Optimal förberedelse av formalinbeständiga prover för peptid baserat Matrix assisterad Laser Desorption/jonisering masspektrometri Imaging arbetsflöden

Biochemistry

Your institution must subscribe to JoVE's Biochemistry section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Det här protokollet beskriver en reproducerbar och pålitlig metod för sublimering-baserade beredning av formalinbeständiga vävnad avsedd för imaging masspektrometri.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

O'Rourke, M. B., Padula, M. P., Smith, C., Youssef, P., Cordwell, S., Witting, P., Sutherland, G., Crossett, B. Optimal Preparation of Formalin Fixed Samples for Peptide Based Matrix Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry Imaging Workflows. J. Vis. Exp. (131), e56778, doi:10.3791/56778 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Användning av matrix-assisted laser desorption/jonisering, masspektrometri imaging (MALDI MSI) har snabbt expanderat, eftersom denna teknik analyserar en värd av biomolekyler från droger och lipider till N-glycans. Även om olika provberedningstekniker finns, förblir att upptäcka peptider från formaldehyd bevarade vävnader en av de svåraste utmaningarna för denna typ av massa spektrometriska analys. Därför har vi skapat och optimerat en robust metod som bevarar den rumsliga informationen i provet, medan framkalla det största antalet joniseringsbara peptider. Vi har också syftar till att uppnå detta på ett enkelt och kostnadseffektivt sätt, vilket eliminerar potentiella bias eller beredning fel, som kan uppstå när du använder automatisk instrumentering. Slutresultatet är ett reproducerbart och billig protokoll.

Introduction

Matrix-assisted laser desorption/jonisering masspektrometri imaging (MALDI MSI) har varit anställd som en bild baserad teknik för två decennier1,2, analysera en rad biomolekyler inklusive: lipider3, peptider2 ,4, proteiner2,5, metaboliter6,7, N-glycans8och syntetiska molekyler såsom terapeutiska läkemedel9,10. Antalet publikationer visar nyttan av denna teknik har vuxit betydligt under de senaste decenniet6,11,12,13. Vissa molekyler, såsom lipider, är relativt lätt att analysera via MALDI MSI, som de jonisera lätt på grund av sin kemiska natur och därmed kräver lite tidigare beredning3. Men för svårare mål såsom peptider är stegen som krävs för att effektivt jonisera dessa molekyler omfattande och allmänt komplicerade14. Närvarande finns det mycket få publikationer som syftar till att adress eller påvisa reproducerbarhet i de metoder som används för att förbereda vävnad för denna unika visuella teknik15. Därför har vi sammanställt observationer och genomfört optimeringar till en enda, enkel att genomföra, metodik som bör kräva lite till ingen modifiering, för analys av peptider från en formaldehyd tvärbunden vävnad källa14.

I detta manuskript, har vi beskrivit en validerad, låg kostnad reproducerbar metod för detektering och spatial kartläggning av peptider, genereras från formalin-fasta frysta (FFF) och formalin-fast paraffin-inbäddat (FFPE) vävnadssnitt. Denna metod inte kräver eller förlita sig på någon specialiserad instrumentation3. Specifikt, vi tar itu med de många aspekterna av specialiserade provberedning nödvändigt att analysera peptider; steg som antigen retrieval16 och matrix beläggning. Våra protokoll använder också billig utrustning och reagenser, vilket gör denna metod tillgänglig för en bredare gemenskap som annars inte har råd den alternativa robotic apparater17.

Resonemanget bakom utveckla en manuell prov förberedelse metod var tvåfaldigt: för det första användningen av en sublimator skapar en konsekvent och homogen beläggning av matrix kristaller som är ~ 1 µm i längd18, något ouppnåeligt med vanligare sprutning tekniker. För det andra, relativt litet Ställ kostnader: den totala kostnaden av anpassade apparater var <$ 1500 AUD. Vi noterar när det gäller kostnadseffektivitet, priset per prov är långt billigare när det finns inga automatiska maskiner inblandade. Användning av sublimering har rapporterats tidigare, men bäst av vår kunskap, steg för steg metoder som beskriver denna process och provberedning inte har rapporterats eller beskrivna i litteraturen.

Detta protokoll syftar till att bistå forskare som har tillgång till en MALDI masspektrometer och som är inställda på att generera rumslig information i förhållande till en bio-molekyl intresse19. I huvudsak är MALDI MSI en form av histologiska screening som inte bygger på antikroppar eller fläckar2.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Varning: Alla tillämpliga säkerhetsåtgärder bör följas när du utför detta förfarande, inklusive användning av lämplig personlig skyddsutrustning (PPE) (t.ex. lab rockar, nitrilhandskar, skyddsglasögon, etc.)

1. beredning av reagens och utrustning

  1. Beredning av lösningar
    1. För att förbereda 500 mL Carnoys vätska, blanda 100% etanol (EtOH), kloroform och koncentrerad ättiksyra i en 6: förhållandet 3:1 v/v/v i en ren glasflaska Schott.
    2. För att göra flytande nitrocellulosa (NC), lös NC membran (används ofta i western blotting) i snygg aceton, vaggning, till en slutlig koncentration på 40 mg/mL.
  2. Beredning av NC belagda diabilder
    1. En teknik som liknar den som används för beredning av blod cellprov för Histologisk undersökning20 att förbereda NC bestruket diabilder.
    2. Pipettera 40 µL av flytande NC på ena kanten av ett ledande indium tinoxiden (ITO) objektglas. Använder ett vanligt glas objektglas, dra NC under ytspänning över bilden för att skapa en även tunn film beläggning.
    3. Tillåta NC torka i rumstemperatur i 20 s och sedan store tills det behövs i rumstemperatur. Lagring av prover under dessa förhållanden kan vara obestämd förutsatt vävnader är underhållna och fria från damm.
      Obs: Denna framställningsmetod är bättre känd som ”thin film” och kommer att producera en jämn beläggning som är beroende av viskositeten hos NC samt dess brist på ytspänning att självavväga i bilden. Den enda vård som bör vidtas när förbereda bilderna inte rör sig för snabbt, vilket kommer att skapa ränder av NC i stället för en fullständig täckning.
      FÖRSIKTIGHET: Flytande NC torkar mycket snabbt, det är viktigt att arbeta snabbt för att undvika uttorkning lösningen innan det har spridit ordentligt. Också bör vara försiktig när du hanterar NC i dess flytande tillstånd, eftersom det är en mycket aktiv förening och ska inte kontakta en källa till tändning att förhindra brandbomber explosion. NC genomgår även endoterma övergångar när torkning och kan orsaka köldskador om får komma in i långvarig kontakt med huden eller handskar på händerna. För att minimera alla risker, bara små mängder bör förberedas på varje gång (< 1 mL rekommenderas). När torr är det stabilt vid rumstemperatur. NC kan dock explosiva när den förekommer i stora mängder.
  3. Skapandet av anpassade vapor chambers
    1. Skär en bit tjock blotting papper med en sax stor nog att passa botten hälften av en vanlig plast petriskål (94 mm i diameter och 3 mm tjock).
    2. Skära i papper, lämnar en rektangulär remsa i mitten, samma storlek som ett objektglas, lämnar tillräckligt överskott så att papperet kommer att behålla sin position i petriskål (kompletterande Figur1).

2. beredning av vävnadssnitt

  1. FFPE vävnad21.
    1. Välj önskad vävnad block och avsnitt den på 12 µm tjocklek i en standard bänk monterad mikrotomen och flyta montera på NC belagd före ITO bilderna.
    2. Doppa glasen i färska xylen ta bort kvarvarande paraffin i 2 min, och upprepa proceduren en gång.
      Obs: Om blocket paraffin är särskilt genomträngande eller vävnaden är relativt liten jämfört med paraffin-block, proverna kan värmas vid 60 ° C att smälta flesta bort före tvätt i xylen.
    3. Tvätta deparaffinized proverna genom att dränka bilder i en graderad lösningsmedel serie: 70% v/v EtOH och vatten, 100% EtOH, Carnoys vätska, 100% EtOH, ultrarent vatten och 100% EtOH. Varaktigheten av varje nedsänkning bör vara 30 s, utom Carnoys vätska, som måste pågå 2 min.
      FÖRSIKTIGHET: Carnoys vätska och xylen skall förvaras och används i ett dragskåp, eftersom de är mycket giftiga vid inandning.
  2. Formalin-fasta frysta (FFF) vävnad
    Obs: Prover bör redan frysas, på lämpligt sätt enligt provtypen.
    1. Temperera det vävnad blocket vid driftstemperatur mikrotomen för 20 min22.
      Obs: Jämviktstiden temperatur är beroende av vilken typ av vävnad.
    2. Avsnitt i vävnaden med en mikrotom på 12 µm och Tina mount avsnitten på en färdiga NC belagda ITO Skjut.
    3. Lagra bilder i vakuum exsickator på bänken i mörkret.
      Obs: Prover kan lagras i flera veckor under dessa förhållanden.
    4. Tvätta proverna i en graderad lösningsmedel serie som anges för FFPE-vävnad (2.1.3).
      Obs: Det finns inget behov av ett xylen deparaffinisation steg som provet inte är inbäddade.

3. metylen Crosslink hydrolys

  1. Ladda exempelbilder (FFF eller FFPE) i en plast slide-låda som är fylld till toppen med 20 mmol tris-HCl (pH 8,8). Försegla lådan och placera den i ett vattenbad, som innehåller 500 mL vatten, så att rutan att röra botten. Värm det sedan för 15 min vid 120 ° C i en tryckkokare som kan uppnå ett arbetstryck av 70 kPa.
  2. Ta bort bilder, låta dem svalna och låt dem torka i rumstemperatur i 15 min.

4. vävnad matsmältningen

  1. När hydrolyserat, kappa av prov med 10 µL av trypsin lösning (1 mg/mL) i ultrarent vatten, genom pipettering 10 µL av lösningen på kanten av avsnittet vävnad, använder samma pipettspetsen, och dra sedan droplet-programmet över hela ytan av vävnaden under ytan spänning.
    Obs: Undvik att repa vävnadsytan med pipettspetsen och över sprida enzymet okända gränsar av vävnad kanterna.
  2. Kan proverna torka vid rumstemperatur.
  3. När torr, montera proverna inom topp tidigare konstruerade vapor avdelning (vävnad nedåt) med autoklav tejp på antingen kanten av bilden (kompletterande figur 2).
  4. Pipettera 600 µL av en lösning innehållande en 1:1 v/v blandning av 100% acetonitril och 50 mM hjorthornssalt försiktigt upp på läskpapper finger i den nedre delen av petriskål tills fingret verkar vara jämnt fuktig.
  5. Placera den övre halvan av vapor kammaren på botten hälften, att säkerställa papper finger och prov bilden anpassa perfekt och försegla kammaren runt dess ekvatorn med paraffin film.
  6. Lämna provet över natten i en 37 ° C inkubator att tillåta fullständig matsmältningen.

5. matrisen beläggning via sublimering

  1. När smält, väg provet bilden på en 5-siffrig microanalytical balans.
  2. Montera bilden på sublimering apparaten kyla finger och säkra den med koppar tejp, på samma sätt som beskrivits för ånga kammaren (kompletterande diagram 3).
    Obs: För att säkerställa att bilden är kontaktad jämnt av kyla fingret, placeras ett skikt av koppar tejp på undersidan av kyla fingret till nivå ytan. Detta säkerställer att bilden kyls jämnt vilket leder till att även nedfall av matrix.
  3. Placera 300 mg av α-cyano-4-hydroxycinnamic acid (CHCA) matris i en glas petriskål längst ned på avdelningen och sprids jämnt för att skapa ett tunt lager av matrix kristaller.
  4. Montera sublimator och säkra de två halvorna med hästsko klämman. Avbryta den monterade enheten 15-20 cm ovanför badkar sand, förvärmd vid 220 ° C, genom att placera det i en metallring som ansluten till retorten ställning.
  5. Anslut kammaren till vakuumkällan, engagera vakuum, och gör det möjligt att stabilisera ner till ~ 25 mTorr för 5 min.
  6. Packa kyla fingret till toppen med is och tillsätt 50 mL vatten. Låt apparaten att bosätta sig i ytterligare 5 minuter innan du fortsätter.
  7. Lägre i kammaren på ytan av sanden, säkerställa sanden kontakter helt botten av kammaren, och lämna den för 45 min att skapa en perfekt beläggning av 0,22 mg/cm2
    FÖRSIKTIGHET: Försiktighet iakttas vid hantering av glas på hög vakuum, som skador på utrustningen, medan evakueras, kan resultera i katastrofala fel glas avdelning.
  8. Efter 45 min, ta bort kammaren från sand badet genom att ta upp metallringen och ventilera kammaren.
    Obs: När kammaren har ventilerats, bilden måste tas bort mycket snabbt som vattnet i luften börjar kondensera i frysning finger och prov bilden.
  9. Ta bort bilden och väga att säkerställa önskad beläggningen har uppnåtts.
    Obs: Om otillräcklig beläggning har uppnåtts, helt enkelt upprepa sublimering processen för bilden tills den önskad skikttjocklek har uppnåtts.

6. omkristallisering

  1. När sublimeras, montera prov bilden inuti toppen av tidigare konstruerade vapor kammaren, som beskrivs tidigare (vävnad nedåt).
  2. Pipettera 600 µL av en lösning innehållande en 1:1 (v/v) blandning av 100% acetonitril och 0,1% v/v trifluorättiksyra i vatten noggrant på blotting papper i nedre delen av petriskål att säkerställa en jämn beläggning.
  3. Montera i kammaren, att säkerställa papper fliken och Mikroskop bilden passar perfekt, och lämna i en 37 ° C inkubator för 1 h.
    Försiktighet: Inte försegla kammaren.
    Obs: När recrystallized, normalt gul nyans av matrisen bör vit, se mindre blanka och visas mycket jämn. Detta indikerar att omkristallisering har utförts korrekt.
  4. Provet är nu redo för analys.

7. instrumentering

  1. Skanna bilden i en flatbäddsskanner att skapa en digital bild.
  2. Läsa in provet i masspektrometer och analysera med hjälp av lämplig programvaruplattform.
  3. Analysera proverna i positiv Jon reflectron läge med en massa rad 750-3500 Da, med en spot upplösning som är tillämplig på det önskade resultatet. I de flesta fall 20-50 µm Rasterbredd räcker, men så lite som 10 µm kan vara begagnade15.
    FÖRSIKTIGHET: MALDI UV lasrar är en källa av joniserande strålning och bör inte ses direkt. Säkerställa att lasern är innesluten i instrumentet skärmning före operation.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Om följt korrekt, producerar detta protokoll bilder som tydligt representerar brutto morfologi av vävnad utan några repor eller andra mindre deformationer (figur 1). Den idealiska valideringen för ett korrekt utfört provberedning, är förmågan att skilja mellan olika fysiska strukturer genom att ändra den molekyl som tittade på (figur 2).

En bra guide för att avgöra om prover har upprättats på ett felaktigt är att kontrollera om förekomsten av utlokaliseringarna eller matris aggregation; peptid signaturer som sträcker sig utanför gränserna för den fysiska vävnaden är perfekt indikatorer som molekyler har flyttat under provberedning. Detta förklaras i detalj i O'Rourke och Padula (2017)15.

Producerad peptid spektrumet bör innehålla en hög överflöd av diskreta molekyler som är väl spridda över den valda massa sortiment1,23 (detta är till stor del prov beroende, det är dock inte ovanligt att se överstiger 50 diskreta peptid signaturer från FFPE-vävnad) (figur 3)18.

Figure 1
Figur 1 : Ett korrekt förbehandlat prov av FFF mänsklig hjärnvävnad. Bearbetade vävnad förlagan har varit avbildad på 50 µm och visar bra makro struktur och en tydlig skillnad mellan vit substans (WM) och grå (GM). Framgångsrikt beredda proverna visar tydliga differentiering av olika vävnad platser. Här finns det en tydlig regionen Uppregleringen av peptiden (företrädd av massa-till-storma baserat, M/Z) 1085 i regionen WM i panelen A. differentiering framgår vidare av frånvaron av en definierad form i panel B följt av dess retur i panelen C. Genom testmetoder fördelningen av tre olika molekyler på samma vävnad avsnitt och visar att vissa är jämnt fördelad, medan andra är begränsade till diskreta fysiska platser, kan vi se att provberedning har utförts korrekt. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 2
Figur 2 : En felaktigt beredda avsnitt av FFF mänsklig hjärnvävnad. Detta exemplar har varit avbildad på 50 µm men visar en storskalig nivå av utlokaliseringarna. Mönster av molekylerna som finns över paneler 1, 2 och 3 visar tydligt att, till skillnad från figur 1, det finns ingen tydlig definition mellan biologiska regioner eller skillnader i överflödet av de molekyler som visas. Eftersom bilderna är desamma, oavsett de molekyler som valts för visning, kan vi konstatera att det har varit delokaliserade på grund av felaktigt förbereds. Eftersom detta är hjärnvävnad, göra detta resultat inte logiska, biologisk bemärkelse. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 3
Figur 3 : Den globala masspektrum för bilden som visas i Figur 1. Skalan innehåller ett överflöd av peptid signaturer över den nedre änden av intervallet massa, med flera hög massa peptid toppar närvarande liksom. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Supplementary Figure 1
Kompletterande bild 1 : Schematisk för styckning blotting papper används i vapor kammare. Tjocka läskpapper skärs i en rund form med diameter 94 mm. En rektangulär flik skärs också ut till att motsvara storleken på ett standardglas objektglas. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Supplementary Figure 2
Kompletterande bild 2 : Församlingen Schematisk vapor avdelningen. Detta schema visar hur vapor kammaren bör monteras med specifika noterar hur exempelbilder, läskpapper och tejp alla överensstämmer med varandra. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Supplementary Figure 3
Kompletterande bild 3 : Schematisk av sublimering kammare församlingen: Denna figur visar hur den prov bild, sublimator och värmeplattan är ordnade att möjliggöra reproducerbar sublimering. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Detta protokoll var utformad för att maximera generationen av joniseringsbara molekylstorleken samtidigt eliminera omlokaliseringar av analyter. De viktigaste faktorerna involverar använder samma tvingande principen vid applicering matris, smälta provet eller recrystallizing efter sublimering24; nämligen, att en även nedfall av ånga, matris eller annars måste skapas och underhållas. Pipettering lösningsmedel tvättar för omkristallisering och matsmältning, jämnt under provet, förhindrar något enskilt område som tar emot mer lösningsmedel vapor än någon annanstans. Detta är viktigt för att förhindra bildandet av synlig kondens och övergripande hämmar utlokaliseringarna ytan molekyler samt att säkerställa att provet är jämnt rötas och recrystallized. Det är absolut nödvändigt att uppnå en jämn nedfall av matrix, som för lite visar en relativt låg intensitet och mångfalden av arter, och för mycket kommer att undertrycka jonerna från stickprovet, också sänka intensiteten och mångfalden av arter25. För att uppnå en jämn nedfall av matrix, se till att ett jämnt, tunt lager av matrix kristaller av en homogen storlek, placeras direkt nedanför fotavtryck av den svävande objektglas. Om lagret är ojämn eller för tunt, då sublimering av matrisen fortsätter för långsamt eller blir ojämn26. Potentiella problem med manuell applicering av lösningsmedel och enzym kommer ner till den individuella upplevelsen av användaren. Viss nivå av ”praxis” som behövs för att säkerställa ett repeterbara resultat, och det kan finnas vissa inledande oavsiktlig felaktig förberedelser. Men om omsorg vidtas för att säkerställa att den slutliga bilden är enligt egenskaperna för ”bra” provet vi har gett, då någon felaktigt beredda proverna leder inte till falska biologiska slutsatser.

För att effektivt smälta ett vävnadsprov som bevarats i formaldehyd (FFPE eller FFF), är det viktigt att ta bort så många av de metylen antipyridinantikropp som möjligt före trypsin nedfall16. Detta uppnås enkelt genom upphettning av provet i en tryckkokare på > 100 ° C, under en kort tid, utan faktiskt orsakar bubblor som kan mekaniskt separera provet. Vävnaden kan lätt förloras när behandlas på ett sådant sätt, så för att bekämpa detta, NC diabilder är anställda. Medan inte kritisk, garanterar det den fysiska integriteten hos provet när de utsätts för värme, tryck och organiskt lösningsmedel. Rötning av provet är sedan uppnås genom tillämpning av enzymet i en stat som förhindrar dess aktivering och sedan låter det torka, dvs upphängd i ultrarent vatten. Vapor kammaren sedan följer samma princip som omkristallisering, ger nog av en fuktig miljö så att lokaliserade rörelse av enzymet att möta och klyva protein ryggraden, men inte tillräckligt ”väta” att tillåta de resulterande peptiderna glida avsevärt från sin ursprungliga plats26. Pipettering direkt på bilden kommer inte delocalize någon yta analyter, på grund av effekterna av kvarvarande crosslinking och den allmänna olöslighet av stora proteiner i vatten.

Även om vi har fokuserat på tillämpningen av denna metod till peptider, kan det tillämpas lika lätt till arbetsflöden för analys av metaboliter, lipider och intakta proteiner. Några steg skulle behöva tas bort eller augmented; intakt protein imaging kräver inte någon proteolytisk klyvning steg, men det grundläggande arbetsflödet för provet snittning och montering följt av matrix sublimering, omkristallisering och analys kan tillämpas på nästan alla Provtyp. Vår avsikt för att utveckla detta protokoll och garantera dess tillförlitlighet och robusthet genom omfattande empiriska undersökningar, var att skapa en metod som kräver liten eller ingen förändring, som använder billig utrustning, och är mottagliga för ett brett gemenskapen med varierande instrumentation och biokemiska skicklighet. Vi hoppas att detta öppnar nya vägar för utredning till laboratorier som skulle annars har avfärdat denna teknik som alltför komplicerat eller dyrt. Vi är också övertygade om att vi har gett den första definitiva prov förberedelse metoden för peptid MSI. Vid tidpunkten för skrivande, har de flesta metoder varit till stor del instrumentering-baserade, med särskild tonvikt på användarvänlighet av robotic besprutning baserat metoder27,28,29. Det har också varit lite i vägen för tillförlitlig metylen hydrolys metoder med gissningar om rätt förfarande och apparater ska användas.

Sammanfattningsvis anser vi att tillämpningen av metoden ovan på FFPE och FFF vävnader, kommer att resultera i större förtroende för effekten av MSI för analys av peptider.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har ingen intressekonflikt eller kommersiellt intresse att redovisa

Acknowledgements

Författarna vill erkänna Sydney Medical School Foundation och Blues och Stiftelsen för att finansiera en del av detta arbete genom deras PhD scholarship program för Alzheimers Sjukdomforskning och en ARC Discovery bidrag (DP160102063) till PKW.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Cryo Microtome Leica CM3050 For preparation and section of tissue.
Indium Tin Oxide Microscope slides Bruker 8237001 For preparation and section of tissue.
Coplin Jars Sigma Aldrich S5516 For preparation and section of tissue.
Pressure Cooker Kambrook KPR620BSS For preparation and section of tissue.
Sublimator Chem Glass NA For sublimation procedure. Similar in design to the CG-3038 however it was custom made 
Sand bath NA NA For sublimation procedure. Fine grade river sand held in folded aluminium foil sourced from outside not from any specific company
Glass Petri Dish Sigma Aldrich CLS70165100 For sublimation procedure.
Vacuum Pump NA NA For sublimation procedure. Sourced as a spare part from an old mass spectrometer 
Cold trap Chem Glass CG-4510-02 For sublimation procedure.
Hot Plate John Morris EW-15956-32.  For sublimation procedure.
Plastic petri dish Sigma Aldrich Z717223 For sublimation procedure.
37 °C incubator NA NA For sublimation procedure. Not applicable, incubator is non sterile and over 30 years old 
Blotting paper Sigma Aldrich P7796 For sublimation procedure.
Nitrocellulose  Sigma Aldrich N8395 For washing of slides.
Acetone Sigma Aldrich 650501 For washing of slides.
Xylene Sigma Aldrich 214736 For washing of slides.
100% EtOH Sigma Aldrich 1.02428 For washing of slides.
70% EtOH Sigma Aldrich NA For washing of slides. Made in lab from 95% stock ethanol 
Chloroform Sigma Aldrich C2432 For washing of slides.
Glacial Acetic Acid Sigma Aldrich ARK2183 For washing of slides.
Tris HCL pH 8.8 Sigma Aldrich TRIS-RO For proteolytic cleavage. Powder made to 1M followed by equilibration with 32% HCl to PH 8.8
Milli Q Ultra-Pure Water Sigma Aldrich NA For proteolytic cleavage. Purification performed in house by sartorious water purification system
Ammonium Bircarbonate Sigma Aldrich A6141 For proteolytic cleavage. 
Trypsin Sigma Aldrich T0303 For proteolytic cleavage. 
CHCA Matrix Sigma Aldrich C2020 For recrystallisation.
Acetonitrile Sigma Aldrich 1.00029 For recrystallisation.
Trifluoroacetic Acid (TFA)  Sigma Aldrich 302031 For recrystallisation.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Schwartz, S. A., Reyzer, M. L., Caprioli, R. M. Direct tissue analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: practical aspects of sample preparation. J Mass Spectrom. 38, (7), 699-708 (2003).
  2. Caprioli, R. M., Farmer, T. B., Gile, J. Molecular Imaging of Biological Samples: Localization of Peptides and Proteins Using MALDI-TOF MS. Anal Chem. 69, (23), 4751-4760 (1997).
  3. Jackson, S. N., et al. MALDI-Ion Mobility Mass Spectrometry of Lipids in Negative Ion Mode. Analytical methods : advancing methods and applications. 6, (14), 5001-5007 (2014).
  4. O'Rourke, M. B., Djordjevic, S. P., Padula, M. P. A non-instrument-based method for the analysis of formalin-fixed paraffin-embedded human spinal cord via matrix-assisted laser desorption/ionisation imaging mass spectrometry. Rapid Commun Mass Spectrom. 29, (19), 1836-1840 (2015).
  5. O'Rourke, M. B., Raymond, B. B. A., Djordjevic, S. P., Padula, M. P. A versatile cost-effective method for the analysis of fresh frozen tissue sections via matrix-assisted laser desorption/ionisation imaging mass spectrometry. Rapid Commun Mass Spectrom. 29, (7), 637-644 (2015).
  6. Chughtai, K., Heeren, R. M. Mass spectrometric imaging for biomedical tissue analysis. Chem Rev. 110, (5), 3237-3277 (2010).
  7. Ye, H., et al. MALDI mass spectrometry-assisted molecular imaging of metabolites during nitrogen fixation in the Medicago truncatula-Sinorhizobium meliloti symbiosis. Plant J. 75, (1), 130-145 (2013).
  8. Powers, T. W., et al. MALDI imaging mass spectrometry profiling of N-glycans in formalin-fixed paraffin embedded clinical tissue blocks and tissue microarrays. PLoS One. 9, (9), 10655 (2014).
  9. Rompp, A., Spengler, B. Mass spectrometry imaging with high resolution in mass and space. Histochem Cell Biol. 139, (6), 759-783 (2013).
  10. Shariatgorji, M., Svenningsson, P., Andren, P. E. Mass spectrometry imaging, an emerging technology in neuropsychopharmacology. Neuropsychopharmacology. 39, (1), 34-49 (2014).
  11. Alexandrov, T. MALDI imaging mass spectrometry: statistical data analysis and current computational challenges. BMC Bioinformatics. 13, Suppl 16 11 (2012).
  12. Weaver, E. M., Hummon, A. B. Imaging mass spectrometry: From tissue sections to cell cultures. Adv Drug Deliv Rev. 65, (8), 1039-1055 (2013).
  13. Watrous, J. D., Dorrestein, P. C. Imaging mass spectrometry in microbiology. Nat Rev Microbiol. 9, (9), 683-694 (2011).
  14. O'Rourke, M., Padula, M. The Non-Instrument Based Preparation of Tissue Samples Destined for Imaging Mass Spectrometry (IMS) Analysis. Protocol Exchange. (2017).
  15. O'Rourke, M. B., Padula, M. P. A new standard of visual data representation for imaging mass spectrometry. Proteomics Clin Appl. 11, (3-4), (2017).
  16. O'Rourke, M. B., Padula, M. P. Analysis of formalin-fixed, paraffin-embedded (FFPE) tissue via proteomic techniques and misconceptions of antigen retrieval. Biotechniques. 60, (5), 229-238 (2016).
  17. Casadonte, R., Caprioli, R. M. Proteomic analysis of formalin-fixed paraffin-embedded tissue by MALDI imaging mass spectrometry. Nat. Protocols. 6, (11), 1695-1709 (2011).
  18. Ong, T. H., et al. Mass Spectrometry Imaging and Identification of Peptides Associated with Cephalic Ganglia Regeneration in Schmidtea mediterranea. J Biol Chem. 291, (15), 8109-8120 (2016).
  19. Seeley, E. H., Caprioli, R. M. Molecular imaging of proteins in tissues by mass spectrometry. Proc Natl Acad Sci U S A. 105, (47), 18126-18131 (2008).
  20. Blood-smear showing Experimental Infection with Herpetomonas. Proc R Soc Med. 18, Sect Trop Dis Parasitol 55 (1925).
  21. Gorrie, C. A., et al. Effects of human OEC-derived cell transplants in rodent spinal cord contusion injury. Brain Res. 1337, 8-20 (2010).
  22. Wu, Q., Comi, T. J., Li, B., Rubakhin, S. S., Sweedler, J. V. On-Tissue Derivatization via Electrospray Deposition for Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry Imaging of Endogenous Fatty Acids in Rat Brain Tissues. Anal Chem. 88, (11), 5988-5995 (2016).
  23. Sturm, R. M., Greer, T., Chen, R., Hensen, B., Li, L. Comparison of NIMS and MALDI platforms for neuropeptide and lipid mass spectrometric imaging in C. borealis brain tissue. Anal Methods. 5, (6), 1623-1628 (2013).
  24. Kompauer, M., Heiles, S., Spengler, B. Atmospheric pressure MALDI mass spectrometry imaging of tissues and cells at 1.4-mum lateral resolution. Nat Methods. 14, (1), 90-96 (2017).
  25. Yang, J., Caprioli, R. M. Matrix sublimation/recrystallization for imaging proteins by mass spectrometry at high spatial resolution. Anal Chem. 83, (14), 5728-5734 (2011).
  26. Rohner, T. C., Staab, D., Stoeckli, M. MALDI mass spectrometric imaging of biological tissue sections. Mech Ageing Dev. 126, (1), 177-185 (2005).
  27. Li, B., Bhandari, D. R., Rompp, A., Spengler, B. High-resolution MALDI mass spectrometry imaging of gallotannins and monoterpene glucosides in the root of Paeonia lactiflora. Sci Rep. 6, 36074 (2016).
  28. Spengler, B. Mass spectrometry imaging of biomolecular information. Anal Chem. 87, (1), 64-82 (2015).
  29. Widlak, P., et al. Detection of molecular signatures of oral squamous cell carcinoma and normal epithelium - application of a novel methodology for unsupervised segmentation of imaging mass spectrometry data. Proteomics. 16, (11-12), 1613-1621 (2016).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics