Normothermique Ex Situ coeur Perfusion en Mode de travail : évaluation de la fonction cardiaque et le métabolisme

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Perfusion de coeur normothermique ex situ (ESHP), préserve le coeur dans un état semi-physiologique battant. Lorsque exécuté dans un mode de fonctionnement, ESHP offre la possibilité d’effectuer des évaluations sophistiquées du donneur viabilité de fonction et orgue de cœur. Nous décrivons ici, notre méthode d’évaluation du rendement myocardique durant ESHP.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Hatami, S., White, C. W., Ondrus, M., Qi, X., Buchko, M., Himmat, S., Lin, L., Cameron, K., Nobes, D., Chung, H. J., Nagendran, J., Freed, D. H. Normothermic Ex Situ Heart Perfusion in Working Mode: Assessment of Cardiac Function and Metabolism. J. Vis. Exp. (143), e58430, doi:10.3791/58430 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

La méthode standard actuelle pour la préservation de l’orgue (frigorifique, CS), expose au cœur d’une période d’ischémie froide qui limite la durée de conservation sécuritaire et augmente le risque de complications après la transplantation. En outre, la nature statique du CS ne permet pas pour l’évaluation de l’organe ou l’intervention au cours de l’intervalle de conservation. Perfusion de coeur normothermique ex situ (ESHP) est une nouvelle méthode pour la préservation du cœur donné qui minimise l’ischémie froide en fournissant le perfusat oxygéné, riches en nutriments vers le cœur. ESHP s’est avéré être non inférieur à CS dans la préservation du donneur standard-critères coeurs et a également facilité la transplantation clinique des coeurs donnés après la détermination circulatoire de la mort. Actuellement, le dispositif de ESHP clinique seulement disponible alimente le cœur dans un état déchargé et non-travail, limitant les évaluations du rendement myocardique. À l’inverse, ESHP en mode travail offre la possibilité pour une évaluation globale de la performance cardiaque par évaluation des paramètres métaboliques et fonctionnelles dans des conditions physiologiques. En outre, plus tôt les études expérimentales ont suggéré que ESHP en mode de travail peut-être aboutir à la meilleure préservation fonctionnelle. Nous décrivons ici le protocole pour ex situ perfusion du cœur dans un modèle de grands mammifères (porcin), qui est reproductible pour différents modèles animaux et les tailles de cœur. Le programme de logiciel dans cet appareil ESHP permet un contrôle en temps réel et automatique de la vitesse de la pompe pour maintenir la pression auriculaire gauche et aorte désirée et évalue les divers paramètres électrophysiologiques et fonctionnelles avec un besoin minimal de supervision/manipulation.

Introduction

Pertinence clinique

Alors que la plupart des aspects de la transplantation cardiaque ont considérablement évolué depuis le premier heart transplant en 1967, entreposage au froid (CS) demeure la norme pour le donneur cœur conservation1. CS expose l’orgue à une période d’ischémie froide qui limite l’intervalle de conservation sécuritaire (4 à 6 heures) et augmente le risque de greffe principal dysfonctionnement2,3,4. En raison de la nature statique de CS, évaluations de fonction ou d’interventions thérapeutiques ne sont pas possibles dans le temps entre l’achat de l’orgue et la transplantation. Il s’agit d’une limitation particulière chez les donneurs de critères étendus dont les coeurs donnés après décès circulatoires (DCD), créant un obstacle à surmonter l’écart considérable entre la demande et l’actuel donneur poule5,6. Adresse de que cette limitation, ex situ la perfusion cardiaque a été proposée comme une méthode innovatrice et semi physiologique de préservation coeurs donnés, minimisant l’exposition à l’ischémie froide en fournissant de l’oxygénée, perfusat de nutriments vers le cœur pendant la durée de conservation 1 , 7 , 8.

Ex situ la perfusion cardiaque

Une des méthodes plus fréquemment utilisés pour ex situ examen du coeur isolé est Langendorff perfusion. Dans cette méthode, présentée par Oskar Langendorff en 1895, les flux de sang dans les artères coronaires et le sinus coronaire du coeur isolé, avec le coeur dans un vide et battant état9,10. ESHP clinique dans un mode de Langendorff avec l’appareil de Transmedics orgue Care System (OCS) s’est avéré être non inférieur à CS dans la préservation de la norme-critères donneur cœur1et a facilité la transplantation clinique des cœurs DCD 11. Toutefois, il existe des préoccupations quant à la capacité de l’appareil pour évaluer la viabilité de l’orgue, comme un certain nombre de coeurs donneurs d’abord pensé à être transplantables était jeté après perfusion sur l' OCS3. L’OCS prend en charge le cœur en mode Langendorff (inactifs) et possède donc une capacité limitée pour l’évaluation de la fonction de pompage du coeur3,12. Un corps croissant d’évidence suggère que les paramètres fonctionnels offrent une meilleure façon d’évaluer la viabilité de l’organe, ce qui suggère que les évaluations de la fonction cardiaque peuvent devenir un outil fiable pour l’évaluation et la sélection des coeurs à la transplantation au cours ESHP3 ,12,13,14, par ailleurs, nos études sur ex situ perfusés coeurs porcine suggèrent que ESHP en mode de travail renforcée préservation fonctionnelle du cœur au cours de la perfusion intervalle15,16.

Un appareil ESHP capable de préserver le coeur dans un mode de travail doit posséder un niveau d’automatisation avec précision et en toute sécurité maintenir précharge, postcharge et débits. Aussi, un tel système devrait posséder la flexibilité afin de faciliter les évaluations complètes de la fonction cardiaque à entreprendre. ESHP the appareil utilisé ici est muni d’un logiciel personnalisé qui 1) fournit et maintient désiré aortique (Ao) et auriculaire gauche (LA) pression/débit et 2) fournit une analyse en temps réel des paramètres fonctionnels et évaluation visuelle des formes d’onde de pression avec nécessité un minimum de supervision. Données de pression sont acquis avec transducteurs de pression standard remplies de liquide, et flux de données est acquis avec des sondes de temps de transit des débitmètres doppler. Ces signaux est numérisés avec un pont et une entrée analogique, respectivement. Le cœur est positionné horizontalement avec une légère élévation de gros vaisseaux sur une membrane de silicone souple. Les pièces jointes de canulation traversent la membrane, comprenant une chambre de conformité pour amortissement éjection ventriculaire. L’objectif de ce travail est de fournir aux chercheurs dans le domaine de la transplantation cardiaque avec un protocole ex situ perfusion et évaluation du coeur, dans des conditions semi physiologiques normothermiques dans le mode de fonctionnement, dans un modèle de grands mammifères (porc Yorkshire).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Toutes les procédures dans ce manuscrit ont été effectués en conformité avec les lignes directrices du Conseil canadien sur les soins de l’Animal et le guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Les protocoles ont été approuvées par le Comité de protection des animaux institutionnel de l’Université de l’Alberta. Ce protocole a été appliqué en cochons de Yorkshire femelles juvéniles entre 35 à 50 kg. Toutes les personnes impliquées dans des procédures ESHP avaient reçu formation biosécurité adéquat.

1. pré-chirurgicale préparations

  1. Placez la chambre d’orgue correctement sur le chariot de l’appareil et installer la membrane de soutien de silicium à l’intérieur de la chambre de l’orgue. L’OD, artère pulmonaire (AP) et les points de LA connexion peut être vu dans la Figure 1.
  2. Installer l’oxygénateur de réseau (représenté dans la Figure 2 aB) tuyau ESHP et le filtre. Fixer les canalisations d’eau de l’échangeur de chaleur et les tuyaux de gaz de balayage à l’oxygénateur.
  3. Place le flux des sondes pour la mesure du sinus coronaire/PA et LA circulation sur les tuyaux correspondant.
  4. Connecter les transducteurs de pression Ao et LA les lignes représentant le circuit.
  5. S’assurer que toutes les connexions de tuyaux soient solidement fixées et tous les robinets d’arrêt et luer locks sont fermés correctement sur les sites non attachées.
  6. Réamorcer le circuit avec 750 mL de tampon de Krebs-Henseleit modifié (NaCl, 85 ; KCl, 4,6 ; NaHCO3, 25 ; KH2PO, 1,2 ; MgSO4, 1,2 ; glucose, 11 ; et CaCl2, 1,25 mmol/L) contenant 8 % d’albumine. D’air les pompes Ao et LA en positionnant la sortie de la pompe au-dessus de l’entrée afin que l’air quitte la chambre de pompage (Figure 3). La solution ne doit généralement pas être oxygenized avant le début de la perfusion.
  7. Lancer le logiciel après l’Ao et LA pompe est diffusés hors et le circuit est amorcé.

2. ESHP logiciel d’initialisation et des ajustements

Remarque : L’appareil ESHP utilisé ici est équipé d’un logiciel personnalisé pour permettre le contrôle de la vitesse de la pompe afin d’atteindre et de maintenir désiré pressions LA et Ao. Aussi, le logiciel analyse les paramètres fonctionnels et fournit une évaluation visuelle de formes d’onde de pression (Figure 4).

  1. Pour démarrer le programme ESHP, cliquez sur le raccourci du programme sur le moniteur.
  2. Dans la page « paramètres », cliquez sur « initialiser ». Le message lors de l’initialisation s’affiche sur le tableau (Figure 5).
  3. Sur la même page, zéro les capteurs de débit en cliquant sur le « débit zéro LA » et « débit nul PA ». Le message s’affichera sur la carte.
  4. Régler la hauteur des transducteurs de pression à la hauteur de l’appui de silicium. À zéro les transducteurs de pression, ouvrez l’Ao et LA transducteurs de pression (et tout autres transducteurs configurés pour vérifier la pression) dans l’atmosphère, puis cliquez sur le bouton « zéro toutes les pressions ». Le message s’affichera sur la carte.
  5. Dans la page « principale », augmenter la vitesse de pompe Ao graduellement jusqu’au point où découlent de la canule Ao apparaît dans la chambre de l’orgue. Dans le système actuel, cela est accompli avec tours 900-1000 par minute (tr/min).
  6. Ajoutez 750 mL de sang à la solution du perfusat de porter le volume total de perfusat à 1,5 L (tel que décrit dans le «chirurgie, récolte de sang et l’approvisionnement de coeur » section) puis augmentez la pompe de LA PRM (800-900 tr/min) afin qu’aucun air ne reste dans la canule de LA ou la LA tubulure sous la membrane de soutien de silicone.
  7. Après l’initialisation du logiciel de contrôle et diffusion hors de l’appareil ESHP, achats de donneur cœur peuvent procéder.

3. la préparation et l’anesthésie

  1. Administrer 20 mg/kg de kétamine et 0,05 mg/kg d’atropine par voie intramusculaire pour la prémédication.
  2. Transférer le cochon dans le bloc opératoire et placer le cochon sur la table d’opération avec plateau chauffant pour maintenir la normothermie.
  3. Titrer le débit d’oxygène pour l’induction de masque selon le poids de l’animal et le système d’anesthésie. Pour les circuits anesthésiques cercle fermé le débit d’oxygène doit être de 20 à 40 mL/kg.
  4. Allumez l’isoflurane pour 4 à 5 % ; après une ou deux minutes, cela peut être réduit à 3 %.
  5. Évaluer la profondeur de l’anesthésie. Le cochon n’est dans le plan chirurgical si il n’y a aucun réflexe de retrait en réponse au stimulus nuisibles.
  6. Après confirmation de la profondeur appropriée de l’anesthésie, procéder à l’intubation.
  7. Placez la sonde oxymètre de pouls sur la langue (de préférence) ou de l’oreille. La saturation en oxygène mesurée par oxymétrie de pouls doit rester supérieure à 90 %.
  8. Raser les touffes de cheveux sur les régions de coude gauche et droite et gauche étouffer. Laver les huiles pour la peau à l’eau savonneuse, rincer avec de l’alcool à friction et sécher complètement. Placez les contacts de l’ECG. Éviter toute interférence de fil de plomb avec le site chirurgical. Connectez les câbles vers les emplacements corrects.
  9. Pour maintenir l’anesthésie, régler le débit d’oxygène (20 à 40 mL/kg) et le taux de gaz inhalant (1 à 3 %). La fréquence cardiaque devrait être 80 – 130 battements/min. taux de Respiration devrait être 12 – 30 respirations/minute.
  10. Se raser, laver et préparer stérilement le site d’incision.

4. sang collecte et approvisionnement de coeur

  1. Évaluer le niveau d’anesthésie chaque minimum toutes les 5 min pour confirmer le plan chirurgical (aucun réflexe de pédale et aucun réflexe de clignement, aucune réponse aux stimuli douloureux).
  2. Effectuer une sternotomie médiane.
    1. Identifier jugulum et xiphoïde comme points de repère.
    2. À l’aide de bistouri électrique, développer la ligne médiane entre les repères en divisant le tissu sous-cutané et le carénage entre les fibres du muscle grand pectoral.
    3. Marquez la ligne médiane le long de l’OS sternal avec la cautérisation. Effectuer une ostéotomie sternale avec une scie électrique ou pneumatique. Pour éviter de créer des blessures avec les structures sous-jacentes (p. ex. péricarde et veine brachiocéphalique et artère innominée), procéder progressivement avec la scie.
    4. Rétracter le sternum progressivement, à l’aide d’un rétracteur sternal. Pour éviter une tension excessive et lésions vasculaires, ne placez pas le rétracteur trop loin parotidien.
    5. Libérer les ligaments sternopericardial de la surface postérieure du sternum à l’aide de cautérisation.
    6. Ouvrir le péricarde avec un ciseaux de Metzenbaum et fixer les bords péricardiques au sternum à l’aide de la suture de soie de 1-0.
  3. Prolonger l’incision médiane proche de 2 à 3 cm et exposer l’artère carotide commune droite et la veine jugulaire interne.
  4. Obtenir le contrôle proximal et distal des vaisseaux par entourant les vaisseaux avec des cravates en soie (2-0).
  5. Nouer les liens tournants crâniennes sur chaque bateau.
  6. Ouvrir le 1/3 antérieur de chaque navire avec une lame 11, puis insérez une gaine de 5 – 6 dans chaque navire. Fourreaux de cravate la caudale cravate tournant autour de chaque navire pour garantir les respectifs.
  7. Surveiller les pressions artérielles et centrale veineuses en connectant chaque gaine à un transducteur de pression.
  8. Fournir 1 000 U/kg héparine par voie intraveineuse.
  9. Placer un 3-0 en polypropylène suture en bourse autour de l’auricule droite et fixez-le avec un piège.
  10. À l’intérieur de la suture en bourse, créer une incision de 1 cm sur l’appendice à l’aide d’une lame de 11. Insérer une canule veineuse de deux étages (28/36 FR) à l’intérieur de l’incision et la position de l’extrémité distale dans la VCI. Fixer la canule en snare obtenant un à la canule veineuse. Contrôle la prise de la canule avec un collier de serrage de tuyau.
  11. De la canule veineuse de deux étages placée dans l’oreillette droite, recueillir 750 mL de sang total du cochon progressivement sur une période de 15 min dans un récipient en verre stérilisés à l’autoclave et en même temps de remplacer le volume avec 1 L d’une solution isotonique de cristalloïdes comme Plasmalyte A.
  12. Ajouter le sang pour le circuit de perfusion (qui a été déjà amorcé avec 750 mL Krebs-Henseleit tampon contenant 8 % d’albumine) pour atteindre un volume final de 1,5 L du perfusat. Le perfusat est une combinaison de 1:1 d’une solution Krebs-Henseleit contenant 8 % d’albumine et de sang de l' animal donneur 17.
  13. Placer une aiguille de cardioplégie (14 – 16) dans l’Ao ascendante et le fixer avec un piège.
  14. Raccorder la canule de la cardioplégie sur le sac de cardioplégie et ajouter 100 mL de sang à 400 mL de cardioplégie (St. Thomas Hospital Solution) pour atteindre un volume final de 500 mL sang cardioplégie.
  15. Euthanasier le cochon par exsanguination. Si l’intention d’ajouter plus de sang pour le perfusat après le début de la perfusion (selon les objectifs de l’étude), recueillir le sang et ajouter 10 – 30 U/mL d’héparine et stockez-la dans un récipient en verre ou un sac en plastique à 4 ° C pendant de courtes durées (heures
  16. Croix-pince l’Ao ascendante avec une pince de Ao et d’offrir la solution de cardioplégie dans la racine de l’Ao.
  17. Après que livraison de la solution de cardioplégie est terminée, enlever le collier en croix et effectuer le cardiectomy.
    1. Pour faciliter la fixation de l’Ao et les PA à leur canule représentatif, partiellement disséquer l’Ao ascendante de la PA à l’aide d’une paire de ciseaux de Metzenbaum.
    2. Transect la veine supérieure et inférieure, laissant environ 1 cm de longueur sur chacun.
    3. Séparer le coeur du médiastin postérieur en sectionnant les veines pulmonaires.
    4. Le coeur de faire en sorte de l’OD arch navires sont achetés avec un segment descendant Ao de l’accise. Conserver jusqu'à la bifurcation de PA.
  18. Peser le cœur vide. Le montant du gain de poids pendant l’intervalle de conservation ex situ peut servir une métrique pour oedème de l’orgue.

5. mise en place du coeur sur l’Initiation de la Perfusion et appareils ESHP

  1. Couper l’excès de tissu autour de la LA avec un ciseaux de Metzenbaum et couper entre les veines pulmonaires pour créer un orifice commun.
  2. Placez une suture en bourse autour de l’orifice de LA à l’aide d’une suture en polypropylène de 3-0.
  3. Suture et fermer la veine cave inférieure avec une suture en polypropylène de 3-0. Laissez la veine cave supérieure ouverte au début de la perfusion afin d’assurer le ventricule droit (RV) décompressé jusqu'à ce que le perfusat réchauffé et une rythmique organisée est atteint.
  4. Placer la canule de LA dans l’orifice de LA et le fixer avec un collet (Figure 6).
  5. Presser doucement les ventricules afin d’air au coeur » de 5,5. et ajoutez-le à 5,7. comme augmenter la vitesse de pompe de Ao à 1 600 tr/mn en pressant doucement sur le coeur. L’air qui reste dans la racine de l’Ao est éjecté à travers les branches innommés et sous-clavière.
  6. Attachez l’OD à la canule de Ao incorporée dans la membrane de silicone. Sécuriser la zone d’occupation autour de la canule avec une cravate de soie. Garniture de l’Ao pour réaliser un bon mensonge sans tension ou torsion.
  7. Augmenter la vitesse de pompe de Ao à 1 600 tr/mn. L’air qui reste dans la racine de l’Ao est éjecté à travers les branches innommés et sous-clavière.
  8. Brancher le tuyau de purge Ao à l’artère innominée. Sécuriser la connexion avec une cravate de soie.
  9. Caisse claire l’orifice de l’artère sous-clavière gauche avec une cravate de soie. Sécuriser la fermeture avec un piège et snap. À travers l’orifice de l’artère sous-clavière, placer une gaine d’introduction (5f). Veiller à ce que la longueur de la sonde et son orientation est correctement réglée pour qu’il n’interfère pas avec le fonctionnement des valves Ao.
  10. Connectez le transducteur de pression Ao l’introducteur gaine côté port.
  11. Lire la pression de l’Ao sur le moniteur. Régler la vitesse de pompe Ao pour atteindre une pression moyenne de 30 mm Hg. À ce stade (temps 0), la perfusion aura commencé dans le non-travail mode (mode de Langendorff) et apparition d’un perfusat désoxygéné sombre dans la ligne de PA est un réflecteur de rétablissement du débit coronarien. Définir une horloge permettant de suivre la durée de la perfusion si nécessaire.
  12. Tourner sur l’échangeur de chaleur et de régler la température à 38 ° C. Le perfusat réchauffera jusqu'à 37-38 ° C en 10 min environ. Pour perfusion normothermique d’un coeur de porc, maintenir la température à 38 ° C tout au long de la perfusion.
  13. Maintenir la perfusion en mode non-travaillant pour la première heure de la perfusion. Régler la vitesse de pompe LA pour maintenir la pression de LA à 0 mm Hg.
  14. Une fois la température du perfusat > 34 ° C, d’évaluer le rythme cardiaque et le rythme et défibrillation comme requis (5 – 20 joules). S’assurer que le coeur est complètement décompressé avant d’essayer la cardioversion.
  15. Vérifier l’état de gaz dissous à l’aide d’un analyseur de gaz du sang. Ajuster le mélange de gaz pour maintenir un pH : 7,35-7,45, pression artérielle partielle en dioxyde de carbone (PunCO2) : 35 à 45 mmHg, pression artérielle partielle en oxygène (PaO2) : de 100 à 150 mmHg et oxygène saturation (sO2) ≥ 95 %.
  16. Une fois que le cœur est normothermique et un rythme stable, ligaturer la veine cave supérieure.
  17. Fixer les fils de stimulateur cardiaque temporaire à la paroi de l’oreillette droite et rythme le coeur dans un mode de l’AAI à 100 battements/min.
  18. Fixer les électrodes épicardiques électrocardiographie sur la surface du cœur.
  19. Passer en mode de travail après 1 h de perfusion en mode Langendorff. Pour ce faire, entrez le désir de LA pression (en général 6-8 mm Hg) sur le côté gauche de la page d’accueil, dans la section « désiré LAP » du logiciel et cliquez sur le bouton pour lancer la boucle de rétroaction. Le mode de fonctionnement activé apparaîtra comme un bouton vert, et la vitesse de LA pompe automatiquement augmentera et diminuera pour atteindre et maintenir la pression de LA désirée.
  20. Que le cœur commence à travailler, résistance vasculaire coronaire chutera aboutissant à une basse pression diastolique. Régler la vitesse de pompe Ao pour maintenir la pression diastolique Ao de 40 mmHg comme postcharge durant la perfusion dans le mode de fonctionnement.

6. métabolique soutien pendant ESHP

Remarque : Solutions de perfusion organes, y compris une solution tampon Krebs-Henseleit, contiennent habituellement le glucose comme substrat énergétique primaire.

  1. Vérifier le niveau de glucose (par exemple avec l’analyse des gaz sanguins) à intervalles réguliers durant la perfusion. Selon le taux de consommation, en utilisant une glycémie remplacer pompe à infusion standard par doses artériels continus perfusion et/ou de bolus, à maintenir une concentration artérielle de 6 à 8 mmol/L de glucose tout au long de la perfusion.
  2. À l’aide d’une pompe à perfusion séparée, livrer 2 U/h d’insuline pour le perfusat tout au long de la perfusion, modification du taux de perfusion d’insuline selon les objectifs de l’étude.
  3. Stimulation des récepteurs β-adrénergiques du cœur, constitueront une 0,08 µg/min d’épinéphrine pour le milieu de perfusion à l’aide d’une pompe à perfusion standard et continuer tout au long de la perfusion. Par ailleurs, une infusion de 4 µg/min de la dobutamine peut être utilisée.

7. anti-microbiennes et anti-inflammatoire Agents

  1. Un antibiotique à large spectre (p. ex. 3,375 grammes de pipéracilline-tazobactam) s’ajoute le perfusat au début de la perfusion.
  2. Ajouter agents anti-inflammatoires (par exemple 500 mg de méthylprednisolone) au perfusat conformément aux objectifs de l’étude, le cas échéant.

8. évaluation de la fonction

Remarque : Le ESHP contrôlant le logiciel automatiquement calcule et enregistre équilibre hémodynamiques et fonctionnelles indices toutes les dix secondes.

  1. Évaluation de la fonction systolique et diastolique de l’état stationnaire
    1. Pour l’évaluation et l’enregistrement des données l’état stationnaire, dans la gaine placée plus haut dans l’artère sous-clavière, placer un cathéter pigtail remplie de liquide dans le ventricule gauche (VG) en mode de travail.
      1. Rincer le cathéter de queue de cochon avec du sérum physiologique et placez le fil de guidage à l’intérieur.
      2. Insérez doucement le cathéter dans la canule de gaine précédemment placée dans l’artère sous-clavière. Dès qu’il passe à travers la valve Ao, retirer le guide lentement et raccorder le cathéter de queue de cochon sur le tuyau de refoulement de LV.
      3. Suivez la vague de pression LV sur le moniteur. La partie diastolique de l’onde de pression atteindra zéro lorsque le cathéter est correctement placé à l’intérieur du LV. À noter, cette étape n’est possible en mode de travail puisque la valve Ao doit s’ouvrir normalement pour le cathéter de queue de cochon pouvoir pénétrer dans la chambre. Une fois le cathéter en tire-bouchon est placé dans le VG et relié au transducteur de pression LV, le taux minimum et maximum de LV de changement de pression (dP/dT min et max de dP/dT) est automatiquement enregistré.
    2. Déterminer le rendement myocardique en indexant le flux mesuré sur la ligne de LA, pour la masse cardiaque (mL·min-1·g-1), à une pression donnée de LA constante (6 – 8 mm Hg) et une pression diastolique Ao de 40 mm Hg et une fréquence cardiaque de 100 beats·min-1. La pression de LA équivaut à du débit cardiaque, en supposant qu’il n’y a aucune insuffisance de Ao. Examiner l’onde de pression Ao pour assurer qu'il n’y a aucune insuffisance de Ao.
  2. Évaluation du travail de précontrainte course recrutables (PRSW)
    Remarque : PRSW est la relation linéaire entre le volume télédiastolique et le travail de course LV (LVSW) et représente un indice pour l’évaluation de la fonction ventriculaire, indépendamment de la taille du ventricule18,19, précharge et postcharge. PRSW peut être mesurée avec ce système de façon non invasive, tel que décrit ci-dessous13.
    1. Retirer le cathéter de queue de cochon de la LV, puisque le cathéter peut provoquer des arythmies pendant l’analyse PRSW qui affectera négativement l’exactitude des résultats.
    2. Sur la page d’accueil, dans la section « Capturer PVL », régler la vitesse désirée de diminution de LA vitesse de la pompe lors de l’analyse (en général 100 à 200 tr/min) et l’heure au cours de laquelle l’analyse aura lieu (en général 10-12 s) désirée (Figure 4).
    3. Après avoir effectué les ajustements mentionnés ci-dessus, cliquez sur « Enregistrement PVL ». Le logiciel sera automatiquement sortir du mode de travail et réduire progressivement LA pompe tr/min tout en enregistrant en même temps LVSW et LA pression. À l’issue de la collecte de données, le logiciel effectuera régression linéaire sur l’ensemble de données nouvellement acquise à céder PRSW. Une fois le logiciel ESHP terminé l’analyse, un message s’affiche sur la page d’accueil, indiquant le coefficient de corrélation de l’analyse. Appuyez sur « OK » si le coefficient (valeur r) est souhaitable (typiquement > 0,95). Les résultats d’analyse PRSW seront enregistrées.
    4. Après avoir effectué l’analyse, pour revenir à une perfusion dans le mode de travail, cliquez sur « Press To Start Mode de fonctionnement ; » dans le cas contraire, le logiciel continuera en mode Langendorff (inactifs). Le bouton gris va passer au vert, indiquant un retour au mode de fonctionnement. Si répété PRSW analyse est nécessaire, avant chaque nouvelle tentative de s’assurer que les valeurs de pression/débit LA retournent les valeurs précédentes de l’état stationnaire.

9. métabolique évaluation de l’Ex Situ perfusés coeur

  1. Évaluer l’état métabolique du coeur et le perfusat pendant ESHP, en utilisant les informations tirées de l’analyse des gaz sanguins du perfusat échantillons recueillis de Ao (artériel) et lignes (veineux) PA toutes les 1 à 2 h.
  2. Effectuer l’analyse des gaz sanguins (tous les 1 à 2 h) pour surveiller le gaz et l’état ionique du perfusat. Ajuster la composition des gaz (O2 et CO2) et balayer la vitesse pour maintenir un pH de 7,35-7,45, paO2 de 100 à 150 mmHg et paCO2 de 35 à 45 mmHg. Régler et d’entretenir la concentration ionique de perfusat de potassium et de calcium dans la gamme physiologique pendant la perfusion (par exemple par l’addition de chlorure de calcium si nécessaire).
  3. Les informations tirées de l’analyse des gaz sanguins et le débit sanguin coronaire permet de calculer les paramètres métaboliques. Par exemple, calculer la consommation myocardique d’oxygène (MVO2), et LV efficacité mécanique (moi) comme suit :
    1. Déterminer le MVO2 (mL O2 · min-1 · 100 g-1) multipliant le débit sanguin coronaire (CBF) par la différence artériel-veineux de la teneur en oxygène (CaO2 – CvO2).
      MVO2 = [CaO2 - CvO2 (mL O2 · 100 mL-1)] × CBF (mL. min-1 . 100 g masse de coeur), où ;
      Teneur en oxygène du sang artériel (CaO2) = [1,34 (mL O2 . g Hb-1) × la saturation en oxygène Hb concentration (g · 100 mL-1) × (%)] + [0.00289 (mL O2 · mm Hg-1 · 100 mL-1) × PaO2 (mm Hg)]
      Teneur en oxygène veineux (CvO2) = [1,34 (mL O2 · g Hb-1) × la saturation en oxygène Hb concentration (g · 100 mL-1) × (%)] + [0.00289 (mL O2 · mm Hg-1 · 100 mL-1) × PvO2 (mm Hg)]
    2. Calculer le rendement mécanique de LV (moi) comme suit :
      ME = LVSW (J. battu-1) / MVO2 (J. battu-1) où
      Course de travail = {pour une pression artérielle moyenne (mmHg) - LA pression (mmHg)} × {LA circulation (mL. min-1) / fréquence cardiaque (battements. min-1)} × 0.0001334 (J. mL-1 . mmHg-1), et
      MVO2 (J. battu-1) = {MVO2 (mL. min-1) / fréquence cardiaque (battements. min-1)} × 20 (joules. mL-1)

10. retirer le cœur ESHP engin à la fin de la Perfusion

  1. Quitter le mode de travail. Mettre la pompe de LA tr/min à zéro.
  2. Diminuer la pompe Ao t/mn à zéro.
  3. Enlever la queue de cochon et les gaines.
  4. Supprimer rapidement toutes les pièces jointes vers le cœur.
  5. Peser le cœur vide pour déterminer le degré de formation de l’oedème myocardique.
  6. Prendre rapidement des échantillons de tissus de taille appropriée des ventricules gauche et droit et placez-les en gel de température (OCT) de coupe optimale, formol ou snap congelez-les dans l’azote liquide. Stocker les échantillons pour de futures études (OCT et enclencher les échantillons congelés dans un congélateur à-80 ° C, les échantillons conservés au formol dans un récipient bien fermé à température ambiante).
  7. Fermez le programme ; toutes les données enregistrées seront enregistrées.
  8. Jetez le tissu restant, Bloods, matériaux bioactifs et des composants d’appareils ESHP utilisés selon les protocoles institutionnels.
  9. Nettoyez soigneusement la charrue ESHP en utilisant une surface dure désinfectante nettoyant (p. ex. éthanol à 70 %).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Au début de la perfusion (en mode inactifs), le coeur reprendra normalement un rythme sinusal quand la température du système et du perfusat approche normothermie. Lorsque vous entrez le mode de fonctionnement, comme les pressions de LA approchent les valeurs souhaitées, éjection sur le traçage de pression Ao doit être observée et le flux de LA (un reflet du débit cardiaque) devrait augmenter progressivement. Dans un modèle porcin de Yorkshire (35 à 50 kg) et un poids initial de coeur de 180 à 220 grammes, le flux de LA première sera ~ 2 000 mL/min, et cela s’approchera généralement ~ 2 750 mL/min pendant la première heure de perfusion en mode de travail. La figure 7 affiche les tendances Ao pression (A) ainsi que de LA et de débit artériel pulmonaire (B) sur une période de 12 h de perfusion.

Pendant ESHP dans le mode de fonctionnement physiologique, diverses évaluations métaboliques du coeur sont également possibles. Sang gaz analyse/métabolique des évaluations effectuées sur les échantillons de perfusat obtenus pendant ESHP fournissent des informations complètes sur l’état métabolique du coeur dans le temps (tableaux 1 et 2) et (Figure 8 a, B)20 . En plus de l’analyse des gaz sanguins, perfusat échantillons peuvent être recueillies et évaluées pour différents biomarqueurs tels que le peptide natriurétique cérébral et la troponine-I ; Toutefois, il est à noter que ESHP se produit dans un système fermé, sans échange de perfusat solution. En l’absence des organes qui métabolisent naturellement/effacer ces facteurs (p. ex. les reins), l’accumulation des biomarqueurs au fil du temps dans la solution du perfusat est typiquement observée (Figure 9).

Évaluation fonctionnelle du cœur à l’aide de cette plate-forme peut inclure les paramètres de charge [y compris la performance myocardique (index cardiaque, CI), LVSW, les fréquences maximales et minimales de changement de pression (dp/dt max et min)] et paramètres de charge indépendants ( PRSW) (tableau 3). La figure 10 montre l’évaluation des LV PRSW pendant une réduction linéaire contrôlé par ordinateur dans la pression de LA13. Dans notre expérience avec ESHP de > 200 coeurs porcins et > 10 coeurs humains, l’utilisation d’un logiciel automatisé de ESHP a été en liaison avec le développement de procédures d’utilisation normalisées aboutissant à la variabilité des minime inter - et intra-opérateur les paramètres fonctionnels. Le système d’appareil et logiciel ESHP utilisé ici ont été conçus pour maintenir la pression désirée et recueillir les paramètres fonctionnels avec un minimum besoin d’ajustements manuels, et nous avons observé un coefficient de corrélation inter-classes (ICC) ≥0.9 pour tous les paramètres évalués (par exemple LVSW et max dP/dt et min) qui tient compte de l’excellente fiabilité inter- inter-juges, intra-évaluateur et test-retest. Dans ce système, la surveillance électrocardiographique du cœur pendant la perfusion peut également intervenir à l’aide de deux électrodes, comme décrit dans le protocole, en fournissant des informations sur la fréquence cardiaque et le rythme pendant la perfusion (Figure 4).

L’évaluation du cœur pendant ESHP peut être étendue aux différentes modalités d’imagerie. Échocardiographie pendant ESHP peut fournir des informations supplémentaires sur la fonction myocardique (fraction d’éjection ventriculairepar exemple ) et des paramètres anatomiques (Figure 11 et Figure 12). En outre, une évaluation de la vascularisation coronaire est possible avec l' imagerie angiographique21.

Procédant à une analyse de régression linéaire identifie quels paramètres meilleures corrélation avec la performance myocardique (index cardiaque : mL·min1·g1) pendant ESHP. Nous avons précédemment montré que malgré la variation importante dans la capacité des paramètres fonctionnels mesurés pour prédire la performance myocardique, les paramètres dans l’ensemble, fonctionnelles montrent une forte corrélation avec le débit cardiaque. Les meilleurs prédicteurs fonctionnels inclus travail systolique AVC [coefficient de détermination (R2) = 0,759], de la fonction systolique et minimale dP/dt (R2 = 0,738) pour la fonction diastolique. Fait intéressant, les paramètres métaboliques seuls affichent une capacité très limitée pour prédire la performance myocardique (consommation d’oxygène : R2 = 0,28 ; résistance vasculaire coronaire : R2 = 0,20 ; concentration du lactate : R2 = 0,02). 13 la perfusion du coeur dans un mode de travail normothermique vous propose la possibilité d’obtenir des évaluations exhaustives métaboliques et fonctionnelles du coeur au cours de la conservation de l’orgue. Un appareil ESHP clinique avec la capacité de soutenir le cœur du donneur en mode travail fournira à l’équipe de soins avec la possibilité de décisions faites sur la viabilité d’orgue basé sur des données objectives avant la transplantation.

Figure 1
Figure 1 : la membrane de soutien de silicone pour le cœur. Membrane de soutien sur la photo avec canule aortique intégrée (A), canule auriculaire gauche (B) et canule de l’artère pulmonaire (C). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : circuit de The ESHP. (A) la figure schématique du circuit ESHP. (B) ESHP appareils utilisé dans notre milieu. A = organe chambre et silicone membrane de soutien, B = réservoir, C = filtre en ligne artérielle, D = pompe auriculaire gauche, E = pompe aortique, F = oxygénateur de membrane et échangeur de chaleur, G = mélangeur, H = capteur de débit de tube, j’ai = capteur de pression, J = robinet/raccord luer lock. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : diffusé hors les pompes en positionnant la sortie de la pompe à un niveau supérieur. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Screen shot du programme en cours d’exécution de logiciel ESHP montrant des paramètres fonctionnels cardiaques. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : Screen shot du programme logiciel ESHP initialisé. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 6
Figure 6 : la canule auriculaire gauche magnétique fixée sur la face postérieure de l’oreillette gauche. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 7
Figure 7 : surveillance des pressions et des débits durant la perfusion. (A) les tendances de la pression aortique durant 12 h de ESHP. (B) les tendances dans l’oreillette gauche et l’artère pulmonaire s’écoule pendant 12 h de ESHP s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 8
Figure 8 : tendances au fil du temps. Consommation d’oxygène du myocarde (A) et (B) veineux du lactate concentration durant 12 h de ESHP s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 9
Figure 9 : tendances au fil du temps dans le perfusat concentration de troponine-I durant 12 h de ESHP. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 10
Figure 10 : évaluation de précontrainte course recrutables travailler un mauvais fonctionnement cardiaque (gris) par rapport à un cœur fonctionne bien (noir). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 11
Figure 11 : images représentatives d’échocardiographie bidimensionnelles. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 12
Figure 12 : images échocardiographiques mode représentant M. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Paramètres (artérielles) aortiques Paramètres (veineux) PA
T1 T5 T11 T1 T5 T11
Valeurs des gaz du sang
pH 7.28 7.44 7.33 7.25 4.42 7 h 30
pO2 (mmHg) 123.00 149,00 141.00 44,00 55,40 57.80
pCO2 (mmHg) 38,00 33.90 42.50 43.00 37.10 46.10
Valeurs d’oxymétrie
HB (g/dL) 4.20 4.10 3.90 4.20 4.10 3.90
Oui2 (%) 100,00 100,00 100,00 64.00 95.50 92.00
Valeurs de l’électrolyte
K+ (mmol/L) 4.20 4.60 5.20 4.20 4.60 5.20
Na+ (mmol/L) 142.00 144.00 149,00 142.00 144.00 149,00
Ca2 + (mmol/L) 1.02 1.20 1.40 1.02 1.20 1.40
Cl(mmol/L) 107.00 109.00 114.00 107.00 109.00 114.00
OSM (mmol/kg) 291.30 292.50 302.40 291,90 292.90 302.40
Valeurs de métabolite
Glycémie (mmol/L) 7,00 5.30 5.10 7,00 5.20 5,00
Lactate (mmol/L) 3,00 2.30 2.00 3.10 2.40 1.90
Statut de Base acide
Hco3(mmol/L) 17.60 23.10 21.90 18.50 23.70 22.40

Tableau 1 : cas de l’analyse des gaz sanguins effectués au cours de l’ex situ la perfusion cardiaque. Ca2 +, les ions calcium ; Cl-, ion de chlorure ; HB, l’hémoglobine ; HCO3-, ion bicarbonate ; K+, ion de potassium ; Na+, ion de sodium ; OSM, osmolarité ; paCO2, pression artérielle partielle en dioxyde de carbone ; paO2, pression partielle artérielle en oxygène ; Oui2, saturation en oxygène ; T1, 1 h d’ex situ la perfusion (perfusion précoce) ; T5, 5 h d’ex situ la perfusion (perfusion de milieu) ; T11, 11 h d’ex situ la perfusion (perfusion de fin)

Temps
Paramètres métaboliques T1 T5 T11
MVO2 mL/min/100 g 6.68 2.44 1,77
Veineux Lactate mmol/L 3.1 2.4 1,9
Veineux - lactate artériel différence mmol/L 0,1 0,1 -0,1
Utilisation de glucose g/h 1.23 0,6 1.14

Tableau 2 : paramètres métaboliques calculées d’après les données d’analyse de gaz sanguins. MVO2, consommation myocardique d’oxygène ; T1, 1 h d’ex situ la perfusion (perfusion précoce) ; T5, 5 h d’ex situ la perfusion (perfusion de milieu) ; T11, 11 h d’ex situ la perfusion (perfusion de fin)

Temps
Paramètres fonctionnels T1 T5 T11
CI (mL/min/g) 10.26 9,66 7,50
SW (mmHg * mL) 2253 1965 1323
dP/dT max (mmHg/s) 1781 1783 1482
P sys (mmHg) 128 121 91
MOI (%) 6.69 16.85 21.68
PRSW 399 348.38 248.63
dP/dT min (mmHg/s) -1444 -2350 -844

Tableau 3 : un cas de paramètres de fonctionnement ventriculaires gauche évalués pendant ex situ la perfusion cardiaque. CI, index cardiaque ; dP/dT max, maximum taux de variation de pression ; dP/dT min, minimum du taux de variation de pression ; MOI, rendement mécanique ; PRSW, travaux de précharge recrutables AVC ; SW, travail de l’accident vasculaire cérébral ; Sys p, la pression systolique; T1, 1 h d’ex situ la perfusion (perfusion précoce) ; T5, 5 h d’ex situ la perfusion (perfusion de milieu) ; T11, 11 h d’ex situ la perfusion (perfusion de fin).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Perfusion réussie est définie selon les objectifs de l’étude ; Cependant, ceci devrait comprendre ESHP sans interruption pour la quantité désirée de temps et de la collection complète des données sur la fonction cardiaque pendant la perfusion. À cet effet, quelques étapes cruciales dans le protocole doivent être respectées.

Le cœur est un organe avec élevée d’oxygène et de la demande énergétique et réduisant au minimum le temps ischémique avant la canulation et la perfusion est un principe important qui doit être suivi. Le processus d’approvisionnement, au cœur de montage sur l’appareil ESHP et le lancement de perfusion ne doit pas dépasser 20 à 30 min.

Pour perfusion efficace et une évaluation fonctionnelle fiable, le processus du cœur de montage sur l’appareil porte une importance cruciale. L’alignement anatomique des gros vaisseaux joue un rôle important à cet égard. Le cœur doit être acheté avec une longueur suffisante de PA et Ao arche branches afin que ces navires ne sont pas tendus lorsqu’il est attaché aux représentation canules. Dès le début de la perfusion, la perfusion coronaire efficace joue un rôle essentiel dans la protection du cœur pendant ex situ perfusion. Après le début de la perfusion en mode non-travaillant, la pression de Ao devrait être contrôlée et réglée au moins 30 mmHg à l’appui de la perfusion coronaire efficacement. L’apparition d’un perfusat désoxygéné sombre dans la ligne de PA est un réflecteur du rétablissement du débit coronarien. Après le basculement vers le mode de fonctionnement, la pression Ao doit être réglée à 40 mmHg à fournir la pression de perfusion coronaire suffisante pour le cœur du travail.

Deairing les cavités cardiaques et Ao est essentiel pour ESHP réussie. Au moment de fixer la canule LA, serrant les chambres aidera à deairing le cœur. Tout l’air restant dans le VG qui est éjecté doit circuler à travers la ligne de purge dans l’artère innominée, qui minimise le risque d’embolie coronarienne. Toutefois, si air importante reste dans le coeur gauche au moment du basculement vers le mode de fonctionnement, embolie coronaire est possible conduisant à une diminution significative de la fonction myocardique.

L’objectif de l’approche présentée est de fournir une plate-forme fiable et reproductible dans les études expérimentales de ESHP dans des modèles de grands mammifères. Ce système offre la possibilité de perfusion dans un mode de fonctionnement physiologique et pour une évaluation globale du coeur perfusé. Ceci fournit une occasion d’évaluer cardioprotecteurs protocoles visant à ressusciter les organes donateurs dysfonctionnel. Ce système facilite les évaluations simples et reproductibles des paramètres fonctionnels cardiaques aux côtés de paramètres métaboliques pendant ESHP, fournir des données objectives qui peuvent servir à identifier les organes viables à la transplantation. Une telle évaluation globale est particulièrement important lors de l’évaluation étendue de critères donnés cœur et cœur donnés après décès circulatoires. Par ailleurs, selon nos observations dans le cadre de ESHP expérimentale, coeurs perfusés dans un mode de travail affichent préservation supérieure de la fonction systolique et diastolique au fil du temps par rapport aux coeurs préservés dans un mode de Langendorff et peuvent aider à prolonger le coffre-fort durée de conservation.

ESHP dans un mode de travail est un moyen efficace de préserver le cœur de don et d’évaluer sa viabilité, mais c’est un milieu artificiel, manque beaucoup d’aspect physiologique de l’organisme (p. ex. soutien/équilibre hormonal et nutritionnel en temps réel et radicaux libres systèmes d’évacuation). Le cœur est un organe avec besoins sophistiqués énergie/métaboliques. Ainsi, il est crucial de fournissant soutien métabolique cohérent et efficace pour le coeur perfusé. Nous avons observé une baisse de la fonction de l’ex situ perfusé cœur, particulièrement durant la perfusion prolongée fois22. Une telle baisse pourra être réfléchissante des inefficacités métaboliques affectant la fonction de travail mode de perfusion. Plus d’études sont garantis pour caractériser le soutien métabolique optimal pour le coeur durant ESHP. Un autre défi est la complexité de la perfusion de coeur mode de travail. Malgré la simplicité accrue de ESHP dans ce système, la perfusion de mode de travail doit être effectuée par un personnel bien formé.

L’appareil ESHP ayant la capacité d’effectuer une évaluation fonctionnelle et métabolique complète des cœurs dans un modèle de grands mammifères, offre un grand potentiel d’élaborer des protocoles thérapeutiques translationnelles afin d’améliorer les coeurs donnés dysfonctionnel/sous-optimale . ESHP peut servir de plateforme pour administrer des interventions thérapeutiques ciblant un large éventail de conditions (p. ex. lésion d’ischémie reperfusion) et d’évaluer leurs effets sur les paramètres métaboliques et fonctionnelles du coeur perfusé12. En outre, le mode de fonctionnement ESHP peut-être faciliter la prolongation de l’intervalle de conservation sécuritaire, ce qui peut aider à surmonter les limites géographiques du don d’organes et de faciliter la meilleure allocation des coeurs donnés.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

DHF détient des brevets sur ex situ orgue perfusion technologies et méthodes. La dengue hémorragique et JN sont les fondateurs et actionnaires principaux de Tevosol, Inc.

Acknowledgments

Ce travail a été soutenu par subventions accordées par le programme canadien sur les recherches nationales de transplantation. SH est le récipiendaire d’une faculté de médecine et de dentisterie Motyl bourse d’études supérieures en Sciences cardiaques. La dengue hémorragique est un bénéficiaire d’une subvention de projets de recherche concertée (PRCS) à l’aide du National Sciences et ingénierie conseil de recherche et instituts de recherche en santé du Canada.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Debakey-Metzenbaum dissecting scissors Pilling 342202
MAYO dissecting scissors Pilling 460420
THUMB forceps Pilling 465165
Debakey straight vascular tissue forceps  Pilling 351808
CUSHING Gutschdressing forceps Pilling 466200
JOHNSON needle holder Pilling 510312
DERF needle holder Pilling 443120
Sternal saw Stryker 6207
Sternal retractor Pilling 341162
Vorse tubing clamp Pilling 351377
MORRIS ascending aorta clamp Pilling 353617
Surgical snare (tourniquet) set Medtronic CVR79013
2-0 SILK black 12" x 18" strands ETHICON A185H
3-0 PROLENE blue 18" PS-2 cutting ETHICON 8687H
Biomedicus pump drive (modified) Medtronic 540 Modified to allow remote electronic control of pump speed
Biomedicus pump Maquet BPX-80
Membrane oxigenator D 905 SORIN GROUP 50513
Tubing flow module   Transonic Ts410
PXL clamp-on flow sensor Transonic ME9PXL-BL37SF
TruWave pressure transducer Edwards VSYPX272
Intercept tubing 3/8" x 3/32" xX 6' Medtronic 3506
Intercept tubing 1/4" x 1/16" x 8' Medtronic 3108
Heated/Refrigerated Bath Circulator  Grant TX-150
ABL 800 FLEX Blood Gas Analyzer Radiometer 989-963
DLP cardioplegia cannula (aortic root cannula) Medtronics 20613994495406
5F Ventriculr straight pigtail cathter CORDIS 534550S
5F AVANTI+ Sheath Introducer CORDIS 504605A
Emerald Amplatz Guidewire CORDIS 502571A
Dual chamber pace maker Medtronic 5388
Defibrilltor CodeMaster M1722B
Infusion pump Baxter AS50
Surgical electrocautery device Kls Martin ME411
Gas mixer SECHRIST 3500 CP-G
Medical oxygen tank praxair 2014408
Cabon dioxide tank praxair 5823115
Bovine serum albumin MP biomedicals 218057791

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ardehali, A., et al. Ex-vivo perfusion of donor hearts for human heart transplantation (PROCEED II): a prospective, open-label, multicentre, randomised non-inferiority trial. Lancet. 385, (9987), 2577-2584 (2015).
  2. Collins, M. J., Moainie, S. L., Griffith, B. P., Poston, R. S. Preserving and evaluating hearts with ex vivo machine perfusion: An avenue to improve early graft performance and expand the donor pool. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 34, (2), 318-325 (2008).
  3. Freed, D. H., White, C. W. Donor heart preservation: Straight up, or on the rocks? Lancet. 385, (9987), 2552-2554 (2015).
  4. Guibert, E. E., et al. Organ preservation: Current concepts and new strategies for the next decade. Transfusion Medicine and Hemotherapy. 38, (2), 125-142 (2011).
  5. Collins, M. J., et al. Use of diffusion tensor imaging to predict myocardial viability after warm global ischemia: Possible avenue for use of non-beating donor hearts. Journal of Heart and Lung Transplantation. 26, (4), 376-383 (2007).
  6. White, C. W., et al. A cardioprotective preservation strategy employing ex vivo heart perfusion facilitates successful transplant of donor hearts after cardiocirculatory death. Journal of Heart and Lung Transplantation. 32, (7), 734-743 (2013).
  7. Iyer, A., et al. Normothermic ex vivo perfusion provides superior organ preservation and enables viability assessment of hearts from DCD donors. American Journal of Transplantation. 15, (2), 371-380 (2015).
  8. Peltz, M., et al. Perfusion preservation maintains myocardial ATP levels and reduces apoptosis in an ex vivo rat heart transplantation model. Surgery. 138, (4), 795-805 (2005).
  9. Liao, R., Podesser, B. K., Lim, C. C. The continuing evolution of the Langendorff and ejecting murine heart: New advances in cardiac phenotyping. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 303, (2), H156-H167 (2012).
  10. Rivard, L., Gallegos, R., Ogden, I., Bianco, R. Perfusion Preservation of the Donor Heart: Basic Science to Pre-Clinical. Journal of Extra Corporeal Technology. 41, (3), 140-148 (2009).
  11. Dhital, K. K., et al. Adult heart transplantation with distant procurement and ex vivo preservation of donor hearts after circulatory death: A case series. Lancet. 385, (9987), 2585-2591 (2015).
  12. Messer, S., Ardehali, A., Tsui, S. Normothermic donor heart perfusion: Current clinical experience and the future. Transplant International. 28, (6), 634-642 (2015).
  13. White, C. W., et al. Assessment of donor heart viability during ex vivo heart perfusion. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 93, (10), 893-901 (2015).
  14. Messer, S. J., et al. Functional assessment and transplantation of the donor heart after circulatory death. Journal of Heart and Lung Transplantation. 35, (12), 1443-1452 (2016).
  15. Hatami, S., et al. Endoplasmic reticulum stress in ex vivo heart prfusion: A comparison between working vs non-working modes. Canadian Journal of cardiology. 33, (10), (2017).
  16. White, C. W., et al. Ex vivo perfusion in a loaded state improves the preservation of donor heart function. Canadian Journal of cardiology. 31, (10), s202 (2015).
  17. White, C. W., et al. A wholeblood-based perfusate provides superior preservation of myocardial function during ex vivo heart perfusion. Journal of Heart and Lung Transplantation. (14), (2014).
  18. Lips, D. J., et al. Left ventricular pressure-volume measurements in mice: comparison of closed-chest versus open-chest approach. Basic Research in Cardiology. 99, (5), 351-359 (2004).
  19. Morita, S. Is there a crystal ball for predicting the outcome of cardiomyopathy surgery? Preload recruitable stroke work, may be a possible candidate. Journal of Cardiology. 71, (4), 325-326 (2018).
  20. Hatami, S., et al. Canadian Society for Transplantation. Halifax. (2017).
  21. Anthony, C., et al. Ex vivo coronary angiographic evaluation of a beating donor heart. Circulation. 130, (25), e341-e343 (2014).
  22. Sandha, J. K., et al. Steroids Limit Myocardial Edema During Ex vivo Perfusion Of Hearts Donated After Circulatory Death. Annals of Thoracic Surgery. (2018).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics