التجسيمي جراحة للبقاء في القوارض

Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

رصد مستويات الناقلات العصبية في المخ في مناطق خارج الخلية متميزة من التحرك بحرية حيوانات يقدم رؤى حول الربط بين الافراج عن العصبي والسلوك. في الجسم الحي microdialysis مقرونا الكشف الكهروكيميائية التشريحية ممتازة ويوفر القرار الكيميائية ، ومعلومات عن كيفية تغيير العصبي القاعدية بواسطة التلاعب الدوائية أو الفسيولوجية.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents . J. Vis. Exp. (20), e880, doi:10.3791/880 (2008).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Protocol

ملخص

شهرين من العمر متوسط ​​عمر الفئران C57BL/6J أو ما يعادلها أو ثلاثة أشهر متوسط ​​عمر الفئران سبراغ داولي القديمة أو ما يعادلها يتم تخدير مع الكيتامين (60 ملغم / كغم من الملكية الفكرية بالنسبة للفئران ، و 100 ملغم / كغم من الملكية الفكرية بالنسبة للفئران) وزيلازين (10 ملغ / كغ ، والملكية الفكرية إما الأنواع). ويتم رصد التخدير باستخدام إصبع قرصة طيف سحب منعكس تظاهروا في Walantus وآخرون (إن الرب ، 6 ، 2007) و Szot وآخرون (إن الرب ، 9 ، 2007). ويمكن توفير الحراري من خلال لوحة التدفئة thermostatregulated (ALA آلات شركة) ورصدها من خلال ميزان حرارة المستقيم. غير حليق الرأس من الفراء وتنظيفها مع اليود قبل شق. بعد شق الجلد (2 سم الفئران لفترة طويلة ، طويلة ل1 سم الفئران) وإزالة جميع الأنسجة اللينة من سطح الجمجمة ، يتم تحديد موضع قنية دليل في ما يتعلق bregma. ومن حفر حفرة 6 ملم من خلال الجمجمة مع الحفار يعمل بواسطة بطارية مصممة لإجراء عملية جراحية القوارض (أدوات العلوم الجميلة ، وشركة). هو الحرص بحيث لا مثقاب اختراق من خلال الأغشية السحائية أو الأوعية الدموية. هو مزروع في الجمجمة مع الثنائي قياس 5 ملم 21 مهاوي غير القابل للصدأ دليل الصلب مما أدى إلى النواة المتكئة الخلفي ، المخطط الظهرية أو قشرة الفص الجبهي. يتم تأسيس إحداثيات التجسيمي حسب فرانكلين وPaxinos ، 1997 (مخ الفأر في الإحداثيات التجسيمي ، الأكاديمي الصحافة) أو Paxinos واتسون ، 2006 (الدماغ الجرذ في الإحداثيات التجسيمي ، الصحافة الأكاديمية) يتم تأمينها عن طريق زرع الأسنان الاسمنت. ويرد بلعة من قارعو الأجراس Lactated المالحة من 0.9 ٪ في نهاية عملية جراحية (SC 5mls في الفئران و1 مل SC في الفئران بعد أن يتم تسخين السوائل لدرجة حرارة الجسم العادية) لمنع الجفاف. يدار البوبرينورفين (0.1-0.5mg/kg SC) مرتين يوميا ، ثم بعد ذلك على أساس ما هو مطلوب ، إذا يبدو أن الحيوانات في الألم. العلاج بالمضادات الحيوية المحلي (باسيتراسين مرهم) ، والعلاج بالمضادات الحيوية الجهازية (البنسلين 100000 وحدة دولية / كغ IM كل 12 ساعة لمدة ال 48 ساعة الأولى بعد العملية) تدار إذا ما بعد الجراحة العدوى تحدث.

بعد الجراحة ، ويعيش بمفرده مع المواد الغذائية والحيوانات المائية بالمال وبالشهرة أيضا الإعلانية المتاحة. يسمح مدة اسبوع على الاقل للتعافي قبل microdialysis والقتل الرحيم. بعد الشفاء من الجراحة ، ويتم نقل الحيوانات الى قفص microdialysis وتحقيقات microdialysis تندس ورسخ في مهاوي الدليل التي تم تثبيتها أثناء الجراحة. المسبار الإدراج لا تسبب الألم أو الانزعاج لأن التحقيق هو تجاوز الجلد والعضلات والأنسجة السحائي خلال رمح الدليل. لذلك ، يتم التحقيق الإدراج دون تخدير وتجنب أي آثار الناجمة عن التخدير في الكيمياء العصبية أو السلوك. تركنا تحقيقات استقرار لمدة 12 ساعة ثم نبدأ أخذ العينات كل 30 دقيقة لمدة 8-12 ساعة اعتمادا على التجربة. نحن نراقب السلوك الحركي للحيوان عن طريق الخلايا الضوئية أو التسجيل اليدوي للحركة من قبل المجرب. يتم حقن عينات Microdialysate في الأداء اللوني السائل عالي مع الكشف الكهروكيميائية (HPLC - EC) أداة للكشف الكيميائية العصبية وتحليلها. نحن نبحث عن الآثار على الكيمياء العصبية القاعدية ، والسلوك الحركي. في نهاية التجربة هو الموت الرحيم للحيوان عن طريق جرعة زائدة من الكيتامين النظامية (200 ملغم / كغم IP) وزيلازين (20 ملغم / كغم ، والملكية الفكرية). ثم perfused القلب مع المالحة 0.9 ٪ تليها بارافورمالدهيد 4 ٪. تتم إزالة العقول ، والمجمدة وقطع على طول المسالك microdialysis التحقيق للتحقق من دقة موضع التحقيق.

إجراء

  1. إعداد صك التجسيمي وجميع المواد اللازمة. تأكد من تنظيف المنطقة والأدوات وتعقيمها.

  2. يحلق الفراء مع الحلاقة الكهربائية. الانتقال من الأذنين للتو في الفترات الفاصلة بين العينين ، ونقل الشائكة في اتجاهات مختلفة على نحو فعال لتنظيف المنطقة من الفراء. تطبيق povidine / اليود الى منطقة حلق ولكن حماية العينين من ذلك.

  3. جبل الحيوان على جهاز التجسيمي بوضع قضبان الأذن في قناة الأذن وتشديد في مكانها. أول جبل الأذن شريط واحد في قناة الأذن ، ومن ثم الاحتفاظ بها في مكان والشرائح في شريط الأذن الأخرى. كنت تعرف انك في الموقع الصحيح عندما لم يعد يمكن أن يتم نقل رئيس الجانب إلى الجانب. تأمين الفم مع جبل الأمامي من التجسيمي وتأكد من أن الرأس هو المستوى مع مسطرة. وضع الحاكم في الوضع العمودي مع احترام إلى منصة التجسيمي الصك والتحقق من زاوية 90 درجة بين الحاكم والمتوسطة في فروة الرأس من الحيوان). تأكيد ذلك من خلال صك التجسيمي اذا كانت تتيح هذه القدرة.

  4. إجراء شق الأمامي / الخلفي على فروة الرأس مع مشرط معقم تمتد من لامدا فقط في الفترات الفاصلة بين أعين الحيوانات. استخدام المرقأة تعقيمها لقرصة قبالة الجلد والحفاظ على شق مفتوحة. باستخدام عدة مسحات القطن المعقم ، قبالة الجافة على سطح الجمجمة المكشوفة.

  5. وضع قنية دليل على جبل وأن تجد bregma على الجمجمة ، وموقف الحق قنية دليل على هذا الموقع. كتابة إحداثيات الأمامي / الخلفي والجانبي. من bregma ، العثور على الإحداثيات الصحيحة اللازمة لوضع التحقيق الخاص بمساعدة من الأطلس التجسيمي. موقف قنية دليل لإحداثيات الصحيح من خلال إضافة أو طرح من bregma. جلب قنية الخاص دليل أسفل حتى يتم لمس الجمجمة ، ثم سجل هذا التنسيق البطني. جعل علامة قلم رصاص مع عقيمة في هذا الموقع على الجمجمة ، وهذا هو المكان الذي سيتم الحفر.

  6. إزالة دليل قنية وتعقيم بت الخاص الحفر. حفر حفرة في بعناية العلامة قلم حتى تحصل من خلال عرض الجمجمة. تحقق مع قنية دليل لمعرفة ما اذا كان واضحا في حفرة دون لمس الجانبين. تبقي الحفر والتدقيق حتى يمكن للقنية واضحة في مسار مستقيم. مرة واحدة يتم إجراء ثقب ، واستخدام إبرة معقمة لكمة بلطف السحايا من أجل السماح الإدراج دون عائق للقنية.

  7. المقبل ، وذلك باستخدام الحفر ناحية ، وجعل ستة ثقوب للمسامير الجمجمة : اثنان الأمامي لثقب قنية ، واثنين من الأفقي إلى ثقب قنية ، واثنان من الخلف على الجانبين. تعقيم six مسامير ووضعها على الجمجمة حتى يتم بإحكام ترسو عليه.

  8. تنظيف قنية وإصلاحها مع الايثانول والمياه المالحة ، وجبل ، وانخفاض ببطء لتنسيق بطني المناسبة. تأكد من أن الجانبين لم يتم لمس وأنها تسير في رأسي تماما.

  9. وضع المسمار مرساة إعلامي ومسامير وراء الجمجمة الخلفية والاحتفاظ بها في مكان مع ملاقط. مزيج دفعة رقيقة من الاسمنت السائل الأسنان وتغطية قنية وإصلاحها ، ومسامير ، والباقي من الجمجمة مع ملعقة العقيمة. جعل دفعة أخرى ، هذه المرة أكثر سمكا ، وتغطي كامل المنطقة وقنية والمسمار مرساة كافية لتأمين ذلك.

  10. كما يصبح أكثر سمكا الاسمنت وقبل أن يتصلب ، فصل الجلد من الكأس الاسمنت والاسمنت العفن الكأس مع ملعقة للتأكد من أن غطاء الاسمنت على نحو سلس في جميع أنحاء ولا تهيج في الجلد في وقت لاحق.

  11. السماح للاسمنت الأسنان حتى يجف تماما قبل إزالة الحيوان من الجهاز. إزالة المرقأة. تطبيق باسيتراسين على طول الطريق حول سقف الاسمنت.

  12. مرة واحدة هذا الحيوان هو خارج الصك التجسيمي ، وضخ مع 0.25 مل من البنسلين IM (داخل العضلات) ، يليه SC 1 مل من المياه المالحة (تحت الجلد).

  13. وضع في قفص الحيوانات الخاصة بها ومراقبة ذلك حتى يصبح واعيا قبل اعادته الى غرفة لاسترداد.

  14. رصد الحيوانات حتى يشفى من التخدير في يوم من الجراحة وبعد العملية اليومية ، وحتى نهاية التجربة ، لعلامات العدوى وتقييم الألم / استغاثة. وهذا يشمل عطلة نهاية الأسبوع والأعياد. حركة عفوية منخفضة ، والنطق عند الشدة المناولة والتقوس في الجلوس ، والإسهال ، وتورم والتفريغ في منطقة headmount ، ونقص التغذية / الشرب كلها علامات الألم والضيق. البوبرينورفين (0.1-0.5mg/kg SC) يدار مرتين يوميا ، ثم ، وعلى أساس ما هو مطلوب ، إذا كان الحيوان يبدو أن في الألم. العلاج بالمضادات الحيوية المحلي (باسيتراسين مرهم) ، والعلاج بالمضادات الحيوية الجهازية (البنسلين 100000 وحدة دولية / كغ IM كل 12 ساعة لمدة ال 48 ساعة الأولى بعد العملية) تدار إذا ما بعد الجراحة العدوى تحدث. إذا كان أي من هذه الأعراض التالية تستمر إدارة البوبرينورفين ، السائل الإضافي ، والعلاج بالمضادات الحيوية في غضون 12 ساعة من الجراحة ، والموت الرحيم للحيوان.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

microdialysis في الجسم الحي هو الأداة المفضلة لقياس العصبية والأيضات متعددة في مواقع مختلفة من الدماغ حيوان حي. ومع ذلك ، فإنه يرصد فقط مستويات من خارج الخلية neurochemicals وأنها لا توفر الوقت لرصد قرار إيماس العصبي في الوقت الحقيقي. من خلال إصدار من تقنية تسمى "صافي تدفق" ، يمكن حساب تركيز العصبي الفعلية في موقع معين ، والتي بدورها يمكن أن تعطي قياسات دقيقة لمعدل امتصاص الناقل العصبي من خلال نقل غشاء البلازما.

Microdialysis مثالية في توضيح الفروق في المستويات القاعدية خارج الخلية العصبي بين مجموعات مختلفة من الحيوانات (أي المورثات مختلفة) في فك رموز وآثار المخدرات أو معالجات أخرى على الافراج عن العصبي.

وزاد الأخذ المقايسات بديلة لمثل HPLC - EC الكهربائي منطقة الشعرية (تشيكيا) مقرونا الكشف الفلوري القرار في وقت microdialysis المجراة في غضون دقائق قليلة في العينة.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgements

بدعم من DK065872 (ENP) ، ومؤسسة عائلة سميث جائزة التميز في البحوث الطبية الحيوية (ENP) ، F31 DA023760.

Materials

Materials are described in the protocol document.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bungay, P. M., Newton-Vinson, P., Isele, W., Garris, P. A., Justice, J. B. Microdialysis of dopamine interpreted with quantitative model incorporating probe implantation trauma. J. Neurochem. 86, 932-946 (2003).
  2. Chen, K. C. Effects of tissue trauma on the characteristics of microdialysis zero-net-flux method sampling neurotransmitters. Journal of Theor. Biology. 238, 863-881 (2006).
  3. Geiger, B. M., Behr, G. G., Frank, L., Caldera-Siu, A. D., Beinfeld, M. C., Kokkotou, E. G., Pothos, E. N. Evidence for defective mesolimbic dopamine exocytosis in obesity-prone rats. FASEB Journal. 8, 2740-2746 (2008).
  4. Pothos, E. N., Creese, I., Hoebel, B. G. Restricted eating with weight loss selectively decreases extracellular dopamine in the nucleus accumbens and alters dopamine response to amphetamine, morphine and food intake. The Journal of Neuroscience. 15, 6640-6650 (1995).

Comments

37 Comments

  1. If I undertand the study correctly, it would be interesting to report the results of rate of reuptake for neurotransmitter, which is the main purpose of the empriment. 

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 10, 2008 - 6:14 PM
  2. Calculations of the reuptake rate of neurotransmitter can indeed be accomplished through net-flux microdialysis. However, the primary objective is the measurement of basal extracellular levels of neurotransmitters and their metabolites.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 10, 2008 - 6:45 PM
  3. The authors have wonderfully demonstrated how to perform the stereotaxic experiment in rats. However they should have added few more words on how the ear bars should be adjusted so that it shows equal readings on both the sides before the opening of skull. In my experience I have noted that before opening the skull, one should make sure that both the vernier scales of the ear bars show almost correct readings in order to make sure the skull is on the right path, failure of which might lead to the miscalculation of the stereotaxic coordinates. Thanks and Regards, Rajesh S Omtri.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 12, 2008 - 5:30 PM
  4. Correct placement of the ear bars is clearly a practice effect. We usually have one of the ear bars tight in position, then insert the tight ear bar in the ipsilateral ear canal, hold it in place and slowly insert the loose ear bar on the contralateral side before tightening it down. It is desirable that the skull is centered in between the ear bars. The skull surface must be always level (parallel to the platform of the stereotaxic instrument and at 90° to the guide of the microdialysis cannula) and skin at the incision surface should be flat and present no humps. These problems occur if the ear bars are inserted incorrectly (not in the ear canal). Correct ear bar placement can be identified by gently trying to move the head of the animal up and down and left to right. Before tightening the incisor bar, up or down movement but not lateral movement should be possible. Correct placement of the ear bars in the ear canal is the most important prerequisite for accurate stereotaxic placement. Emmanuel Pothos 

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 12, 2008 - 6:16 PM
  5. I am a scientist and I find it very hard to see such a gruesome procedure like this one. There should be a clear label on the content of videos as they can be quite disturbing, and they shouldn't be automatically broadcasted on the main website page. I wonder if the editors of this journal seriouly consider the possibility of risks the authors might face by being attacked by animal activists, and if the Principal Investigators of similar papers are held liable for exposing their students' identity to those groups while making these videos. This message dŒs not intend to diminish the value of the present work, but to bring this serious issue to the attention of the editors and the authors who appear on the video.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 20, 2008 - 3:55 AM
  6. All procedures described in this article have been reviewed by the Institutional Animal Care University Committee at Tufts Medical Center and approved as compliant with federal and state standards of animal care. JoVE also conducted a veterinary review of the article before publication; nothing was "automatically broadcasted" as the viewer claims. Animals are anesthetized before any type of brain surgery, carefully monitored for appropriate depth of anesthesia and hydration during the procedure and diligently followed up through postoperative care with analgesic medication and antibiotics until full recovery. Stereotaxic brain surgery is one of the most sophisticated procedures in live and survivable animal surgery and it normally involves minimal pain for the operated animal because of the conditions set in place as described above. Stereotaxic brain electrode placement is a procedure that has been routinely used even for humans (i.e. Parkinson's disease patients) and such operations have been repeatedly broadcasted over the Internet from several hospitals for educational purposes. In some of these cases, the discomfort of the patient is so minimal that general anesthesia is not used and the patient is awake during surgery and able to respond to questions from the surgeons, who use the patient's response to assess the accurate placement of the electrode in the brain. The whole process in animals or humans is elegant, effective and high technology driven, not gruesome and painful. We appreciate the concern of the viewer about safety issues, but scientists have to take responsibility for their own work and it is not appropriate to publish it anonymously, being in this journal or elsewhere. Otherwise, the whole concept of the validity of peer-reviewed research and accountability of authors for their work is negated. There are numerous pieces of published work in different journals, including dissection videos, autopsies of animal tissue, images of animals etc. that can potentially be used by extremists to target the authors. Censoring scientific journals and scientists cannot eliminate this possibility.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 20, 2008 - 8:30 AM
  7. Stereotaxic surgery should be performed under aseptic conditions. The surgeon shoud have a cap, mask, and surgery gloves. She should not be touching non sterile items while doing surgery, i.e. pens, cannula etc. Ophthalmic ointment is essential. Hemostats are not good  skin retractors as they damage tissue. There are antibiotics that can be given subcutaneously, which is easier and less painful to give.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    February 2, 2009 - 4:18 PM
  8. There is not such a thing as sterile stereotaxic surgery in living animals. The mere presence of a living animal on the table with its fur, bodily fluids etc. negates sterile conditions. Doing the procedure under a culture hood with negative air flow is also not advisable as it limits access to the animal from all angles, it makes it more difficult for the animal to maintain appropriate temperature due to the air flow and it contaminates the hood area, which is counterintuitive particularly if the hood is used for cell cultures. The most appropriate actions are to sterilize the components used for the surgery (i.e. cannula and skull screws) prior to use, sterilize all insrtruments before surgery and during surgery as needed and maintain as clean of an environment as possible in the incision area by shaving away the fur and treating with povidine prior to the incision. Gloves should be used, face mask and cap will not hurt but none of the above will ensure sterile conditions. There is a variety of skin retractors available, we have not found that hemostats are worse than others in damaging tissue. Antibiotics given subcutaneoulsy are acceptable, but not as long lasting as those given intramuscularly. In any case, the easiest antibiotic to administer is bacitracin, right around the headcup of the animal. Emmanuel  

    Reply
    Posted by: Anonymous
    April 22, 2009 - 5:43 PM
  9. Suggestion for dental cement:  My lab uses a UV dental acrylic that is much easier to handle.  The acrylic sets when exposed to a UV light in about 10 seconds, and we do not need to use bone screws to secure the cap.  However, I'm guessing that the UV acrylic is more expensive.  Its available from Pentron. Oh, and don't forget eye lube.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 1, 2008 - 10:56 PM
  10. We have tried in the past to use dental cements that their manufacturer claims do not require head screws.  We were not convinced. In many cases the cement head cup came off as one piece as we were trying to implant the microdialysis probe. Using sterile head screws is the best way to ensure that the cement cup will be securely attached to the skull. Any other method shaves off about ²0 min from each surgery but it increases the probability that the cup will come off and waste the entire procedure. Suppliers do tend to charge more for cements that supposedly work without head screws so in the long run this is not cost effective.  Eye lube as an eye protectant is indeed a very good precaution for this procedure. 

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 1, 2008 - 11:12 PM
  11. Nice demonstration of stereotaxic surgery in rats. I think that the best way to control that the skull is perfectly flat (parallel to the platform) would to check the height coordinates at the bregma and at the lambda using the canula as recommended in the stereotaxic atlas. That might not be a problem for ICV canulation since the ventricle are quite big but for canulation in a specific structure or nucleus it is critical.  I usually use only 4 screws but I guess 6 are necessary for a microdialysis probe. Also, do you calculate the coordinates from the surface of the skull or from the dura ?

    Reply
    Posted by: Anonymous
    December 2, 2008 - 11:30 PM
  12. We calculate steotactic coordinates from the skull surface.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    December 3, 2008 - 12:11 AM
  13. how can i download (Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents) thanks

    Reply
    Posted by: Anonymous
    December 18, 2008 - 5:18 AM
  14. Hi.  Please contact us at support@jove.com.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    April 17, 2009 - 11:09 AM
  15. ı can not understand that why u r doing such as these trials for understanding brain mechanism, cuz I believe that if somethings can not explained naturally, we also can not understand exactly

    Reply
    Posted by: Anonymous
    January 7, 2009 - 7:54 AM
  16. Hey, it is obvious that you are not Dr. Ayla Arslan, then who are you? it seems like you are one of her students using her name as a nick as she always recommend JoVE during her Biopsychology lectures. :)))))))

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 31, 2009 - 6:14 PM
  17. Hi                 I am khalid a Ph.D scholar in deptt of pharmacy,university of Peshawar Pakistan.Its really great contribution to science and i eally enjoyed and learnt alot from the movie of Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents thanks indeed and keep up this great work. khalid rauf

    Reply
    Posted by: Anonymous
    February 26, 2009 - 10:56 AM
  18. Wow, you guys really do not knwo what you are doing. Why would you use the archaic acrylic dental cement when you could use Glass Ionomer Luting Cement? Why didnt you anesthiatize with O² delivered isofluorine? Why did you not sue a stereotaxic drill? Why was the cement applied so sloppy? Why do you not use a digittal display for the coordinates, it ensures much more precise surgeries.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    March 12, 2009 - 9:38 PM
  19. Hi Dave,

    How dŒs the Glass Ionomer Luting Cement compare with the Light-cured Dental Adhesive Resin listed in this journal by Okamura lab?

    Look forward to hearing from  you.

    Thanks,

    Jim

    Reply
    Posted by: Anonymous
    March 15, 2009 - 12:35 PM
  20. In our hands, dental acrylic is the only cement that ensured headcups stayed on for several weeks when used in combination with 6 skull screws. Emmanuel

    Reply
    Posted by: Anonymous
    April 22, 2009 - 4:04 PM
  21. Do you use any preanesthetic medications?

    Reply
    Posted by: Anonymous
    September 19, 2009 - 12:51 PM
  22. Usually not, if the animal suffers from CRD (chronic respiratory disease) you can pretreat with atropine to facilitate breathing. However, CRD is an indication of substandard conditions in the animal colony (infrequent change of bedding, poor air flow etc.). If you have animals with CRD, consult with your veterinarian to improve your facility and check on your source for laboratory animals, whether commercial or another lab, for facility conditions as well.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 18, 2012 - 6:29 PM

  23. I am an undergraduate at the University of California, Santa Barbara doing an Honor's thesis project on the rat dorsal Raphe nucleus. In my project, I need to implant a cannula into the dRN, but am concerned about profuse sagittal sinus bleeding if I go through the midline. I noticed in other papers they often go into the DRN at about a 30 degree angle, in order to avoid this issue and also to avoid the cerebral aqueduct. As the angled cannula is a more complicated procedure, for me it would be easiest to place the cannula at the midline, and I'm wondering what's the best way to deal with these issues, such as how bleeding is stopped or slowed down, how it can be avoided, how many animals I can expect to lose, etc. Any advice would be much appreciated!

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 27, 2009 - 3:54 PM
  24. The angled approach is the best, but if you encounter sagittal sinus bleeding make sure to put in place large cotton tips from a sterile bag, press gently for a few minutes to slow down blood flow and leave on until blood has clotted. Then very carefully remove cotton tip to avoid breaking the blood clot. Although this bleeding would be fatal in humans, it usually is not fatal in rats. Emmanuel

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 18, 2012 - 6:34 PM
  25. nice job.
    just some comments:
    the membrane (after cuting the skin to expose the skull) should be carefully and totally removed - this decrease the chances of the acrylic fall off.
    if you do a small cut, 1 or ² screw would be enough.
    another important thing, regarding guide cannula is that it should be obstruct after surgery so that no reflux happens and nothing enters for this hole - if this happens you can loose all you surgery. If, when you try to put a needle inside for drug injection (p.ex) and it dŒsnt enters, you can use a some H²O² to open it (in case of blood coaguation)

    Reply
    Posted by: Anonymous
    December 11, 2009 - 4:52 PM
  26. We use obdurators to seal off guide cannulas post-op. We avoid using only 1-² screws no matter what the size of the incision, this is clearly inadequate anchoring for the headcup and it will come off in a matter of a few days at best. It really pays off to anchor the headcup with as many screws as you can. Emmanuel

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 18, 2012 - 6:46 PM
  27. Oh! another thing...
    would be really good to use local anesthetic with vasoconstrictor before cutting the scalpe.
    this will minimize animal nociception and will avoid excessive bleeding.
    but not toooooo much, other wise wont be god to animals, and we also see some increase of infeccion

    Reply
    Posted by: Anonymous
    December 11, 2009 - 4:57 PM
  28. The authors and our attending veterinarian would like to add the following information to the article, which was not otherwise clearly stated or shown and may be of help to readers and viewers:
    1) After anesthesia and prior to surgery, eye lubricant was applied to protect the corneas of the animals.
    ²) Prior to inserting the ear bars into the rats' ears, lidocaine gel was applied to provide analgesia.
    3) All rats did receive an initial dose of buprenorphine following the surgeries and then were given subsequent doses on an as needed basis. This was not clear in the video or text.
    4) The dose of penicillin given was 100,000 IU/kg.
    All of the above measures were approved in our IACUC protocol for this procedure and our attending veterinarian has reviewed and verified these additional comments.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    April 28, 2010 - 3:07 PM
  29. is it better that ketamine is better than halothan as a anesthetic agent

    Reply
    Posted by: Ravi S.
    May 14, 2010 - 2:16 AM
  30. my just quest is how the hole in the skull is closed/filled? Did you leave it for natural tissue growth or use gelatin or something else.thanks

    Reply
    Posted by: Anonymous
    May 14, 2010 - 9:48 AM
  31. In our case the guide cannula leaves very little space to add anything else. Some of my colleagues are using bone wax or gelatin for larger openings. Emmanuel

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 18, 2012 - 6:41 PM
  32. No flash please

    Reply
    Posted by: Anonymous
    August 8, 2010 - 1:31 PM
  33. Overall a nice video, but there are a few things that should be done to improve aseptic technique. The eyes need to be lubricated prior to shaving to protect them from the hair and from dessication. To reduce infections a surgical drape should be used, along with a surgical mask. Lastly, pointing with a sterile instrument would have been better.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 5, 2010 - 6:34 PM
  34. It is a very nice presentation, I would like to add a little in it . When the animal id fixed with ear bars and the scale on ear bar and the scale of sterotaxic base should be equidistant
    See in video your demo point 0²:51.

    Varsha

    Reply
    Posted by: Anonymous
    May 24, 2011 - 3:35 AM
  35. Im a 4th year Psych Honours student doing a project that needs me to implant canulas into the infralimbic. I just did my second practice surgery today, and it was terrible. The cannulas were mislocated, it took me an hour to put in 4 bone screws, and they went through the skull, and the dental cement ran into its eyes, and Im just glad that rat was put down before it woke up because there is no way it would have survived. I've always been sort of clumsy, and I have to do 35 of these, and half my year is gone and I dont have time to come up with another project.
    So yeah, Im freaking out right now,

    Reply
    Posted by: Anonymous
    May 30, 2011 - 8:58 AM
  36. Hi Nadia,
    It seems you do not have adequate training and supervision to perform this procedure. It is essential that a member of your laboratory team with extensive experience in stereotactic surgery, if not the primary investigator directly and the head veterinarian for your institution's animal facility, should go over things with you multiple times and actively do the procedure with you before any further attempts. You have to ensure the animal's welfare, lack of pain and recovery during and after the procedure if you wish to be anywhere close to acceptable standards. In my opinion, brain stereotactic surgery is an advanced procedure that should be used only with the maximum of caution and the best of training for undergraduate projects. If the animal facility or your faculty supervisor do not have the time or the skills to train you properly, then it would be best to choose something else for your thesis project. Best, Emmanuel

    Reply
    Posted by: Anonymous
    May 30, 2011 - 10:46 AM
  37. Hi everyone,

    Just a quick question, after attaching the ear bar I have realized that it takes me quite a while after making an incision in the skull to expose the bregma and lambda. Any suggestions?

    Reply
    Posted by: Jin P.
    November 5, 2012 - 6:41 PM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Usage Statistics