In Vivo Elektrofysiologiske målinger af sammensatte muskel aktionspotentialet fra forbens i musemodeller af Motor Neuron Degeneration

Neuroscience
 

Summary

Måling af nerve varmeledning er et nyttigt værktøj til at vurdere musemodeller af neurodegeneration men det er ofte kun anvendes til at stimulere iskiasnerven i hindlimbs. Her, beskriver vi en teknik til at måle sammensatte muskel aktionspotentialet (CMAP) i vivo på mus forelimb musklerne innerveres af plexus brachialis.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Pollari, E., Prior, R., Robberecht, W., Van Damme, P., Van Den Bosch, L. In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration. J. Vis. Exp. (136), e57741, doi:10.3791/57741 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Vurdering af funktionaliteten af nerve axon giver detaljerede oplysninger om progression af neuromuskulære lidelser. Elektrofysiologiske optagelser giver en følsom tilgang til måling af nerve varmeledning i mennesker og gnavere modeller. For at udvide de tekniske muligheder for Elektromyografi i mus, er måling af sammensatte muskel handling potentialer (CMAPs) fra plexus brachialis nerve i forelimb ved hjælp af nål elektroder beskrevet her. CMAP optagelser efter stimulere iskiasnerven i hindlimbs har været tidligere beskrevet. Den nyligt indførte metode giver mulighed her for evalueringen af nerve ledningsevne på en ekstra websted, og dermed giver en mere dybtgående oversigt over den neuromuskulære funktion. Teknikken giver oplysninger om både det relative antal af funktionelle axoner og myelination niveau. Dermed, kan denne metode anvendes til at vurdere både cytoskeletale sygdomme samt demyeliniserende betingelser. Denne minimalt invasiv metode kræver ikke udsugning af nerve og det er derfor velegnet til gentagne målinger i længderetningen opfølgning i de samme dyr. Lignende optagelser er udført i klinisk opsætninger til at understrege den translationel relevans af metoden.

Introduction

Elektrofysiologi bruges som et diagnostisk redskab i neuromuskulære lidelser som motor neuron sygdomme, plexopathies, neuropatier, neuromuskulære junction lidelser og myopatier. I Amyotrofisk lateral sklerose (ALS), som primært motoriske neuroner er berørt, afspejles cytoskeletale skader og muskel lammelse1 i reduceret CMAP amplituder på nerveledningen undersøgelser (NCS). I Charcot-Marie-Tooth sygdom (CMT) kan både cytoskeletale degeneration og demyelinering estimeres i perifere nerver ved hjælp af NCS2. Denne teknik kan bruges til bekræfter diagnosen, vurdere sygdom progression3,4. NCS aktiverer estimering af den cytoskeletale patologi, som er udledt fra omfanget af aktionspotentialet amplitude5, og omfanget af demyelinering - hvilket resulterer i reducerede overledning hastighed, forlænget distale ventetid eller overledningsforstyrrelser blok 6.

CMAP måling er en hurtig og følsom metode til at evaluere nerve varmeledning både hos mennesker og mus. Der henviser til, at patienter NCS udføres rutinemæssigt på forskellige steder til at registrere forskellige nerver og muskler, i mus, gjort CMAP målinger typisk kun for iskiasnerven at vurdere nerve funktionalitet i hindlimbs. Dog i nogle dyreforsøg ville det være fordelagtigt at post CMAP både i forgrunden- og hindlimbs, for eksempel, at følge differential sygdomsprogression mellem fore- og hindlimbs i ALS musemodeller.

Her, vil vi præsentere en metode til at optage CMAPs fra forbens af mus ved hjælp af nål elektroder. Derudover giver vi en tilgang til at måle CMAPs fra hindlimbs, ligeledes med nål elektroder. Måling af CMAPs fra hindlimbs med ring elektroder er blevet præsenteret tidligere7,8. Optagelse af CMAPs ved hjælp af nål elektroder er en hurtig målemetode, det kræver ikke barbering af skind, og proceduren for måling af både hind- og forbens tager kun 10 min pr. dyr for en erfaren forsker. Denne minimalt invasiv metode er i øvrigt muligt for gentagne målinger til at tillade langsgående opfølgning af flere nerver i dyr.

Protocol

Alle dyr har været opstaldet under standardbetingelser, der gælder ifølge retningslinjerne for KU Leuven - Universitet i Leuven og de tilknyttede europæiske retningslinjer (EU direktiv 2010/63/EU for dyreforsøg). Alle dyreforsøg blev godkendt af de lokale etiske udvalg af KU Leuven.

1. animalsk forberedelse og anæstesi

  1. Fremkalde anæstesi i mus med isofluran/ilt indånding. Brug 4% af isofluran til induktion af anæstesi og 2-3% for vedligeholdelse på 2,5 L/min. flow af ilt. Justere isofluran procentdel for vedligeholdelse af anæstesi efter tilstand af musen, dvs, små og svage mus kræver mindre anæstetika. Bekræfte passende anæstesi fxved anvendelse mildt pres på hindlimb gå pad til at kontrollere fraværet af en smerte tilbagetrækning refleks.
  2. Styre musen kropstemperaturen ved hjælp af et Termostatstyret varme plade ved 37 ° C til at forhindre fald i kropstemperaturen under anæstesi.
  3. Passe til musen med nosecone til vedligeholdelse af anæstesi. Sikre, at dyret har tilstrækkelig levering af ilt ved at kontrollere, at nosecone ikke blokere luftvejene og at dyret vejrtrækning støt.
  4. Under optagelsen, overvåge, om musen er tilstrækkeligt bedøvede ved at observere vejrtrækning (ca 1 Hz i anæstesi) og manglen på en tilbagetrækning refleks på mild pres. Øge isofluran koncentration manuelt, hvis anæstesi ikke er dyb nok.
  5. Efter målingerne, forlade musen til at gendanne på den varme plade eller i varmen fra en infrarød lampe indtil den har genvundet tilstrækkelig bevidsthed for at opretholde brystbenet recumbency, for ca 2-5 min. Efterlad ikke musen, uden opsyn og i selskab med andre mus indtil det er fuldt tilbagebetalt fra anæstesi.

2. måling af CMAP i Hind- og forbens

Figure 1
Figur 1. Placering af elektroder til CMAP målinger. Placering af elektroderne er præsenteret for hind-(A) og forbens (B). Elektroderne er nummereret som følger: 1: anode og 2: katode stimulere elektroder, 3: aktiv optagelse elektrode, 4: referenceelektrode, og 5: grundstødning elektrode. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

  1. Bruge 27 G nål elektroder til hindlimb og forelimb CMAP målinger. Se figur 1 for anbefalede steder af elektrode placering.
  2. Placer elektroderne på hindlimb som følger.
    1. Placer musen på den hede afrivningsblok i den liggende stilling. Udvide hindlimb ved knæet og vedhæfte pote på den arbejdende overflade ved hjælp af klæbebånd (figur 1A).
    2. Placer de stimulerende elektroder subkutant på begge sider af den ischiadicus hak med en afstand på ca 2 cm (1 = anode og 2 = katode) mellem elektroderne. Løft huden for at indsætte nålen vinkelret gennem huden og skubbe ca 5 mm med nål under huden uden punktering de underliggende muskler.
    3. Ligeledes, placere optagelse elektrode (3) subcutaneously tilpasse gastrocnemius muskler. Indsæt referenceelektrode (4) subcutaneously ved siden af achillessenen i en 30-graders vinkel og forlade 2-5 mm med nål under huden. Placere jorden elektrode (5) subcutaneously på siden af musen i en lignende måde som stimulerende elektroderne, men denne elektrode placering er ikke afgørende for målingen.
  3. Placer elektroderne på forbens som følger.
    1. Placer musen på den hede afrivningsblok i den liggende stilling og bruge dobbeltklæbende tape til at udvide begge forbens på siderne af kroppen (figur 1B).
    2. Placer de stimulerende elektroder (1 = anode og 2 = katode) subcutaneously på begge sider af forelimb justere med plexus brachialis nerve. Løft huden for at indsætte nålen vinkelret gennem huden og skubbe ca 5 mm med nål under huden uden punktering de underliggende muskler.
    3. Placere optagelse elektrode (3) subkutant oven på biceps brachii-musklen ved at løfte huden. Placer referenceelektrode (4) på den omvandrende puder i 3 mm dybde på en 30-graders vinkel. Placer jorden elektrode (5) subcutaneously på siden af musen.
      Bemærk: Elektroder er i umiddelbar nærhed af hinanden i denne opsætning. Forhindre elektroder rører hinanden som dette fordrejer optagelsen.

3. dataindsamling

  1. Start stimulering ved at skubbe knappen tilbagevendende stimulus i controller-enhed og slå intensitet controller knop for at øge stimulien. Stimulere alle axoner med 0,1 ms stimulus varighed 1 puls/s. Vælg den korrekte frekvens og varighed fra dropdown menuer i softwaren.
  2. At nå supramaximal stimuli (5-20 mA; i demyeliniserende betingelser, op til 60 mA), anvende stigende stimuli ved at dreje intensitet controller knop indtil amplitude af CMAP svar ophører med at stige. Derfra, øge stimulien af 20% for at sikre, at CMAP amplitude har nået sin maksimale svar. Ende stimulering ved at skubbe knappen tilbagevendende stimulus igen.
  3. Bruge værktøjet markør til at angive følgende punkter i optagelsen: indledning af stimulus, indledning af svar, maksimale positive peak og maksimale negative peak (figur 2).
  4. Bestemme latency (i ms) som en forsinkelse fra indledningen af stimulus indledningen af svar (figur 2). Definere indledningen af svaret som det tidligste tidspunkt, hvor amplituden begynder at stige. Brug ventetid til at evaluere demyelinering i axoner.
  5. Måle amplitude (mV) fra den maksimale negative til maksimal positiv peak (figur 2). Bruge omfanget af amplitude til at korrelere antallet af funktionelle axoner.

Figure 2
Figur 2. Repræsentativt billede af CMAP svar. En beskrivende CMAP svar med angivelse af de punkter, der bruges til beregning af amplitude og latenstid (A). Latency bestemmes af forsinkelse fra stimulering til udbrud af CMAP svar. Peak-peak amplitude måles fra den maksimale negative til den maksimale positive peak af bifasisk bølge. Repræsentative optagelser af en sund ikke-transgene dyr (B) og en syge dyr med forlænget latenstid og reduceret amplitude (C). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

  1. Da den nøjagtige placering af elektroderne kan påvirke resultatet værdien af optagelsen, erstatte elektroderne og måle den samme nerve for tre gange ved hjælp af supramaximal incitament til at sikre, at den største svar opnås. Bruge gennemsnittet af optagelserne.

Representative Results

Elektrofysiologiske målinger af CMAPs ved hjælp af nål elektroder er en minimalt invasiv og meget følsom metode til at følge neuromuskulære funktion over tid. Den teknik beskrevet giver mulighed for her vurdering af forelimb nerve varmeledning i mus, og således giver indsigt i funktionen af nerve.

CMAP amplituder og ventetid blev målt fra hind- og forbens under sygdomsforløb i to musemodeller af ALS, SOD1-G93A9 og PrP-hFUS-WT310 (figur 3), og i en musemodel af CMT, C61-PMP2211,12 (Figur 4). ALS musemodeller var lavet af overekspression af ALS-relaterede menneskegener, nemlig enten muterede SOD1 eller vildtype FUS. I begge modeller udvikle mus ALS ligner progressive motor neuron degeneration fører til lammelse. I ikke-transgene littermate kontrol ændre CMAP amplitude af både hind- og forbens ikke over tid (figur 3A). På den anden side CMAP amplitude af iskiasnerven fra hindlimb var dramatisk faldt i SOD1-G93A-mus, selv før symptomdebut omkring en alder af 60 dage (mens de første motoriske symptomer er normalt observeret i en alder af tre måneder)13 . Amplitude var 90 mV i alderen i ikke-transgene (ikke-tg) littermates, mens den i SOD1-G93A mus var kun 30 mV. Der var kun minimal yderligere fald i amplitude som sygdommen skred frem til symptomatisk sent i en alder af 150 dage. Nedgangen i CMAP amplitude, og dermed degeneration af axoner, blev forsinket i plexus brachialis nerve af forbens i forhold til iskiasnerven fra hindlimbs. Forbens sygdomsprogression var også mere mærkbar som CMAP amplitude faldt fra 70 mV til 30 mV målt før og efter en manifestation af de motoriske underskud i disse mus.

I PrP-hFUS-WT3 musen model af ALS starter udbrud af motor underskud ca i en alder af 28 dage10, som falder sammen med indledningen af nedgangen i CMAP amplitude. Dette er en mere accelereret sygdom model som musene nå frem til slutstadiet ca i en alder af 65 dage. Nedgangen i CMAP amplitude opstod hurtigere i iskiasnerven af hindlimb i forhold til plexus brachialis nerve i forelimb, hvilket indikerer en tidligere cytoskeletale degeneration i hindlimbs (figur 3D). Denne observation understøtter den kliniske observation i begge disse musemodeller som hindlimbs er lammet især tidligere end de forbens, der forbliver funktionel op til de sene stadier af sygdomsprocessen.

I almindelighed, var ventetid fra stimulus til indledningen af aktionspotentialet kortere i forbens i forhold til hindlimbs (figur 3B, E). Det er simpelthen på grund af den kortere afstand mellem det stimulerende og optagelse elektroder. Latenstiden giver en indikation af myelination niveauet af axoner. Vores observation er, at CMAP ventetid er forlænget i løbet af sygdomsprogression i musemodeller af ALS, selv om ALS ikke er en demyeliniserende sygdom. Dette er mest sandsynligt på grund af tabet af større, hurtigere gennemføre motor axoner.

C61-PMP22 mus overekspression 3-4 eksemplarer af den menneskelige PMP22 og heterozygote mus sammenfatte en meget mild CMT1A sygdom fænotype med mild demyelinering og nedsat CMAPs, men med ingen synlige fænotype11,12. I 1,5-2 år af alder C61-PMP22 mus, CMAP amplituder reduceres og ventetid forlænget både i hindlimbs og forbens (figur 4). Repræsentative optagelser viser formindsket amplitude og forsinket reaktion i forhold til en optagelse fra en sund emne er præsenteret i figur 2 cB, henholdsvis. CMAP ventetid i forbens er ikke berørt så meget som i hind lemmer. Dette er i overensstemmelse med CMT1A patienter, som oftere patienter har alvorligt nedsat eller målbart CMAPs i benene på grund af CMT som en længde-afhængige lidelse14patofysiologiske karakter. Derudover er graden af sygdommens sværhedsgrad korreleret med CMAP amplitude, snarere end latency eller overledning hastighed, som amplituder korrelerer med graden af cytoskeletale integritet14,15. Ikke desto mindre, resultaterne viser, at denne metode er følsom nok til Find demyeliniserende proces som observeret i CMT1A.

Variationen i amplitude og latenstid var lavest i ikke-transgene grupper (koefficient af variation 2-15% og 1-13%, henholdsvis). I alle tilfælde, transgene var der mere variation i målinger (variationskoefficienten for amplitude 8-51% og latency 1-21%), som sandsynligvis er forårsaget af forskelle i sygdomsprogression blandt dyrene. I alle tilfælde var variationen ens i hind- og forbens. Variation i brugen af nål og overflade elektroder er blevet rapporteret at være lignende16.

De nødvendige stimulus intensitet ikke varierer meget mellem ikke-transgene og ALS modeller (figur 3 c, F). Ligeledes, den nødvendige stimulus at nå supramaximal stimulus i disse tilfælde var lignende til forgrunden- og hindlimbs og varierede mellem 5-12 mA. I CMT, kravet om øget stimulus intensitet har været anerkendt17 og den samme fænotype blev set i C61-PMP22 mus (figur 4 c). Fænomenet har været forklaret ved øget elektrisk impedans fra hypertrofisk endoneurial ændringer17.

For at bekræfte, at den CMAP amplitude optaget fra forbens skyldtes nervestimulation og ikke muskelstimulation, udført vi ensidige delvise axotomy på plexus brachialis nerve i 5 måneder gamle ikke-transgene C57BL/6Jax mus (mandlige og kvindelige) ( Figur 5). Axotomy reduceret CMAP amplitude fra 90 mV til 20 mV, der angiver, at de fleste af axoner blev afbrudt i handlingen. Var der ingen ændring i amplitude i de kontralaterale forelimb eller i hindlimbs. Dette resultat angiver kraftigt at reaktionen påvises i biceps brachii skyldtes nervestimulation og skyldtes ikke muskelstimulation.

Figure 3
Figur 3. CMAP amplitude, ventetid og nødvendige stimulus over sygdomsforløb i hind- og forbens i ALS mus modeller. SOD1-G93A (A-C) og PrP-hFUS-WT3 (D-F) transgene (tg) mus og ikke-transgene (ikke-tg) littermates blev målt ved starten af de motoriske symptomer på stadiet symptomatisk, og i den sen-symptomatisk fase af sygdommen behandle, aldre 57, 91 og 147 dage (d) eller på 29, 38 og 53 dage for SOD1-G93A og PrP-hFUS-WT3 mus, henholdsvis. Sort: Ikke-transgene hindlimb, sort knust: ikke-transgene forelimb, grå: transgene hindlimb, grå stiplet: transgene forelimb. Resultaterne er præsenteret som betyder ± SD. amplituder (A, D) var stabile over tid i de ikke-transgene dyr både i hind- og forbens. I transgene dyr, amplituder faldt i sygdomsprocessen. Ventetid (B, E) var mindre påvirket af sygdommen og større forskelle blev observeret mellem hind- og forbens, uanset genotype. Variation i den nødvendige stimulus (C, F) var minimal i alle grupper. For SOD1-G93A N = 4 i alle grupper undtagen tg 147 d, N = 3. For PrP-hFUS-WT3 mus i aldersgrupper 29, 38 og 53 er N ikke-tg 4, 5 og 4, og tg 7, 5 og 3, henholdsvis. Symboler betegne forskellen mellem grupper som følger: *: ikke-tg hindlimb vs. tg hindlimb, #: ikke-tg forelimb vs tg forelimb, ¤: ikke-tg hindlimb vs. ikke-tg forelimb, grå *: tg hindlimb vs. tg forelimb. To-vejs ANOVA med Tukey's flere sammenligninger test, *: p < 0,05, **: p < 0,01, ***: p < 0,001, ***: p < 0,0001. #: p < 0,05, ##: p < 0,01, ###: p < 0,001, ### : p < 0,0001. ¤: p < 0,05, ¤¤: p < 0,01, ¤¤¤: p < 0,001, ¤¤¤: p < 0,0001. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 4
Figur 4. CMAP amplitude, ventetid og nødvendige stimulus i hind- og forbens i CMT1A mus. C61-PMP22 transgene (tg) mus og ikke-transgene (ikke-tg) littermates blev målt på 1,5-2 år. Amplitude (A) faldt både i hind- og forbens i Transgene mus. Latenstid (B) blev forlænget i alle lemmer i CMT mus og selv subtile ændring i forbens blev fundet med denne måling. Kravet om stimulus intensitet (C) blev øget i C61-PMP22 mus, som ligner den detekterede fænotype i CMT1A patienter. Resultaterne er præsenteret som betyder ± SD, for ikke-tg N = 4 og tg N = 3. To-vejs ANOVA med Sidak's flere sammenligninger test, **: p < 0,01, ***: p < 0,0001. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 5
Figur 5. Forelimb handling potentialer er forårsaget af nervestimulation. For at udelukke muligheden for, at den observerede CMAP svar var forårsaget af muskelstimulation, blev (delvis) axotomy udført på plexus brachialis nerve. CMAP amplitude (A) og latenstid (B) blev indspillet før (pre) og 4 dage efter (efter) axotomy af plexus brachialis i voksne ikke-Transgene mus. Axotomy mindsket CMAP amplitude der angiver, at svaret var på grund af nervestimulation. Sort: hindlimb, grå: kontralaterale forelimb, grå stiplet: ipsilaterale forelimb. Resultaterne præsenteres som gennemsnit ± SD, N = 2. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Discussion

Følsomme optagelse metoder er afgørende for vurderingen af sygdomsprogression og især effekten af en terapi i dyremodeller for neuronale forstyrrelser. Bestemmelse af CMAPs er en minimalt invasiv elektrofysiologiske teknik, der anvendes rutinemæssigt i klinikker og eksperimenterende opsætninger til at vurdere nerve varmeledning i neuromuskulære og neuropatiske lidelser3,18. Her beskriver vi et nyt program for CMAP optagelse i mus for at måle nerve varmeledning i plexus brachialis nerve af forelimb. Den præsenterede metode giver mulighed for en mere alsidig og detaljeret langsgående vurdering af neuronal funktion i mus modeller af neurodegeneration.

Nål elektroder er lidt mere indgribende end ring elektroder og især longitudinelle studier skal påses, at minimere vævsskader. En mulig ulempe af metoden er resulterende skade fra piercing en nerve eller muskel. Men efter omhyggelig subkutan placering af elektroder, skade og afbrydelse af muskler og nerver kan forebygges. I modsætning til metoden ved hjælp af ring elektroder, kræver metoden præsenteres her ikke barbering af pels fra store dele af kroppen. Som følge heraf er der intet ubehag eller effekt på termoregulering for dyret.

Placering af elektroderne er afgørende for korrekt og konsekvent optagelsen af CMAP amplituder og ventetid. Det er tilrådeligt at repositionere elektroderne og at udføre to til tre målinger på hver arbejdsplads at bekræfte, at den maksimal stimulering og svar opnås. Korrekte optagelser skal producere bifasisk kurver som vist i figur 2. For at standardisere metoden, er ikke-Transgene mus uden nerveskade de bedste modeller til at etablere korrekt og konsekvent elektrode placering for optimal stimulation. Genanvendelige nål elektroder er egnet til gentagen brug, hvis de er regelmæssigt steriliseret, fx med glutaraldehyd i 20 minutter mellem dyr, og kontrolleres for skarphed.

Hos raske voksne mus er CMAP amplituder indspillet med metoden præsenteres typisk 80-100 mV efter stimulerende iskiasnerven og plexus brachialis. Dette er især større end svarene målt med ring elektroder, fordi der er en højere impedans forårsaget af huden for ring elektroder, der producerer resultater af 20-40 mV8,19,20. I ALS musemodeller, CMAP amplituder efter stimulere iskiasnerven eller plexus brachialis i lammede lemmer falde til 10-30 mV. Omfanget af CMAP amplitude er mindre hos unge dyr, da CMAP amplitude øger under udvikling21.

Den metode, som vi beskriver her er især nyttig i musemodeller af ALS, hvor denervering, og efterfølgende motor underskud, forekommer tidligere i hindlimbs end i forbens13. Ud over denervering, kunne metoden opdage reinnervation, som bestemmes som forhindret eller forsinket tilbagegang i CMAP amplitude. Den dramatiske nedgang i CMAP amplitude i musklerne i hindlimbs allerede i en alder af symptomdebut hindrer opfølgning af yderligere sygdomsprogression; som CMAP amplituder nå meget lave værdier på det tidlige stadium af sygdommen, de ikke yderligere falde under sygdomsprocessen. Derimod cytoskeletale tab skrider frem i et langsommere tempo i plexus brachialis nerve af forbens og præsenterer en mere følsomme indstilling til måling af sygdomsprogression over en længere varighed af sygdommen. Desuden kunne mindre degenererede forbens levere en mere potent site for vurdering af terapeutiske tilgange, der tager sigte på at øge cytoskeletale funktion.

Det er klart, at den præsenterede teknik giver nye muligheder for karakterisering af mus modeller af neuromuskulære lidelser. CMAP optagelser med nål elektroder fra iskiasnerven og plexus brachialis er en hurtig og reproducerbar metode til at vurdere cytoskeletale tab og demyelinering i hind-såvel som i forbens. Følsomheden af metoden, der muliggør påvisning af cytoskeletale underskud selv før bemærkelsesværdige motor underskud kan registreres, og dermed giver mulighed for en tidlig kvantificering af disse mangler. Desuden muligheden for gentagne test reducerer antallet af påkrævede dyr og indeholder en detaljeret oversigt over progression af neuromuskulære og neuropatiske sygdomme på forskellige websteder i et enkelt dyr.

Disclosures

Forfatterne har ikke noget at oplyse.

Acknowledgments

Denne forskning har været støttet af KU Leuven ('Åbne fremtid' og C1), fonden for videnskabelig forskning Flandern (CVE-Vlaanderen), Thierry Latran Foundation, Association Belge contre les Maladies neuro-Musculaires (ABMM), muskelsvind Association (MDA), den og ALS Association og ALS Liga (Belgien). PVD holder en senior investigatorship af CVE-Vlaanderen. RP blev støttet af tilskud fra den centrale afhjælpende Klinik (CRC) Irland og understøttes i øjeblikket National University of Irland (NUI) og CVE.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Resuable subdermal needle electrode, Pl/Ir Technomed TE/S61-434 The Needle is 13 mm (0.51") in length, 0.4 mm (27G) in diameter
Natus electrodiagnostic system Natus Neurology UltraPro S100 EMG device
Synergy Natus Neurology version 20.1.0.100 EMG software for UltraPro S100
Physitem Controller Rothacher-Medical GmbH TCAT-2LV Heating pad
combi-vet Base Anesthesia System Digital Flowmeter with TEC 3 Vaporize Rothacher & Partner CV 30-301-D Isoflurane Vaporizer and flowmeter
Iso-Vet 1000 mg/g  Piramal Healthcare UK Limited AP/DRUGS/220/96 Isoflurane
SOD1-G93A mice The Jackson Laboratory #002726 ALS tg and non-tg control littermates, only females
PrP-hFUS-WT3 mice The Jackson Laboratory #017916  ALS tg and non-tg control littermates, all groups balanced for males and females
C57BL/6Jax mice The Jackson Laboratory #000664 Non-tg mice for axotomy, male and female
C61-PMP22 mice Mouse line was generously donated  by Prof. M. Sereda (The Max Planck Institute of Experimental Medicine, Göttingen, Germany). CMT tg and non-tg control littermates, all groups balanced for males and females

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Brown, R. H., Al-Chalabi, A. Amyotrophic Lateral Sclerosis. N Engl J Med. 377, (2), 162-172 (2017).
  2. Prior, R., Van Helleputte, L., Benoy, V., Van Den Bosch, L. Defective axonal transport: A common pathological mechanism in inherited and acquired peripheral neuropathies. Neurobiol Dis. 300-320 (2017).
  3. de Carvalho, M., et al. Electrodiagnostic criteria for diagnosis of ALS. Clin Neurophysiol. 119, (3), 497-503 (2008).
  4. Krajewski, K. M., et al. Neurological dysfunction and axonal degeneration in Charcot-Marie-Tooth disease type 1A. Brain. 123, (Pt 7), 1516-1527 (2000).
  5. Raynor, E. M., Ross, M. H., Shefner, J. M., Preston, D. C. Differentiation between axonal and demyelinating neuropathies: identical segments recorded from proximal and distal muscles. Muscle Nerve. 18, (4), 402-408 (1995).
  6. Zielasek, J., Martini, R., Toyka, K. V. Functional abnormalities in P0-deficient mice resemble human hereditary neuropathies linked to P0 gene mutations. Muscle Nerve. 19, (8), 946-952 (1996).
  7. Arnold, W. D., et al. Electrophysiological Motor Unit Number Estimation (MUNE) Measuring Compound Muscle Action Potential (CMAP) in Mouse Hindlimb Muscles. J Vis Exp. (103), (2015).
  8. Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves. J Vis Exp. (86), (2014).
  9. Gurney, M. E., et al. Motor neuron degeneration in mice that express a human Cu,Zn superoxide dismutase mutation. Science. 264, (5166), 1772-1775 (1994).
  10. Mitchell, J. C., et al. Overexpression of human wild-type FUS causes progressive motor neuron degeneration in an age- and dose-dependent fashion. Acta Neuropathol. 125, (2), 273-288 (2013).
  11. Robertson, A. M., et al. Comparison of a new pmp22 transgenic mouse line with other mouse models and human patients with CMT1A. J Anat. 200, (4), 377-390 (2002).
  12. Huxley, C., et al. Correlation between varying levels of PMP22 expression and the degree of demyelination and reduction in nerve conduction velocity in transgenic mice. Hum Mol Genet. 7, (3), 449-458 (1998).
  13. Turner, B. J., Talbot, K. Transgenics, toxicity and therapeutics in rodent models of mutant SOD1-mediated familial ALS. Prog Neurobiol. 85, (1), 94-134 (2008).
  14. Manganelli, F., et al. Nerve conduction velocity in CMT1A: what else can we tell. Eur J Neurol. 23, (10), 1566-1571 (2016).
  15. Cornett, K. M., et al. Phenotypic Variability of Childhood Charcot-Marie-Tooth Disease. JAMA Neurol. 73, (6), 645-651 (2016).
  16. Jacobson, W. C., Gabel, R. H., Brand, R. A. Surface vs. fine-wire electrode ensemble-averaged signals during gait. J Electromyogr Kinesiol. 5, (1), 37-44 (1995).
  17. Parker, V., Warman Chardon, J., Mills, J., Goldsmith, C., Bourque, P. R. Supramaximal Stimulus Intensity as a Diagnostic Tool in Chronic Demyelinating Neuropathy. Neurosci J. 2016, 6796270 (2016).
  18. Benoy, V., et al. Development of Improved HDAC6 Inhibitors as Pharmacological Therapy for Axonal Charcot-Marie-Tooth Disease. Neurotherapeutics. 14, (2), 417-428 (2017).
  19. Xia, R. H., Yosef, N., Ubogu, E. E. Dorsal caudal tail and sciatic motor nerve conduction studies in adult mice: technical aspects and normative data. Muscle Nerve. 41, (6), 850-856 (2010).
  20. Srivastava, A. K., et al. Mutant HSPB1 overexpression in neurons is sufficient to cause age-related motor neuronopathy in mice. Neurobiol Dis. 47, (2), 163-173 (2012).
  21. Arnold, W. D., et al. Electrophysiological Biomarkers in Spinal Muscular Atrophy: Preclinical Proof of Concept. Ann Clin Transl Neurol. 1, (1), 34-44 (2014).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics