Summary
Detta protokoll beskriver proceduren för avbildning av kalciumsvar i den överlägsna colliculus (SC) hos vakna möss, inklusive avbildning av enneuronaktivitet med tvåfotonmikroskopi samtidigt som cortex lämnas intakt i vildtypsmöss, och avbildning av hela SC med vidfältsmikroskopi i partiella cortexmutanta möss.
Abstract
Superior colliculus (SC), en evolutionärt bevarad mitthjärnstruktur hos alla ryggradsdjur, är det mest sofistikerade syncentret före uppkomsten av hjärnbarken. Den tar emot direkta indata från ~30 typer av retinala ganglieceller (RGC), där var och en kodar för en specifik visuell funktion. Det är fortfarande svårt att avgöra om SC helt enkelt ärver näthinnefunktioner eller om ytterligare och potentiellt ny bearbetning sker i SC. För att avslöja den neurala kodningen av visuell information i SC tillhandahåller vi här ett detaljerat protokoll för att optiskt registrera visuella svar med två kompletterande metoder i vakna möss. Den ena metoden använder tvåfotonmikroskopi för att avbilda kalciumaktivitet med encellsupplösning utan att ablera den överliggande cortex, medan den andra använder vidvinkelmikroskopi för att avbilda hela SC hos en muterad mus vars cortex i stort sett är outvecklad. Detta protokoll beskriver dessa två metoder, inklusive djurförberedelser, virusinjektion, implantation av huvudplattan, pluggimplantation, datainsamling och dataanalys. De representativa resultaten visar att tvåfotonkalciumavbildningen avslöjar visuellt framkallade neuronala svar vid encellsupplösning, och den vidfältskalciumavbildningen avslöjar neural aktivitet över hela SC. Genom att kombinera dessa två metoder kan man avslöja den neurala kodningen i SC på olika skalor, och en sådan kombination kan också tillämpas på andra hjärnregioner.
Introduction
Superior colliculus (SC) är ett viktigt syncentrum hos alla ryggradsdjur. Hos däggdjur får den direkta intryck från näthinnan och synbarken1. Medan optisk inspelning har tillämpats i stor utsträckning på cortex 2,3,4,5, hindras dess tillämpning i SC av dålig optisk åtkomst 6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17 ,18,19. Målet med detta protokoll är att ge detaljer om två kompletterande metoder för optisk registrering av den neurala aktiviteten i SC.
SC är belägen under cortex och tvärgående sinus, vilket begränsar optisk åtkomst till kollikulära neuroner. Ett tillvägagångssätt för att övervinna denna begränsning är att aspirera den överliggande cortex och exponera den främre-laterala SC 7,9,10,13,14,19. Men eftersom SC tar emot kortikala ingångar kan en sådan operation påverka hur SC-neuronerna svarar på visuella stimuli. För att övervinna denna begränsning beskriver vi här ett alternativt protokoll för att avbilda det ytliga lagret av den posterior-mediala SC med en kiselplugg, samtidigt som cortex lämnas intakt 8,11. Specifikt, för att uppnå encellsupplösning, tillämpade vi tvåfotonmikroskopi för att avbilda kalciumsvar i den posteriora-mediala SC hos vildtypsmöss. Dessutom, för att uppnå bred täckning, tillämpade vi vidvinkelmikroskopi för att avbilda hela SC av en muterad mus vars bakre cortex inte har utvecklat20.
De två metoder som beskrivs i detta protokoll kompletterar varandra. Kalciumavbildningen med två fotoner utan att ablera cortex är lämplig för att registrera neural aktivitet med encellsupplösning med intakta kortikala ingångar. Kalciumavbildningen med brett fält är lämplig för att registrera neural aktivitet i hela SC samtidigt som den rumsliga upplösningen offras.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla experimentella procedurer utfördes i enlighet med djurskyddsriktlinjerna och godkändes av IACUC vid Chinese Institute for Brain Research, Peking.
OBS: Tidslinjen för detta protokoll är som följer: 1) gör sugkoppen; 2) injicera viruset; 3) implantera huvudplattan; 4) efter 3 veckor, implantera pluggen; 5) Efter en ~3 dagars återhämtning och tillvänjning på löpbandet, utför två-foton/vidvinkelavbildning.
1. Beredning av en sugkopp (Figur 1A)
- Lägg en droppe fosfatbuffrad koksaltlösning (PBS, 1x) i en akrylskål och rör vid den med en 21 G platt nål för att fylla spetsen med kapilläritet.
- Täck nålspetsen med ett genomskinligt silikonlim och ställ in i ca ~10 min.
- Klipp silikonlimmet med en sax till en skiva med en diameter på ~2 mm.
2. Förberedelse av pluggar (Figur 1B)
- Förbered en 0,75 mm tjock mellanläggsplatta av plast och skär ut en fyrkant på 1 cm x 1 cm i mitten. Förbered två akrylblock. Rengör mellanläggsmaterialet och akrylblocken med alkohol och torka av dem med linspapper.
- Sätt mellanläggsmaterialet på ett akrylblock, sätt in silikonlimmet i mitten för att fylla ~90% av öppningen (undvik bubblor), lägg till ytterligare ett akrylblock och ~1 kg kraft och vänta 20 min.
- Skär silikonlimmet med en skalpell under ett kirurgiskt mikroskop till 1 mm höga och 1,5 mm breda triangulära prismor ovanför ett papper med trianglar tryckta på det.
- Ta bort eventuellt damm från de triangulära prismorna med plasttejp och lägg det på ett glasglas med 5 mm diameter och 0,15 mm tjocklek.
- Lägg täckglaset med de triangulära prismorna under en koronabehandlare, slå på koronabehandlaren och för den närmare täckglaset tills det blir ljusare. Håll den i den positionen i några minuter tills de sitter fast i varandra.
OBS: Detta steg kan vara annorlunda för andra koronabehandlare. - Lägg pluggarna i en petriskål och lägg den i en inkubator vid 70 °C över natten.
3. Beredning av djur och injektion av viruskonstrukt
- Använd C57BL/6J (vildtyp) och Emx1-Cre:Pals1flox/wt (partial-cortex)20 möss av båda könen vid 6 veckors ålder (9 veckor vid tidpunkten för avbildning).
- Sterilisera alla material och instrument som används för det kirurgiska ingreppet.
- Bedöva musen med 5% isofluran och håll sedan isofluranet på 1%-2% med en flödeshastighet på 1 l/min under operationen. Bekräfta nivån av anestesi genom avsaknaden av tåklämreflex.
- Fäst musen på en stereotaktisk ram med öronspärrar. Under hela operationen ska du smörja musögonen med oftalmisk salva för att förhindra uttorkning och hålla kroppstemperaturen på 37 °C med en termostatisk värmedyna.
- Raka pälsen och sterilisera hudytan med jodofor och 75% etanol. Injicera lidokain (5 mg/kg, subkutan injektion [SQ]), tilidin (2 mg/kg, SQ) och meloxikam (2 mg/kg, SQ).
OBS: Det kirurgiska ingreppet för sterilisering, smärtlindring och lokalbedövning kan skilja sig åt mellan olika institutioner. - Ta bort huden över SC med en kirurgisk sax för att exponera skallen. Rengör skallen med en bomullspinne.
- Justera den stereotaktiska ramen tills skallens yta är plan. Borra ett hål 0,5 mm i sidled och 0,42 mm framför lambdan tills duran är exponerad.
- Injicera adenoassocierat virus (AAV) som uttrycker GCaMP6m (rAAV2/9-hsyn-GCaMP6m; 1 x10 13 GC/ml upplöst i 1x PBS) på 1 mm djup och 1,6 mm från lambda med en avfasad glasmikropipett (spetsen är avfasad till 25° med en diameter på 40-50 μm).
- Injicera 100 nL med en hastighet av 50 nL/min vid varje djup och vänta 5 min efter varje injektion. Efter injektionen drar du långsamt ut injektorn.
4. Implantation av huvudplattan
- Rengör muskler och vävnader över skallen och skrapa skallen med ett blad. Om blödning uppstår, stoppa den med gelskum och rengör blodet. Fäst huvudplattan (Figur 1C) på skallen med ett självhärdande tandlim hartscement. Blanda specifikt en 3/4 sked polymer, tre droppar monomer och en droppe katalysator i en keramisk skål på is. Applicera blandningen på huvudplattan och skallen. Fäst ihop dem och vänta 5 minuter tills limmet har stelnat.
- Injicera antibiotika (ceftiofurnatrium, 5 mg/kg, SQ) för att förhindra infektioner. Ta bort musen från den stereotaktiska ramen och placera den på en värmedyna för återhämtning. Sätt tillbaka den i hemburen efter att ha återhämtat sig från narkosen. För smärtlindring, ge ibuprofenhaltigt dricksvatten (0,5 ml/50 ml) till musen i 3 dagar efter operationen.
5. Implantation av pluggen (figur 2)
- Implantera pluggen 3 veckor efter virusinjektionen. Bedöva och fixera musen på en stereotaktisk ram, som beskrivs i steg 3.2-3.5. Förbered gelskum indränkt i saltlösning för att stoppa eventuell blödning.
- Borra en 3 mm x 2 mm oval med en mikroborr centrerad 0.5 mm bakom lambdan. Tunna ut ovalens kant tills den spricker. Tunna ut skallen framför det ovala inspelningsfönstret för att få täcket att ligga nära SC.
- Ta bort benflikarna med en fin pincett. Gör ett snitt på dura posterior till tvärgående sinus och ta bort biten av dura. Om det behövs, tillsätt konstgjord cerebrospinalvätska (ACSF) till hjärnan med en 3 ml spruta för att förhindra uttorkning. Torka skallen och inspelningsfönstret med gelskum och bomullspinnar.
- Sätt in en droppe silikonlim i inspelningsfönstret. Använd sugkoppen för att hålla fast kontakten med undertryck. Använd en motoriserad mikromanipulator för att flytta sugkoppen och sänk pluggen i silikonlimmet tills täckglaset vidrör skallen. Flytta sedan pluggen framåt ~1 mm för att trycka bort den tvärgående sinus och exponera SC. Detta steg bör göras på 1-2 minuter innan silikonlimmet blir klibbigt.
- Rengör huvudplattan och applicera butylcyanoakrylat och hartscement runt pluggens gräns för att fästa den på huvudplattan.
OBS: Ge postoperativ vård, enligt beskrivningen i steg 4.2.
6. Avbildning av två fotoner (figur 3)
- Fäst djuret på ett roterande löpband med huvudplattan. Placera löpbandet under ett tvåfotonmikroskop och justera höjden till ett lämpligt läge. Sätt en svart aluminiumkon mellan objektivet och huvudplattan för att förhindra ljuskontaminering från monitorn för visuell stimulering. Vänj musen vid ~15 min.
- Utför tvåfotonavbildning på mikroskopet med 16x förstoring, 0.8 numerisk bländare (NA) och 3 mm arbetsavstånd (WD) objektiv. Använd en Ti:safirlaser med lägeslåsningsteknik som styrs av två galvo-skannrar för att excitera GCaMP6m vid 920 nm. Justera lasereffekten vid sample planet mellan 20-80 mW.
- Skanna ett synfält på 600 μm x 600 μm vid 4,8 Hz med en rumslig upplösning på 2,4 μ m/pixel och bildneural aktivitet över djupet upp till 350 μ m.
OBS: Samplingshastigheten och den rumsliga upplösningen är för galvoskannrar och bör justeras för resonansskannrar. - Samla in emitterad fluorescens med en dikroisk spegel och detektera den med hjälp av ett fotomultiplikatorrör (PMT) efter att ha passerat den genom ett bandpassfilter.
- Spela in musens rörelse på löpbandet med en roterande kodare. Använd en kamera med ett 50 mm objektiv för att registrera pupillens storlek och position. Synkronisera dessa inspelningar och bildtagningar till visuell stimulering genom att spela in triggers som skickas av stimuleringsdatorn.
7. Analys av kalciumrespons mätt med tvåfotonavbildning
- Korrigera hjärnans rörelse under avbildning med SIMA21 eller NoRMCorre22.
- Rita ett intresseområde (ROI) manuellt med hjälp av verktyget Cell Magic Wand (ImageJ) och passa in det med en ellips i MATLAB. Extrahera fluorescensspår av varje ROI efter avlägsnande av neuropilkontaminering:
F true och Frawär de korrigerade respektive råa fluorescensamplituderna för ROI, Fneuropilär fluorescensamplituden för den omgivande neuropilen och r är den ofokuserade neuropilkontamineringsfaktorn (0,7 för vår inställning). R uppskattas genom att mäta signalerna på ett blodkärl för vilket Ftrue= 0, som beskrivits tidigare23,24. - Ta bort långsamma baslinjefluktuationer genom att subtrahera det åttonde percentilvärdet från ett 15 s-fönster centrerat på varje bildruta25.
- Definiera visuella svar hos en neuron som den relativa förändringen av fluorescensamplituden i dess ROI under stimulusperioden:
F-toppen är den maximala amplituden för fluorescensspåret under den visuella stimuleringen, och F-baslinjen är den genomsnittliga amplituden under en 0,5 s-periodföre stimulering.
8. Vidvinkelbilder och dataanalys (figur 4)
- Bygg ett vidvinkelmakroskop med en tandemlins4 (Figur 4A). Tandemlinsmakroskopet är två kameralinser (50 mm och 105 mm) anslutna via en adapter, och förstoringen är ~2x.
- Förbered partiella cortex-muterade möss enligt beskrivningen i steg 3.2-3.5. Injicera 100 nL AAV-uttryckande GCaMP6m på ett djup av 200 μm i mitten av varje sida av SC.
- Efter ~3 veckor, implantera ett täckglas med en diameter på 5 mm över SC. Utför en oval kraniotomi på 4 mm x 3 mm centrerad vid SC och tunna ut benet runt det. Tryck sedan täckglaset direkt på SC och fixera det med hartscement.
- Excite GCaMP6m med en blå lysdiod (LED) med ett excitationsfilter (469 nm ± 35 nm). Ta bilder med en CMOS-kamera (Complementary Metal Oxide Semiconductor) efter att ha passerat ett emissionsfilter (525 nm ± 39 nm) vid 10 Hz. Kameran täcker ett område på 5,36 mm x 2,85 mm med en rumslig upplösning på 2,63 μm/pixel.
- Blanda varje inhämtad bild med ett normaliserat rutfilter och nedsampla den till 1/4 av den ursprungliga storleken. Definiera svaret för varje pixel i bilden enligt beskrivningen i steg 7.4.
OBS: Ge postoperativ vård, enligt beskrivningen i steg 4.2.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figurerna 1A,B visar hur man tillverkar sugkoppen respektive pluggarna. Figur 2 visar hur man implanterar pluggen framgångsrikt. Efter implantation av pluggen exponeras den posteriora mediala SC, som visas i figur 2D. Figur 3 visar kalciumrespons från SC-neuroner från ett exempel på vildtypsmus avbildad med tvåfotonmikroskopi. Det triangulära prismat, som lätt fångas under mikroskopet, kan användas för att lokalisera avbildningsplatsen (figur 3B). Visuella svar visas med encellsupplösning (figur 3C, Doch video 1). Figur 4 visar kalciumrespons från SC-neuroner från ett exempel på partiell cortex-mutant mus avbildad med hjälp av vidfältsmikroskopi. Den insamlade bilden nedsamplades först till en fjärdedel av den ursprungliga storleken (figur 4B). Visuellt framkallade kalciumsvar visas på båda sidor av SC (Figur 4C och Video 2). Figur 5 visar uttrycket av GCaMP6m i SC vid injektionsstället och avbildningsstället; Det finns färre nervceller vid injektionsstället.
Figur 1: Förberedelse. (A) Tre steg för att tillverka sugkoppen (steg 1.1-1.3); PBS inuti nålen visas inte. (B) Tre steg för att göra pluggarna (steg 2.1-2.3). C) Två typer av huvudplattor med en diameter på 8 mm för vildtypsmöss. Två typer av huvudplattor med en diameter på 7 mm för delvis cortex-muterade möss. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Implantation av pluggen (steg 5.2-5.5). (A) Benet är tunnare. Omgivningen är hartscement. (B) Benet och dura avlägsnas för att exponera inferior colliculus och lillhjärnan. (C) Pluggen sänks och den tryckte den tvärgående sinus framåt för att exponera den posteriora-mediala SC. Den gröna streckade cirkeln markerar täckglaset. Den blå streckade triangeln markerar kontakten. Den röda streckade cirkeln markerar sugkoppen. (D) Pluggen är fixerad med butylcyanoakrylat och hartscement. Bilden är överexponerad för att tydligt visa den posteriora-mediala SC. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Kalciumavbildning med två fotoner . (A) Schematisk bild av mushjärnans anatomi efter implantation av pluggen. Den mörka streckade linjen markerar konturerna av SC. Den gula triangeln indikerar det triangulära prismat. Den gröna färgen indikerar GCaMP-uttrycket. (B) En bild av det triangulära kiselprismat under mikroskopet före skanning. (C) En bild av fluorescensen av GCamMP från SC-neuroner, mätt med tvåfotonmikroskopi från ett exempel på vildtypsmus. (D) En projicering av fluorescensen med standardavvikelse över bilder (se video 1). Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Kalciumavbildning med vidvinkel . (A) Ett foto av vidvinkelbildsinställningen. (B) Ett exempel på en rå bild och den nedsamplade bilden. Den streckade gula linjen markerar konturerna av SC. (C) En enda bildruta och en projektion med standardavvikelse av kalciumresponsen hos SC-neuroner, mätt med vidvinkelmikroskopi från ett exempel på en mus i partialbarken (se video 2). Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Koronasnitt av en mushjärna på olika avstånd från injektionsstället. Den nedersta raden visar den höga förstoringen av rutorna som är markerade på den översta raden. Den gula streckade rektangeln markerar injektionsstället, som innehåller färre neuroner än regionen till höger. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Video 1: Råa och rörelsekorrigerade videor av kalciumresponsen hos SC-neuroner på den visuella stimulansen i video 3 med tvåfotonmikroskopi. Bilderna togs vid 4,8 Hz och visades vid 20 Hz. Klicka här för att ladda ner den här videon.
Video 2: Råa och rörelsekorrigerade videor av kalciumresponsen hos SC-neuroner på den visuella stimulansen i Video 3 med vidvinkelmikroskopi. Bilderna togs vid 10 Hz och visades vid 20 Hz. Klicka här för att ladda ner videon.
Video 3: En svart helskärmsstapel (5° bred) som driver i 12 olika riktningar (50°/s). Klicka här för att ladda ner den här videon.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Kritiska steg i protokollet
Det mest kritiska steget är kraniotomin i steg 5.2 och 5.3. För det första är benet 0,5 mm bakom lambdan tjockt och har blodkärl inuti, vilket kan orsaka blödning under borrningsprocessen. Tillräckligt med gelskum bör förberedas för att stoppa blödningen. För det andra finns det en god risk för angiorrhexis när man tar bort benet strax ovanför den tvärgående sinusen. För felsökning är ett alternativt tillvägagångssätt att tunna ut benet inuti ovalen och ta bort det bit för bit. Ett annat knep är att blötlägga benet innan du lyfter för att göra det lättare att lossna dura från benet och förhindra blödning.
Ett annat kritiskt steg är pluggimplantationen i steg 5.4, för vilken hela processen bör pågå i 1-2 minuter. För felsökning kan man först flytta kontakten med mikromanipulatorn till en lämplig position i ACSF och ställa in kontaktens slutliga läge. Tillsätt sedan silikonlimmet och flytta pluggen med lämplig hastighet till det slutliga läget.
Betydelse
Detta protokoll har två fördelar. För det första ger den detaljer för avbildning av den posterior-mediala SC med encellsupplösning med en intakt cortex i vildtypsmöss, medan i tidigare rapporter aspirerades den överliggande cortex för att exponera den främre-laterala SC. För det andra beskriver den hur man avbildar hela SC hos partiella cortex-muterade möss med hjälp av bredfältskalciumavbildningstekniken. Dessa två tillvägagångssätt kan användas för att avbilda andra hjärnregioner hos djur som beter sig på olika skalor.
Två alternativa metoder har rapporterats för att avbilda den posterior-mediala SC utan att aspirera den överliggande cortex15,16. Schröder et al. hade en cirkulär 4 mm kraniotomi och applicerade ett rör av rostfritt stål med en bricka och ett täckglas i varje ände för att exponera SC16. Den större kraniotomin och det styvare materialet, jämfört med vad vi använde, är mer benägna att orsaka blödning under implantationen. Dessutom, eftersom rostfritt stål inte är biokompatibelt, är det mer sannolikt att det orsakar infektion för kronisk avbildning. På samma sätt var glastäcket som användes i Savier et al. också styvare och inte biokompatibelt, och orsakade mer sannolikt blödningar och infektioner15. En annan skillnad från dessa två metoder är att vårt virala injektionsställe ligger utanför avbildningsfönstret, och därmed påverkas bildkvaliteten mindre av den potentiella skadan vid injektionsstället (Figur 5).
Begränsningar i protokollet
Detta protokoll ger detaljer för avbildning av kalciumresponser i det ytliga lagret av SC. Avbildning av djupare lager, till exempel med hjälp av ett prisma26, omfattas inte. Metoden med kalciumavbildning med två fotoner används för att registrera den neurala aktiviteten i den posteriora-mediala SC och täcker inte den främre-laterala SC 7,13. Fullständig SC-kalciumavbildning med vidfältsmikroskopi tillämpades på muterade partiella cortex-möss. För att avbilda hela SC hos möss av bred typ måste man aspirera den överliggande cortex. Ett alternativt sätt att avbilda hela SC, utan viral injektion, är den inneboende avbildningstekniken; Den har dock ett lägre signal-brusförhållande 6,8.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöds av National Natural Science Foundation of China (32271060). Y.-t.L. utformade forskningen, utförde experimentet, analyserade data och skrev manuskriptet. Z.L. och R.W. utförde experimentet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 16x objective | Nikon | ||
| 50-mm lens | Computar | M5018-MP2 | |
| 5-mm coverslip | Warner instruments | CS-5R | |
| bandpass filter | Chroma Technology | HQ575/250 m-2p | |
| butyl cyanoacrylate | Vetbond, World Precision Instruments | ||
| camera for monitoring pupil | FLIR | BFS-U3-04S2M-CS | |
| camera for widefield imaging | Basler | acA2000-165µm | |
| corona treater | Electro-Technic Products | BD-20AC | |
| dichroic | Chroma Technology | T600/200dcrb | |
| galvanometers | Cambridge Technology | ||
| glass bead sterilizer | RWD | RS1502 | |
| microdrill | RWD | 78001 | |
| micromanipulator | Sutter Instruments | QUAD | |
| photomultiplier tube | Hamamatsu | R3896 | |
| rotory encoder | USdigital | MA3-A10-125-N | |
| self-curing dental adhesive resin cement | SuperBond C&B, Sun Medical Co, Ltd. Moriyama, Japan | ||
| thermostatic heating pad | RWD | 69020 | |
| Ti:Sapphire laser | Spectra-Physics | Mai Tai HP DeepSee | |
| translucent silicone adhesive | Kwik-Sil, World Precision Instruments | ||
| treadmill | Xinglin Biology | ||
| Virus Strains | |||
| rAAV2/9-hsyn-Gcamp6m | Vector Core at Chinese Institute for Brain Research, Beijing | ||
| Animals | |||
| C57BL/6J wild type | Laboratory Animal Resource Center at Chinese Institute for Brain Research, Beijing | ||
| Emx1-Cre | The Jackson Laboratory | 5628 | |
| Pals1flox/wt | Christopher A. Walsh Lab | ||
| Software | |||
| ImageJ | NIH Image | ||
| Labview | National Instruments | ||
| MATLAB | Mathworks |
References
- May, P. J. The mammalian superior colliculus: laminar structure and connections. Progress in Brain Research. 151, 321-378 (2006).
- Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248 (4951), 73-76 (1990).
- Ohki, K., Chung, S., Ch'ng, Y. H., Kara, P., Reid, R. C. Functional imaging with cellular resolution reveals precise micro-architecture in visual cortex. Nature. 433 (7026), 597-603 (2005).
- Ratzlaff, E. H., Grinvald, A. A tandem-lens epifluorescence macroscope: Hundred-fold brightness advantage for wide-field imaging. Journal of Neuroscience Methods. 36 (2-3), 127-137 (1991).
- de Vries, S. E. J., et al. A large-scale standardized physiological survey reveals functional organization of the mouse visual cortex. Nature Neuroscience. 23 (1), 138-151 (2020).
- Mrsic-Flogel, T. D., et al. Altered map of visual space in the superior colliculus of mice lacking early retinal waves. The Journal of Neuroscience. 25 (29), 6921-6928 (2005).
- Cang, J., Wang, L., Stryker, M. P., Feldheim, D. A. Roles of ephrin-as and structured activity in the development of functional maps in the superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 28 (43), 11015-11023 (2008).
- Feinberg, E. H., Meister, M. Orientation columns in the mouse superior colliculus. Nature. 519 (7542), 229-232 (2015).
- Ahmadlou, M., Heimel, J. A. Preference for concentric orientations in the mouse superior colliculus. Nature Communications. 6, 6773 (2015).
- de Malmazet, D., Kühn, N. K., Farrow, K. Retinotopic separation of nasal and temporal motion selectivity in the mouse superior colliculus. Current Biology. 28 (18), 2961-2969 (2018).
- Li, Y. T., Turan, Z., Meister, M. Functional architecture of motion direction in the mouse superior colliculus. Current Biology. 30 (17), 3304-3315 (2020).
- Gribizis, A., et al. Visual cortex gains independence from peripheral drive before eye opening. Neuron. 104 (4), 711-723 (2019).
- Inayat, S., et al. Neurons in the most superficial lamina of the mouse superior colliculus are highly selective for stimulus direction. The Journal of Neuroscience. 35 (20), 7992-8003 (2015).
- Barchini, J., Shi, X., Chen, H., Cang, J. Bidirectional encoding of motion contrast in the mouse superior colliculus. eLife. 7, 35261 (2018).
- Savier, E. L., Chen, H., Cang, J. Effects of locomotion on visual responses in the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 39 (47), 9360-9368 (2019).
- Schröder, S., et al.
- Ge, X., et al. Retinal waves prime visual motion detection by simulating future optic flow. Science. 373 (6553), (2021).
- Chen, H., Savier, E. L., DePiero, V. J., Cang, J. Lack of evidence for stereotypical direction columns in the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 41 (3), 461-473 (2021).
- Kasai, M., Isa, T. Effects of light isoflurane anesthesia on organization of direction and orientation selectivity in the superficial layer of the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 42 (4), 619-630 (2022).
- Kim, S., et al. The apical complex couples cell fate and cell survival to cerebral cortical development. Neuron. 66 (1), 69-84 (2010).
- Kaifosh, P., Zaremba, J. D., Danielson, N. B., Losonczy, A. S. I. M. A. Python software for analysis of dynamic fluorescence imaging data. Frontiers in Neuroinformatics. 8, 80 (2014).
- Pnevmatikakis, E. A., Giovannucci, A. NoRMCorre: An online algorithm for piecewise rigid motion correction of calcium imaging data. Journal of Neuroscience Methods. 291, 83-94 (2017).
- Kerlin, A. M., Andermann, M. L., Berezovskii, V. K., Reid, R. C. Broadly tuned response properties of diverse inhibitory neuron subtypes in mouse visual cortex. Neuron. 67 (5), 858-871 (2010).
- Göbel, W., Helmchen, F. In vivo calcium imaging of neural network function. Physiology. 22 (6), 358-365 (2007).
- Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice. Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).
- Evans, D. A., et al. A synaptic threshold mechanism for computing escape decisions. Nature. 558 (7711), 590-594 (2018).
