрат, а также риск потери животного эксперимента. Для ТТГ, мыши обычно постились ночь (14-18 ч), которая провоцирует катаболических государства в мышей, сильно истощает печени гликогена. Хотя это снижает изменчивость базового уровня глюкозы в крови, длительное быстро уменьшается скорость метаболизма и усиливает утилизацию глюкозы в мышей, который в отличие от ситуации в10,людей27. Как кормления моделей мышей также не имитировать поведение человека, он может быть таким образом более физиологических выполнять ТТГ после короткого быстро. Как циркадные ритмы имеют сильное влияние на метаболизм глюкозы в системных28, важно рассмотреть, в котором время суток проводятся эксперименты, описанные здесь. С целью изучения метаболизма мышей в период их активного (темные фазы), обратный цикл свето тени могут быть ценным генерировать результаты более физиологическое.

Описать маршрут администрации также могут быть изменены в зависимости от конкретных гипотеза тестируется. Пероральное введение глюкозы во время тест на переносимость глюкозы приводит к более переменных секреции инсулина, как опорожнения желудка, моторики желудочно-кишечного тракта, гормоны (incretins) и нейронных ввода модифицировать и продлить инсулина ответ2, 10. во время хорошо описал «incretin эффект», поглощение глюкозы из кишечника приводит к освобождению желудочно-кишечного тракта гормонов, таких как GLP1, который потенцирует устные инсулина глюкоза доставлены выпуска29. Чтобы обойти эти эффекты, болюс глюкозы может также быть внутривенно (IVGTT) или внутрибрюшинно (IPGTT). Экскурсии глюкозы и инсулина существенно отличаются в зависимости от выбранной доставки маршрут. По сравнению с ТТГ, внутрибрюшинного администрация глюкозы приводит к увеличение и продолжительной пик уровня глюкозы плазмы, в то время как уровни инсулина плазмы увеличение задержки, но более устойчивой основе30. Аналогичным образом внутривенно глюкоза администрации характеризуется задержкой инсулина ответ31. Резкое увеличение уровня инсулина, а также более надежной АУК инсулин данные, полученные при ТТГ предполагают, что устные доставки глюкозы может быть более чувствительным, чтобы обнаружить изменения в метаболизме глюкозы в Чоу кормили против HFD-кормили мышей30, 31. внутрижелудочного и внутрибрюшной доставки сходны с точки зрения тяжести для животных и технические трудности, в то время как внутривенное обычно сложнее, а также более напряженным для мышей32. Пероральное введение далее исключает 10-20% уровень ошибки во время внутрибрюшинной инъекции в просвете кишечника или желудка, что может повлиять на уровень глюкозы доставки и перераспределения33,34.

Хотя это наиболее физиологической маршрут доставки глюкозы, ТТГ ограничено в учете только поглощение глюкозы, в то время как полный обед также содержит белки, сложные углеводы, жиры, волокон и микроэлементов. Стандартный подход во время ТТГ состоит в том, чтобы основывать глюкоза доза на вес тела мыши, в то время как обычно 1-3 г глюкозы/кг массы тела, управляемых35,36. В некоторых случаях выше глюкозотолерантный чем 1 г/кг может быть необходимо выявить терпимости зрением глюкозы30. Многие модели мыши ожирения и диабета характерны изменения в составе тела, особенно массовое увеличение жировой массы, в то время как мышечной массы тела (мышц, головного мозга и печени), которая является основной сайт утилизацию глюкозы не изменяется пропорционально. Таким образом, подход обычных нормализации веса тела приведет к непропорционально выше дозы глюкозы, которым подвергается мышечной ткани в ожирением мыши по сравнению с не ожирением мыши. Эта предвзятость увеличивается с выше глюкоза доза30. Таким образом оптимально дозы глюкозы (ТТГ), а также инсулина (ITT) должны быть рассчитываются на основе мышечной массы тела, если тело состав данных доступны37. Если оценки состава тела невозможно из-за технических ограничений, дозировки должны быть выполнены согласно веса тела (дополнительный рисунок 2), в то время как применение фиксированной дозы, такие как в человека ОГТТ должно быть последним средством, если выполнение этих тестов в мышей10,35,36. В протоколе представлены ручные цельной крови монитор был использован для измерения уровня глюкозы в крови, который выгоден в испытаниях как ТТГ и МТС, которые требуют нескольких проб крови небольших объемов. Однако эти устройства предназначены для человеческой крови, имея снижение динамического диапазона. Кроме того глюкозы, которую уровней может быть измерено в образцах собранных плазмы, например, полностью автоматизированные анализаторы химии в обычной лабораториях. Помимо инсулина C-пептида может быть измерена в описанные протоколы более прямого показателя β-клеток секреторной функции, которая не добывается в печени, в отличие от инсулина38,39. Если процесс глюконеогенеза необходимо оценивать, пируват тест толерантности (PTT) может применяться, который является другой вариант здесь описано протоколов, мониторинг гликемический экскурсии после введения болюса пируват40.

Здесь описаны подходы ТТГ и МТС могут часто объяснить наблюдаемые различия в толерантность к глюкозе и далее может служить предложить которой последующих, более сложные эксперименты должны проводиться следующая (например, гипергликемической зажимы или исследования на изолированных островков). Таким образом мы представляем простой протокол для поколения HFD-индуцированной мыши модель и дальнейшего описания ТТГ и МТС, которые являются мощными инструментами для оценки изменения метаболического фенотипа в естественных условиях и может быть полезным для изучения метаболизм ассоциированных заболеваний механизмов, а также новые терапевтические подходы.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы не имеют ничего сообщать.

Acknowledgements

Это исследование было поддержано медицинского научного фонда мэра города Вены и Österreichische гезельшафт фюр Laboratoriumsmedizin унд клиническая Chemie.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Mouse strain: C57BL/6J The Jackson Laboratory 664 LFD/HFD
Accu Chek Performa - Glucometer Roche 6870228 OGTT/ITT
Accu Chek Performa - Strips Roche 6454038 OGTT/ITT
D-(+)-Glucose solution Sigma-Aldrich G8769 OGTT
Actrapid - Insulin Novo Nordisk 417642 ITT
Reusable Feeding Needles Fine Science Tools #18061-22 OGTT; 22 gauge (-24 gauge for young mice)
Omnifix-Fine dosing syringes Braun 9161406V OGTT/ITT
Sterican Insulin needle (30G x 1/3"; ø 0.30 x 13 mm) Braun 304000 ITT; lean mice
Sterican (G 27 x 3/4"; ø 0.40 x 20 mm)   Braun 4657705 ITT; mice on HFD
96 Well PCR Plates, non-skirted, flexible Braintree Scientific, Inc. SP0016 OGTT
Ultrasensitive Mouse Insulin ELISA kit Crystam Chem 90080 OGTT
Rodent Diet with 60% kcal% fat Research Diets Inc D12492 mice on HFD
Rodent Diet with 10% kcal% fat. Research Diets Inc D12450B mice on LFD
BRAND micro haematocrit capillary Sigma-Aldrich BR749321 OGTT/ITT
Vaseline - creme Riviera P1768677 OGTT/ITT

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Qatanani, M., Lazar, M. A. Mechanisms of obesity-associated insulin resistance: many choices on the menu. Genes Dev. 21, (12), 1443-1455 (2007).
  2. Wilcox, G. Insulin and insulin resistance. Clin Biochem Rev. 26, (2), 19-39 (2005).
  3. Reaven, G. M. Pathophysiology of insulin resistance in human disease. Physiol Rev. 75, (3), 473-486 (1995).
  4. Kahn, B. B. Type 2 diabetes: when insulin secretion fails to compensate for insulin resistance. Cell. 92, (5), 593-596 (1998).
  5. Gregor, M. F., Hotamisligil, G. S. Inflammatory mechanisms in obesity. Annu Rev Immunol. 29, 415-445 (2011).
  6. Odegaard, J. I., Chawla, A. Pleiotropic actions of insulin resistance and inflammation in metabolic homeostasis. Science. 339, (6116), 172-177 (2013).
  7. Srinivasan, K., Ramarao, P. Animal models in type 2 diabetes research: an overview. Indian J Med Res. 125, (3), 451-472 (2007).
  8. Surwit, R. S., Kuhn, C. M., Cochrane, C., McCubbin, J. A., Feinglos, M. N. Diet-induced type II diabetes in C57BL/6J mice. Diabetes. 37, (9), 1163-1167 (1988).
  9. Winzell, M. S., Ahren, B. The high-fat diet-fed mouse: a model for studying mechanisms and treatment of impaired glucose tolerance and type 2 diabetes. Diabetes. 53, Suppl 3. S215-S219 (2004).
  10. Ayala, J. E., et al. Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice. Dis Model Mech. 3, (9-10), 525-534 (2010).
  11. Jais, A., et al. Heme oxygenase-1 drives metaflammation and insulin resistance in mouse and man. Cell. 158, (1), 25-40 (2014).
  12. Teperino, R., et al. Hedgehog partial agonism drives Warburg-like metabolism in muscle and brown fat. Cell. 151, (2), 414-426 (2012).
  13. Cresto, J. C., et al. Half life of injected 125I-insulin in control and ob/ob mice. Acta Physiol Lat Am. 27, (1), 7-15 (1977).
  14. First report of the BVA/FRAME/RSPCA/UFAW joint working group on refinement. Removal of blood from laboratory mammals and birds. Lab Anim. 27, (1), 1-22 (1993).
  15. McGuill, M., Rowan, A. Biological Effects of Blood Loss: Implications for Sampling Volumes and Techniques. ILAR. 31, (4), 5-18 (1989).
  16. Hoff, J. Methods of Blood Collection in the Mouse. Lab Animal. 29, (10), 47-53 (2000).
  17. NIH. National Institute of Health - Guidelines for Survival Bleeding of Mice and Rats. Available from: http://oacu.od.nih.gov/ARAC/survival.pdf (2017).
  18. Jacobson, L., Ansari, T., McGuinness, O. P. Counterregulatory deficits occur within 24 h of a single hypoglycemic episode in conscious, unrestrained, chronically cannulated mice. Am J Physiol Endocrinol Metab. 290, (4), E678-E684 (2006).
  19. Guariguata, L., et al. Global estimates of diabetes prevalence for 2013 and projections for 2035. Diabetes Res Clin Pract. 103, (2), 137-149 (2014).
  20. Freeman, H. C., Hugill, A., Dear, N. T., Ashcroft, F. M., Cox, R. D. Deletion of nicotinamide nucleotide transhydrogenase: a new quantitive trait locus accounting for glucose intolerance in C57BL/6J mice. Diabetes. 55, (7), 2153-2156 (2006).
  21. Pelleymounter, M. A., et al. Effects of the obese gene product on body weight regulation in ob/ob mice. Science. 269, (5223), 540-543 (1995).
  22. Chen, H., et al. Evidence that the diabetes gene encodes the leptin receptor: identification of a mutation in the leptin receptor gene in db/db mice. Cell. 84, (3), 491-495 (1996).
  23. Rossini, A. A., Like, A. A., Dulin, W. E., Cahill, G. F. Jr Pancreatic beta cell toxicity by streptozotocin anomers. Diabetes. 26, (12), 1120-1124 (1977).
  24. Bailey, C. J., Flatt, P. R. Hormonal control of glucose homeostasis during development and ageing in mice. Metabolism. 31, (3), 238-246 (1982).
  25. Shi, H., et al. Sexually different actions of leptin in proopiomelanocortin neurons to regulate glucose homeostasis. Am J Physiol Endocrinol Metab. 294, (3), E630-E639 (2008).
  26. Collins, S., Martin, T. L., Surwit, R. S., Robidoux, J. Genetic vulnerability to diet-induced obesity in the C57BL/6J mouse: physiological and molecular characteristics. Physiol Behav. 81, (2), 243-248 (2004).
  27. Heijboer, A. C., et al. Sixteen hours of fasting differentially affects hepatic and muscle insulin sensitivity in mice. J Lipid Res. 46, (3), 582-588 (2005).
  28. Kohsaka, A., Bass, J. A sense of time: how molecular clocks organize metabolism. Trends Endocrinol Metab. 18, (1), 4-11 (2007).
  29. Drucker, D. J. Incretin action in the pancreas: potential promise, possible perils, and pathological pitfalls. Diabetes. 62, (10), 3316-3323 (2013).
  30. Andrikopoulos, S., Blair, A. R., Deluca, N., Fam, B. C., Proietto, J. Evaluating the glucose tolerance test in mice. Am J Physiol Endocrinol Metab. 295, (6), E1323-E1332 (2008).
  31. Ahren, B., Winzell, M. S., Pacini, G. The augmenting effect on insulin secretion by oral versus intravenous glucose is exaggerated by high-fat diet in mice. J Endocrinol. 197, (1), 181-187 (2008).
  32. Bowe, J. E., et al. Metabolic phenotyping guidelines: assessing glucose homeostasis in rodent models. J Endocrinol. 222, (3), G13-G25 (2014).
  33. Arioli, V., Rossi, E. Errors related to different techniques of intraperitoneal injection in mice. Appl Microbiol. 19, (4), 704-705 (1970).
  34. Miner, N. A., Koehler, J., Greenaway, L. Intraperitoneal injection of mice. Appl Microbiol. 17, (2), 250-251 (1969).
  35. Heikkinen, S., Argmann, C. A., Champy, M. F., Auwerx, J. Evaluation of glucose homeostasis. Curr Protoc Mol Biol. Chapter. Chapter 29 Unit 29B 23 (2007).
  36. Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage. Am J Physiol Endocrinol Metab. 294, (1), E15-E26 (2008).
  37. McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse. Am J Physiol Endocrinol Metab. 297, (4), E849-E855 (2009).
  38. Pacini, G., Omar, B., Ahren, B. Methods and models for metabolic assessment in mice. J Diabetes Res. 2013, 986906 (2013).
  39. Polonsky, K. S., Rubenstein, A. H. C-peptide as a measure of the secretion and hepatic extraction of insulin. Pitfalls and limitations. Diabetes. 33, (5), 486-494 (1984).
  40. Hughey, C. C., Wasserman, D. H., Lee-Young, R. S., Lantier, L. Approach to assessing determinants of glucose homeostasis in the conscious mouse. Mamm Genome. 25, (9-10), 522-538 (2014).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics