לחיתוך וליפיד Droplet כתמים של Oenocytes בתוך דרוזופילה הזחלים

* These authors contributed equally
Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

הציגו כאן הן שיטות מפורטות לחיתוך וליפיד droplet כתמים של oenocytes ב הזחלים Drosophila ילה באמצעות BODIPY 493/503, שומנים בצבעי פלורסנט ספציפי לשומנים.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Wei, C., Yan, Y., Miao, X., Jiao, R. Dissection and Lipid Droplet Staining of Oenocytes in Drosophila Larvae. J. Vis. Exp. (154), e60606, doi:10.3791/60606 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

שומנים חיוניים להתפתחות בעלי חיים והומאוסטזיס פיזיולוגי. דיסרגולציה של מטבוליזם השומנים מביא לפגמים התפתחותיים שונים ומחלות, כגון השמנת יתר ושומן בכבד. בדרך כלל, שומנים מאוחסנים טיפות שומנים בדם, אשר הם שומנים משולבים אחסון השומנים בתאים. טיפות ליפיד משתנות בגודל ובמספר ברקמות שונות ובתנאים שונים. זה דווח כי טיפות השומנים מבוקרת היטב באמצעות רגולציה של biogenesis שלה השפלה. ב Drosophila ילה melanogaster, oenocyte היא רקמה חשובה עבור חילוף החומרים לשומנים והוא זוהה לאחרונה בתור הכבד האנושי אנלוגי לגבי הגיוס השומנים בתגובה ללחץ. עם זאת, המנגנונים המשמשים את הוויסות של מטבוליזם droplet השומנים ב oenocytes להישאר חמקמק. כדי לפתור בעיה זו, הוא בעל חשיבות עליונה כדי לפתח שיטה אמינה ורגישה כדי להמחיש ישירות שינויי שומנים דינמיים oenocytes במהלך הפיתוח ובתנאים מלחיצים. ניצול של ליפופילית BODIPY 493/503, השומנים droplet ספציפי לצבוע פלורסנט, תיאר כאן הוא פרוטוקול מפורט עבור הניתוח והoenocytes השומנים הבאים מכתים בתוך הזחלים של דרוזופילה בתגובה לרעב. זה מאפשר ניתוח איכותני של שומנים בדינמיקה השומנים בתנאים שונים על ידי קונפוקלית יקרוסקופיה. יתר על כן, זו שיטה מהירה ומאוד הניתנת לכימות יכול לשמש גם במסכים גנטיים עבור משיניים גורמים גנטיים הרומן מעורבים מטבוליזם droplet השומנים ב oenocytes ורקמות אחרות.

Introduction

שומנים חיוניים להישרדות התא. בנוסף התפקיד המסורתי שלהם כמו רכיבים בלתי נפרד של מערכות קרום התאית, שומנים גם לשחק פונקציות מכריע אספקת אנרגיה ו איתות התמרה ברחבי מחזורי חיים של חיות בודדות1. כך, חילוף החומרים של השומנים חייב להתאים תקנות קפדנית כדי לשמור על הומוסטאזיס פיסיולוגיים בתאים. ידוע כי דיסרגולציה של מטבוליזם השומנים תוצאות מחלות שונות, כגון סוכרת ושומן בכבד. למרות החשיבות הרבה של חילוף החומרים לשומנים בבריאות בעלי חיים, המנגנונים הבסיסיים רגולציה מטבוליזם להישאר במידה רבה לא ידוע.

דרוזופילה שימש באופן נרחב במשך שנים מאז פרופ ' תומס ה. מורגן התחיל להשתמש בהם במחקרים הכרוכים בגנטיקה ושאלות אחרות ביולוגיות בסיסיות2. בעשורים האחרונים, ראיות מתפתחות הראו כי drosophila ילה היא אורגניזם מודל מצוין במחקר של מחלות מטבוליזם רבים הקשורים להשמנת יתר, כגון השמנה1,3. במיוחד, מניות Drosophila ילה שמרו באופן מאוד גנים מטבוליים עם בני אדם ובעלי הרקמות הרלוונטיות דומה/איברים סוגי תאים עבור חילוף החומרים השומנים.

לדוגמה, הגוף השמן של דרוסופילה, האחראי על האחסון הטריליגליליד, מתפקד בדומה לרקמת השומן האנושית. לאחרונה, אשכול של תאים המקצועית כמו hepatocyte (כלומר, oenocytes), אשר דווחו להיות אנלוגי פונקציונלי לכבד האדם, הוכחו להיות מעורבים בחומצות שומן ומטבוליזם פחמימנים של פירות זבובים4,5. בדומה למקרה של יונקים כבדים, oenocytes להגיב לרעב על ידי הפעלת היווצרות droplet השומנים בשני הזחל ומבוגרים drosophila ילה, וכתוצאה מכך הצטברות droplet השומנים ב oenocytes4,6,7,8. מבחינה אנטומית, oenocytes הם מחוברים היטב את המשטח הפנימי הבסיס של האפידרמיס לרוחב באשכולות של כ שישה תאים לכל פלח הבטן, מה שהופך אותו מאוד מסוגל לבודד אשכולות oenocyte מן האפידרמיס. כך, oenocytes חייב להיות מחובר האפידרמיס במהלך ניתוח וכתמים.

שומנים מאוחסנים בצורה של טיפות שומנים בדם, אשר אורגלים עם ממברנות שכבה אחת בתאים9. טיפות השומנים להתקיים כמעט כל סוגי התאים על פני זנים שונים10. השומנים הדינמיקה droplet, כולל גודלו ומספר, שינוי בתגובה לגורמי הסביבה. הדבר נחשב כהשתקפות של מצב חילוף החומרים בתגובה למתח, כגון הזדקנות ורעב7,8. לכן, זה חשוב מאוד לפתח שיטה אפשרית ואמינה כדי לקבוע את השומנים droplet הדינמיקה oenocytes במהלך הפיתוח ובתנאים מלחיצים. בפרט, הזחלים הoenocytes השלישי, מכילים מעטים או לא לגילוי טיפות שומנים תחת התנאים האכילים, אבל הם מכילים רבים טיפות השומנים גדול לאחר מחסור בתזונה4. כדי לאמת את האפקטיביות של שיטה זו, הוא הציע לבצע כתמים droplet השומנים ב oenocytes תחת תנאים מורעבים.

כיום, מספר צבעים ליפופילית זמינים לצביעת טיפות שומנים בדם, כגון צבעי פלורסנט בסודאן שחור ושמן אדום וצבעי פלורסנט הנילוס אדום BODIPY 493/50311. סודן שחור, שמן אדום O משמשים בדרך כלל עבור cholesteryl אסטרים רקמות triacylglycerols ניתן לזהות בקלות על ידי מיקרוסקופ אור. עם זאת, כתמים ברקע גבוה יחסית ברזולוציה נמוכה יחסית הם שני גורמים מגבילים עבור היישומים שלה בניתוח איכותני של שומנים בדינמיקה droplet. כדי להתגבר על מגבלות של צבעי פלורסנט, הנילוס אדום ו BODIPY 493/503 מנוצלים כתחליף אידיאלי עבור כתמים droplet השומנים. זה דווח כי הנילוס אדום יכול גם לזהות כמה כולסטרול שאינו מתאים, מה שהופך bodipy 493/503 צבע ספציפי יותר עבור טיפות השומנים הסלולר, במידה מסוימת12,13,14.

מעל לכל, כדי למלא את הצורך בניתוח מהיר ורגיש של טיפות שומנים בדם ב oenocytes, פרוטוקול זה מציג שיטה אפשרית ומאוד הניתן לשימוש של fixative מבוססי שומנים באופן ספציפי droplet-ספציפיים באמצעות BODIPY 493/503 כמו צבע הכתם. בדו ח זה, oenocytes הם גזור, ו bodipy 493/503 משמש לצביעת droplet השומנים בoenocytes, שבו טיפות שומנים מזוהים על ידי מיקרוסקופ קונפוקלית וקד. הקלות והנוחות ביותר של הליך זה הופכים אותו לאידיאלי עבור שינוי ושימוש נוסף ביישומים אחרים, כגון הזרימה cy, try.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. הנחת ביצים

  1. הכינו את האוכל הרגיל לארוחות מקורנות להנחת ביצים.
    הערה: לקבלת מתכון והליך בישול עבור מזון רגיל הארוחה תירס בשימוש כאן, לראות את הפרטים שפורסמו בעבר15.
  2. הכנת שמרים טריים להדביק על ידי הוספת 6 מ ל של מים מזוקקים 4 גרם שמרים מיובשים פעילים ב 50 mL צנטריפוגלי צינור. השתמש במרית כדי לערבב ולבצע הדבקה.
  3. הפוך בקבוקי הנחת ביצים על ידי מילוי מזון הארוחה תירס לתוך הבקבוקים ולהתפשט כ 1 גרם שמרים להדביק על פני השטח של אוכל תירס עם מרית.
  4. מניחים את הזבובים של הגנוטיפים הרצויים בבקבוק הנחת ביצים ומניחים אותו בחממה עם טמפרטורה קבועה של 25 ° c ולחות של 60%.
    הערה: צלבים אידיאליים בדרך כלל מורכב של 150 בתולה זבובים לפחות 75 זכרים. שמירה על זבובים בחושך על ידי הצבת קופסת אור על הבקבוקים הטלת ביצה יגדיל את שיעור רבייה.
  5. לפני איסוף ביצים, לאפשר לזבובים להטיל ביצים 1 h כדי לאפשר הסרת כל הביצים הישנות שנשארות מאוחסנים ההטלה הנשי.
  6. תן לזבובים להטיל ביצים בבקבוק חדש להנחת ביצים עבור 1 h ולהסיר את המבוגרים מן הבקבוק.
    הערה: שלוט בזמן הנחת הביצה כדי למזער את הטווח ההתפתחותי על מנת להשיג זחלים בשלב התפתחותי בולט בדיוק.
  7. לאפשר את הביצים לפתח עבור 84 h לתוך הזחלים השלישי באינקובטור בחממה ב 25 ° c עם מחזור אור/12 h 12 h/כהות.

2. הרעב טיפול הזחלים

הערה: כפי שהוזכר לעיל, ב הזחלים השלישי, יש מעט או לא ניתן לגילוי טיפות שומנים בoenocytes תחת תנאי האכלה נורמלית, אבל טיפות שומנים גדולים רבים יכול להיגרם oenocytes תחת תנאי לחץ, כגון רעב. כדי לוודא עוד שיטה זו, יש צורך לטפל הזחלים האלה כדי לגרום לשומנים droplet biogenesis ב oenocytes. כאן, קורס זמן הרעבה של 12 h, 24 שעות, ו 36 h נבחר כפרדיגמה. בפרט, תקופה קצרה של רעב (למשל, 3 שעות) הוא מספיק כדי לזרז טיפות השומנים לגילוי ב oenocytes. משך הרעב עשוי להשתנות בהתאם למטרות ולהגדרות נסיוניות ספציפיות.

  1. הופכים את הלשכה. לרעב ולטיפול בשליטה
    1. לחדרי הטיפול ברעב: מניחים נייר מסנן בגודל מתאים בצלחת פטרי של 6 ס"מ ובפיפטה 1 מ ל של PBS על נייר הסינון.
    2. לחדרי טיפול בשליטה: מקום 5 מ ל של בלומינגטון מזון רגיל לארוחה בצלחת פטרי.
  2. השתמשו במרית כדי לחפור בעדינות את שכבת המזון העליונה המכילה זחלים שעדיין חופרים במזון ומעבירים אותם לצלחת פטרי המלאה ב -5 מ ל של PBS. מערבבים בעדינות את הזחלים ב-PBS כדי להסיר כל זיהום מזון מן הזחלים ולעשות את זה נקי ככל האפשר.
  3. השתמש במכחול קטן כדי לאסוף 40 הזחלים השלישי של באותו גודל משוער. למיין אותם אקראית לתוך הרעבה או תא בקרה, עם 20 הזחלים כל אחד.
  4. מניחים את התאים בחממה ב -25 ° c עם 60% לחות ומאפשרים פיתוח של 12 שעות, 24 שעות, ו 36 h של טיפול.
    הערה: עבור הזחלים בחדר הרעב, להוסיף 1 מ ל של PBS כל 12 h כדי למנוע התייבשות הזחלים.

3. חיתוך הOenocytes

  1. השתמש במכחול קטן כדי לקטוף הזחלים של הגיל המתאים (12 h, 24 שעות, או 36 h לאחר הטיפול), ואז להעביר אותם לצלחת פטרי חדשה מלאה 5 מ ל של PBS קר קרח לשטוף.
    הערה: חזור על השלב 2.2 כאשר התמודדות עם הזחלים בחדר הבקרה כדי להסיר את כל זיהום המזון.
  2. למלא צלחת הניתוח עם PBS קר קרח ולהשתמש מלקחיים כדי להעביר הזחלים בעדינות לתוך לוחית הניתוח. שים את לוחית הניתוח תחת מיקרוסקופ סטריאו לשלב הניתוח הבא.
    הערה: טמפרטורת הקרח הקרה תסייע לתנועות. איטיות של הזחלים ולהקל על הניתוח
  3. להפוך את הזחלים בצד העמוק למעלה ולמטה למטה בעדינות להחזיק במקום באמצעות מלקחיים. יש לאבטח את הזחלים במשטח הניתוח על-ידי הצבת סיכת חיתוך למרות הלוע בקצה הקדמי וסיכה נוספת בקצה האחורי.
    הערה: הצד השני מזוהה בקלות על ידי נוכחות של הגזעים הצדדיים של קנה הנשימה.
  4. השתמש במספריים של Vannas האביב כדי לפרוץ (longitudinally) דרך האפידרמיס מן הקדמי אל הקצה האחורי.
  5. להסיר את הרקמה הפנימית של האפידרמיס באמצעות מלקחיים.
    הערה: יש לנקוט זהירות בעת הסרת ענפי הקנה כדי למנוע נזק לoenocytes, אשר מותאמים למשטח הפנימי של האפידרמיס.
  6. עם מלקחיים, לאחזר את סיכות לחיתוך ולהעביר את האפידרמיס לתוך שפופרת מיקרוצנטריפוגה 1.5 mL ממולא PBS על הקרח.
  7. המשיכו לנתח זחלים אחרים בעקבות ההליך המתואר לעיל.

4. שומנים בצביעת Droplet

  1. דגירה את האפידרמיס בגזור ב בופה קיבעון עבור 30 דקות בטמפרטורת החדר (RT) על מסובבי.
    הערה: מאגר הקיבעון מכיל 4% פאראפורמלדהיד (בארה ב) ב-PBS.
  2. הסר את מאגר הקיבעון, ואחריו כביסה מהירה. כדי לבצע כביסה מהירה, להוסיף 1 מ ל PBS ב RT לתוך הצינור לאחר הסרת התחתית, בעדינות להשהות את הרקמות, ולמחוק את ה-PBS.
    זהירות: מאגר הקיבעון מכיל את התחום הה, המזיק לבריאות האדם. חשוב להיפטר כראוי את מאגר הקיבעון כפסולת מסוכנת.
  3. לשטוף את הדגימות 3x עבור 5 דקות כל אחד עם PBS לשטוף את כל שאריות הכדורגלן האפשרי.
  4. דגירה את האפידרמיס עם BODIPY 493/503 (1 μg/mL; ראה טבלה של חומרים) עבור 30 דקות ב-RT על מסובבי.
    הערה: משלב זה ואילך, לעטוף את שפופרת מיקרוצנטריפוגה עם פיסת רדיד אלומיניום כדי להגן על דגימות מהאור ולמזער את התמונה האפשרי הלבנת.
  5. הסר את הפתרון BODIPY 493/503 כתמים ולשטוף את דגימות 3x עבור 10 דקות כל אחד עם PBS כדי להסיר לחלוטין צבעים שיורית.

5. הרכבה והדמיה

  1. מקום 6 μL של הרכבה בינונית על שקופית נקייה של מיקרוסקופ.
    הערה: אמצעי הרכבה משמש לזמן זיהוי ארוך יותר המבוסס על מאפייני העמעום שלו.
  2. מלקחיים להשתמש כדי להרים את האפידרמיס אחד בעדינות להסיר את שרידי PBS עם מחיקה.
  3. מניחים את האפידרמיס בתוך המדיום הגובר ומתאימים את האוריינטציה שלו כך שהמשטח הפנימי שלו המכיל את הoenocytes הוא בתחתית והמשטח החיצוני שלו הוא על החלק העליון.
  4. בעדינות למקם שמיכות על האפידרמיס.
    הערה: להסיר כל מדיום הרכבה נוספת דולף מתחת הכיסויים עם מחיקה, במידת הצורך. כדי להקל על הדמיה, בעדינות לדחוף למטה על coverslip עם מלקחיים כך כאשר התבוננות השקופית דרך המיקרוסקופ, האשכול oenocyte יכול להיות בקלות הדמיה במישור אחד בודד. לחילופין, זה מעשית לחתוך את האפידרמיס לתוך שני למחצה האפידרמיס דרך קו האמצע כדי למנוע גלגול של האפידרמיס כולו כאשר הרכבה הרקמות.
  5. החל לק ברור ציפורניים סביב קצות שמיכות כדי לאטום.
  6. שימו את השקופיות בתיבה לדוגמא לאור הזכוכית ואפשר לק הציפורן להתייבש ב RT, אשר עשוי להימשך 5-10 דקות.
  7. . המשיכי בניתוח מיקרוסקופי צלם תמונות באמצעות מיקרוסקופ קונפוקלית (הגדלה של 63 x עם הגדרות מסנן gfp או fitc אופטימיזציה, עירור = 488 nm, פליטה = 503 nm) כדי לרכוש אותות נקיים ורגישים עם רקע ממוזער.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

ביצוע מוצלח של הליך זה צריך לגרום טיפות שומנים ברורים מכתים שחושף את מספר וגודל של טיפות השומנים ב oenocytes. איור 1a, A ', a ' ' מראה כי יש כמה טיפות השומנים לזיהוי (נקודות ירוקות) בoenocytes של הזחלים האכלה נורמלית במהלך שלבים התפתחותיים שונים. איור 1b, B ', b ' מראה מוגברת טיפות השומנים (נקודות ירוקות) סכום oenocytes בתגובה 12 h (ב), 24 h (ב), ו 36 h (ב ') תקופות של רעב. יש לציין כי לאחר 96 h, הזחלים הפדרלי (א) נראה להראות כמה הצטברות droplet השומנים oenocytes, אשר ייתכן שהיו בשל שיעורי צמיחה מהירה שלהם. החוקרים צריכים להקדיש תשומת לב מוגברת בעת התמודדות עם הזחלים בשלב זה.

Figure 1
איור 1: תמונות מייצגות של שומנים בצביעת droplet. תמונות מופיעות במהלך הזמן של פיתוח ורעב בoenocytes של הזחלים Drosophila ילה באמצעות BODIPY 493/503. (A, A ',A ') ליפיד droplet (נקודות ירוקות) של תמונות מייצגות של אשכול oenocytes ב הזחלים הניזונים. (B, B ', B') שומנים בצבע (נקודות ירוקות) בתמונות מייצגות של אשכולות oenocytes לאחר 12 h (ב), 24 h (ב), ו 36 h (B ') תקופות של רעב, החל הזחלים עם גיל 84 h. כל התמונות צולמו באותה הגדלה. סרגל קנה מידה = 20 μm. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

בין המפורטים לעיל, קיימים מספר שלבים קריטיים בפרוטוקול זה, כאשר הביצה מניחה את תקופת הזמן להיות אחת מאלה. כרקמה מoenocyte ליפיד, מדובר ברגישות גבוהה למצב תזונה6,8. פרקי זמן ממושכים להנחת ביצים עלולים לגרום לזחלים מוארכים ולתחרות מזון מוגברת, המובילה לתוצאות לא מדויקות. תקופת הביצה 1 h הנחת השימוש בפרוטוקול זה מאפשרת לזחלים להתפתח ללא תחרות תזונה. מספר גדול הרבה יותר של זחלים שיכולים לנבוע זמן רב יותר ביצים תקופות הנחת עשוי גם להשפיע על כמויות droplet ליפיד ודפוסי (למשל, גודל, מספר, מורפולוגיה) ב oenocytes.

בנוסף, פרקי זמן ממושכים להנחת ביצים מביא גם לאוכלוסיית זחל עם וריאציה רחבה של שלבים התפתחותיים. בהקשר זה, החוקרים צריכים להיות זהירים כאשר משתמשים מוטציות המשפיעות על התפתחות עובריים או זחל, מאז השפעתם על דפוסי droplet השומנים עשוי להיות מושפע על ידי תופעות משניות של פגמים התפתחותיים. ההליך קורס זמן עולה כי טיפות השומנים לעתים נדירות לזיהוי במצב הפדרלי oenocytes במהלך הפיתוח מתחילת הזחלים השלישי שלישי (84 h) כדי הזחלים השלישי האחרון (120 h). בנוסף, בניגוד לפיגמנטציה הענבר של oenocytes אצל מבוגרים, זחל oenocytes הם חסר צבע5. לפיכך, יש לשלם את תשומת הלב המוגברת במהלך oenocyte הניתוח כדי למנוע נזק פוטנציאלי לoenocytes, במיוחד בעת הסרת הרקמות הסובבות (כלומר, ענפי הקנה). יתר על כן, טיפות השומנים הם ממברנה שכבה אחת אורגלים, אשר רגישים דטרגנטים כגון טריטון X-1009. לכן, חשוב לוודא שמאגרים המשמשים בפרוטוקול זה אינם מכילים חומרי ניקוי.

כפי שהוזכר לעיל, יש כמה צבעים המשמשים כדי לקבוע את כמות ה-droplet השומנים ושינויי תבנית בדרוסופילה ומינים אחרים. בין אלה, BODIPY 493/503 עשוי להיות מתאים ביותר עבור השומנים droplet ספציפי כתמים לעומת פלורסנט אחרים (למשל, הנילוס אדום) או צבעי פלורסנט (למשל, שמן אדום O); למרות, החדשניים יותר וצבעים מתקדמים מפותחים. לדוגמה, ליפפיספוט 488 והפיטים שלה הם סדרה של צבעי פלורסנט שפותחו לאחרונה, עם צביעת רקע מינימלי של קרומים סלולאריים ואורגלים אחרים. הם מאפשרים כתמים מהירה של טיפות השומנים שניהם בתאים לחיות וקבוע, ללא צעד כביסה נדרש16,17. מגבלה של הפרוטוקול הזה להכתים שומנים בגופן הוא שזה לא אופטימלי עבור כימות עתודות שומן מדידה בתאים, אף על פי שזה עובד היטב להערכה איכותית של השומנים droplet גודל, מספר, מורפולוגיה.

בנוסף את ה-droplet ליפיד ב oenocytes, שיטה זו עשויה להיות מוחלת גם על רקמות אחרות הזחלים (כלומר, שריר, גוף השומן, ורקמת הבטן) עם שינויים קלים במהלך ניתוח רקמות ושינוי7. יתר על כן, שיטה זו גם עובדת היטב עבור כתמים droplet השומנים של רקמות מבוגרים7. גירסה ששונתה של שיטה זו עשויה להיות מורחבת ליישומים רחבים יותר בשילוב עם כתמים אימונוהיסטוכימיה עם נוגדנים. במקרה זה, רקמות קבוע צריך להיות מחלחל עם סאפונין (0.1% עבור 30 דקות ב RT) במקום חומרי ניקוי מסורתיים לפני הדגירה עם נוגדנים, אשר מקלה על מעבר של נוגדנים בתוך ממברנות פלזמה ותחזוקה של שומנים בקרום droplet השומנים8.

לסיכום, פרוטוקול זה מספק שיטה אפשרית עבור חוקרים לחקור אם מניפולציות גנטי או סביבתי מסוימים לגרום שינויים איכותיים בכמויות droplet ליפיד ודפוסי (כלומר, גודל, מספר, ומורפולוגיה) ללא צורך מבצעים קשים וציוד וחומרים יקרים.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

למחברים אין קונפליקטים של עניין לגלות.

Acknowledgments

עבודה זו היתה נתמכת על ידי מענקים מן הלאומי המדע הטבעי הקרן של סין (31671422, 31529004, ו 31601112), הפרויקט 111 (D18010), פרויקט מקומי חדשני וצוותי מחקר של גואנג-דונג הנהר הכשרונות התוכנית (2017bt01s155), ואת ה הקרן המדע הפוסט-דוקטורט (2018M640767).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
50 mL centrifuge tube Corning 430829 50 mL
6 cm Petri dish Thermo Fisher 150326 6 cm
Agar For fly food
Aluminum foil N/A N/A Protect smaple from light
BODIPY 493/503 Invitrogen D3922 Lipid droplet staining dye
Confocal microscope Leica Leica TSC SP5 Confocal imaging
Corn syrup For fly food
Cornmeal For fly food
Coverslip Citoglas 10212424C 20 × 20 mm, 0.13-0.17 thick
Dissection pin N/A N/A
Dissection plate N/A N/A
Filter paper N/A N/A Diameter: 11 cm
Fixation buffer N/A N/A 4% Paraformaldehyde (PFA) in 1x PBS
Forcep Dumont 11252-30 #5
Incubator Jiangnan SPX-380 For fly culture
Microcentrifuge tube Axygen MCT-150-C 1.5 mL
Microscopy slide Citoglas 10127105P-G
Mounting medium VECTASHIELDAntifade Mounting Medium H-1000 Antifade mounting medium
Nail polish PanEra AAPR419 Seal the coverslip
Paintbrush N/A N/A
PBS N/A N/A 1x PBS (137 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 10 mM Na2HPO4,1.8 mM KH2PO4, pH 7.4)
Rotator Kylin-Bell Lab Instruments WH-986
Scissor Smartdata Medical SR81 Vannas spring scissor
Soy flour For fly food
Spatula N/A N/A
Standard cornmeal food N/A N/A Accoding to Bloomington standard cornmeal food recipe
Stereo microscope Leica Leica S6E For tissue dissection
Wipe paper N/A N/A
Yeast For fly food
yw Kept as lab stock N/A Drosophila

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Liu, Z., Huang, X. Lipid metabolism in Drosophila: development and disease. Acta Biochimica et Biophysica Sinica (Shanghai). 45, (1), 44-50 (2013).
  2. Cheng, Y., Chen, D. Fruit fly research in China. Journal of Genetics and Genomics. 45, (11), 583-592 (2018).
  3. Warr, C. G., Shaw, K. H., Azim, A., Piper, M. D. W., Parsons, L. M. Using mouse and Drosophila models to investigate the mechanistic links between diet, obesity, type II diabetes, and cancer. International Journal of Molecular Science. 19, (12), (2018).
  4. Gutierrez, E., Wiggins, D., Fielding, B., Gould, A. P. Specialized hepatocyte-like cells regulate Drosophila lipid metabolism. Nature. 445, (7125), 275-280 (2007).
  5. Makki, R., Cinnamon, E., Gould, A. P. The development and functions of oenocytes. Annual Review of Entomology. 59, 405-425 (2014).
  6. Chatterjee, D., et al. Control of metabolic adaptation to fasting by dILP6-induced insulin signaling in Drosophila oenocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111, (50), 17959-17964 (2014).
  7. Yan, Y., et al. HDAC6 suppresses age-dependent ectopic fat accumulation by maintaining the proteostasis of PLIN2 in Drosophila. Developmental Cell. 43, (1), 99-111 (2017).
  8. Yan, Y., et al. HDAC6 regulates lipid droplet turnover in response to nutrient deprivation via p62-mediated selective autophagy. Journal of Genetics and Genomics. 46, (4), 221-229 (2019).
  9. Farese, R. V. Jr, Walther, T. C. Lipid droplets finally get a little R-E-S-P-E-C-T. Cell. 139, (5), 855-860 (2009).
  10. Murphy, D. J. The dynamic roles of intracellular lipid droplets: from archaea to mammals. Protoplasma. 249, (3), 541-585 (2012).
  11. Tennessen, J. M., Barry, W. E., Cox, J., Thummel, C. S. Methods for studying metabolism in Drosophila. Methods. 68, (1), 105-115 (2014).
  12. Fowler, S. D., Greenspan, P. Application of Nile red, a fluorescent hydrophobic probe, for the detection of neutral lipid deposits in tissue sections: comparison with oil red O. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 33, (8), 833-836 (1985).
  13. Gocze, P. M., Freeman, D. A. Factors underlying the variability of lipid droplet fluorescence in MA-10 Leydig tumor cells. Cytometry. 17, (2), 151-158 (1994).
  14. Fam, T. K., Klymchenko, A. S., Collot, M. Recent advances in fluorescent probes for lipid droplets. Materials (Basel). 11, (9), (2018).
  15. BDSC Standard Cornmeal Medium. Bloomington Drosophila Stock Center. Indiana University Bloomington. https://bdsc.indiana.edu/information/recipes/bloomfood.html (2019).
  16. Milon, A., et al. Do estrogens regulate lipid status in testicular steroidogenic Leydig cell? Acta Histochemica. 121, (5), 611-618 (2019).
  17. Farmer, B. C., Kluemper, J., Johnson, L. A. Apolipoprotein E4 alters astrocyte fatty acid metabolism and lipid droplet formation. Cells. 8, (2), (2019).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics