Name: Elektrofizjologiczne metody rejestracji potencjałów synaptycznych z NMJ larw Drosophila (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-02-06T00:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 46 s
Description: Poznaj elektrofizjologiczne metody rejestracji potencjałów synaptycznych z NMJ larw Drosophila. Protokół obejmuje preparatykę, umieszczenie elektrod i pomiar potencjałów pobudzających.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Przed rozpoczęciem należy przygotować:
<ul>
	<li>Wędrujące larwy Drosophila w trzecim stadium rozwojowym</li>
	<li>Roztwór HL3.1 (zmodyfikowany roztwór przypominający hemolimfę)</li>
	<li>Płytki do sekcji z Sylgardu (przezroczystej gumy silikonowej) przygotowane w małych (35 x 10 mm) plastikowych szalkach Petriego zgodnie z metodami opisanymi przez Brenta i McCabe'a (2008)3.</li>
	<li>Przycięte na krótko szpilki sekcyjne</li>
	<li>Pipety z elektrodami stymulującymi</li>
	<li>Ostre pipety rejestrujące</li>
</ul>
Roztwór HL3:
<ol>
	<li>Podczas sekcji i eksperymentów elektrofizjologicznych larwy zanurza się w roztworze HL3.12, który zawiera (w mM): 70 NaCl, 5 KCl, 4 MgCl2, 10 NaHCO3, 5 trehalozy, 115 sacharozy oraz 5 HEPES, pH 7.2.</li>
	<li>Do roztworu HL3.1 dodaje się odpowiednie stężenia CaCl2, aby uzyskać wymagane stężenie zewnątrzkomórkowego Ca2+.
	<ul>
		<li>Sekcje larw przeprowadza się przy niskich stężeniach Ca2+ (aby uniknąć skurczów mięśni), stosując roztwór HL3.1 + 0.25 mM CaCl2 przechowywany w lodzie.</li>
		<li>Pomiary w eksperymentach elektrofizjologicznych zazwyczaj wykonuje się w roztworze HL3.1 + 1 mM CaCl2, jednak wartość tę można dostosować w zakresie 0.4 – 1 mM Ca2+ zgodnie z potrzebami.</li>
	</ul>
	</li>
	<li>Roztwór HL3.1 przed użyciem sterylizuje się poprzez filtrację i przechowuje w temperaturze 4˚C.</li>
</ol>
Przygotowanie pipet stymulujących i rejestrujących:
<ol>
	<li>Pipety rejestrujące i stymulujące są wytwarzane za pomocą wyciągacza mikropipet laserowych Sutter P-2000 przy użyciu następujących ustawień: Heat = 390, Filament = 4, Velocity = 35, Delay = 200 oraz Pull = 0.</li>
	<li>Elektrody stymulujące są przygotowywane z cienkościennych kapilar borokrzemianowych o szerokich końcach, których średnica była nieco większa niż szerokość przeciętych aksonów ruchowych. Kształtowane końce są wypalane w celu uzyskania gładkiej powierzchni (za pomocą polerki pipet Narashiga), aby zminimalizować uszkodzenia nerwu. Elektrody stymulujące są wypełnione roztworem kąpielowym (HL3.1 + 1 mM Ca2+).</li>
	<li>Elektrody rejestrujące są przygotowywane ze szkła borokrzemianowego o średnicy 1,2 mm, które jest wyciągane w celu utworzenia ostrej pipety (30–60 mΩ) i wypełniane 3M KCl.</li>
</ol>
Część 1: Disekcja larw Drosophila
<ol>
	<li>Larwy w trzecim stadium larwalnym w fazie wędrownej są poddawane sekcji w celu odsłonięcia mięśni ściany ciała, zgodnie z wcześniej opisaną procedurą4.</li>
	<li>Sekcje wykonuje się w roztworze HL3.1 + 0,25 mM Ca2+ na małych płytkach silikonowych (35 x 10 mm). Roztwór HL3.1 musi być schłodzony do temperatury lodowej podczas sekcji w celu znieczulenia larwy; należy go przechowywać w lodzie przed i w trakcie przeprowadzania zabiegu.</li>
	<li>Larwy są sekcjonowane metodami opisanymi przez Brenta i McCabe'a (2008), zmodyfikowanymi dla eksperymentów elektrofizjologicznych poprzez dodanie 0,25 mM Ca2+ do roztworu sekcyjnego HL3.1 oraz zastosowanie krótkich szpilek sekcyjnych (o długości ok. 2 mm), co zmniejsza ryzyko uderzenia w obiektyw mikroskopu i elektrody podczas eksperymentu.</li>
	<li>Po sekcji przecina się aksony ruchowe larwy. Odbywa się to poprzez delikatne przytrzymanie OUN i jego lekkie uniesienie, tak aby można było przeciąć nerwy obwodowe unerwiające mięśnie znajdujące się tylnie w stosunku do zwoju brzusznego, bez uszkodzenia samych mięśni (Rycina 1). Następnie usuwa się mózg.</li>
	<li>Przygotowany preparat larwalny przemywa się dwukrotnie roztworem HL3.1 + 1 mM Ca2+.</li>
</ol>
<img alt="Schemat preparowania włókien aksonów ruchowych; krok po kroku przecinanie nerwu; metoda badawcza w neuronauce." src="/files/ftp_upload/old/1109/1109fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Schemat przedstawiający etapy przecinania aksonów ruchowych w preparowanych larwach. OUN jest uniesiony pęsetą, a aksony ruchowe są przecinane u podstawy mózgu.
Część 2: Rejestracje wewnątrzkomórkowe z komórek mięśniowych larwy.
<ol>
	<li>Umieść płytkę do sekcji na mikroskopie elektrofizjologicznym, zanurz preparat w roztworze HL3.1 + 1,5 mM Ca2+ i zamocuj elektrodę kąpielową tak, aby stykała się z roztworem.</li>
	<li>Wszystkie eksperymenty są przeprowadzane na mięśniu 6 w obrębie trzeciego segmentu brzusznego (A3). Nerwy obwodowe unerwiające mięśnie są stymulowane za pomocą elektrody ssącej5.</li>
	<li>W celu uniknięcia wibracji podczas wprowadzania elektrody wewnątrzkomórkowej, najpierw ustaw elektrodę stymulującą w naczyniu. Umieść elektrodę stymulującą w bliskim sąsiedztwie neuronu ruchowego unerwiającego mięsień 6 i stosuj delikatne ssanie, aż przecięty nerw znajdzie się wewnątrz szklanej pipety. Należy uważać, aby nie rozciągać nerwów podczas ssania. Nieznacznie unieś pipetę, aby nie dotykała mięśnia, i ustaw ją tak, aby nie naprężała przeciętych włókien nerwowych (Rycina 2). 
	<img alt="Schemat przesyłania sygnału nerwowego; ustawienie pipety stymulującej i elektrody rejestrującej do elektrofizjologii." src="/files/ftp_upload/old/1109/1109fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2"> 
	Rycina 2. Schemat mięśni i unerwiających je neuronów ruchowych jednego segmentu brzusznego larwy Drosophila. Przedstawiono pozycję pipety stymulującej, przeciętych nerwów oraz elektrody rejestrującej ustawionej przy mięśniu 6.</li>
	<li>Rejestracje wewnątrzkomórkowe są wykonywane za pomocą ostrych mikroelektrod wypełnionych 3 M KCl. Ustaw elektrodę rejestrującą nad środkiem mięśnia 6 w trzecim segmencie brzusznym (A3) i dostosuj offset wejściowy tak, aby wskazywał zero dla roztworu kąpielowego. Powoli opuszczaj elektrodę i zbliżaj ją do mięśnia przy dużym powiększeniu optycznym, aż dotknie ona powierzchni mięśnia. Obserwuj oscyloskop, aby potwierdzić penetrację mięśnia. Potencjał spoczynkowy błony powinien wynosić co najmniej -60 mV; w przeciwnym razie zwierzę nie powinno być wykorzystane. Powinny być teraz widoczne sporadyczne miniaturowe potencjały płytki końcowej. Pozostaw komórkę do stabilizacji na jedną minutę przed rozpoczęciem rejestracji.</li>
	<li>Zmiany potencjału błony są wykrywane za pomocą przedwzmacniacza Axon HS-2A i wzmacniacza Axoclamp 2B oraz rejestrowane programem Clampex v 8.2.0.235 (Axon Instruments). Axoclamp 2B jest połączony z komputerem z oprogramowaniem pCLAMP i współpracuje z interfejsem Digidata 1322A.</li>
	<li>Rejestracje z komórek prowadzono przez 3 minuty bez stymulacji w celu pomiaru odpowiedzi mEJP. Ślady analizowano przy użyciu oprogramowania Mini analysis (Synaptosoft, v 6.0.3), a następnie określono amplitudę i częstotliwość mEJP.</li>
</ol>
Stymulacja nerwów:
<ol>
	<li>Przecięty koniec neuronu ruchowego jest stymulowany serią prostokątnych impulsów napięciowych (czas trwania 0.3 ms) o natężeniu wystarczającym dla obu aksonów ruchowych, aby wywołać spójne odpowiedzi w całym mięśniu.</li>
	<li>Bodziec jest generowany za pomocą generatora impulsów Master-8, zaprogramowanego do ciągłego dostarczania impulsów zgodnie z określonym czasem trwania i odstępami.</li>
	<li>Należy zachować pięciosekundową przerwę między bodźcami w celu regeneracji synaptycznej w NMJ.</li>
	<li>Podczas określania siły bodźca należy zacząć od najniższego poziomu i powoli zwiększać natężenie w ciągu kilku prób. W eksperymentach należy stosować minimalne natężenie bodźca, które wywołuje odpowiedź.</li>
	<li>Po osiągnięciu odpowiedniego natężenia bodźca, bodziec ten powinien wywoływać jeden złożony EJP oraz jeden skurcz mięśnia.</li>
	<li>Należy zarejestrować co najmniej 10 potencjałów wywołanych z każdego mięśnia i obliczyć średnią ich amplitud.</li>
</ol>
Część 3: Reprezentatywne wyniki
<img alt="Wykres elektrofizjologiczny; napięcie EJP, mEJP w funkcji czasu; analiza sygnału neuronalnego; oprogramowanie Clampfit." src="/files/ftp_upload/old/1109/1109fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="rycina 3"> 
Rycina 3. Reprezentatywny zapis wewnątrzkomórkowy z mięśnia 6 przedstawiający wywołane EJP w odpowiedzi na stymulację elektryczną nerwu segmentowego oraz sporadyczne miniaturowe potencjały płytki końcowej, czyli mEJP. Amplitudy EJP w mięśniu 6 zdrowych larw typu dzikiego, takich jak Canton S, wynoszą zazwyczaj około 40 mV, a amplitudy mEJP mieszczą się w przedziale 1-3 mV.

<ol><li>Atwood, H. L., Govind, C. K., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+ultrastructure+of+synaptic+terminals+on+ventral+longitudinal+abdominal+muscles+in+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Differential ultrastructure of synaptic terminals on ventral longitudinal abdominal muscles in Drosophila larvae.</a> J. Neurobiol. 24 (8), 1008-1024 (1993).</li>
<li>Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+minimal+hemolymph-like+solution%2C+HL3.1%2C+for+physiological+recordings+at+the+neuromuscular+junctions+of+normal+and+mutant+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurogenet%22%5BJournal%5D)">A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae.</a> J Neurogenet. 18 (2), 377-402 (2004).</li>
<li>Estes, P. S., Roos, J., van der Bliek, A., Kelly, R. B., Krishnan, K. S., Ramaswami, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traffic+of+dynamin+within+individual+Drosophila+synaptic+boutons+relative+to+compartment-specific+markers%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Traffic of dynamin within individual Drosophila synaptic boutons relative to compartment-specific markers.</a> J Neurosci. 16, 5443-5456 (1996).</li>
<li>Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protocol+for+dissection+of+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Protocol for dissection of Drosophila larvae.</a> J Vis Exp. , (2008).</li>
<li>Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Properties+of+the+larval+neuromuscular+junction+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Properties of the larval neuromuscular junction in Drosophila melanogaster.</a> J Physiol (Lond). 262, 189-214 (1976).</li>
<li>Katz, L. C., Shatz, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+activity+and+the+construction+of+cortical+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Synaptic activity and the construction of cortical circuits.</a> Science. 274, 1133-1138 (1996).</li>
</ol>

Opisane tutaj metody stanowią stosunkowo szybki i szeroki sposób wykrywania zmian w funkcji synaptycznej w NMJ. Możliwość rejestracji elektrofizjologicznej u nietkniętych zwierząt in vivo, a także przeprowadzania manipulacji genetycznych lub farmakologicznych, czyni Drosophila idealnym modelem zwierzęcym do badania fizjologicznych i genetycznych aspektów neurotransmisji.
Ponieważ komórki mięśniowe są bardzo duże, niektórzy mogą chcieć dodać do tego protokołu dodatkowy krok w celu rejestracji m...

<table><tbody><tr><td>Małe szalki Petriego (35 x 10 mm)</td><td>BD Biosciences</td><td>1008</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw elastomeru silikonowego SYLGARD 182</td><td>Dow Corning</td><td>3097366-1004</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop do sekcji</td><td>Carl Zeiss, Inc.</td><td>475002-9902</td><td></td></tr><tr><td>Oświetlenie do mikroskopu</td><td>Schott AG</td><td>KLI500</td><td></td></tr><tr><td>Szpile do sekcji</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-10</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie pClamp 9</td><td>Molecular Devices</td><td>PCLAMP 9 STANDARD</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki do sekcji: 3 mm nożyczki sprężynowe Vannasa</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-0</td><td></td></tr><tr><td>Pinceta Dumont SS</td><td>Fine Science Tools</td><td>11200-33</td><td></td></tr><tr><td>Pinceta Dumont nr 5</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Cienkościenne kapilary szklane borokrzemowe z włóknem (1,0 mm, 4 cal)</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>TW100F-4</td><td></td></tr><tr><td>Kapilary szklane borokrzemowe z włóknem (1,2 mm, 4 cal)</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>1B120F-4</td><td></td></tr><tr><td>Laserowy wyciągacz mikropipet Sutter P-2000</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>Model P-2000</td><td></td></tr><tr><td>Polerka pipet</td><td>Narishige International</td><td>MF-83</td><td></td></tr><tr><td>Głowica Axon HS-2A</td><td>Molecular Devices</td><td>Model HS-2A</td><td></td></tr><tr><td>Mikromanipulatory</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>MP-85</td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz Axoclamp 2B</td><td>Molecular Devices</td><td>AXOCLAMP 2B</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie Clampex</td><td>Molecular Devices</td><td>v 8.2.0.235</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie Mini analysis v 6.0.3</td><td>Synaptosoft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz precyzyjny Brownlee</td><td>Brownlee</td><td>Model 410</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Baker/VWR</td><td>4058-01</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>p-9333</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>s6297-1kg</td><td></td></tr><tr><td>Trezhaloza</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>TO167</td><td></td></tr><tr><td>Sacharoza</td><td>Fisher Scientific</td><td>bp220-212</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>h-3375</td><td></td></tr><tr><td>MgCl-6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>m2670-1kg</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>c79-500</td><td></td></tr><tr><td>Generator impulsów Master-8</td><td>A.M.P.I</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stół wibroizolacyjny do zestawu elektrofizjologicznego</td><td>Technical Manufacturing Corp.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Klatka Faradaya</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

metody elektrofizjologiczne rejestracji potencjałów synaptycznych z złącza nerwowo-mięśniowego larw drosophila

Electrophysiological Methods for Recording Synaptic Potentials from the NMJ of Drosophila Larvae

W niniejszym filmie opisujemy metody elektrofizjologiczne służące do rejestracji przekaźnictwa synaptycznego w złączu nerwowo-mięśniowym (NMJ) larwy Drosophila. Układ nerwowo-mięśniowy larwy stanowi model synaptyczny do badań nad fizjologią synaps i neurotransmisją, a także jest cennym narzędziem badawczym, który jest zdefiniowany genetycznie i dostępny do manipulacji eksperymentalnych. Larwy można poddać sekcji w celu odsłonięcia muskulatury ściany ciała, ośrodkowego układu nerwowego oraz nerwów obwodowych. Mięśnie Drosophila i wzór ich unerwienia są dobrze scharakteryzowane, a same mięśnie są łatwo dostępne do rejestracji wewnątrzkomórkowej. Pojedyncze mięśnie można zidentyfikować na podstawie ich lokalizacji i orientacji w obrębie 8 segmentów brzusznych, z których każdy posiada 30 mięśni ułożonych we wzór powtarzający się w segmentach A2 – A7. Przecięte larwy Drosophila są cienkie, a poszczególne mięśnie oraz pęczki aksonów neuronów ruchowych można uwidocznić za pomocą transiluminacji.1Konstrukty transgeniczne mogą być wykorzystywane do znakowania komórek docelowych w celu ich wizualnej identyfikacji lub do manipulowania produktami genów w określonych tkankach. U larw potencjały złącza pobudzającego (EJP) powstają w odpowiedzi na pęcherzykowy wyrzut glutaminianu z motoneuronów w synapsie. W preparatach z wypreparowanych larw EJP można rejestrować w mięśniu za pomocą elektrody wewnątrzkomórkowej. Potencjały czynnościowe mogą być sztucznie wywoływane w neuronach ruchowych, które zostały przecięte tylnie względem zwoju brzusznego, wciągnięte do szklanej pipety za pomocą delikatnego ssania i stymulowane elektrodą. Neurony ruchowe te mają wyraźne progi pobudzenia podczas stymulacji i gdy odpalają jednocześnie, generują odpowiedź w mięśniu. Sygnały przekazywane przez synapsę NMJ można rejestrować w mięśniach unerwionych przez neurony ruchowe. EJP oraz miniaturowe potencjały złącza pobudzającego (mEJP) są widoczne jako zmiany potencjału błonowego. Odpowiedzi elektrofizjologiczne są rejestrowane w temperaturze pokojowej w zmodyfikowanym minimalnym roztworze przypominającym hemolimfę.2(HL3) zawierający 5 mM Mg2+oraz 1,5 mM Ca2+Zmiany amplitudy wywołanych EJP mogą wskazywać na różnice w funkcji i strukturze synaptycznej. Zdigitalizowane zapisy są analizowane pod kątem amplitudy EJP, częstotliwości i amplitudy mEJP oraz zawartości kwantowej.

W niniejszej pracy opisujemy metody elektrofizjologiczne służące do pomiaru przekaźnictwa synaptycznego w złączu nerwowo-mięśniowym larwy Drosophila. Uwalnianie wywołane inicjuje się sztucznie poprzez stymulację aksonów neuronów ruchowych, a przekaźnictwo w złączu NMJ można zmierzyć na podstawie odpowiedzi postsynaptycznej wywołanej w mięśniu.

Metody elektrofizjologiczne rejestracji potencjałów synaptycznych z złącza nerwowo-mięśniowego larw Drosophila

W niniejszym filmie opisujemy metody elektrofizjologiczne służące do rejestracji przekaźnictwa synaptycznego w złączu nerwowo-mięśniowym (NMJ) larwy Drosophila. ...

Aby uzyskać stabilne zapisy elektrofizjologiczne z złączy nerwowo-mięśniowych larwy Joof. Najpierw należy przeprowadzić wiwisekcję larwy, aby odsłonić ścianę ciała, mięśnie i układ nerwowy przed rozpoczęciem pomiarów. Aksony u podstawy OUN są przecinane za zwojem brzusznym.Następnie elektrodę rejestrującą umieszcza się na badanym mięśniu, a elektrodę stymulującą w pobliżu unerwiających go neuronów ruchowych. Przecięte aksony neuronów ruchowych są zasysane do pipety stymulującej. Można wówczas rejestrować pobudzające potencjały złącza.Witajcie, jestem Wendy MLA z laboratorium McCabe w Katedrze Fizjologii i Biofizyki Komórkowej na Uniwersytecie Columbia. Dzisiaj przedstawimy procedurę pomiaru transmisji synaptycznej w złączu nerwowo-mięśniowym larw GE. Stosujemy tę procedurę w naszym laboratorium do badania fizjologii synaptycznej i neurotransmisji.Zacznijmy zatem. Aby rozpocząć eksperyment, przeprowadź sekcję larw w stadium wędrującej trzeciej oraz larw gwieździstych, aby odsłonić ścianę ciała. Protokół ten został zmodyfikowany na potrzeby eksperymentów elektrofizjologicznych poprzez zastosowanie krótkich szpilek sekcyjnych.Mają one około dwóch do czterech milimetrów długości i rzad

electrophysiological-methods-for-recording-synaptic-potentials-from

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Metody elektrofizjologiczne do rejestracji potencjałów synaptycznych z przewodów nerwowo-mięśniowych larw Drosophila

W niniejszej procedurze wykorzystano aktywowany niebieskim światłem kanał glonowy oraz narzędzia do specyficznej dla komórek ekspresji genetycznej w celu wywołania potencjałów synaptycznych za pomocą impulsów świetlnych w złączu nerwowo-mięśniowym (NMJ) u larw Drosophila. Technika ta stanowi niedrogą i łatwą w użyciu alternatywę dla stymulacji elektrodami ssącymi w badaniach nad fizjologią synaptyczną w laboratoriach badawczych i dydaktycznych.

Stymulacja potencjałów synaptycznych w złączach nerwowo-mięśniowych Drosophila za pośrednictwem kanalorodopsyny 2

Rejestracje elektrofizjologiczne z embrionów Drosophila umożliwiają analizę właściwości elektrycznych rozwijających się mięśni i neuronów, a także charakterystykę funkcjonalnej synaptogenezy w glutaminergicznych złączach neuromięśniowych oraz w centralnych synapsach cholinergicznych i GABAergicznych.

Rejestracja elektrofizjologiczna w zarodku Drosophila

System Gigantycznych Włókien jest prostym obwodem neuronalnym u dorosłych Drosophila melanogaster, zawierającym największe neurony w organizmie muchy. Opisujemy protokół monitorowania przekaźnictwa synaptycznego w tej ścieżce poprzez rejestrację potencjałów postsynaptycznych w mięśniach grzbietowych podłużnych (DLM) i tergotrochanteralnych (TTM) po bezpośredniej stymulacji interneuronów Gigantycznych Włókien.

Rejestracje elektrofizjologiczne z drogi włókna olbrzymiego D. melanogaster

Ten film przedstawia protokół elektrofizjologicznego zapisu aktywności fotoreceptorów w oku unieruchomionej Drosophila, umożliwiając precyzyjny pomiar zmian napięcia w odpowiedzi na bodźce świetlne.

Elektrofizjologiczny zapis napięciowych odpowiedzi fotoreceptorów siatkówki Drosophila na bodźce świetlne

Ten film demonstruje technikę rejestrowania prądów synaptycznych z synaptycznego połączenia nerwowo-mięśniowego larwy Drosophila. Technika ta umożliwia monitorowanie aktywności pojedynczego bulionu synaptycznego, co jest ważne dla badania zmutowanych linii much o zwiększonej spontanicznej lub asynchronicznej aktywności synaptycznej.

Rejestrowanie prądów synaptycznych w połączeniu nerwowo-mięśniowym larw Drosophila

Ten protokół opisuje zewnątrzkomórkowy zapis odpowiedzi potencjału czynnościowego wyzwalanych przez neurony smaku etykietowego u Drosophila.

Zapis elektrofizjologiczny z Drosophila labellar Taste Sensilla

Ostre mikroelektrody umożliwiają dokładną elektrofizjologiczną charakterystykę fotoreceptorów i wizualnych interneuronów u żyjących Drosophila. Tutaj pokazujemy, jak wykorzystać tę metodę do rejestrowania wysokiej jakości odpowiedzi napięciowych poszczególnych komórek na kontrolowaną stymulację światłem. Ta metoda jest idealna do badania przetwarzania informacji neuronalnych w oczach złożonych owadów.

Elektrofizjologiczna metoda rejestracji wewnątrzkomórkowych odpowiedzi napięciowych fotoreceptorów i interneuronów Drosophila na bodźce świetlne in vivo

Zapisy całokomórkowe z fotoreceptorów Drosophila melanogaster umożliwiają pomiar spontanicznych ciemnych guzków, wybrzuszeń kwantowych, makroskopowych reakcji na światło i zależności prąd-napięcie w różnych warunkach. W połączeniu z narzędziami manipulacji genetycznej D. melanogaster, metoda ta umożliwia badanie wszechobecnego szlaku sygnałowego inozytol-lipid i jego celu, czyli kanału TRP.

Metoda elektrofizjologiczna dla zapisów cęgów napięcia w całej komórce z fotoreceptorów Drosophila

Prądy synaptyczne mogą być rejestrowane ogniskowo z wizualizowanych bulionów synaptycznych w trzecim stadium rozwojowym połączenia nerwowo-mięśniowego larw Drosophila. Technika ta umożliwia monitorowanie aktywności pojedynczego bulionu synaptycznego.

Ogniskowe zapisy makroplastów prądów synaptycznych z połączenia nerwowo-mięśniowego larw Drosophila

Cykl pęcherzyków synaptycznych (SV) jest podstawowym mechanizmem komunikacji międzykomórkowej w synapsach neuronalnych. Wychwyt i uwalnianie barwnika FM są podstawowymi sposobami ilościowego oznaczania endo- i egzocytozy SV. Tutaj porównujemy wszystkie metody stymulacji w celu napędzania cyklu FM1-43 w synapsie modelu połączenia nerwowo-mięśniowego Drosophila (NMJ).

Cykl barwnika FM w synapsie: porównanie wysokiej depolaryzacji potasu, stymulacji elektrycznej i rodopsyny kanałowej

Ten protokół opisuje metodę rejestrowania malejącej aktywności elektrycznej ośrodkowego układu nerwowego Drosophila melanogaster, aby umożliwić ekonomiczne i wygodne testowanie środków farmakologicznych, mutacji genetycznych białek nerwowych i/lub roli niezbadanych ścieżek fizjologicznych.

Elektrofizjologiczny zapis aktywności ośrodkowego układu nerwowego Drosophila melanogaster w trzecim stadium rozwojowym

Poznaj elektrofizjologiczne metody rejestracji potencjałów synaptycznych z NMJ larw Drosophila. Protokół obejmuje preparatykę, umieszczenie elektrod i pomiar potencjałów pobudzających.

Metody elektrofizjologiczne rejestracji potencjałów synaptycznych z złącza nerwowo-mięśniowego larw Drosophila

Przeglądaj więcej filmów