Summary
Le développement de poudres sèches pharmaceutiques nécessite des tests in vivo fiables, souvent à l’aide d’un modèle murin. La technologie de l’appareil permettant d’administrer de manière précise et reproductible des aérosols en poudre sèche aux souris est limitée. Cette étude présente des doseurs jetables pour l’administration de médicaments pulmonaires à des doses pertinentes pour la souris, ce qui facilite la recherche initiale de preuve de concept.
Abstract
Les inhalateurs de poudre sèche offrent de nombreux avantages pour l’administration de médicaments dans les poumons, notamment des formulations stables de médicaments à l’état solide, la portabilité des dispositifs, le dosage et le dosage des bolus et un mécanisme de dispersion sans propulseur. Pour développer des produits pharmaceutiques en aérosol en poudre sèche, des tests in vivo robustes sont essentiels. En règle générale, les études initiales impliquent l’utilisation d’un modèle murin pour une évaluation préliminaire avant de mener des études formelles sur des espèces animales plus grandes. Cependant, une limite importante de cette approche est l’absence d’une technologie de dispositif appropriée pour fournir avec précision et reproductibilité des poudres sèches aux petits animaux, ce qui entrave l’utilité de ces modèles. Pour relever ces défis, des doseurs de seringues jetables ont été développés spécifiquement pour l’administration intrapulmonaire de poudres sèches à des doses appropriées pour les souris. Ces doseurs chargent et délivrent une quantité prédéterminée de poudre obtenue à partir d’un lit de poudre de densité apparente uniforme. Ce contrôle discret est obtenu en insérant une aiguille émoussée à une profondeur fixe (bourrage) dans le lit de poudre, en enlevant une quantité fixe à chaque fois. Notamment, ce schéma de dosage s’est avéré efficace pour une gamme de poudres séchées par pulvérisation. Dans des expériences portant sur quatre modèles différents de poudres séchées par atomisation, les doseurs ont démontré leur capacité à atteindre des doses comprises entre 30 et 1100 μg. La dose obtenue a été influencée par des facteurs tels que le nombre de tassements, la taille de l’aiguille du doseur et la formulation spécifique utilisée. L’un des principaux avantages de ces doseurs est leur facilité de fabrication, ce qui les rend accessibles et rentables pour administrer des poudres sèches à des souris lors des études initiales de preuve de concept. La nature jetable des doseurs facilite l’utilisation dans les salles d’intervention animales, où le nettoyage et le remplissage des systèmes réutilisables et du matériel de pesage ne sont pas pratiques. Ainsi, la mise au point de doseurs de seringues jetables a permis de surmonter un obstacle important à l’administration de poudre sèche murine pour les études de preuve de concept, ce qui a permis aux chercheurs de mener des études préliminaires plus précises et reproductibles dans de petits modèles animaux pour l’administration de médicaments pulmonaires.
Introduction
L’utilisation d’inhalateurs à poudre sèche (DPI) pour l’administration de médicaments pulmonaires a suscité un intérêt considérable au cours des trois dernières décennies en raison de l’élimination progressive des ergols chlorofluorocarbonés à l’échelle mondiale 1,2. Les DPI offrent de nombreux avantages par rapport à d’autres systèmes d’administration pulmonaire, tels que les inhalateurs et les nébuliseurs doseurs, notamment la stabilité de la formulation, la portabilité, la facilité d’utilisation et les mécanismes de dispersion sans propergol2. Cependant, avant de faire passer les produits DPI à la traduction clinique, plusieurs études précliniques doivent être menées, dont beaucoup sont initialement réalisées à l’aide d’un modèle murin. Néanmoins, les technologies disponibles pour fournir des poudres sèches de manière précise et reproductible aux petits animaux sont limitées.
Les méthodes courantes d’administration de poudres sèches aux petits animaux, tels que les souris, comprennent l’inhalation passive 3,4,5,6,7 et l’administration directe 8,9,10,11,12,13. L’inhalation passive nécessite généralement une chambre personnalisée qui utilise de fortes doses de poudre séchée par pulvérisation pour préparer un nuage d’aérosol suffisant. Comme les souris respirent obligatoirement par le nez14, l’administration par inhalation passive nécessite que la poudre passe par le nez et la gorge pour atteindre les poumons, ce qui nécessite le maintien d’un nuage d’aérosol avec des propriétés aérodynamiques de particules suffisantes 7,8. Bien qu’il s’agisse d’une technique utile et physiologiquement plus pertinente que l’administration directe due à l’inhalation résultant d’une respiration normale14, elle peut ne pas convenir aux études initiales où la masse de poudre est limitée.
Par ailleurs, un certain nombre de dispositifs d’administration intratrachéale pour l’administration directe de poudre sèche ont été signalés 8,9,10,11,12,13. Les dispositifs intratrachéaux contournent le nez et la gorge, délivrant la poudre directement dans les poumons et permettant un contrôle plus fin de la dose délivrée14. De plus, certains dispositifs, en particulier ceux préparés à l’aide d’une procédure de chargement par bourrage9, peuvent être préparés avec de plus petites quantités, ce qui est un élément important à prendre en compte pour les études initiales de preuve de concept. L’absence de dispositifs d’administration intratrachéale universellement disponibles a entravé leur potentiel d’utilisation, limitant leur disponibilité et entraînant des différences entre les laboratoires14. Dans cette étude, nous proposons un doseur jetable simple, peu coûteux pour l’administration intratrachéale qui peut être utilisé pour des études murines de preuve de concept dans le développement d’aérosols en poudre sèche.
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Protocol
Toutes les expériences sur les animaux ont été menées conformément à la Loi sur le bien-être des animaux et à la Politique du Service de santé publique sur les soins et l’utilisation sans cruauté des animaux de laboratoire. Le protocole de l’étude a été approuvé par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux du Centre des sciences de la santé de l’Université du Tennessee. Des souris femelles BALB/c en bonne santé, âgées de ~6 à 8 semaines, ont reçu la teneur en poudre sèche d’un doseur par administration intrapulmonaire d’aérosol pour une étude pharmacocinétique utilisant des poudres sèches de spectinamide 15999. Les animaux ont été obtenus auprès d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux).
1. Préparation du doseur et des composants de remplissage
- Coupez la partie en plastique d’une aiguille émoussée en acier inoxydable de 2,54 cm (1 po) (21 à 25 G) à l’aide d’une scie à tronçonner de précision (voir le tableau des matériaux) ou d’une ponceuse à bande jusqu’à ce qu’il reste 2 à 3 mm de la luer en plastique (figures 1A et 2A).
REMARQUE : Si une ponceuse à bande est utilisée, l’aiguille en acier inoxydable peut avoir besoin d’être nettoyée à l’aide d’une aiguille ou d’un fil plus petit pour éliminer les obstructions possibles créées. - Couper l’extrémité (1 à 1,5 cm) d’un tube à centrifuger conique de 0,6 ml. Remplissez l’extrémité du tube avec 30-35 mg de poudre.
REMARQUE : Voir Résultats représentatifs pour les détails des exemples de poudres utilisées pour la présente étude. Les performances de l’aérosol en poudre doivent être évaluées avant utilisation dans cette application selon la méthodologie standard décrite dans le chapitre général <601 de l’USP> (voir le tableau des matériaux). - Si vous stockez et/ou transportez la poudre, utilisez le bouchon du tube (coupé) pour fermer le flacon. Sceller avec une pellicule de paraffine pour minimiser l’exposition de la poudre à l’humidité ambiante lors de l’entreposage et/ou du transport.
2. Chargement et assemblage des doseurs
- Tassez l’aiguille en acier inoxydable coupée dans le lit de poudre dans l’embout conique du tube à centrifuger de 0,6 mL autant de fois que nécessaire pour obtenir la dose désirée (figure 2B). Essuyez délicatement les côtés de l’aiguille en acier inoxydable avec un essuie-glace à faible peluche pour éliminer tout excès de poudre (Figure 3).
- Insérez délicatement l’aiguille en acier inoxydable chargée dans une aiguille en polypropylène de 3,81 cm (1,5 pouce) ou en polytétrafluoroéthylène (PTFE) de 5,08 cm (2 po) (16 à 20 G) (voir le tableau des matériaux) pour éviter de déloger la poudre (Figure 1B, C et Figure 2C).
3. Actionner les doseurs
- Ramenez une seringue jetable au volume désiré, qui peut varier en fonction de l’application.
REMARQUE : Pour l’administration intrapulmonaire chez la souris, 0,15-0,6 mL est généralement approprié 8,9. - Fixez la seringue au verrou Luer de l’aiguille en polypropylène ou en PTFE (Figure 2D).
- Insérez l’extrémité de l’aiguille du doseur dans la cible souhaitée. Pour analyser la teneur en poudre et la reproductibilité, insérez l’aiguille à travers un septum en caoutchouc perforé ou un film de paraffine dans un flacon contenant une petite quantité (p. ex., 1 à 5 ml) d’eau et/ou de solvant organique (p. ex., de l’éthanol), l’identité et le volume du solvant dépendant des caractéristiques physiques de l’ingrédient pharmaceutique actif (IPA) et de la méthode de quantification.
- Pour l’administration à la souris, insérez l’aiguille jusqu’à la première bifurcation bronchique de la trachée des souris anesthésiées en suivant les protocoles établis 9,15.
- Appuyez avec force sur la seringue pour expulser la poudre de l’appareil dans le flacon de prélèvement (Figure 2E).
REMARQUE : La même technique doit être suivie pour administrer la poudre aux poumons murins. - Pour analyser le contenu et la reproductibilité du flacon de prélèvement, utilisez une méthode analytique appropriée pour l’API spécifique, telle que la spectrophotométrie UV-Visible (UV-Vis) ou la chromatographie liquide à haute performance (HPLC).
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Representative Results
La performance des aérosols de diverses poudres séchées par atomisation a été établie avant l’utilisation dans cette étude. La distribution granulométrique aérodynamique (APSD) a été décrite par le diamètre aérodynamique médian de masse (MMAD), représentant la taille qui divise la distribution en deux au 50ecentile (d50), et l’écart-type géométrique (GSD), reflétant l’étendue de la distribution. La GSD est définie par la racine carrée du diamètre aérodynamique au 80 e centile divisée par celle au 16e centile (d84/d16)1/2, les percentiles représentant un écart-type de chaque côté de la moyenne pour une distribution log-normale de la masse par rapport à la taille des particules.
Quatre poudres représentatives séchées par atomisation ont été envisagées pour la livraison à l’aide des doseurs décrits dans le présent document. Les poudres séchées par atomisation (SD), y compris la tigécycline (SD-1)3, le sulfate de capréomycine (SD-2)16, le spectinamide 1599 (SD-3)9 et le sulfate d’albutérol (SD-4) avec des excipients, représentent une gamme de formulations antibactériennes et bronchodilatatrices qui ont été développées pour une variété d’applications. Avant d’être utilisés dans les doseurs, la distribution granulométrique aérodynamique des quatre poudres a été déterminée à l’aide d’un inhalateur de poudre sèche à faible résistance et d’un impacteur en cascade haute performance conformément au chapitre général <601 de l’USP> (voir le tableau des matériaux). Les MMAD de SD-1, SD-2, SD-3 et SD-4 étaient respectivement de 2,6 ± 0,1 μm (GSD = 2,1 ± 0,1), de 1,7 ± 0,1 μm (GSD = 2,4 ± 0,1), de 1,7 ± 0,4 μm (GSD = 2,7 ± 0,5) et de 2,2 ± 0,2 μm (GSD = 2,1 ± 0,3). Les quatre poudres présentaient des fractions de particules fines (<4,46 μm), par rapport à la dose émise, de 68 % ± 1 %, 82 % ± 1 %, 77 % ± 1 % et 68 % ± 2 % pour SD-1, SD-2, SD-3 et SD-4, respectivement. Les quatre poudres sont visualisées à l’aide de la microscopie électronique à balayage de la figure 4.
Chaque poudre a été préparée en aliquotes séparées de 30 à 35 mg, et l’aiguille en acier inoxydable (21 G) du doseur a été tassée dans le lit de poudre 1 à 4 fois. Le doseur (aiguille intérieure en acier inoxydable de 21 G et aiguille extérieure en polypropylène de 16 G) a été actionné dans un flacon scellé contenant 5 mL d’eau. Après un mélange doux, la solution a été analysée par spectrophotométrie UV-Visible (λ = 351 nm, 268 nm, 271 nm et 230 nm pour SD-1, SD-2, SD-3 et SD-4, respectivement) pour surveiller la dose de poudre libérée par le doseur. La dose délivrée en fonction du nombre de tasses dans le lit de poudre est représentée à la figure 5. Notamment, toutes les poudres séchées par atomisation ont démontré une dose-réponse linéaire (R2 > 0,97) de 1 à 4 tasses avec ces doseurs. Pour le SD-1, un tassement a conduit à une administration de poudre de 209 ± 99 μg, chaque tassement subséquent ajoutant ~130 μg (Figure 5A). Les autres poudres ont montré des tendances similaires, le premier tassement subissant une plus grande dose de poudre que les tassements suivants. Pour le SD-2 (Figure 5B), le SD-3 (Figure 5C) et le SD-4 (Figure 5D), un tassement a conduit à un débit de 268 ± 88 μg, 332 ± 95 μg et 412 ± 72 μg, chaque tassement subséquent ajoutant une plus petite quantité de 170 à 230 μg. La réponse linéaire de chaque poudre permet de contrôler la charge médicamenteuse, les quatre poudres, SD-1, SD-2, SD-3 et SD-4, démontrant des plages réalisables de 210 à 570 μg, 270 à 780 μg, 330 à 870 μg et 410 à 1120 μg, respectivement. Bien qu’elles soient toutes linéaires et reproductibles, les différences observées d’une poudre séchée par atomisation à l’autre soulignent la nécessité de caractériser la dose libérée par les doseurs pour la poudre sèche spécifique d’intérêt.
Des doseurs de plus petit diamètre ont également été préparés pour évaluer leur utilisation chez des souris plus petites/plus jeunes. Le dessin initial décrit dans le paragraphe précédent a été préparé à l’aide d’une aiguille extérieure en polypropylène de 16 G (diamètre extérieur = 1,7 mm). L’aiguille en acier inoxydable de 21 G utilisée dans ces doseurs est également compatible avec une aiguille extérieure en PTFE de 20 G (diamètre extérieur = 1,2 mm), comme l’ont rapporté Stewart et al.9 La figure 6A montre l’utilisation de doseurs en acier inoxydable de 21 G et de PTFE de 20 G avec une formulation en poudre SD-1. Une légère diminution de la dose réalisable est observée par rapport aux doseurs en acier inoxydable de 21 G et en polypropylène de 16 G, le tassement initial donnant une dose de 111 ± 62 μg et chaque tassement ultérieur ajoutant ~96 μg (Figure 6A). L’augmentation de la longueur de l’aiguille en PTFE (5,08 cm) par rapport à celle de l’aiguille en polypropylène (3,81 cm) et la flexibilité de l’aiguille peuvent entraîner des pertes de poudre. Des aiguilles extérieures en polypropylène de plus petit diamètre ont également été évaluées, mais nécessitaient des aiguilles intérieures en acier inoxydable de plus petit diamètre. Des aiguilles en polypropylène de 18 G (diamètre extérieur = 1,3 mm) et de 20 G (diamètre extérieur = 1,0 mm) ont nécessité des aiguilles intérieures en acier inoxydable de 22 G et 25 G, respectivement. Comme on pouvait s’y attendre, la diminution du diamètre intérieur de l’aiguille a diminué la dose réalisable. Les doseurs en acier inoxydable de 22 G et en polypropylène de 18 G, illustrés à la figure 6B, ont montré une dose de SD-1 de 82 ± 31 μg avec un tassement, chaque tassement subséquent augmentant la dose de ~41 μg. Les doseurs en acier inoxydable de 25 G et en polypropylène de 20 G, illustrés à la figure 6C, ont montré une dose de SD-1 plus faible de 29 ± 17 μg, avec des tassements supplémentaires augmentant légèrement la dose délivrée (~4 μg/tamp). La figure 6D présente une comparaison des quatre systèmes de dosage évalués ici lors de l’utilisation de 4 tasses de la formulation en poudre SD-1 et met en évidence que le système de dosage peut être personnalisé pour répondre aux besoins de dosage et à l’âge/taille de l’animal.
Figure 1 : Préparation modifiée de l’aiguille. (A) Aiguille en acier inoxydable modifiée avec partie en plastique Luer Lock coupée à 2-3 mm. (B-C) Insertion d’une aiguille en acier inoxydable modifiée dans une aiguille en polypropylène. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Schéma de chargement et d’actionnement de la poudre. (A-E) Schéma du chargement de la poudre, de l’assemblage du doseur et de l’actionnement du doseur assemblé. L’air est forcé à travers l’aiguille intérieure en acier inoxydable, distribuant la poudre hors du doseur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Élimination des résidus de poudre de l’extérieur de l’aiguille intérieure. (A) Aiguille en acier inoxydable modifiée avec de la poudre retenue à l’extérieur de l’aiguille après le tassement dans le lit de poudre. (B) Aiguille en acier inoxydable modifiée avec surface propre après essuyage doux avec un essuie-glace à faible peluche. (C) Visualisation de l’intérieur d’une aiguille contenant de la poudre. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Poudres séchées par pulvérisation. Images représentatives de la microscopie électronique à balayage de poudres séchées par pulvérisation préparées à partir de quatre principes actifs distincts. Les poudres sèches comprennent (A) SD-1, (B) SD-2, (C) SD-3 et (D) SD-4. Toute l’imagerie a été réalisée à un grossissement de 10 000x, avec une barre d’échelle égale à 5 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Quantification de la poudre délivrée. Masse de poudre délivrée par les doseurs (aiguille intérieure en acier inoxydable de 21 G et aiguille extérieure en polypropylène de 16 G) en fonction des tasses dans un lit de poudre de quatre poudres séchées par pulvérisation, y compris (A) SD-1, (B) SD-2, (C) SD-3 et (D) SD-4 (n ≥ 3, moyenne ±écart-type). La pente, démontrant la masse de poudre dispersée par bourrage de chargement, et la qualité de l’ajustement (R2) à une courbe linéaire sont incluses. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Quantification de la poudre délivrée avec des aiguilles de plus petit diamètre. Masse de poudre de SD-1 fournie par des doseurs préparés à l’aide d’aiguilles de plus petit diamètre, y compris (A) une aiguille intérieure en acier inoxydable de 21 G avec une aiguille extérieure en PTFE de 20 G, (B) une aiguille intérieure en acier inoxydable de 22 G avec une aiguille extérieure en polypropylène de 18 G et (C) une aiguille intérieure en acier inoxydable de 25 G avec une aiguille extérieure en polypropylène de 20 G (n ≥ 3, moyenne ±écart-type). La pente, démontrant la masse de poudre dispersée par bourrage de chargement, et la qualité de l’ajustement (R2) à une courbe linéaire sont incluses. L’axe des ordonnées est mis à l’échelle pour s’adapter aux données de chaque figure. Une comparaison de la dose de SD-1 délivrée par tous les types de doseurs après 4 tasses dans le lit de poudre est illustrée en (D). Les abréviations comprennent : acier inoxydable ; PP, polypropylène ; PTFE, polytétrafluoroéthylène. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Comme les souris respirent obligatoirement par le nez, l’administration par inhalation passive pour les études initiales de preuve de concept rend difficile l’efficacité et l’estimation de la dose, car la poudre doit passer par le nez et la gorge d’une manière qui dépend des propriétés des particules et de l’efficacité de la dispersion de la poudre 7,8,14. L’utilisation des doseurs développés ici contourne le nez et la gorge, le dosateur étant inséré dans la première bifurcation bronchique9, et délivre la dose complète directement dans les poumons des souris, ce qui permet un contrôle plus précis de la dose pour les études initiales. Ces doseurs représentent une méthode d’administration reproductible et personnalisable pour l’administration intratrachéale à la souris et l’évaluation in vitro des performances de la poudre.
Les doseurs utilisant des aiguilles en acier inoxydable de 21 G et en polypropylène de 16 G étaient capables de charger et de délivrer 200 à 1100 μg en fonction de la formulation et du nombre de tampons, ce qui est généralement une dose appropriée pour les souris. Le chargement au-delà de 4 tasses était possible pour certaines formulations, telles que SD-1 et SD-2, qui conservaient la dispersion de la poudre jusqu’à au moins 5 tasses, mais le chargement au-delà de 4 tasses devenait difficile pour les formulations telles que SD-3 et SD-4. Si la poudre devenait trop tassée dans l’aiguille intérieure après un bourrage supplémentaire, un bolus de 0,15 à 0,6 mL d’air était insuffisant pour déloger et disperser la poudre. Bien qu’un volume plus important de 1 à 2 mL puisse être en mesure de disperser ces poudres chargées, ces volumes peuvent causer des traumatismes aux souris et doivent être évités 8,15. Dans tous les cas, le bourrage doit être effectué doucement pour minimiser cet effet. En conséquence, cet effet limite la charge au-dessus de 600-1100 mg, selon la formulation. Bien qu’il convienne aux souris, un doseur de type réservoir plus grand doit être utilisé pour les animaux nécessitant une dose plus élevée10. Des doseurs de plus petit diamètre (diamètre extérieur de 1,0 à 1,3 mm) ont également été développés et évalués avec SD-1. La dose la plus élevée pour un doseur de taille réduite a été observée en combinant une aiguille intérieure en acier inoxydable de 21 G avec une aiguille extérieure en PTFE de 20 G. Des études pharmacocinétiques chez la souris ont déjà été réalisées par Stewart et al. avec ce système de dosage, mettant en évidence son utilisation réussie9. Des doseurs plus petits ont également été possibles en utilisant des aiguilles extérieures en polypropylène, mais ont entraîné des doses réalisables plus faibles, ce qui a mis en évidence une limitation du système. La dose est fortement influencée par le diamètre de l’aiguille, et les doses plus élevées rapportées pour les doseurs en acier inoxydable de 21 G et en polypropylène de 16 G peuvent ne pas être possibles pour une utilisation chez des souris trop petites/jeunes.
Il est confirmé que les systèmes de dosage fonctionnent sur les quatre poudres séchées par pulvérisation dont il est question ici. Cependant, tous les systèmes de particules de cette étude sont des particules d’ingénierie de faible densité qui ont une densité apparente uniforme. L’efficacité dans d’autres systèmes de particules où l’uniformité du lit de poudre ne peut être garantie n’a pas encore été évaluée et peut ne pas aboutir à une administration reproductible. Une évaluation supplémentaire sera nécessaire au cas par cas avant l’utilisation du système de dosage.
Nous décrivons l’utilisation d’une tronçonneuse de précision pour préparer les aiguilles de dosage intérieures, mais une ponceuse à bande peut être utilisée sur place. Si une ponceuse à bande est utilisée, il est important de glisser une aiguille ou un fil plus petit dans l’aiguille intérieure en acier inoxydable pour s’assurer que l’aiguille est ouverte et n’a pas été occluse au cours du processus. Cela n’a pas été remarqué comme un problème lors de l’utilisation de la tronçonneuse de précision.
Le faible coût et la facilité de préparation des doseurs facilitent leur utilisation en tant que dispositifs d’administration jetables à usage unique, où il n’est pas nécessaire de recharger l’appareil et de le nettoyer/stériliser entre les utilisations. Les lits de poudre sèche peuvent être pré-remplis et stockés en fonction des exigences de stockage de l’API et de la formulation, ce qui oblige l’utilisateur à ne tasser l’aiguille dans la poudre qu’avant l’assemblage et l’actionnement. Le remplissage du tube du lit de poudre peut être effectué dans un laboratoire où une balance et une hotte sont disponibles, ce qui nécessite la présence d’un équipement minimal dans le laboratoire de procédure animale10. Les doseurs sont conçus pour des études préliminaires de preuve de concept chez la souris et démontrent une charge précise et reproductible.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun conflit d’intérêts.
Acknowledgments
Les auteurs tiennent à remercier les National Institutes of Health (R01AI155922) pour leur financement. La microscopie a été réalisée au Chapel Hill Analytical and Nanofabrication Laboratory (CHANL), membre du North Carolina Research Triangle Nanotechnology Network, RTNN, qui est soutenu par la National Science Foundation, Grant ECCS-1542015, dans le cadre de l’infrastructure nationale coordonnée en nanotechnologie, NNCI.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.6 mL microcentrifuge tubes | Fisher Scientific | 05-408-120 | |
| Analytical balance | Mettler Toledo | AR1140 | Any analytical balance with sufficient range can be used |
| Blunt stainless-steel needle, 1 inch, 21 G | McMaster-Carr | 75165A681 | |
| Blunt stainless-steel needle, 1 inch, 22 G | McMaster-Carr | 75165A683 | |
| Blunt stainless-steel needle, 1 inch, 25 G | McMaster-Carr | 75165A687 | |
| Disposable syringe with luer lock (1 mL) | Fisher Scientific | 14-823-30 | 3-mL syringes can also be used |
| Female BALB/c mice | Charles River, Wilmington, MA, USA | ||
| High-performance cascade impactor | Next Generation Impactor | Apparatus 5 | |
| Lab film (e.g., Parafilm) | Fisher Scientific | S37440 | |
| Low-lint wiper (e.g., Kimwipes) | Kimberly-Clark Professional | 34133 | |
| Low-resistance dry powder inhaler | RS01 mod 7 | ||
| Polypropylene needle, 1.5 inch, 16 G | McMaster-Carr | 6934A111 | |
| Polypropylene needle, 1.5 inch, 18 G | McMaster-Carr | 6934A53 | |
| Polypropylene needle, 1.5 inch, 20 G | McMaster-Carr | 6934A55 | |
| Precision sectioning saw | TedPella | 812-300 | Belt sander can be used as an alternative |
| PTFE needle, 2 inch, 20 G | McMaster-Carr | 75175A694 | |
| USP General Chapter <601> | http://www.uspbpep.com/usp31/v31261/usp31nf26s1_c601.asp |
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