In Vivo Elektrofysiologisk mätning av sammansatta muskel aktionspotential från frambenen i musmodeller av motorneuronen Degeneration

Neuroscience
 

Summary

Mätning av nerv överledning är ett användbart verktyg för att bedöma musmodeller av neurodegeneration men det är ofta endast tillämpas för att stimulera ischiasnerven i bakbenen. Här, beskriver vi en teknik för att mäta sammansatta muskel aktionspotential (CMAP) i vivo i mus forelimb musklerna innerveras av plexus brachialis.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Pollari, E., Prior, R., Robberecht, W., Van Damme, P., Van Den Bosch, L. In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration. J. Vis. Exp. (136), e57741, doi:10.3791/57741 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Bedömningen av funktionaliteten hos nerv axon ger detaljerad information om förloppet av neuromuskulära sjukdomar. Elektrofysiologiska inspelningar ger en känslig metod för att mäta nerv överledning i människa och gnagare modeller. För att bredda de tekniska möjligheterna för Elektromyografi hos möss, beskrivs mätning av sammansatta muskel handlingspänningar (CMAPs) från plexus brachialis nerven i forelimb använder visarelektroderna här. CMAP inspelningar efter stimulerande ischiasnerven i bakbenen har beskrivits tidigare. Den nyinförda metoden möjliggör här utvärdering av nerv ledningsförmåga på ytterligare en plats, och därmed ger en mer djupgående översikt neuromuskulära funktioner. Tekniken ger information om både det relativa antalet funktionella axoner och myelinisering nivå. Därmed, kan denna metod tillämpas för att bedöma såväl axonal sjukdomar som demyeliniserande villkor. Minimalt invasiva metoden kräver inte utvinning av nerv och det är därför lämplig för upprepade mätningar för longitudinella uppföljning på samma djur. I kliniska inställningar att betona translationell relevansen av metoden utförs liknande inspelningar.

Introduction

Elektrofysiologi används som ett diagnostiskt verktyg i neuromuskulära sjukdomar såsom motorneuronen störningar, plexopathies, neuropatier, neuromuskulära förbindelsen störningar och myopatier. I amyotrofisk lateralskleros (ALS), då främst de motoriska nervcellerna påverkas, avspeglas axonal skada och muskel förlamning1 i minskad CMAP amplituder på nerv överledning studier (NCS). Charcot-Marie-Tooth sjukdom (CMT) kan såväl axonal degeneration som demyelinisering uppskattas i perifera nerver med NCS2. Denna teknik kan användas för att bekräfta diagnosen samt för att utvärdera den sjukdomsprogression3,4. NCS aktivera uppskattning av axonal patologi, som härleds från omfattningen av den potentiella åtgärder amplitud5, och omfattningen av demyelinisering - vilket resulterar i minskad överledning hastighet, långvarig distala latenser, eller ledningshinder 6.

CMAP mätning är en snabb och känslig metod för att utvärdera nerv överledning både hos människor och möss. Medan hos NCS utförs rutinmässigt på olika platser för att spela in olika nerver och muskler, i möss, görs CMAP mätningarna vanligtvis endast för ischiasnerven att bedöma nerv funktionalitet i bakbenen. Dock i vissa djurstudier vore det fördelaktigt att posten CMAP både fore- och bakbenen, till exempel att följa differentiell sjukdomsprogression mellan fram- och bakbenen i ALS musmodeller.

Här, införa vi en metod för inspelning CMAPs från frambenen av möss med nål elektroder. Dessutom ger vi en metod för att mäta CMAPs från bakbenen, jämväl med visarelektroderna. Mätning av CMAPs från bakbenen med ring elektroder har presenterats tidigare7,8. Inspelningen av CMAPs använder visarelektroderna är en snabb mätmetod, det kräver inte rakning av päls och förfarandet för mätning av både hind- och frambenen tar bara 10 min per djur för en erfaren forskare. Dessutom är detta minimalinvasiv tillvägagångssätt genomförbart för upprepade mätningar att tillåta longitudinell uppföljning av flera nerver i djur.

Protocol

Alla djur har varit inhysta under normala förhållanden enligt riktlinjerna i KU Leuven - universitetet i Leuven och de associera europeiska riktlinjerna (EU direktiv 2010/63/EU för djurförsök). Alla djurförsök har godkänts av den lokala etiska kommittén den KU Leuven.

1. animaliskt förberedelse och anestesi

  1. Inducera anestesi i musen med isofluran syrgas inandning. Använd 4% av isofluran för induktion av anestesi och 2-3% för underhåll på 2,5 L/min flöde av syre. Justera isofluran procentandelen för underhåll av anestesi enligt villkora av musen, dvs, små och svaga möss kräver mindre anestetika. Bekräfta adekvat anestesi t.ex., genom att tillämpa ett milt tryck till det bakbenet promenader pad för att kontrollera frånvaron av en smärta uttag reflex.
  2. Kontrollera kroppstemperaturen mus använda en termostatstyrd värme platta vid 37 ° C för att förhindra minskningen av kroppstemperatur under anestesi.
  3. Anpassa musen med noskon för underhåll av anestesi. Se till att djuret har tillräcklig leveransen av syre genom att kontrollera att noskon inte blockerar luftvägarna och att djuret andas stadigt.
  4. Övervaka om musen är tillräckligt sövd genom att observera andning (ca 1 Hz i narkos) och avsaknad av en tillbakadragande reflex på mild trycket under inspelningen. Öka koncentrationen isofluran manuellt om anestesi inte är tillräckligt djup.
  5. Efter mätningar, lämna musen för att återhämta sig på värmeplattan eller i värmen från en infraröd lampa, tills den har återfått tillräcklig medvetande för att upprätthålla sternala koordinationsrubbning, för cirka 2-5 min. Lämna inte musen obevakad och i sällskap med andra möss tills det har återhämtat sig helt från anestesi.

2. mätning av CMAP i Hind- och frambenen

Figure 1
Figur 1. Placering av elektroderna för CMAP mätningar. Placeringen av elektroderna presenteras för hind-(A) och frambenen (B). Elektroderna är numrerade enligt följande: 1: anod och 2: katod stimulera elektroder, 3: aktiv inspelning elektrod, 4: referenselektrod och 5: jordning elektrod. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

  1. Använd 27 G visarelektroderna för bakbenet och forelimb CMAP mätningar. Se figur 1 för rekommenderade platser för elektrod placering.
  2. Placera elektroderna på bakbenet som följer.
    1. Placera musen på värmedyna i liggande position. Utöka bakbenet på knäet och bifoga tass på arbetsytor med tejp (figur 1A).
    2. Placera de stimulerande elektroderna subkutant på båda sidor av ischiasnerven skåran med ett avstånd av ca 2 cm (1 = anod och 2 = katod) mellan elektroderna. Lyft huden för att nålen vinkelrätt genom huden och tryck ca 5 mm av nålen under huden utan att punktera de underliggande musklerna.
    3. På samma sätt placera inspelning elektroden (3) subkutant justera gastrocnemius muskel. Infoga referenselektroden (4) subkutant bredvid hälsenan i 30 graders vinkel och lämnar 2-5 mm av nålen under huden. Placera den mark elektroden (5) subkutant på sidan av musen på ett liknande sätt som stimulerande elektroderna, men placeringen av denna elektrod är inte kritisk för mätning.
  3. Placera elektroderna på frambenen som följer.
    1. Placera musen på värmedyna i ryggläge och använda tejp att förlänga båda frambenen på sidorna av kroppen (figur 1B).
    2. Placera de stimulerande elektroderna (1 = anod och 2 = katod) subkutant på båda sidor om forelimb att anpassa med nerv plexus brachialis. Lyft huden för att nålen vinkelrätt genom huden och tryck ca 5 mm av nålen under huden utan att punktera de underliggande musklerna.
    3. Placera inspelning elektroden (3) subkutant ovanpå biceps brachii muskel genom att lyfta huden. Placera referenselektroden (4) på gångavstånd kuddar i 3 mm djup i 30 graders vinkel. Placera den mark elektroden (5) subkutant på sidan av musen.
      Obs: Elektroder är i närheten av varandra i den här installationen. Förhindra att elektroder vidröra varandra som snedvrider inspelningen.

3. data Acquisition

  1. Starta stimulering genom att trycka knappen återkommande stimulans i styrenhet och slå intensitet controller ratten för att öka stimulansen. Stimulera alla axoner med 1 puls/s med 0.1 ms stimulans varaktighet. Välj rätt frekvens och varaktighet från rullgardinsmenyerna i programvaran.
  2. Att nå supramaximal stimuli (5-20 mA; i demyeliniserande villkorar upp till 60 mA), tillämpa ökande stimuli genom att vrida intensitet controller ratten tills amplituden av CMAP svaret upphör att öka. Därifrån, ytterligare öka stimulansen av 20% att säkerställa att CMAP amplituden har nått sin maximala svar. Slutet stimulering genom att trycka knappen återkommande stimulans igen.
  3. Använd markör för att ange följande punkter i inspelningen: initiering av stimulans, inledandet av de svar, maximal positiv peak och maximala negativa topp (figur 2).
  4. Fastställa svarstiden (i ms) som en fördröjning från inledandet av stimulans på inledandet av svaret (figur 2). Definiera inledandet av svaren som den tidigaste punkt där amplituden börjar öka. Använd svarstiden för att utvärdera demyelinisering i axoner.
  5. Mäta amplituden (mV) från den maximala negationen till maximal positiv topp (figur 2). Använd omfattningen av amplituden korrelera antalet funktionella axoner.

Figure 2
Figur 2. Representativ bild av CMAP svar. Ett beskrivande CMAP svar ange de punkter som används för att beräkna amplituden och latens (A). Latens bestäms av förseningen från stimulering till uppkomsten av CMAP svaret. Peak-to-peak amplitud mäts från den maximala negationen till maximal positiv toppen av biphasic vågen. Representativa inspelningar av en frisk icke-transgena djur (B) och en sjuka djur med förlängd latens och minskad amplitud (C). Klicka här för att se en större version av denna siffra.

  1. Eftersom den exakta placeringen av elektroderna kan påverka resultatet värdet av inspelningen, ersätta elektroderna och mäta den samma nerven för tre gånger med supramaximal stimulans för att säkerställa att den största Svaren erhålls. Använd genomsnittet av inspelningarna.

Representative Results

Elektrofysiologiska mätningar av CMAPs använder visarelektroderna är en minimalt invasiv och mycket känslig metod att följa neuromuskulär funktion över tid. Den teknik som beskrivs kan här bedömningen av forelimb nerv överledning i möss, och således ger insikter om funktionaliteten hos nerven.

De CMAP amplituder och latenser mättes från hind- och frambenen under sjukdomsförloppet i två musmodeller av ALS, SOD1-G93A9 och PrP-hFUS-WT310 (figur 3), och i en musmodell av CMT, C61-PMP2211,12 (Figur 4). Överuttryck av ALS-relaterade mänskliga gener, nämligen antingen muterade SOD1 eller vildtyp FUSskapades ALS musmodeller. I båda modellerna utvecklar möss ALS som liknar progressiva motorneuronen degeneration leder till förlamning. I icke-transgena littermate kontroller ändras CMAP amplituden av både hind- och frambenen inte över tiden (figur 3A). Däremot, CMAP amplituden av ischiasnerven från bakbenet minskade dramatiskt i SOD1-G93A möss, även före symtomdebut runt 60 dagars ålder (medan de första motoriska symtom observeras vanligen vid tre månaders ålder)13 . Amplituden var 90 mV vid den åldern i icke-transgena (icke-tg) littermates, medan den i SOD1-G93A möss var endast 30 mV. Det var endast minimal ytterligare nedgång i amplitud som sjukdomen fortskred till symtomatisk sent på 150 dagars ålder. Nedgången i CMAP amplitud, och därmed degeneration av axoner, försenades i plexus brachialis nerven av frambenen i jämförelse med ischiasnerven från bakbenen. I frambenen, sjukdomsförloppet var också mer märkbar som CMAP amplitud minskade från 70 mV till 30 mV mätt före och efter manifestationen av de motoriska bristerna i dessa möss.

I PrP-hFUS-WT3 musmodell av ALS, uppkomsten av motoriska brister börjar ungefär vid 28 dagar år10, som sammanfaller med inledandet av nedgången i CMAP amplituden. Detta är en mer accelererad sjukdom modell som mössen når slutstadiet ungefärligt vid en ålder av 65 dagar. Nedgången i CMAP amplituden uppstod snabbare i ischiasnerven av bakbenet i jämförelse med plexus brachialis nerven i forelimb, vilket tyder på en tidigare axonal degeneration i bakbenen (figur 3D). Denna observation stöder den kliniska iakttagelsen i båda dessa musmodeller som bakbenen är förlamad särskilt tidigare än frambenen som förblir funktionella upp till sena stadier av sjukdomen som är processaa.

I allmänhet var svarstiden från stimulans till inledandet av en aktionspotential kortare i frambenen jämfört med bakbenen (figur 3B, E). Detta beror helt enkelt på kortare avståndet mellan den stimulerande och inspelning elektroderna. Latensen ger en indikation av myelinisering nivån av axoner. Vår observation är att CMAP latenser är förlängd under sjukdomsförloppet i musmodeller av ALS, även om ALS inte är en demyeliniserande sjukdom. Detta är troligtvis på grund av förlusten av större, snabbare genomföra motoriska axoner.

C61-PMP22 mössen överuttryck 3-4 kopior av den mänskliga PMP22 och heterozygot mössen sammanfatta en mycket mild CMT1A sjukdom fenotyp med mild demyelinisering och minskad CMAPs, men med inga synliga fenotyp11,12. I 1,5-2 års ålder C61-PMP22 möss, CMAP amplituderna reduceras och latenser förlängd både i bakbenen och frambenen (figur 4). Representativa inspelningar visar minskad amplitud och fördröjda svar jämfört med en inspelning från en hälsosam ämne presenteras i figur 2 cB, respektive. CMAP latenser i frambenen påverkas inte lika mycket som i bakbenen. Detta är förenligt med CMT1A patienter, som oftare patienter har kraftigt nedsatt eller omätbara CMAPs i de nedre extremiteterna patofysiologiska pågrund av CMT som en längd-beroende sjukdom14. Dessutom är graden av sjukdomens svårighetsgrad korrelerad med CMAP amplitud, i stället för latens eller överledning hastighet, som amplituder korrelera med graden av axonal integritet14,15. Resultaten visar dock att denna metod är tillräckligt känslig för att detect demyeliniserande process såsom de som observerades i CMT1A.

Variation i amplitud och latens var lägst i icke-transgena grupper (koefficienten variant 2-15% och 1-13%, respektive). I alla transgena fall fanns det mer variation i mätningarna (variationskoefficient för amplitud 8-51% och latens 1-21%), vilket sannolikt orsakas av skillnaderna i sjukdomsprogression bland djuren. I alla fall var variationen liknande i hind- och framben. Variationen i användningen av nål och ytan elektroder har rapporterats vara liknande16.

Stödnivåerna som krävs stimulus inte varierar kraftigt mellan icke-transgena och ALS modeller (figur 3 c, F). Likaså den nödvändiga stimulansen att nå supramaximal stimulans i dessa fall var liknande för fram- och bakbenen och varierade mellan 5-12 mA. CMT, kravet på ökad stimulans stödnivåer har varit erkända17 och den samma fenotypen sågs hos C61-PMP22 möss (figur 4 c). Fenomenet har förklarats av ökad elektrisk impedans från hypertrofisk endoneurial förändringar17.

För att bekräfta att CMAP amplituden registreras från frambenen berodde på nervstimulering och inte muskelstimulering, utfört vi ensidiga partiell axotomy på plexus brachialis nerven i 5 månader gamla icke-transgena C57BL/6Jax möss (hane och hona) ( Figur 5). Axotomy minskade CMAP amplituden från 90 mV till 20 mV, som visar att de flesta av axoner kopplats i operationen. Fanns ingen förändring i amplituden i kontralaterala forelimb eller i bakbenen. Detta resultat tyder starkt på att de svar som upptäckts i den biceps brachii berodde på nervstimulering och resulterade inte från muskelstimulering.

Figure 3
Figur 3. CMAP amplitud, latens och nödvändig stimulans över sjukdomsförloppet hind- och frambenen i ALS mus modeller. SOD1-G93A (AC) och PrP-hFUS-WT3 (DF) transgena möss (tg) och icke-transgena (icke-tg) littermates mättes på de motoriska symtomen, vid symtomatisk scenen, och i den sent-symptomatiska fasen av sjukdomen bearbetar, åldrar 57, 91 och 147 dagar (d) eller 29, 38 och 53 dagar för SOD1-G93A och PrP-hFUS-WT3 möss, respektive. Svart: Icke-transgena bakbenet, svart streckad: icke-transgena forelimb, grå: transgena bakbenet, grå streckad: transgena forelimb. Resultaten presenteras som menar ± SD. amplituder (A, D) var stabila över tiden i de icke-transgena djur både i hind- och framben. Transgena djur minskade amplituder under sjukdomsprocessen. Latens (B, E) var mindre drabbade av sjukdomen och stora skillnader observerades mellan hind- och framben, oavsett genotyp. Variation i den nödvändiga stimulansen (C, F) var minimal i alla grupper. För SOD1-G93A N = 4 i alla grupper utom tg 147 d, N = 3. För PrP-hFUS-WT3 möss i åldersgrupper 29, 38 och 53 är N för icke-tg 4, 5 och 4, och för tg 7, 5 och 3, respektive. Symboler beteckna skillnaden mellan grupper enligt följande: *: icke-tg bakbenet vs. tg bakbenet, nr: icke-tg forelimb vs. tg forelimb, ¤: icke-tg bakbenet vs. icke-tg forelimb, grå *: tg bakbenet vs. tg forelimb. Tvåvägs ANOVA med Tukey är flera jämförelser test, *: p < 0,05, **: p < 0,01, ***: p < 0,001, ***: p < 0,0001. nr: p < 0,05, ##: p < 0,01, ###: p < 0,001, ### : p < 0,0001. ¤: p < 0,05, ¤¤: p < 0,01, ¤¤¤: p < 0,001, ¤¤¤: p < 0,0001. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 4
Figur 4. CMAP amplitud, latens och nödvändig stimulans i det hind- och frambenen i CMT1A möss. C61-PMP22 transgena möss (tg) och icke-transgena (icke-tg) littermates mättes vid 1,5-2 års ålder. Amplitud (A) minskade både i hind- och frambenen på transgena möss. Latens (B) förlängdes i alla lemmar i CMT möss och även subtila förändringar i framben upptäcktes med denna mätning. Krav för stimulus intensitet (C) ökade hos C61-PMP22 möss, som liknar den upptäckta fenotypen CMT1A patienter. Resultaten presenteras som genomsnitt ± SD, för icke-tg N = 4 och tg N = 3. Tvåvägs ANOVA med Sidak's flera jämförelser test, **: p < 0,01, ***: p < 0,0001. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 5
Figur 5. Forelimb handlingspänningar orsakas av nervstimulering. För att utesluta möjligheten att den observerade CMAP Svaren orsakades av muskelstimulering, utfördes (partiell) axotomy på plexus brachialis nerven. CMAP amplitud (A) och latens (B) registrerades innan (pre) och 4 dagar efter (post) på axotomy av plexus brachialis i vuxna icke-transgena möss. Axotomy minskade de CMAP amplituden indikerar att svaret berodde på nervstimulering. Svart: bakbenet, grå: kontralaterala forelimb, grå streckad: ipsilaterala forelimb. Resultaten presenteras som medelvärde ± SD, N = 2. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Discussion

Känsliga inspelning metoder är avgörande för bedömningen av sjukdomsförloppet och särskilt effekten av en behandling i djurmodeller av neuronala sjukdomar. Bestämma CMAPs är en minimalt invasiv Elektrofysiologisk teknik, som rutinmässigt används på kliniker och i experimentella uppställningar för att bedöma nerv överledning i neuromuskulära och neuropatisk störningar3,18. Här beskriver vi ett nytt program för CMAP inspelning i möss för att mäta nerv överledning i plexus brachialis nerven av forelimb. Denna metod möjliggör en mer mångsidig och detaljerad längsgående bedömning av nervcellernas funktion i mus modeller av neurodegeneration.

Visarelektroderna är något mer invasiv än ringen elektroder och särskilt i longitudinella studier vård måste vidtas för att minimera vävnadsskada. En möjlig nackdel med metoden är skada från piercing en nerv eller muskel. Dock efter noggrann subkutan placering av elektroderna, kan av skador och störningar i muskler och nerver förhindras. I motsats till metoden med ring elektroder, kräver metoden presenteras här inte rakning av päls från stora delar av kroppen. Följaktligen finns det ingen obehag eller effekt på termoreglering för djuret.

Placering av elektroderna är avgörande för korrekt och konsekvent inspelningen av CMAP amplituder och latenser. Det är lämpligt att placera elektroderna och utföra två till tre mätningar vid varje plats för att bekräfta att maximal stimulering och svaren uppnås. Rätt inspelningar bör producera bifasisk kurvor som visas i figur 2. För att standardisera metoden, är icke-transgena möss utan nervskada de bästa modellerna att etablera korrekt och konsekvent elektroden positionering för optimal stimulering. Återanvändbara visarelektroderna lämpar sig för upprepad användning om de är regelbundet steriliserade, e.g. med glutaraldehyd 20 minuter mellan djur och inspekterade för skärpa.

I friska vuxna möss är CMAP amplituderna inspelade med denna metod typiskt 80-100 mV efter stimulerande ischiasnerven och plexus brachialis. Detta är särskilt större än Svaren mätt med ring elektroder, eftersom det finns en högre impedans som orsakas av huden för ring elektroderna som ger resultat på 20-40 mV8,19,20. I ALS musmodeller minska CMAP amplituderna efter stimulerande ischiasnerven eller plexus brachialis i förlamade lemmar till 10-30 mV. Omfattningen av CMAP amplituden är mindre i unga djur eftersom CMAP amplituden ökar under utveckling21.

Den metod som vi beskriver här är särskilt användbart i musmodeller av ALS, som denervering, och efterföljande motor underskott, förekommer tidigare i bakbenen än i frambenen13. Förutom denervering, kunde metoden identifiera reinnervation som bestäms som förhindrade eller utvecklingsstörda nedgång i CMAP amplituden. Den dramatiska minskningen i CMAP amplituden i musklerna i bakbenen redan på åldern av symtomdebut försvårar uppföljning av ytterligare sjukdomsprogression; som CMAP amplituderna nå mycket låga värden i tidigt skede av sjukdomen, minskar de inte ytterligare under sjukdomsprocessen. Däremot axonal förlust fortskrider långsammare i plexus brachialis nerven av frambenen och presenterar ett känsligare alternativ för att mäta sjukdomsprogression över en längre varaktighet av sjukdomen. Dessutom kan mindre degenererade frambenen ge en mer potent webbplats för utvärdering av behandlingsmetoder som syftar till att förbättra axonal funktion.

Det är tydligt att presenteras tekniken ger nya möjligheter för karakterisering av mus modeller av neuromuskulära sjukdomar. CMAP inspelningar med visarelektroderna från ischiasnerven och plexus brachialis är en snabb och reproducerbar metod att bedöma axonal förlust och demyelinisering i hind-såväl som i frambenen. Känsligheten för metoden möjliggör detektering av axonal underskott även innan anmärkningsvärda motor underskott kan registreras, och därmed tillåter tidig kvantifiering av dessa defekter. Dessutom möjligheten att upprepad testning minskar antalet djur som krävs och ger en detaljerad översikt av utvecklingen av neuromuskulära och neuropatisk sjukdomar på olika platser i ett enskilt djur.

Disclosures

Författarna har något att avslöja.

Acknowledgments

Denna forskning har stötts av KU Leuven ('Öppna framtiden' och C1), fonden för vetenskaplig forskning Flandern (CVE-Vlaanderen), Stiftelsen Thierry Latran, Association Belge contre les Maladies neuro-Musculaires (ABMM), muskeldystrofi Association (MDA), den och ALS Association och ALS Liga (Belgien). PVD innehar en ledande investigatorship CVE-Vlaanderen. RP stöddes av bidrag från Irlands centrala avhjälpande klinik (CRC) och stöds för närvarande nationella universitetet i Irland (NUI) och FWO.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Resuable subdermal needle electrode, Pl/Ir Technomed TE/S61-434 The Needle is 13 mm (0.51") in length, 0.4 mm (27G) in diameter
Natus electrodiagnostic system Natus Neurology UltraPro S100 EMG device
Synergy Natus Neurology version 20.1.0.100 EMG software for UltraPro S100
Physitem Controller Rothacher-Medical GmbH TCAT-2LV Heating pad
combi-vet Base Anesthesia System Digital Flowmeter with TEC 3 Vaporize Rothacher & Partner CV 30-301-D Isoflurane Vaporizer and flowmeter
Iso-Vet 1000 mg/g  Piramal Healthcare UK Limited AP/DRUGS/220/96 Isoflurane
SOD1-G93A mice The Jackson Laboratory #002726 ALS tg and non-tg control littermates, only females
PrP-hFUS-WT3 mice The Jackson Laboratory #017916  ALS tg and non-tg control littermates, all groups balanced for males and females
C57BL/6Jax mice The Jackson Laboratory #000664 Non-tg mice for axotomy, male and female
C61-PMP22 mice Mouse line was generously donated  by Prof. M. Sereda (The Max Planck Institute of Experimental Medicine, Göttingen, Germany). CMT tg and non-tg control littermates, all groups balanced for males and females

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Brown, R. H., Al-Chalabi, A. Amyotrophic Lateral Sclerosis. N Engl J Med. 377, (2), 162-172 (2017).
  2. Prior, R., Van Helleputte, L., Benoy, V., Van Den Bosch, L. Defective axonal transport: A common pathological mechanism in inherited and acquired peripheral neuropathies. Neurobiol Dis. 300-320 (2017).
  3. de Carvalho, M., et al. Electrodiagnostic criteria for diagnosis of ALS. Clin Neurophysiol. 119, (3), 497-503 (2008).
  4. Krajewski, K. M., et al. Neurological dysfunction and axonal degeneration in Charcot-Marie-Tooth disease type 1A. Brain. 123, (Pt 7), 1516-1527 (2000).
  5. Raynor, E. M., Ross, M. H., Shefner, J. M., Preston, D. C. Differentiation between axonal and demyelinating neuropathies: identical segments recorded from proximal and distal muscles. Muscle Nerve. 18, (4), 402-408 (1995).
  6. Zielasek, J., Martini, R., Toyka, K. V. Functional abnormalities in P0-deficient mice resemble human hereditary neuropathies linked to P0 gene mutations. Muscle Nerve. 19, (8), 946-952 (1996).
  7. Arnold, W. D., et al. Electrophysiological Motor Unit Number Estimation (MUNE) Measuring Compound Muscle Action Potential (CMAP) in Mouse Hindlimb Muscles. J Vis Exp. (103), (2015).
  8. Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves. J Vis Exp. (86), (2014).
  9. Gurney, M. E., et al. Motor neuron degeneration in mice that express a human Cu,Zn superoxide dismutase mutation. Science. 264, (5166), 1772-1775 (1994).
  10. Mitchell, J. C., et al. Overexpression of human wild-type FUS causes progressive motor neuron degeneration in an age- and dose-dependent fashion. Acta Neuropathol. 125, (2), 273-288 (2013).
  11. Robertson, A. M., et al. Comparison of a new pmp22 transgenic mouse line with other mouse models and human patients with CMT1A. J Anat. 200, (4), 377-390 (2002).
  12. Huxley, C., et al. Correlation between varying levels of PMP22 expression and the degree of demyelination and reduction in nerve conduction velocity in transgenic mice. Hum Mol Genet. 7, (3), 449-458 (1998).
  13. Turner, B. J., Talbot, K. Transgenics, toxicity and therapeutics in rodent models of mutant SOD1-mediated familial ALS. Prog Neurobiol. 85, (1), 94-134 (2008).
  14. Manganelli, F., et al. Nerve conduction velocity in CMT1A: what else can we tell. Eur J Neurol. 23, (10), 1566-1571 (2016).
  15. Cornett, K. M., et al. Phenotypic Variability of Childhood Charcot-Marie-Tooth Disease. JAMA Neurol. 73, (6), 645-651 (2016).
  16. Jacobson, W. C., Gabel, R. H., Brand, R. A. Surface vs. fine-wire electrode ensemble-averaged signals during gait. J Electromyogr Kinesiol. 5, (1), 37-44 (1995).
  17. Parker, V., Warman Chardon, J., Mills, J., Goldsmith, C., Bourque, P. R. Supramaximal Stimulus Intensity as a Diagnostic Tool in Chronic Demyelinating Neuropathy. Neurosci J. 2016, 6796270 (2016).
  18. Benoy, V., et al. Development of Improved HDAC6 Inhibitors as Pharmacological Therapy for Axonal Charcot-Marie-Tooth Disease. Neurotherapeutics. 14, (2), 417-428 (2017).
  19. Xia, R. H., Yosef, N., Ubogu, E. E. Dorsal caudal tail and sciatic motor nerve conduction studies in adult mice: technical aspects and normative data. Muscle Nerve. 41, (6), 850-856 (2010).
  20. Srivastava, A. K., et al. Mutant HSPB1 overexpression in neurons is sufficient to cause age-related motor neuronopathy in mice. Neurobiol Dis. 47, (2), 163-173 (2012).
  21. Arnold, W. D., et al. Electrophysiological Biomarkers in Spinal Muscular Atrophy: Preclinical Proof of Concept. Ann Clin Transl Neurol. 1, (1), 34-44 (2014).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics