En effektiv prov förberedelse metod att förbättra kolhydrat Ion signaler i Matrix-assisted Laser Desorption/jonisering masspektrometri

Chemistry

Your institution must subscribe to JoVE's Chemistry section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Summary

Ett protokoll för att förbättra kolhydrat ion signaler i MALDI masspektrometri av reformera kristallina strukturer under provet bearbetningsprocesser demonstreras.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Ou, Y. M., Kuo, S. Y., Lee, H., Chang, H. T., Wang, Y. S. An Efficient Sample Preparation Method to Enhance Carbohydrate Ion Signals in Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry. J. Vis. Exp. (137), e57660, doi:10.3791/57660 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Provberedning är en kritisk process i masspektrometri (MS) analys av kolhydrater. Även om matrix-assisted laser desorption/jonisering (MALDI) MS är metoden för val i kolhydrat analys, dålig ion signal och data reproducerbarhet av kolhydrat prover fortfarande allvarliga problem. För kvantitativ analys av kolhydrater krävs en effektiv analytiska protokoll som ger överlägsen datakvalitet. Denna video visar prov förberedelse protokoll för att förbättra signalintensitet och minimera data variant av kolhydrater i MALDI-MS. Efter torkning och kristallisering av provet droppar reformeras crystal morfologi av metanol före massa spektrometriska analys. Förbättringen i kolhydrat signal undersöks med MALDI imaging masspektrometri (IMS). Experimentella resultat visar att crystal reformationen justerar kristallina strukturer och omfördelar kolhydrat analyter. I jämförelse med den torkade droplet förberedelse metoden i konventionella MALDI-MS, reformera kolhydrat crystal morfologier med metanol visar betydligt bättre signalintensitet, ion bild distribution och data stabilitet. Eftersom protokollen visade häri inte innebär förändringar av provets sammansättning, är de allmänt tillämpliga på olika kolhydrater och matriser.

Introduction

Kolhydrat analys är ett viktigt och utmanande ämne. Kolhydrater och deras derivat spelar viktiga roller i levande organismer1,2,3. Dessa molekyler har komplicerade strukturer och är benägna att bryta ner. Många av dem kan inte tydligt karakteriseras på grund av svårigheter i separation och detektion. Även om matrix-assisted laser desorption/jonisering (MALDI) masspektrometri (MS) har tillämpats på analys av ett brett utbud av biomolekyler, på grund av dess känslighet och begripliga resultat4, fortsätter analysera kolhydrater med VITEK-MS att vara en stor utmaning på grund av låg jonisering effektiviteten av sådana molekyler5. Kemiska derivatisering är ett vanligt sätt att effektivisera jonisering av kolhydrater6,7, men sådana förfaranden är tid och provet tidskrävande. Förutom, jonisering effektiviteten av derivatized kolhydrater är fortfarande lägre än för proteiner. Således är det nödvändigt att utveckla metoder att förbättra kolhydrat signal i MALDI-MS utan komplicerade procedurer.

Tillämpningen av MALDI-MS på kvantitativ analys är en annan utmanande ämne. Ett stort problem för MALDI-MS är att dess känslighet och data reproducerbarhet bygger kritiskt på prov förberedelse protokoll och experimentella parametrar. I många fall är kvantitativ analys av MALDI-MS otillförlitliga på grund av heterogena prov morfologier och analyt distribution. Ett välkänt exempel är prover beredd med en 2,5-dihydroxybenzoic acid (DHB) MALDI matris. När DHB är kristalliserade långsamt under omgivande miljö, är omfattningen av analyten införlivande i matrix kristaller oförutsägbara, eftersom resulterande prover visar oregelbundna morfologier. Sådana prover består normalt av stor nål-formade och fina kristaller. När DHB bereds med flyktiga lösningsmedel och/eller en uppvärmd prov tallrik, resulterar en snabb torkningsprocess i mer homogena fina kristaller och bättre kvantitativa resultat8,9,10. Denna teknik är känd som ”omkristallisering” av MALDI prover. Förbättringen kan tillskrivas bättre införlivande av analyter fina matrix kristaller under snabb kristallisation. Vi har också visat att justera prov förberedelse miljön minskas heterogenitet kolhydrat signal och förbättrad kvantitativa resultat11,12. Resultaten i dessa verk tyder på att provet morfologi är en avgörande faktor vid fastställandet av kolhydrat signalkvalitet. För att utveckla en allmän strategi för daglig analys, krävs en effektiv prov reformationen metod som ger förbättrad kolhydrat känslighet.

Vi har systematiskt undersökt sambandet mellan prov morfologi och kolhydrat känslighet i MALDI-MS i en senaste rapport13. Resultat som uppnåtts med hjälp av flera viktiga kolhydrater och matriser Visa att de bästa signal förbättring är uppfyllt av recrystallizing torkade MALDI prover. Morfologi av prover beredd med metoden konventionella torkade droplet (DD) reformeras genom snabb omkristallisering med metanol (MeOH). De detaljerade prov förberedelse protokoll demonstreras här. Protokollet består av tre huvudsteg, inklusive prov plattan prekonditionering, prov nedfall och omkristallisering och masspektrometri analys. De utnyttja kolhydraterna inkluderar sialyl-lewis en (SLeA) och maltoheptaose (MH). DHB används som en modell matris. Resultaten visar att kolhydrater signalintensitet och rumsliga fördelning förbättrats markant efter omkristallisering. En sådan metod kan tillämpas för prover med andra populära matriser, inklusive 2,4,6-trihydroxyacetophenone (THAP) och α- cyano-4-hydroxycinnamic acid. Denna metod fungerar som en allmän riktlinje som enkelt kan integreras i rutinen laboratorium för kolhydrat analys.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. prov plattan prekonditionering

  1. Rengöring av provet plattan
    1. Nitrilhandskar för att undvika kontaminering av provet plattan under rengöringen.
    2. Tvätta för hand prov plattan med 100,0 mL rengöringslösning (1,0 mg/mL).
    3. Tvätta för hand prov plattan med destillerat avjoniserat vatten (DDW).
    4. Skölj provet platta ytan med 30,0 mL MeOH.
    5. Sätt prov plattan i en 600 mL-bägare och fyll med DDW tills provet plattan är helt nedsänkt i vatten.
    6. Placera bägaren i ett Ultraljuds bad (se tabell av material) och Sonikera provet plattan för 15 min (200 W, 40 kHz).
    7. Ta ut prov plattan och blåsa av vattendroppar med hjälp av trycksatt kväve.
    8. Deponera 0.2 µL av MeOH på prov plattan att kontrollera huruvida MeOH sprider sig till andra ställen.
      Obs: Om MeOH går samman med andra ställen, upprepa steg 1.1.3-1.1.5; om inte, gå vidare till nästa steg.
  2. Reglering av torkning kammartemperatur
    1. Använd en snabbtorkande kammare under stadiga förhållanden torka droppar, som tidigare beskrivits11,12,13. I synnerhet använda detaljerade förfarandet i steg 2.1-2.5 av Ou, Y.-M. o.a. 201612. Kortfattat:
      1. Rensa den snabbtorkande kammaren av rumstemperatur kväve vid en konstant flödeshastighet upprätthålla en låg relativ luftfuktighet miljö.
      2. Förvara provet plattan temperatur konstant på regelbundna - (25 ° C) eller snabbtorkande villkor (50 ° C), regleras av en temperatur-kontrollerad koppar block i snabbtorkande kammaren.
  3. Beredning av matris och analyt lösningar
    1. Beredning av matrix lösningar
      1. Lös DHB i 50% acetonitril (ACN): 50% DDW att förbereda en 0,1 M lösning.
    2. Beredning av kolhydrat analyter
      1. LösA SLe i DDW att förbereda en 10-4 M lösning.
      2. Lös upp MH i DDW att förbereda en 10-4 M lösning.

2. prova nedfall och omkristallisering

Obs: Här beskrivs de optimera förfarandena för analys av små och regelbundna mängder prover. Se till att plattan provtemperaturen stabiliseras vid önskad temperatur innan du sätter in lösningarna. Om provet sprider sig över ett stort område att täcka andra prov ställen under omkristallisering, förbereda ett nytt stickprov eller upprepa steg 1,1.

  1. För analys av ett litet belopp (0.1 µL) av provet
    Obs:
    följande steg har utvecklats för att minimera prov och tidsförbrukning. Den är lämplig för kvantitativ analys av riktiga prover med ett begränsat belopp eller snabb IMS för kvantifiering analys.
    1. Premix 0,25 µL av DHB och 0,25 µL av SLeA eller lösningen MH i en mikrocentrifug rör.
    2. Vortex blandade lösningen med en vortex mixer för 3 s.
    3. Snurra ner den blanda lösningen i en mini centrifug för 2 s (2000 x g).
    4. Använd en pipett för att dra ut 0.1 µL av den färdigblandade lösningen och omedelbart sätta in det på prov plattan.
      Obs: När sätta in en liten mängd prov, Inte hålla den färdigblandade lösningen i spetsen på pipetten för över 10 s.
    5. Vänta tills provet att torka ut. Typiska torktider listas i tabell 1.
    6. Använd en pipett för att deponera 0.2 µL av MeOH höger in på torkade provet plats. Provet kommer att få våt och torr omedelbart.
      Obs: Säkerställa att nedfall proceduren har slutförts i 3 s för att undvika betydande avdunstning förlust av MeOH.
    7. Undersöka provet med Mikroskop. Om de crystal morfologier inte som förväntat (se figur 1 för exempel på önskat resultat), upprepa steg 2.1.1-2.1.6 att förbereda ett nytt stickprov.
    8. Nitrilhandskar och ta försiktigt ut prov plattan från torkning kammaren.
  2. För analys av en vanlig mängd (1 µL) av provet
    Obs: Följande steg är utvecklade för att maximera homogenitet kolhydrat prover med vanligtvis utnyttjad MALDI provmängd. Processen är lämplig för rutin och kvantitativa analyser. Omkristallisering processen omfördelar prover och matriser jämnt till större områden.
    1. Premix 2,5 µL av DHB och 2,5 µL SLeA eller lösningen MH i en mikrocentrifug rör.
    2. Vortex färdigblandad lösning med en vortex mixer för 5 s.
    3. Snurra ner den blanda lösningen i en mini centrifug för 2 s (2000 x g).
    4. Använd en pipett för att dra ut 1,0 µL av den färdigblandade lösningen och omedelbart sätta in det på prov plattan.
      Obs: inte användning de återstående färdigblandad lösning igen efter insättning proverna.
    5. Vänta tills provet att torka ut. Typiska torktider listas i tabell 1.
    6. Använd en pipett för att deponera 1,5 µL av MeOH höger in på torkade provet plats. Provet kommer att få våt och torr omedelbart.
      Obs: I fall med hög provtemperaturen plattan (50 ° C), steget omkristallisering bör göras inom 5 s för att minimera avdunstning av MeOH i pipettspetsen.
    7. Undersöka provet med Mikroskop. Om de crystal morfologier inte som förväntat (se figur 1 för exempel på önskat resultat), upprepa steg 2.2.1-2.2.6 att förbereda ett nytt stickprov.
    8. Nitrilhandskar och ta försiktigt ut prov plattan från torkning kammaren.

3. mass Spectrometry Data förvärv och analys

Obs: Analysen utförs med en kommersiell time-of-flight masspektrometer (Tabell för material) utrustat med strålningskälla MALDI ion. Instrumentet drivs av särskilda styrprogram (Tabell för material) med pre optimerad utvinning dröjsmål och laser energi. Spectra registreras i linjärt läge med en massa rad m/z = 0 – 1500. Prov plattan potentiella är ±25 keV och varje spektrum i genomsnitt 10 laser skott. Användare bör genomföra instrument optimering och prov analyseras med kompatibel programvara och följ instrumenttillverkarens instruktioner.

  1. Öppna programvaran instrument kontroll (se Tabell för material).
  2. Sätt in provet plattan i masspektrometer.
  3. Välj metoden före optimerad data förvärv i programvaran.
  4. Registrera hela provet regionen för IMS använder avbildningsprogrammet (se Tabell för material).
    Obs: Hoppa över detta steg om inte gör IMS.
  5. Starta datainsamling i batch-läge av programvaran kontroll.
  6. Rita ion bilderna med avbildningsprogrammet efter datainsamling är klar.
  7. Analysera masspektra med analysprogramvara (se Tabell för material) om data registreras utan en ion bild.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Representativa SEM-bilder av SLeA blandas med DHB tillagas med DD och omkristallisering metoder visas i figur 1. En typisk DHB morfologi är som utarbetats av metoden DD stor nål-formade kristaller på rim och fina kristallina strukturer i mitten av provet ställen. De typiska längderna av sådan nål-formade kristaller är ~ 100 µm. Efter omkristallisering av MeOH har provet ett större område täcks jämnt med fina flake-liknande kristaller. Längderna ”flake” kristaller är ungefär 20-50 µm. Recrystallized prover ger större effektiva ytor än de som produceras av konventionella DD prover.

IMS resultaten indikerar att flake-liknande kristaller brukar resultera i högre kolhydrat signalintensitet och en mer homogen rumsliga fördelning. I konventionella DD prover distribueras kolhydrat ion signaler mestadels på peripheryen av provet ställen. Figur 2 visar IMS resultaten av SLeA och MH med och utan MeOH omkristallisering. Efter omkristallisering, distribution av SLeA och MH signaler match väl med ljusa fält bilden av prova ställen. Alla recrystallized kolhydrat prover visar också, betydande förbättringar i signalintensitet över de resultat som erhållits från DD prover. På grund av högre signalintensitet och homogenitet förbättrar omkristallisering markant uppgifternas kvalitet i kvantitativ analys.

Det är effektivt för både positiva och negativa jonen lägen att förbättra kolhydrat signalintensitet genom omkristallisering. Figur 3 jämför signal intensiteten i sodiated (positiv Jon läge) och deprotonated (negativ jon läge) kolhydrater recrystallized prover med avseende på det av DD prover. I genomsnitt ökar omkristallisering av SLeA och MH prov sodiated signaler av faktorer av 3,9 och 3.3, respektive. För deprotonated SLeAförstärks ion signal vanligen med en faktor på ungefär 4,7 efter omkristallisering.

Figure 1
Figur 1. SEM-bilder av SLeA beredd med DHB matrix. Proverna är beredda med torkade droplet och omkristallisering metoder. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 2
Figur 2. Representativa resultat för bild masspektrometri av SLeen och MH tillagade med torkade droplet och omkristallisering metoder. Ion bilder representerar distributioner av sodiated eller deprotonated analyter. Alla ljusa-området och ion bilderna visas i samma skala. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 3
Figur 3. Kolhydrat signal intensitet erhålls med olika prov beredningsmetoder. Svart barer: sodiated SLeA (m/z: 843); röda staplar: deprotonated SLeA (m/z: 819); blå barer: sodiated MH (m/z: 1175). Felstaplar representera standardavvikelser. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Prov Prov plattan
temperatur (° C)
Provmängd
(ΜL)
Prov torkning
tid (s)
MeOH torkning
tid (s)
Ordentlig exempelområdet
utvidgningen efter
omkristallisering (%)
SLeA 25 0,1 100-150 < 5 0-200
1 300-350 < 10
MH 0,1 100-150 < 5
1 200-350 < 10
SLeA 50 0,1 < 5 < 5
1 < 10 < 10
MH 0,1 < 5 < 5
1 < 10 < 10

Tabell 1. Experimentella parametrar och snabbtorkande villkor under olika prov plattan temperatures.x

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Prov heterogenitet är ett avgörande problem i MALDI-MS. DD är de vanligaste prov förberedelse metod, men de resulterande kristallerna är mycket heterogena. Dessa prover visar dålig skott-till-skott och prov till prov signal reproducerbarhet. Därför är söker efter ”sweet spots” i provet områden under datainsamling ett vanligt förfarande i MALDI experiment. Dessa heterogena prover är olämpliga för kvantifiering i rutinanalyser.

I den aktuella studien, är MALDI prov morfologi optimerad genom omkristallisering. Förbättringen i kolhydrat signalintensitet och data stabilitet genom omkristallisering tillskrivs förbättrade inkorporering mellan kolhydrater och matriser. På grund av de hydrofila egenskaperna de flesta kolhydrater och matriser, kan MeOH effektivt sönderdela MALDI kristaller och kolhydrater. Observationer visar att nedfall och snabb avdunstning av MeOH reformer stora nål-formade DHB kristaller i små flake-liknande kristallina strukturer. Denna process också minimerar prov segregering och ökar yta. Enligt IMS data ger de reformerade kristallerna en bättre närmiljön för kolhydrat jonisering. Särskilt, är utnyttjande av snabbtorkande kammaren att ge en referens skick just kontrollerade experimentella parametrar. För rutinanalys, kan allmänna MS användare följa protokollen under en omgivande miljö för att uppnå liknande förbättring resultat.

Signal förbättring genom omkristallisering kan också bero på en ökning av effektiv yta, eftersom MALDI domineras av surface kemiska reaktioner14,15. Korrelationen mellan signalintensitet och effektiv yta av MALDI kristaller har studerats genom att förbereda prover under olika prov plattan temperaturer11,12. I jämförelse med en stor förändring i crystal storlek med metoden omkristallisering, kan finjustering av crystal storlek uppnås genom att reglera plattan provtemperaturen under droplet-programmet processaa uttorkning. När du använder THAP som en matris, minskar den genomsnittliga storleken av nål-formade kristaller av THAP 10-faldigt när plattan provtemperaturen minskar med 40 ° C. Observationer visar att kolhydrater signalintensitet ökar som crystal storlek minskar13. Men är att minska provtemperaturen plattan olämpliga för rutinanalys eftersom det inte kan ändra morfologi av DHB effektivt och det kräver lång förberedelse gånger.

För att säkerställa bästa omkristallisering resultat, bör bearbetningsprocesser utföras med omsorg. För det första ger färska provet blandningar de bästa signal förbättring med metoden omkristallisering. När förblandade lösningar är utsatt till den omgivande miljön, uppstår före kristallisering i lösningen, vilket ändrar den slutliga crystal storlek och morfologi. En sådan förändring av morfologi är förmodligen på grund av en förändring i förhållandet matris/analyten. Observationer visar att omkristallisering av sådana prover inte kan ge de bästa signal-förbättring. Pipettering förfarandet bör därför drivas med hög effektivitet att skydda provet droplet-programmet från före kristallisering inom pipettspetsen. För det andra bör en lämplig mängd MeOH gälla helt reformen prover. Under processen omkristallisering bör MeOH deponeras till provet ytan så snabbt som möjligt för att undvika betydande avdunstning förlust. MALDI prov kristaller löser sig inte fullständigt om volymen av deponerade MeOH inte räcker. Däremot kommer en stor mängd MeOH utspridda och minska proverna densitet. Det rekommenderas att följa prov morfologier under ett mikroskop för att säkerställa att crystal morfologier reformeras ordentligt innan MS analys. Om crystal morfologier inte ändras fullt ut (se figur 1 och tabell 1 för referens), är det nödvändigt att förbereda ett nytt stickprov med samma förfaranden.

Den bästa metoden för kvantitativ analys i MALDI-MS är att analysera reformerade prover med IMS. Även om reformationen minimerar betydligt prov heterogenitet, kan signal intensiteten av analyter inom olika områden fortfarande variera (figur 2). I jämförelse med manuell undersökning av urval positioner jämnar analys av hela provet områden med IMS ut osäkerheter och data variation. Observationer visar att omkristallisering av prover beredd med en vanlig belopp (1,0 µL provlösning) ger överlägsna kolhydrat provets homogenitet i kvantitativ analys (steg 2.2). IMS analys av sådana prover förbrukar dock mer analys tid än metoden manuell undersökning. För att uppnå snabb IMS analys, kan förbereda prover med 0.1 µL prov lösningar (steg 2.1) producera litet urval områden och minska tiden för analys.

Omkristallisering av MALDI prover ger överlägsen prov morfologi för känsliga och kvantitativ analys i MALDI-MS. Den grundläggande principen bakom denna metod är tydligt. De experimentella processer som utarbetats i detta arbete är praktiskt och effektivt för allmänna försöksbetingelser. Dessa experimentella processer kan lätt appliceras på rutinanalyser utan extra kostnad.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har något att avslöja.

Acknowledgments

Författarna har inga bekräftelser.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Reagent
Detergent powder Alconox 242985
Methanol Merck 106009
Acetonitrile Merck 100003
2,5-dihydroxybenzoic acid (DHB) Alfa Aesar A11459
sialyl-lewis A (SLeA) Sigma-Aldrich S1782
Maltoheptaose Sigma-Aldrich M7753
Pipette tips Mettler Toledo 17005091
Microcentrifuge tube Axygen MCT-150-C
Equipment
Milli-Q water purification system Millipore ZMQS6VFT1
Powder-free nitrile gloves Microflex SU-690
600 mL beaker Duran 2110648
Ultrasonic cleaner Delta DC300H
Hygrometer Wisewind 5330
Nitrogen gas flowmeter Dwyer RMA-6-SSV
K-type thermocouples Digitron 311-1670
Vortex mixer Scientific Industries  SI-0236
Mini centrifuge Select BioProducts Force Mini 
Pipette Rainin pipet-lite XLS
Stereomicroscope Olympus SZX16
Temperature controllable drying chamber This lab
Ultraflex II TOF/TOF mass spectrometer Bruker Daltonics
MTP 384 target plate polished steel BC Bruker Daltonics 8280781
Flexcontrol Version 3.4 Bruker Daltonics Control software
Fleximaging Version 2.1 Bruker Daltonics Imaging software
Flexanalysis Version 3.4 Bruker Daltonics Analysis software

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Holme, D. J., Peck, H. Analytical Biochemistry. 3rd edn, Addison Wesley Longman Limited. (1998).
  2. Costello, C. E. Time, life ... and mass spectrometry - New techniques to address biological questions. Biophysical Chemistry. 68, (1-3), 173-188 (1997).
  3. Caroff, M., Karibian, D. Structure of bacterial lipopolysaccharides. Carbohydrate Research. 338, (23), 2431-2447 (2003).
  4. Marvin, L. F., Roberts, M. A., Fay, L. B. Matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry in clinical chemistry. Clinica Chimica Acta. 337, (1), 11-21 (2003).
  5. Harvey, D. J. Matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry of carbohydrates. Mass Spectrometry Reviews. 18, (6), 349-450 (1999).
  6. Ciucanu, I., Kerek, F. A simple and rapid method for the permethylation of carbohydrates. Carbohydrate Research. 131, (2), 209-217 (1984).
  7. Lamari, F. N., Kuhn, R., Karamanos, N. K. Derivatization of carbohydrates for chromatographic, electrophoretic and mass spectrometric structure analysis. Journal of Chromatography B. 793, (1), 15-36 (2003).
  8. Nishikaze, T., Amano, J. Reverse thin layer method for enhanced ion yield of oligosaccharides in matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 23, (23), 3787-3794 (2009).
  9. Williams, T. I., Saggese, D. A., Wilcox, R. J., Martin, J. D., Muddiman, D. C. Effect of matrix crystal structure on ion abundance of carbohydrates by matrix-assisted laser desorption/ionization Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 21, (5), 807-811 (2007).
  10. Nicola, A. J., Gusev, A. I., Proctor, A., Jackson, E. K., Hercules, D. M. Application of the fast-evaporation sample preparation method for improving quantification of angiotensin II by matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 9, (12), 1164-1171 (1995).
  11. Lai, Y. H., et al. Reducing Spatial Heterogeneity of MALDI Samples with Marangoni Flows During Sample Preparation. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 27, (8), 1314-1321 (2016).
  12. Ou, Y. -M., et al. Preparation of Homogeneous MALDI Samples for Quantitative Applications. Journal of Visualized Experiments. (116), e54409 (2016).
  13. Lee, H., et al. Enhancing carbohydrate ion yield by controlling crystalline structures in matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. Analytica Chimica Acta. 49-55 (2017).
  14. Allwood, D. A., Perera, I. K., Perkins, J., Dyer, P. E., Oldershaw, G. A. Preparation of 'near' homogeneous samples for the analysis of matrix-assisted laser desorption/ionisation processes. Applied Surface Science. 103, (3), 231-244 (1996).
  15. Sadeghi, M., Vertes, A. Crystallite size dependence of volatilization in matrix-assisted laser desorption ionization. Applied Surface Science. 127, (Supplement C), 226-234 (1998).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics