Summary

Live-Bildgebung Drosophila melanogaster Embryonale Hemocyte Migrationen

Published: February 12, 2010
doi:

Summary

Drosophila Blutzellen über die Gesamtheit des sich entwickelnden Embryos zu zerstreuen. Dieses Protokoll zeigt, wie die Montage und Bild dieser Migrationen Verwendung von Embryonen mit fluoreszenzmarkierten Blutzellen.

Abstract

Viele Studien befassen sich mit der Zellwanderung<em> In-vitro-</em> Methoden, während die physiologisch relevanten Umwelt ist, dass der Organismus selbst. Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Montage von<em> Drosophila melanogaster</em> Embryonen und anschließender Live-Darstellung von fluoreszenzmarkierten Blutzellen, die embryonale Makrophagen dieses Organismus. Mit dem Gal4-UAS-System<sup> 1</sup> Fahren wir die Expression einer Vielzahl von genetisch kodierten, fluoreszenzmarkierten Marker in Blutzellen, ihre Entwicklungs-Verbreitung in den Embryo zu folgen. Nach dem Sammeln von Embryonen in der gewünschten Ausbaustufe ist die äußere Chorion entfernt und die Embryonen werden dann in Halocarbonöl zwischen einem hydrophoben, Gas-Membran und einem Deckglas für Live-Bildgebung montiert. Zusätzlich zu grob wandernde Parameter wie Geschwindigkeit und Ausrichtung, höhere Auflösung Bildgebung mit der Verwendung von fluoreszierenden Reporter von F-Aktin und Mikrotubuli Nähere Informationen über die Dynamik dieser Zytoskelett-Komponenten bieten gekoppelt.

Protocol

Vorbereitung Erhalten entsprechenden Drosophila-Linien mit einer hemocyte-spezifische Gal4-Treiber (zB SRP-Gal4 2) und einem genetisch kodierten fluoreszierenden Reporter unter UAS Kontrolle (z. B. UAS-GFP). Fliegen homozygot für SRP-Gal4, UAS-GMA 3 oder CRQ-Gal4, UAS-GFP 4, 5 sind besonders nützlich für die Bildgebung Zwecke (nb GMA ist GFP fusioniert mit dem Aktin-bindende Domäne von Moesin), siehe unten für eine Diskussion ?…

Discussion

Die wichtigsten Elemente dieses Verfahrens sind die Auswahl gesunder Embryonen mit deutlich gekennzeichneten Blutzellen und sie vorsichtig montieren, ohne sie zu beschädigen. Sobald die Embryonen in die Halocarbonöl sind, sind sie resistent gegen Austrocknung und einmal montiert werden kann für mehrere Stunden abgebildet werden. In unseren Händen können wir Bild Blutzellen für drei Stunden, mit vernachlässigbarer Austrocknung des Embryos oder offensichtliche Foto-Schäden, wobei ein z-Stapel von Bildern alle drei…

Acknowledgements

Dieses Protokoll wurde durch unsere Arbeit im und in Zusammenarbeit mit den Labors von Paul Martin und Antonio Jacinto entwickelt. Wir danken der Bloomington Lager Zentrums für seinen ausgezeichneten Service und die Drosophila-Community für die Weiterbildung zu fliegen Linien teilen. BS wird derzeit von einer BBSRC Projektförderung finanziert. WW wird durch eine Wellcome Trust Career Development Fellowship gefördert.

Materials

Material Name Type Company Catalogue Number Comment
Cell strainer   BD Falcon 352350 70μm pores
Halcarbon oil 700   Sigma H8898  
Lumox/Petriperm dish   Sarstedt 96077305  

References

  1. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
  2. Bruckner, K. The PDGF/VEGF receptor controls blood cell survival in Drosophila. Dev Cell. 7, 73-84 (2004).
  3. Dutta, D., Bloor, J. W., Ruiz-Gomez, M., VijayRaghavan, K., Kiehart, D. P. Real-time imaging of morphogenetic movements in Drosophila using Gal4-UAS-driven expression of GFP fused to the actin-binding domain of moesin. Genesis. 34, 146-151 (2002).
  4. Stramer, B. Live imaging of wound inflammation in Drosophila embryos reveals key roles for small GTPases during in vivo cell migration. J Cell Biol. 168, 567-573 (2005).
  5. Wood, W., Jacinto, A. Drosophila melanogaster embryonic haemocytes: masters of multitasking. Nat Rev Mol Cell Biol. 8, 542-551 (2007).
  6. Halfon, M. S. New fluorescent protein reporters for use with the Drosophila Gal4 expression system and for vital detection of balancer chromosomes. Genesis. 34, 135-138 (2002).
  7. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. . Drosophila protocols. , (2000).
  8. Tepass, U., Fessler, L. I., Aziz, A., Hartenstein, V. Embryonic origin of hemocytes and their relationship to cell death in Drosophila. Development. 120, 1829-1837 (1994).
  9. Millard, T. H., Martin, P. Dynamic analysis of filopodial interactions during the zippering phase of Drosophila dorsal closure. Development. 135, 621-626 (2008).
  10. Doerflinger, H., Benton, R., Shulman, J. M., St Johnston, D. The role of PAR-1 in regulating the polarised microtubule cytoskeleton in the Drosophila follicular epithelium. Development. 130, 3965-3975 (2003).
  11. Olofsson, B., Page, D. T. Condensation of the central nervous system in embryonic Drosophila is inhibited by blocking hemocyte migration or neural activity. Dev Biol. 279, 233-243 (2005).
  12. Paladi, M., Tepass, U. Function of Rho GTPases in embryonic blood cell migration in Drosophila. J Cell Sci. 117, 6313-6326 (2004).
  13. Vlisidou, I. Drosophila embryos as model systems for monitoring bacterial infection in real time. PLoS Pathog. 5, e1000518-e1000518 (2009).
  14. Jacinto, A. Dynamic actin-based epithelial adhesion and cell matching during Drosophila dorsal closure. Curr Biol. 10, 1420-1426 (2000).
  15. Wood, W., Jacinto, A. Imaging cell movement during dorsal closure in Drosophila embryos. Methods Mol Biol. 294, 203-210 (2005).
  16. Kunwar, P. S. Tre1 GPCR initiates germ cell transepithelial migration by regulating Drosophila melanogaster E-cadherin. J Cell Biol. 183, 157-168 (2008).

Play Video

Cite This Article
Evans, I. R., Zanet, J., Wood, W., Stramer, B. M. Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations. J. Vis. Exp. (36), e1696, doi:10.3791/1696 (2010).

View Video