Summary
Разработка фармацевтического сухого порошка требует надежных испытаний in vivo , часто с использованием мышиной модели. Технология устройства для точной и воспроизводимой доставки сухих порошковых аэрозолей мышам ограничена. В этом исследовании представлены одноразовые дозаторы для доставки легочных лекарств в дозах, соответствующих мышам, что помогает в первоначальном исследовании проверки концепции.
Abstract
Ингаляторы с сухим порошком обладают многочисленными преимуществами для доставки лекарств в легкие, включая стабильные твердофазные лекарственные формы, портативность устройства, дозирование и дозирование болюса, а также механизм диспергирования без пропеллента. Для разработки фармацевтических сухих порошковых аэрозольных продуктов необходимы надежные испытания in vivo . Как правило, первоначальные исследования включают в себя использование мышиной модели для предварительной оценки перед проведением формальных исследований на более крупных видах животных. Однако существенным ограничением в этом подходе является отсутствие подходящей технологии устройства для точной и воспроизводимой доставки сухих порошков мелким животным, что затрудняет использование таких моделей. Для решения этих проблем были разработаны одноразовые шприцевые дозаторы для внутрилегочного введения сухих порошков в дозах, подходящих для мышей. Эти дозаторы загружают и подают заданное количество порошка, полученного из однородного слоя порошка насыпной плотности. Это дискретное управление достигается путем введения тупой иглы на фиксированную глубину (трамбовка) в слой порошка, каждый раз удаляя фиксированное количество. Примечательно, что такая схема дозирования доказала свою эффективность для целого ряда порошков, высушенных распылением. В экспериментах с использованием четырех различных моделей порошков, высушенных распылением, дозаторы продемонстрировали способность достигать доз в диапазоне от 30 до 1100 мкг. На достигнутую дозу влияли такие факторы, как количество тампонов, размер иглы дозатора и конкретная используемая рецептура. Одним из ключевых преимуществ этих дозаторов является простота изготовления, что делает их доступными и экономичными для доставки сухих порошков мышам во время первоначальных экспериментальных исследований. Одноразовый характер дозаторов облегчает их использование в процедурных кабинетах для животных, где неудобно чистить и заправлять многоразовые системы и взвешивать материалы. Таким образом, разработка одноразовых шприцев-дозаторов устранила значительное препятствие в доставке сухого порошка мышей для экспериментальных исследований, что позволило исследователям проводить более точные и воспроизводимые предварительные исследования на моделях мелких животных для легочной доставки лекарств.
Introduction
Использование ингаляторов с сухим порошком (DPI) для доставки легочных лекарств привлекло значительный интерес за последние три десятилетия в связи с глобальным отказом от хлорфторуглеродных пропеллентов 1,2. DPI обладают многочисленными преимуществами по сравнению с другими системами доставки легких, такими как дозированные ингаляторы и небулайзеры, включая стабильность рецептуры, портативность, простоту использованияи механизмы диспергирования без использования 2. Однако, прежде чем перейти к клиническому переводу продуктов DPI, необходимо провести несколько доклинических исследований, многие из которых первоначально завершаются с использованием мышиной модели. Тем не менее, доступные технологии точной и воспроизводимой доставки сухих порошков мелким животным ограничены.
Распространенные методы доставки сухих порошков мелким животным, таким как мыши, включают пассивную ингаляцию 3,4,5,6,7 и прямое введение 8,9,10,11,12,13. Для пассивной ингаляции обычно требуется специальная камера, в которой используются большие дозы распыляемого порошка для приготовления достаточного аэрозольного облака. Поскольку мыши являются облигатными носовыми дышащими14, для доставки путем пассивного вдыхания необходимо, чтобы порошок прошел через нос и горло, чтобы достичь легких, что требует поддержания аэрозольного облака с достаточными аэродинамическими свойствамичастиц 7,8. Несмотря на то, что это полезный метод, который более физиологически актуален, чем прямая доставка из-за ингаляции в результате нормального дыхания14, он может не подходить для первоначальных исследований, где масса порошка ограничена.
В качестве альтернативы сообщалось о ряде интратрахеальных устройств для прямой доставки сухого порошка 8,9,10,11,12,13. Интратрахеальные устройства обходят нос и горло, доставляя порошок непосредственно в легкие и позволяя более точно контролировать доставляемую дозу14. Кроме того, некоторые устройства, особенно те, которые подготовлены с использованием процедуры подбивочной загрузки9, могут быть приготовлены в меньших количествах, что является важным фактором для первоначальных экспериментальных исследований. Отсутствие общедоступных устройств для интратрахеального введения ограничивает их потенциал использования, ограничивая их доступность и приводя к межлабораторным различиям14. В этом исследовании мы предлагаем простой, недорогой, одноразовый дозатор для интратрахеальной доставки, который может быть использован для экспериментальных исследований на мышах при разработке аэрозолей сухого порошка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все эксперименты на животных проводились в соответствии с Законом о благополучии животных и Политикой общественного здравоохранения по гуманному уходу за лабораторными животными и их использованию. Протокол исследования был одобрен Комитетом по уходу за животными и их использованию Научного центра здоровья Университета Теннесси. Здоровым самкам мышей линии BALB/c в возрасте ~6-8 недель вводили сухое порошкообразное содержание одного дозатора внутрилегочным аэрозолем для фармакокинетического исследования с использованием сухих порошков спектинамида 15999. Животные были получены из коммерческого источника (см. Таблицу материалов).
1. Подготовка дозатора и компонентов наполнения
- Обрежьте пластиковую часть тупой иглы из нержавеющей стали диаметром 2,54 см (1 дюйм) (21-25 G) с помощью прецизионной пилы для резки (см. Таблицу материалов) или ленточной шлифовальной машины до тех пор, пока не останется 2-3 мм пластикового люэра (Рисунок 1A и Рисунок 2A).
ПРИМЕЧАНИЕ: Если используется ленточная шлифовальная машина, иглу из нержавеющей стали может потребоваться очистить с помощью иглы меньшего размера или проволоки, чтобы устранить возможные препятствия. - Отрежьте кончик (1-1,5 см) конической центрифужной пробирки объемом 0,6 мл. Наполните кончик тюбика 30-35 мг порошка.
ПРИМЕЧАНИЕ: Смотрите Репрезентативные результаты для получения подробной информации о примерах порошков, использованных в настоящем исследовании. Перед использованием в данном случае характеристики порошкового аэрозоля должны быть оценены в соответствии со стандартной методологией, описанной в Фармакопее США <601> (см. таблицу материалов). - При хранении и/или транспортировке порошка используйте крышку тюбика (отрезанную), чтобы закрыть флакон. Герметизируйте парафиновой пленкой, чтобы свести к минимуму воздействие влаги окружающей среды на порошок при хранении и/или транспортировке.
2. Загрузка и монтаж дозаторов
- Утрамбуйте обрезанную иглу из нержавеющей стали в слой порошка в коническом наконечнике центрифужной пробирки объемом 0,6 мл столько раз, сколько необходимо для достижения желаемой дозы (Рисунок 2B). Аккуратно протрите боковые стороны иглы из нержавеющей стали салфеткой с низким ворсом, чтобы удалить излишки порошка (Рисунок 3).
- Осторожно вставьте загруженную иглу из нержавеющей стали в иглу из полипропилена диаметром 3,81 см (1,5 дюйма) или иглу из политетрафторэтилена (ПТФЭ) диаметром 5,08 см (2 дюйма) (16–20 г) (см. Таблицу материалов), чтобы избежать смещения порошка (Рисунок 1B, C и Рисунок 2C).
3. Приводные дозаторы
- Оттяните одноразовый шприц до желаемого объема, который может варьироваться в зависимости от применения.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для внутрилегочного введения мышам обычно подходит 0,15-0,6 мл 8,9. - Прикрепите шприц к замку Люэра на игле из полипропилена или ПТФЭ (рисунок 2D).
- Введите конец иглы дозатора в нужную мишень. Для анализа содержания и воспроизводимости порошка введите иглу через перфорированную резиновую перегородку или парафиновую пленку во флакон, содержащий небольшое количество (например, 1-5 мл) воды и/или органического растворителя (например, этанола), при этом идентичность растворителя и объем зависят от физических характеристик активного фармацевтического ингредиента (АФИ) и метода количественного определения.
- Для введения мышам иглу вводят до первой бронхиальной бифуркации трахеи мышей, находящихся под наркозом, в соответствии с установленными протоколами 9,15.
- С силой нажмите на шприц, выталкивая порошок из устройства во флакон для сбора (Рисунок 2E).
ПРИМЕЧАНИЕ: Та же техника должна быть соблюдена для доставки порошка в легкие мышей. - Для анализа содержимого и воспроизводимости флакона для сбора используйте соответствующий аналитический метод для конкретного API, такой как спектрофотометрия в УФ-видимом диапазоне (UV-Vis) или высокоэффективная жидкостная хроматография (ВЭЖХ).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Аэрозольные характеристики различных порошков, высушенных распылением, были установлены до их использования в данном исследовании. Аэродинамическое распределение частиц по размерам (APSD) описывалось массовым медианным аэродинамическим диаметром (MMAD), представляющим собой размер, который делит распределение на две части в50-м процентиле (d50), и геометрическим стандартным отклонением (GSD), отражающим широту распределения. GSD определяется квадратным корнем из аэродинамического диаметра в 80-м процентиле, деленным на квадратный корень из16-го процентиля (d84/d16)1/2, при этом процентили представляют собой одно стандартное отклонение по обе стороны от среднего для логарифмически нормального распределения массы по отношению к размеру частиц.
Четыре репрезентативных порошка, высушенных распылением, рассматривались для поставки с использованием дозаторов, описанных в настоящем документе. Порошки распылительной сушки (SD), в том числе тайгециклин (SD-1)3, капреомицина сульфат (SD-2)16, спектинамид 1599 (SD-3)9 и альфатерол сульфат (SD-4) с вспомогательными веществами, представляют собой ряд антибактериальных и бронходилатирующих составов, которые были разработаны для различных применений. Перед использованием в дозаторах аэродинамическое распределение частиц по размерам было определено для четырех порошков с использованием ингалятора с сухим порошком с низким сопротивлением и высокоэффективного каскадного ударного механизма в соответствии с общей главой <601 Фармакопеи США> (см. таблицу материалов). MMAD SD-1, SD-2, SD-3 и SD-4 составляли 2,6 ± 0,1 мкм (GSD = 2,1 ± 0,1), 1,7 ± 0,1 мкм (GSD = 2,4 ± 0,1), 1,7 ± 0,4 мкм (GSD = 2,7 ± 0,5) и 2,2 ± 0,2 мкм (GSD = 2,1 ± 0,3) соответственно. Четыре порошка показали мелкие фракции частиц (<4,46 мкм) по отношению к излучаемой дозе 68% ± 1%, 82% ± 1%, 77% ± 1% и 68% ± 2% для SD-1, SD-2, SD-3 и SD-4 соответственно. Четыре порошка визуализированы с помощью сканирующей электронной микроскопии на рисунке 4.
Каждый порошок готовили в отдельные аликвоты по 30-35 мг, а иглу дозатора из нержавеющей стали (21 г) утрамбовывали в слой порошка от 1 до 4 раз. Дозатор (внутренняя игла из нержавеющей стали 21 г и внешняя игла из полипропилена 16 г) вводили в герметичный флакон, содержащий 5 мл воды. После щадящего перемешивания раствор анализировали с помощью УФ-видимой спектрофотометрии (λ = 351 нм, 268 нм, 271 нм и 230 нм для SD-1, SD-2, SD-3 и SD-4 соответственно) для контроля дозы порошка, высвобождаемого из дозатора. Доставляемая доза в зависимости от количества тампов в порошковом слое показана на рисунке 5. Примечательно, что все порошки, высушенные распылением, продемонстрировали линейную дозозависимую реакцию (R2 > 0,97) от 1 до 4 тампов с этими дозаторами. Для SD-1 одна утрамбовка приводила к подаче порошка 209 ± 99 мкг, при этом каждая последующая утрамбовка добавляла ~130 мкг (рис. 5A). Другие порошки демонстрировали аналогичные тенденции, при этом первый тампон требовал большей дозы порошка, чем последующие тампоны. Для SD-2 (рис. 5B), SD-3 (рис. 5C) и SD-4 (рис. 5D) одна утрамбовка давала 268 ± 88 мкг, 332 ± 95 мкг и 412 ± 72 мкг, при этом каждая последующая утрамбовка добавляла меньшее количество — 170–230 мкг. Линейная реакция для каждого порошка позволяет контролировать нагрузку лекарственными препаратами, при этом четыре порошка, SD-1, SD-2, SD-3 и SD-4, демонстрируют достижимые диапазоны 210-570 мкг, 270-780 мкг, 330-870 мкг и 410-1120 мкг соответственно. Несмотря на то, что все они линейны и воспроизводимы, различия, наблюдаемые от одного распылительного порошка к другому, подчеркивают необходимость характеризации дозы, высвобождаемой дозаторами, для конкретного интересующего сухого порошка.
Дозаторы меньшего диаметра также были подготовлены для оценки их использования на более мелких/молодых мышах. Первоначальная конструкция, описанная в предыдущем пункте, была подготовлена с помощью полипропиленовой наружной иглы 16 G (наружный диаметр = 1,7 мм). Игла из нержавеющей стали 21 Г, используемая в этих дозаторах, также совместима с наружной иглой из ПТФЭ 20 Г (наружный диаметр = 1,2 мм), как сообщают Stewart et al.9На рисунке 6A показано использование дозаторов из нержавеющей стали 21 Г / 20 Г из ПТФЭ с порошковым составом SD-1. Наблюдается незначительное снижение достижимой дозы по сравнению с дозаторами 21 G из нержавеющей стали/16 G из полипропилена, при этом первоначальная трамбовка дает дозу 111 ± 62 мкг, а каждая последующая утрамбовка добавляет ~96 мкг (рис. 6A). Увеличенная длина иглы из ПТФЭ (5,08 см) по сравнению с полипропиленовой иглой (3,81 см) и гибкость иглы могут привести к потерям порошка. Также были оценены полипропиленовые наружные иглы меньшего диаметра, но потребовались внутренние иглы меньшего диаметра из нержавеющей стали. Для полипропиленовых игл 18 G (наружный диаметр = 1,3 мм) и 20 G (наружный диаметр = 1,0 мм) потребовались внутренние иглы из нержавеющей стали 22 G и 25 G соответственно. Как и ожидалось, уменьшение внутреннего диаметра иглы уменьшало достижимую дозу. Дозаторы 22 G из нержавеющей стали и полипропилена 18 Г, показанные на рисунке 6B, продемонстрировали дозу SD-1 82 ± 31 мкг с одной утрамбовкой, при этом каждая последующая доза увеличивала дозу на ~41 мкг. Дозаторы 25 G из нержавеющей стали и 20 G из полипропилена, показанные на рисунке 6C, продемонстрировали меньшую дозу SD-1 в 29 ± 17 мкг, при этом дополнительные тампоны минимально увеличивали подаваемую дозу (~4 мкг/тамб). На рисунке 6D приведено сравнение четырех дозирующих систем, оцененных в настоящем документе, при использовании 4 тампов порошковой формы SD-1 и подчеркивается, что система дозирования может быть настроена в соответствии с потребностями в дозировке и возрастом/размером животного.
Рисунок 1: Модифицированная подготовка иглы. (A) Модифицированная игла из нержавеющей стали с пластиковой частью замка Люэра, обрезанной до 2-3 мм. (B-C) Введение модифицированной иглы из нержавеющей стали в полипропиленовую иглу. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Схема загрузки и приведения в действие пороха. (А-Е) Схема загрузки порошка, сборки дозатора и приведения в действие от собранного дозатора. Воздух нагнетается через внутреннюю иглу из нержавеющей стали, дозируя порошок из дозатора. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Иллюстрация 3: Удаление остатков порошка с внешней стороны внутренней иглы . (A) Модифицированная игла из нержавеющей стали с порошком, оставшимся на внешней стороне иглы после утрамбовки в порошковом слое. (B) Модифицированная игла из нержавеющей стали с чистой поверхностью после бережного протирания салфеткой с низким ворсом. (C) Визуализация внутренней части иглы, содержащей порошок. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Порошки, высушенные распылением. Репрезентативные изображения распылительной электронной микроскопии порошков, высушенных распылением, полученных из четырех различных АФИ. К сухим порошкам относятся (А) СД-1, (Б) СД-2, (В) СД-3 и (Г) СД-4. Все изображения выполнялись с 10 000-кратным увеличением, при этом масштабная линейка равна 5 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Количественное определение поставляемого порошка. Масса порошка, подаваемого из дозаторов (21 г внутренней иглы из нержавеющей стали и 16 г полипропиленовой наружной иглы) в зависимости от утрамбовки в порошковый слой из четырех порошков, высушенных распылением, включая (A) SD-1, (B) SD-2, (C) SD-3 и (D) SD-4 (n ≥ 3, среднее ± стандартное отклонение). Учитывается наклон, демонстрирующий массу порошка, диспергированного на загрузочную трамбовку, и степень прилегания (R2) к линейной кривой. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Иллюстрация 6: Количественное определение порошка, поставляемого иглами меньшего диаметра. Масса порошка SD-1, поступающего из дозаторов, приготовленных с помощью игл меньшего диаметра, в том числе (A) внутренняя игла из нержавеющей стали 21 G с наружной иглой из PTFE 20 Г, внутренняя игла из нержавеющей стали 22 G с наружной иглой из полипропилена 18 Г и (C) внутренняя игла из нержавеющей стали 25 G с наружной иглой из полипропилена 20 G (n ≥ 3, среднее ± стандартное отклонение). Учитывается наклон, демонстрирующий массу порошка, диспергированного на загрузочную трамбовку, и степень прилегания (R2) к линейной кривой. Ось Y масштабируется в соответствии с данными на каждом рисунке. Сравнение дозы SD-1, подаваемой из всех типов дозаторов после 4 тампов в слой порошка, показано на рисунке (D). Сокращения: SS, нержавеющая сталь; ПП, полипропилен; ПТФЭ, политетрафторэтилен. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Поскольку мыши являются облигатными носовыми дышащими, доставка через пассивный ингаляционный метод для первоначальных исследований с подтверждением концепции затрудняет оценку эффективности и дозы, поскольку порошок должен проходить через нос и горло в зависимости от свойств частиц и эффективности диспергирования порошка 7,8,14. Использование разработанных здесь дозаторов обходит нос и горло, при этом дозатор вводится в первую бифуркацию бронхов9 и доставляет полную дозу непосредственно в легкие мышей, что позволяет более точно контролировать дозу для первоначальных исследований. Эти дозаторы представляют собой воспроизводимый и настраиваемый метод доставки для интратрахеального введения мышам и оценки характеристик порошка in vitro.
Дозаторы, использующие иглы из нержавеющей стали 21 G и полипропиленовые иглы 16 G, были способны загружать и выдавать 200-1100 мкг в зависимости от рецептуры и количества тампонов, что обычно является подходящей дозой для мышей. Загрузка более 4 тампов была возможна для некоторых составов, таких как SD-1 и SD-2, которые сохраняли дисперсию порошка по крайней мере до 5 тампоросов, но загрузка более 4 тампов стала сложной для таких составов, как SD-3 и SD-4. Если порошок после дальнейшей трамбовки становился слишком плотным во внутренней игле, болюса в 0,15-0,6 мл воздуха было недостаточно для вытеснения и диспергирования порошка. В то время как больший объем в 1-2 мл может быть способен диспергировать эти загруженные порошки, эти объемы могут вызвать травму у мышей, и их следует избегать 8,15. Во всех случаях трамбовку следует выполнять аккуратно, чтобы свести к минимуму этот эффект. В результате этот эффект ограничивает нагрузку выше 600-1100 мг, в зависимости от рецептуры. Несмотря на то, что он подходит для мышей, для животных, которым требуется большая доза10, следует использовать дозатор резервуарного типа большего размера. Также были разработаны и испытаны дозаторы меньшего диаметра (наружный диаметр 1,0-1,3 мм) с SD-1. Наибольшая доза для дозатора уменьшенного размера наблюдалась при сочетании внутренней иглы из нержавеющей стали 21 G с наружной иглой из ПТФЭ 20 Г. Фармакокинетические исследования на мышах были ранее проведены Stewart et al. с использованием этой дозаторной системы, что свидетельствует о ее успешном использовании9. Меньшие дозаторы также были возможны с использованием полипропиленовых наружных игл, но приводили к более низким достижимым дозам, что подчеркивало ограниченность системы. Доза сильно зависит от диаметра иглы, и более высокие дозы, указанные для дозаторов из нержавеющей стали и полипропилена 21 Г, могут быть невозможны для использования на слишком маленьких/молодых мышах.
Подтверждено, что системы дозаторов работают с четырьмя порошками, высушенными распылением, обсуждаемыми в настоящем документе. Тем не менее, все системы частиц в этом исследовании являются инженерными частицами низкой плотности, которые имеют однородную объемную плотность. Эффективность в других системах частиц, где однородность слоя порошка не может быть гарантирована, еще не оценивалась и может не привести к воспроизводимой доставке. Перед использованием дозаторной системы в каждом конкретном случае необходимо провести дополнительную оценку.
Мы опишем использование прецизионной секционной пилы для подготовки внутренних игл дозатора, но на месте можно использовать ленточную шлифовальную машину. Если используется ленточная шлифовальная машина, важно пропустить иглу или проволоку меньшего размера через внутреннюю иглу из нержавеющей стали, чтобы убедиться, что игла открыта и не заблокирована в процессе. Это не было замечено как проблема при использовании прецизионной раскроечной пилы.
Низкая стоимость и простота приготовления дозаторов облегчают их использование в качестве одноразовых устройств доставки, где не требуется повторная загрузка устройства и очистка/стерилизация между использованиями. Слои сухого порошка могут быть предварительно заполнены и храниться в соответствии с требованиями к хранению API и рецептуры, что требует от пользователя только утрамбовать иглу в порошок перед сборкой и приведением в действие. Наполнение пробирки с порошковым слоем может быть выполнено в лабораторных условиях, где имеются весы и колпак, что требует наличия минимального оборудования в лаборатории10 для процедур на животных. Дозаторы предназначены для предварительных экспериментальных исследований на мышах и демонстрируют точную и воспроизводимую нагрузку.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.
Acknowledgments
Авторы выражают признательность за финансирование со стороны Национальных институтов здравоохранения (R01AI155922). Микроскопия была проведена в Аналитической и нанопроизводственной лаборатории Чапел-Хилл (CHANL), входящей в Сеть нанотехнологий Исследовательского треугольника Северной Каролины (North Carolina Research Triangle Nanotechnology Nanotechnology Network, RTNN), которая поддерживается Национальным научным фондом, грант ECCS-1542015, в рамках Национальной координационной инфраструктуры нанотехнологий (National Nanotechnology Coordinated Infrastructure, NNCI).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.6 mL microcentrifuge tubes | Fisher Scientific | 05-408-120 | |
| Analytical balance | Mettler Toledo | AR1140 | Any analytical balance with sufficient range can be used |
| Blunt stainless-steel needle, 1 inch, 21 G | McMaster-Carr | 75165A681 | |
| Blunt stainless-steel needle, 1 inch, 22 G | McMaster-Carr | 75165A683 | |
| Blunt stainless-steel needle, 1 inch, 25 G | McMaster-Carr | 75165A687 | |
| Disposable syringe with luer lock (1 mL) | Fisher Scientific | 14-823-30 | 3-mL syringes can also be used |
| Female BALB/c mice | Charles River, Wilmington, MA, USA | ||
| High-performance cascade impactor | Next Generation Impactor | Apparatus 5 | |
| Lab film (e.g., Parafilm) | Fisher Scientific | S37440 | |
| Low-lint wiper (e.g., Kimwipes) | Kimberly-Clark Professional | 34133 | |
| Low-resistance dry powder inhaler | RS01 mod 7 | ||
| Polypropylene needle, 1.5 inch, 16 G | McMaster-Carr | 6934A111 | |
| Polypropylene needle, 1.5 inch, 18 G | McMaster-Carr | 6934A53 | |
| Polypropylene needle, 1.5 inch, 20 G | McMaster-Carr | 6934A55 | |
| Precision sectioning saw | TedPella | 812-300 | Belt sander can be used as an alternative |
| PTFE needle, 2 inch, 20 G | McMaster-Carr | 75175A694 | |
| USP General Chapter <601> | http://www.uspbpep.com/usp31/v31261/usp31nf26s1_c601.asp |
References
- Wu, X., Li, X., Mansour, H. M. Surface analytical techniques in solid-state particle characterization for predicting performance in dry powder inhalers. KONA Powder and Particle Journal. 28, 3-18 (2010).
- Maloney, S. E., Mecham, J. B., Hickey, A. J. Performance testing for dry powder inhaler products: towards clinical relevance. KONA Powder and Particle Journal. 40, 172-185 (2023).
- Maloney, S. E., et al. Spray dried tigecycline dry powder aerosols for the treatment of nontuberculous mycobacterial pulmonary infections. Tuberculosis. 139, 102306 (2023).
- Kaur, J., et al. A hand-held apparatus for "nose-only" exposure of mice to inhalable microparticles as a dry powder inhalation targeting lung and airway macrophages. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 34 (1), 56-65 (2008).
- Yi, J., et al. Whole-body nanoparticle aerosol inhalation exposures. Journal of Visualized Experiments. (75), e50263 (2013).
- Chung, Y. H., Han, J. H., Lee, Y. -H. A study on subchronic inhalation toxicology of 1-chloropropane. Toxicological Research. 31 (4), 393-402 (2015).
- Kuehl, P. J., et al. Regional particle size dependent deposition of inhaled aerosols in rats and mice. Inhalation Toxicology. 24 (1), 27-35 (2012).
- Manser, M., et al. Design considerations for intratracheal delivery devices to achieve proof-of-concept dry powder biopharmaceutical delivery in mice. Pharmaceutical Research. 40, 1165-1176 (2023).
- Stewart, I. E., et al. Development and characterization of a dry powder formulation for anti-tuberculosis drug spectinamide 1599. Pharmaceutical Research. 36 (9), 136 (2019).
- Durham, P. G., et al. Disposable dosators for pulmonary insufflation of therapeutic agents to small animals. Journal of Visualized Experiments. (121), e55356 (2017).
- Miwata, K., et al. Intratracheal administration of siRNA dry powder targeting vascular endothelial growth factor inhibits lung tumor growth in mice. Molecular Therapy: Nucleic Acids. 12, 698-706 (2018).
- Duret, C., et al. Pharmacokinetic evaulation in mice of amorphous itraconazole-based dry powder formulations for inhalation with high bioavailability and extended lung retention. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 86 (1), 46-54 (2014).
- Maloney, S. E., et al. Preparation strategies of the anti-mycobacterial drug bedaquiline for intrapulmonary routes of administration. Pharmaceuticals. 16 (5), 729 (2023).
- Price, D. N., Kunda, N. K., Muttil, P. Challenges associated with the pulmonary delivery of therapeutic dry powders for preclinical testing. KONA Powder and Particle Journal. 36, 129-144 (2019).
- Qiu, Y., Liao, Q., Chow, M. Y. T., Lam, J. K. W. Intratracheal administration of dry powder formulation in mice. Journal of Visualized Experiments. (161), e61469 (2020).
- Fiegel, J., et al. Preparation and in vivo evaluation of a dry powder for inhalation of capreomycin. Pharmaceutical Research. 25 (4), 805-811 (2008).
