Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Calciumbilleddannelse i mus overlegen colliculus

Published: April 21, 2023 doi: 10.3791/65181
Automatic Translation
*1, *1, 1
1Chinese Institute for Brain Research
* These authors contributed equally

Summary

Denne protokol beskriver proceduren for billeddannelse af calciumresponser i den overlegne colliculus (SC) hos vågne mus, herunder billeddannelse af enkeltneuronaktivitet med to-fotonmikroskopi, mens cortex efterlades intakt i vildtypemus, og billeddannelse af hele SC med vidvinkelmikroskopi i delvis cortex-mutante mus.

Abstract

Den overlegne colliculus (SC), en evolutionært bevaret midterhjernestruktur hos alle hvirveldyr, er det mest sofistikerede visuelle center før fremkomsten af hjernebarken. Den modtager direkte input fra ~ 30 typer retinale ganglionceller (RGC'er), hvor hver koder for en specifik visuel funktion. Det er fortsat uklart, om SC blot arver retinale træk, eller om der forekommer yderligere og potentielt de novo-behandling i SC. For at afsløre den neurale kodning af visuel information i SC giver vi her en detaljeret protokol til optisk registrering af visuelle reaktioner med to komplementære metoder i vågne mus. Den ene metode bruger to-fotonmikroskopi til at afbilde calciumaktivitet ved enkeltcelleopløsning uden at ablere den overliggende cortex, mens den anden bruger vidvinkelmikroskopi til at afbilde hele SC af en mutant mus, hvis cortex stort set er uudviklet. Denne protokol beskriver disse to metoder, herunder dyreforberedelse, viral injektion, hovedpladeimplantation, stikimplantation, dataindsamling og dataanalyse. De repræsentative resultater viser, at to-foton calciumbilleddannelse afslører visuelt fremkaldte neuronale reaktioner ved enkeltcelleopløsning, og wide-field calciumbilleddannelse afslører neural aktivitet på tværs af hele SC. Ved at kombinere disse to metoder kan man afsløre den neurale kodning i SC på forskellige skalaer, og en sådan kombination kan også anvendes på andre hjerneområder.

Introduction

Den overlegne colliculus (SC) er et vigtigt visuelt center hos alle hvirveldyr. Hos pattedyr modtager den direkte input fra nethinden og den visuelle cortex1. Mens optisk optagelse er blevet anvendt i vid udstrækning på cortex 2,3,4,5, hindres dens anvendelse i SC af dårlig optisk adgang 6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17 ,18,19. Målet med denne protokol er at give detaljer om to komplementære metoder til optisk optagelse af den neurale aktivitet i SC.

SC er placeret under cortex og tværgående sinus, hvilket begrænser optisk adgang til de kollikulære neuroner. En metode til at overvinde denne begrænsning er at aspirere den overliggende cortex og udsætte den forreste laterale SC 7,9,10,13,14,19. Men fordi SC modtager kortikale input, kan en sådan operation påvirke, hvordan SC-neuronerne reagerer på visuelle stimuli. For at overvinde denne begrænsning beskriver vi her en alternativ protokol til at afbilde det overfladiske lag af den bageste mediale SC med et siliciumstik, mens cortex forbliver intakt 8,11. Specifikt for at opnå enkeltcelleopløsning anvendte vi to-fotonmikroskopi til billedcalciumresponser i den bageste mediale SC hos vildtypemus. For at opnå bred dækning anvendte vi desuden vidvinkelmikroskopi til at afbilde hele SC af en mutant mus, hvis bageste cortex ikke har udviklet20.

De to metoder, der er beskrevet i denne protokol, supplerer hinanden. To-foton calciumbilleddannelse uden ablering af cortex er egnet til registrering af neural aktivitet ved enkeltcelleopløsning med intakte kortikale indgange. Wide-field calciumbilleddannelse er velegnet til registrering af neural aktivitet i hele SC, mens den rumlige opløsning ofres.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle eksperimentelle procedurer blev udført i overensstemmelse med dyrevelfærdsretningslinjerne og godkendt af IACUC ved Chinese Institute for Brain Research, Beijing.

BEMÆRK: Tidslinjen for denne protokol er som følger: 1) lav sugekoppen; 2) injicere virussen; 3) implanter hovedpladen; 4) implanter stikket efter 3 uger; 5) Efter en ~ 3 dages genopretning og tilvænning på løbebåndet skal du udføre to-foton / vidvinkelbilleddannelse.

1. Klargøring af sugekop (figur 1A)

  1. Afsæt en dråbe fosfatbufret saltvand (PBS, 1x) i en akrylskål og rør ved den med en 21 G flad nål for at fylde spidsen med kapillaritet.
  2. Dæk spidsen af nålen med et gennemsigtigt silikoneklæbemiddel og sæt i ca. ~10 min.
  3. Skær silikoneklæbemidlet med en saks til en skive med en ~ 2 mm diameter.

2. Klargøring af stik (figur 1B)

  1. Forbered en 0,75 mm tyk plastplade og skær en 1 cm x 1 cm firkant ud i midten. Forbered to akrylblokke. Rengør shim-stammen og akrylblokkene med alkohol, og tør dem af med linsepapir.
  2. Sæt shim-stammen på en akrylblok, deponer silikoneklæbemidlet i midten for at fylde ~ 90% af åbningen (undgå bobler), tilsæt en anden akrylblok og ~ 1 kg kraft, og vent 20 minutter.
  3. Under et kirurgisk mikroskop skæres silikoneklæbemidlet med en skalpel til 1 mm høj og 1,5 mm brede trekantede prismer over et stykke papir med trekanter trykt på det.
  4. Fjern støv fra de trekantede prismer med plastklæbende tape og læg det på et glasdæksel med en diameter på 5 mm og 0,15 mm tykkelse.
  5. Sæt dæksedlen med de trekantede prismer under en koronabehandler, tænd koronabehandleren, og bring den tættere på dæksedlen, indtil der vises lys. Hold den i den position i et par minutter, indtil de er fastgjort til hinanden.
    BEMÆRK: Dette trin kan være anderledes for andre koronabehandlere.
  6. Sæt propperne i en petriskål og læg den i en inkubator ved 70 ° C natten over.

3. Forberedelse af dyr og injektion af viral konstruktion

  1. Brug C57BL/6J (vildtype) og Emx1-Cre:Pals1flox/wt (delvis-cortex)20 mus af begge køn ved 6 ugers alderen (9 uger på billeddannelsestidspunktet).
  2. Steriliser alle materialer og instrumenter, der anvendes til den kirurgiske procedure.
  3. Bedøv musen med 5% isofluran og hold derefter isofluran på 1%-2% med en strømningshastighed på 1 l/min under operationen. Bekræft anæstesiniveauet ved manglen på tåklemmerefleks.
  4. Hovedfastgør musen på en stereotaksisk ramme med ørestænger. Under hele operationen skal du lægge oftalmisk salve på musens øjne for at forhindre tørring og holde kropstemperaturen på 37 ° C med en termostatisk varmepude.
  5. Barber pelsen og steriliser hudoverfladen med iodophor og 75% ethanol. Injicer lidokain (5 mg/kg, subkutan injektion [SQ]), tilidin (2 mg/kg, SQ) og meloxicam (2 mg/kg, SQ).
    BEMÆRK: Den kirurgiske procedure for sterilisering, analgesi og lokalbedøvelse kan variere på tværs af institutioner.
  6. Fjern huden over SC med kirurgisk saks for at udsætte kraniet. Rengør kraniet med en vatpind.
  7. Juster den stereotaksiske ramme, indtil kraniets overflade er flad. Bor et hul 0,5 mm lateralt og 0,42 mm foran lambdaen, indtil dura er blottet.
  8. Injicer adenoassocieret virus (AAV), der udtrykker GCaMP6m (rAAV2/9-hsyn-GCaMP6m; 1 x 1013 GC/ml opløst i 1x PBS) i dybder på 1 mm og 1,6 mm fra lambdaen med en skrå glasmikropipette (spidsen er skrå til 25° med en diameter på 40-50 μm).
  9. Ved hver dybde injiceres 100 nL med en hastighed på 50 nL/min, og der ventes 5 minutter efter hver injektion. Efter injektionen trækkes injektoren langsomt ud.

4. Implantation af hovedpladen

  1. Rens muskler og væv over kraniet og ridse kraniet med et blad. Hvis der opstår blødning, skal du stoppe det med gelskum og rense blodet. Fastgør hovedpladen (figur 1C) til kraniet med en selvhærdende tandklæbende harpikscement. Bland specifikt en 3/4 ske polymer, tre dråber monomer og en dråbe katalysator i en keramisk skål på is. Påfør blandingen på hovedpladen og kraniet. Fastgør dem sammen og vent 5 minutter på, at klæbemidlet sætter sig.
  2. Injicer antibiotika (ceftiofurnatrium, 5 mg / kg, SQ) for at forhindre infektioner. Fjern musen fra den stereotaksiske ramme og læg den på en varmepude til genopretning. Sæt det tilbage i hjemmeburet efter at have genoprettet efter anæstesi. Til smertebehandling skal du give ibuprofenholdigt drikkevand (0,5 ml / 50 ml) til musen i 3 dage efter operationen.

5. Implantation af stikket (figur 2)

  1. Implanter stikket 3 uger efter den virale injektion. Bedøv og fastgør musen på en stereotaksisk ramme som beskrevet i trin 3.2-3.5. Forbered gelskum gennemblødt i saltvand for at stoppe potentiel blødning.
  2. Bor en 3 mm x 2 mm oval med en mikrobor centreret 0,5 mm bagved lambdaen. Tynd grænsen på den ovale, indtil den revner. Tynd kraniet foran det ovale optagevindue for at få dækslet til at glide tæt på SC.
  3. Tag knogleflapperne af med fine pincet. Lav et snit på dura bageste til den tværgående sinus og fjern stykket dura. Tilføj om nødvendigt kunstig cerebrospinalvæske (ACSF) til hjernen med en 3 ml sprøjte for at forhindre tørring. Tør kraniet og optagelsesvinduet med gelskum og vatpinde.
  4. Indsæt en dråbe silikoneklæbemiddel i optagevinduet. Brug sugekoppen til at holde stikket med undertryk. Brug en motoriseret mikromanipulator til at flytte sugekoppen og sænk stikket ned i silikoneklæbemidlet, indtil dækslet berører kraniet. Flyt derefter stikket fremad ~ 1 mm for at skubbe den tværgående sinus væk og udsætte SC. Dette trin skal udføres på 1-2 minutter, før silikoneklæbemidlet bliver klæbrigt.
  5. Rengør hovedpladen, og påfør butylcyanoacrylat og harpikscement omkring stikkets kant for at fastgøre det til hovedpladen.
    BEMÆRK: Giv postoperativ pleje som beskrevet i trin 4.2.

6. To-foton-billeddannelse (figur 3)

  1. Hovedfastgør dyret på et roterende løbebånd med hovedpladen. Placer løbebåndet under et to-fotonmikroskop og juster højden til en passende position. Sæt en sort aluminiumskegle mellem målet og hovedpladen for at forhindre lysforurening fra skærmen for visuel stimulering. Vænne musen i ~15 min.
  2. Udfør to-foton-billeddannelse på mikroskopet med en 16x forstørrelse, 0,8 numerisk blænde (NA) og 3 mm arbejdsafstand (WD) mål. Brug en Ti:safir-laser med mode-locking-teknik, der styres af to galvo-scannere, til at excitere GCaMP6m ved 920 nm. Juster lasereffekten på prøveplanet mellem 20-80 mW.
  3. Scan et synsfelt på 600 μm x 600 μm ved 4,8 Hz med en rumlig opløsning på 2,4 μ m/pixel og billedneural aktivitet på tværs af dybden op til 350 μ m.
    BEMÆRK: Samplingfrekvensen og den rumlige opløsning gælder for galvo-scannere og bør justeres for resonansscannere.
  4. Opsaml udsendt fluorescens med et dikroisk spejl og detekter det ved hjælp af et fotomultiplikatorrør (PMT) efter at have ført det gennem et båndpasfilter.
  5. Optag musens bevægelse på løbebåndet med en roterende encoder. Brug et kamera med et 50 mm objektiv til at registrere pupillens størrelse og position. Synkroniser disse optagelser og billedoptagelser til visuel stimulering ved at optage udløsere, der sendes af stimuleringscomputeren.

7. Analyse af calciumresponser målt ved to-fotonbilleddannelse

  1. Korriger hjernens bevægelse under billeddannelse ved hjælp af SIMA21 eller NoRMCorre22.
  2. Tegn manuelt et interesseområde (ROI) ved hjælp af værktøjet Cell Magic Wand (ImageJ), og tilpas det med en ellipse i MATLAB. Udtræk fluorescensspor af hvert investeringsafkast efter fjernelse af neuropil-forurening:
    Equation 1
    F true og Frawer henholdsvis de korrigerede og rå fluorescensamplituder af ROI, F neuropil er fluorescensamplituden af den omgivende neuropil, og r er den neuropil-forureningsfaktor, der er ude af fokus (0,7 for vores opsætning). R estimeres ved at måle signalerne på et blodkar, for hvilket Ftrue= 0, som beskrevet tidligere23,24.
  3. Fjern langsomme udsving i grundlinjen ved at trække den ottende fraktilværdi fra et vindue på 15 s centreret på hver ramme25.
  4. Definer visuelle reaktioner fra en neuron som den relative ændring af fluorescensamplitude i dens ROI i stimulusperioden:
    Equation 2
    F-toppen er topamplituden af fluorescenssporet under den visuelle stimulering, og F-baselineer den gennemsnitlige amplitude i en periode på 0,5 s før stimulering.

8. Vidvinkelbilleddannelse og dataanalyse (figur 4)

  1. Byg et vidvinkelmakroskop med et tandemobjektiv4 (figur 4A). Tandemobjektivmakroskopet er to kameralinser (50 mm og 105 mm) forbundet via en adapter, og forstørrelsen er ~ 2x.
  2. Forbered delvise cortex-mutante mus som beskrevet i trin 3.2-3.5. Injicer 100 nL AAV, der udtrykker GCaMP6m, i en dybde på 200 μm i midten af hver side af SC.
  3. Efter ~ 3 uger implanteres et dæksel med en diameter på 5 mm over SC. Udfør en oval kraniotomi på 4 mm x 3 mm centreret ved SC og tynd knoglen omkring den. Tryk derefter dækslet direkte på SC og fastgør det med harpikscement.
  4. Excite GCaMP6m med en blå lysdiode (LED) med et excitationsfilter (469 nm ± 35 nm). Hent billeder ved hjælp af et CMOS-kamera (complementary metal oxide semiconductor) efter at have passeret et emissionsfilter (525 nm ± 39 nm) ved 10 Hz. Kameraet dækker et område på 5,36 mm x 2,85 mm ved en rumlig opløsning på 2,63 μm/pixel.
  5. Indvikl hvert erhvervet billede med et normaliseret boksfilter og nedsample det til 1/4 af den oprindelige størrelse. For hver pixel i billedet skal du definere svaret som beskrevet i trin 7.4.
    BEMÆRK: Giv postoperativ pleje som beskrevet i trin 4.2.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Figur 1A,B viser, hvordan man fremstiller henholdsvis sugekoppen og propperne. Figur 2 viser, hvordan du implanterer stikket med succes. Efter implantering af stikket eksponeres den bageste mediale SC som vist i figur 2D. Figur 3 viser calciumresponser af SC-neuroner fra et eksempel på vildtypemus afbildet ved hjælp af to-fotonmikroskopi. Det trekantede prisme, som let fanges under mikroskopet, kan bruges til at lokalisere billeddannelsesstedet (figur 3B). Visuelle reaktioner vises ved enkeltcelleopløsning (figur 3C, Dog video 1). Figur 4 viser calciumresponser af SC-neuroner fra et eksempel på delvis cortex-mutant mus afbildet ved hjælp af vidvinkelmikroskopi. Det erhvervede billede blev først nedsamplet til en fjerdedel af den oprindelige størrelse (figur 4B). Visuelt fremkaldte calciumresponser er vist på begge sider af SC (figur 4C og video 2). Figur 5 viser ekspressionen af GCaMP6m i SC på injektionsstedet og billeddannelsesstedet; Der er færre neuroner på injektionsstedet.

Figure 1
Figur 1: Forberedelse. A) Tre trin til fremstilling af sugekoppen (trin 1.1-1.3); PBS inde i nålen er ikke vist. (B) Tre trin til fremstilling af stikkene (trin 2.1-2.3). C) To typer hovedplader med en diameter på 8 mm til vildtypemus. To typer hovedplader med en diameter på 7 mm til delvis cortex-mutante mus. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 2
Figur 2: Implantation af stikket (trin 5.2-5.5). (A) Knoglen er tynd. Omgivelserne er harpikscement. (B) Knoglen og dura fjernes for at udsætte den ringere colliculus og cerebellum. (C) Stikket sænkes, og det skubbes den tværgående sinus fremad for at udsætte den bageste mediale SC. Den grønne stiplede cirkel markerer dæksedlen. Den blå stiplede trekant markerer stikket. Den røde stiplede cirkel markerer sugekoppen. (D) Stikket er fastgjort med butylcyanoacrylat og harpikscement. Billedet er overeksponeret for at vise den bageste mediale SC tydeligt. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 3
Figur 3: To-foton calcium billeddannelse . (A) Skematisk oversigt over musens hjerneanatomi efter implantering af stikket. Den mørke stiplede linje markerer omridset af SC. Den gule trekant angiver det trekantede prisme. Den grønne farve angiver GCaMP-udtrykket. (B) Et billede af silicium trekantet prisme under mikroskopet før scanning. (C) Et billede af fluorescensen af GCamMP fra SC-neuroner, målt ved to-fotonmikroskopi fra et eksempel på vildtypemus. (D) En standardafvigelsesprojektion af fluorescensen på tværs af billeder (se video 1). Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 4
Figur 4: Vidvinkelbilleddannelse af calcium . (A) Et foto af wide-field billeddannelsesopsætningen. (B) Et eksempel på råbillede og det nedsamplede billede. Den stiplede gule linje markerer omridset af SC. (C) En enkelt ramme og en standardafvigelsesprojektion af calciumresponserne hos SC-neuroner, målt ved vidvinkelmikroskopi fra et eksempel på delvis cortex-mus (se video 2). Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 5
Figur 5: Koronale sektioner af en musehjerne i forskellige afstande fra injektionsstedet. Den nederste række viser den høje forstørrelse af de felter, der er markeret i øverste række. Det gule stiplede rektangel markerer injektionsstedet, som indeholder færre neuroner end regionen til højre. Klik her for at se en større version af denne figur.

Video 1: Rå og bevægelseskorrigerede videoer af calciumresponserne fra SC-neuroner til den visuelle stimulus i video 3 ved to-fotonmikroskopi. Billederne blev taget ved 4,8 Hz og vist ved 20 Hz. Klik her for at downloade denne video.

Video 2: Rå og bevægelseskorrigerede videoer af calciumresponserne fra SC-neuroner til den visuelle stimulus i video 3 ved bredfeltmikroskopi. Billederne blev taget ved 10 Hz og vist ved 20 Hz. Klik her for at downloade denne video.

Video 3: En sort fuldskærmsbjælke (5° bred), der bevæger sig i 12 forskellige retninger (50°/s). Klik her for at downloade denne video.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Kritiske trin i protokollen
Det mest kritiske trin er kraniotomien i trin 5.2 og 5.3. For det første er knoglen 0,5 mm bagved lambdaen tyk og har blodkar indeni, hvilket kan forårsage blødning under boreprocessen. Tilstrækkeligt gelskum bør være forberedt for at stoppe blødningen. For det andet er der en god chance for angiorrhexis, når knoglen fjernes lige over den tværgående sinus. Til fejlfinding er en alternativ tilgang at tynde knoglen inde i ovalen og fjerne den stykke for stykke. Et andet trick er at suge knoglen inden løft for at gøre frigørelsen af dura fra knoglen lettere og forhindre blødning.

Et andet kritisk trin er stikimplantationen i trin 5.4, hvor hele processen skal vare 1-2 minutter. Til fejlfinding kan man først flytte stikket med mikromanipulatoren til en passende position i ACSF og indstille stikkets endelige position. Tilsæt derefter siliciumklæbemidlet, og flyt stikket med en passende hastighed til den endelige position.

Betydning
Denne protokol har to fordele. For det første giver den detaljer til billeddannelse af den bageste mediale SC ved enkeltcelleopløsning med en intakt cortex i vildtypemus, mens den overliggende cortex i tidligere rapporter blev opsuget til at udsætte den forreste laterale SC. For det andet beskriver det, hvordan man afbilder hele SC af partielle cortex-mutante mus ved hjælp af wide-field calciumbilleddannelsesteknikken. Disse to tilgange kan anvendes til at afbilde andre hjerneområder i at opføre sig dyr på forskellige skalaer.

To alternative metoder er blevet rapporteret til at afbilde den bageste mediale SC uden at aspirere den overliggende cortex15,16. Schröder et al. havde en cirkulær 4 mm kraniotomi og påførte et rør i rustfrit stål med en skive og et glasdæksel i hver ende for at eksponere SC16. Den større kraniotomi og mere stive materiale, sammenlignet med hvad vi brugte, er mere tilbøjelige til at forårsage blødning under implantationen. Derudover, fordi rustfrit stål ikke er biokompatibelt, er det mere sandsynligt, at det forårsager infektion for kronisk billeddannelse. På samme måde var glasdækslet, der blev brugt i Savier et al., også mere stift og ikke biokompatibelt og forårsagede sandsynligvis blødning og infektioner15. En anden forskel fra disse to metoder er, at vores virale injektionssted er uden for billeddannelsesvinduet, og dermed påvirkes billedkvaliteten mindre af den potentielle skade på injektionsstedet (figur 5).

Protokollens begrænsninger
Denne protokol indeholder detaljer om billeddannelse af calciumresponser i det overfladiske lag af SC. Billeddannelse af dybere lag, for eksempel ved hjælp af et prisme26, er ikke dækket. To-foton calciumbilleddannelsesmetoden anvendes til registrering af den neurale aktivitet i den posteriore-mediale SC og dækker ikke den anterior-laterale SC 7,13. Hele SC calciumbilleddannelse med vidvinkelmikroskopi blev anvendt på mutante partielle cortexmus. For at afbilde hele SC af mus af bred type skal man aspirere den overliggende cortex. En alternativ måde at afbilde hele SC uden viral injektion er den iboende billeddannelsesteknik; Det har dog et lavere signal-støj-forhold 6,8.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har intet at afsløre.

Acknowledgments

Dette arbejde er støttet af National Natural Science Foundation of China (32271060). Y.-t.L. designede forskningen, udførte eksperimentet, analyserede dataene og skrev manuskriptet. Z.L. og R.W. udførte eksperimentet.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
16x objective Nikon
50-mm lens Computar M5018-MP2
5-mm coverslip Warner instruments CS-5R
bandpass filter Chroma Technology HQ575/250 m-2p
butyl cyanoacrylate Vetbond, World Precision Instruments
camera for monitoring pupil FLIR BFS-U3-04S2M-CS
camera for widefield imaging Basler acA2000-165µm
corona treater Electro-Technic Products BD-20AC
dichroic Chroma Technology T600/200dcrb 
galvanometers Cambridge Technology
glass bead sterilizer RWD RS1502
microdrill RWD 78001
micromanipulator Sutter Instruments QUAD
photomultiplier tube Hamamatsu R3896
rotory encoder USdigital MA3-A10-125-N
self-curing dental adhesive resin cement  SuperBond C&B, Sun Medical Co, Ltd. Moriyama, Japan
thermostatic heating pad  RWD 69020
Ti:Sapphire laser Spectra-Physics Mai Tai HP DeepSee
translucent silicone adhesive  Kwik-Sil, World Precision Instruments
treadmill Xinglin Biology
Virus Strains
rAAV2/9-hsyn-Gcamp6m Vector Core at Chinese Institute for Brain Research, Beijing
Animals
C57BL/6J wild type Laboratory Animal Resource Center at Chinese Institute for Brain Research, Beijing
Emx1-Cre The Jackson Laboratory  5628
Pals1flox/wt Christopher A. Walsh Lab
Software
ImageJ NIH Image
Labview National Instruments
MATLAB Mathworks

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. May, P. J. The mammalian superior colliculus: laminar structure and connections. Progress in Brain Research. 151, 321-378 (2006).
  2. Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248 (4951), 73-76 (1990).
  3. Ohki, K., Chung, S., Ch'ng, Y. H., Kara, P., Reid, R. C. Functional imaging with cellular resolution reveals precise micro-architecture in visual cortex. Nature. 433 (7026), 597-603 (2005).
  4. Ratzlaff, E. H., Grinvald, A. A tandem-lens epifluorescence macroscope: Hundred-fold brightness advantage for wide-field imaging. Journal of Neuroscience Methods. 36 (2-3), 127-137 (1991).
  5. de Vries, S. E. J., et al. A large-scale standardized physiological survey reveals functional organization of the mouse visual cortex. Nature Neuroscience. 23 (1), 138-151 (2020).
  6. Mrsic-Flogel, T. D., et al. Altered map of visual space in the superior colliculus of mice lacking early retinal waves. The Journal of Neuroscience. 25 (29), 6921-6928 (2005).
  7. Cang, J., Wang, L., Stryker, M. P., Feldheim, D. A. Roles of ephrin-as and structured activity in the development of functional maps in the superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 28 (43), 11015-11023 (2008).
  8. Feinberg, E. H., Meister, M. Orientation columns in the mouse superior colliculus. Nature. 519 (7542), 229-232 (2015).
  9. Ahmadlou, M., Heimel, J. A. Preference for concentric orientations in the mouse superior colliculus. Nature Communications. 6, 6773 (2015).
  10. de Malmazet, D., Kühn, N. K., Farrow, K. Retinotopic separation of nasal and temporal motion selectivity in the mouse superior colliculus. Current Biology. 28 (18), 2961-2969 (2018).
  11. Li, Y. T., Turan, Z., Meister, M. Functional architecture of motion direction in the mouse superior colliculus. Current Biology. 30 (17), 3304-3315 (2020).
  12. Gribizis, A., et al. Visual cortex gains independence from peripheral drive before eye opening. Neuron. 104 (4), 711-723 (2019).
  13. Inayat, S., et al. Neurons in the most superficial lamina of the mouse superior colliculus are highly selective for stimulus direction. The Journal of Neuroscience. 35 (20), 7992-8003 (2015).
  14. Barchini, J., Shi, X., Chen, H., Cang, J. Bidirectional encoding of motion contrast in the mouse superior colliculus. eLife. 7, 35261 (2018).
  15. Savier, E. L., Chen, H., Cang, J. Effects of locomotion on visual responses in the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 39 (47), 9360-9368 (2019).
  16. Schröder, S., et al. Arousal modulates retinal output. Neuron. 107 (3), 487-495 (2020).
  17. Ge, X., et al. Retinal waves prime visual motion detection by simulating future optic flow. Science. 373 (6553), (2021).
  18. Chen, H., Savier, E. L., DePiero, V. J., Cang, J. Lack of evidence for stereotypical direction columns in the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 41 (3), 461-473 (2021).
  19. Kasai, M., Isa, T. Effects of light isoflurane anesthesia on organization of direction and orientation selectivity in the superficial layer of the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 42 (4), 619-630 (2022).
  20. Kim, S., et al. The apical complex couples cell fate and cell survival to cerebral cortical development. Neuron. 66 (1), 69-84 (2010).
  21. Kaifosh, P., Zaremba, J. D., Danielson, N. B., Losonczy, A. S. I. M. A. Python software for analysis of dynamic fluorescence imaging data. Frontiers in Neuroinformatics. 8, 80 (2014).
  22. Pnevmatikakis, E. A., Giovannucci, A. NoRMCorre: An online algorithm for piecewise rigid motion correction of calcium imaging data. Journal of Neuroscience Methods. 291, 83-94 (2017).
  23. Kerlin, A. M., Andermann, M. L., Berezovskii, V. K., Reid, R. C. Broadly tuned response properties of diverse inhibitory neuron subtypes in mouse visual cortex. Neuron. 67 (5), 858-871 (2010).
  24. Göbel, W., Helmchen, F. In vivo calcium imaging of neural network function. Physiology. 22 (6), 358-365 (2007).
  25. Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice. Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).
  26. Evans, D. A., et al. A synaptic threshold mechanism for computing escape decisions. Nature. 558 (7711), 590-594 (2018).

Tags

Neurovidenskab udgave 194
Calciumbilleddannelse i mus overlegen colliculus
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Li, Z., Wu, R., Li, Y. t. Calcium… More

Li, Z., Wu, R., Li, Y. t. Calcium Imaging in Mouse Superior Colliculus. J. Vis. Exp. (194), e65181, doi:10.3791/65181 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter