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JoVE Journal Neuroscience
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Neuroscience

Ex Vivo Imaging del calcio per il modello di epilessia di Drosophila

Published: October 13, 2023 doi: 10.3791/65825
Automatic Translation
1, 2, 2, 2, 3,4, 1
1Department of Neurology, Institute of Neuroscience, Key Laboratory of Neurogenetics and Channelopathies of Guangdong Province and the Ministry of Education of China, the Second Affiliated Hospital, Guangzhou Medical University, 2The Second Clinical Medicine School of Guangzhou Medical University, 3Department of Obstetrics and Gynecology, Center for Reproductive Medicine, Guangdong Provincial Key Laboratory of Major Obstetric Diseases, The Third Affiliated Hospital of Guangzhou Medical University, 4Key Laboratory for Reproductive Medicine of Guangdong Province, The Third Affiliated Hospital of Guangzhou Medical University

Summary

Qui, presentiamo un protocollo per l'imaging del calcio ex vivo in Drosophila adulta che esprime GCaMP6 per monitorare le attività epilettiformi. Il protocollo fornisce uno strumento prezioso per studiare gli eventi ictali nella Drosophila adulta attraverso l'imaging del calcio ex vivo , consentendo l'esplorazione dei potenziali meccanismi dell'epilessia a livello cellulare.

Abstract

L'epilessia è un disturbo neurologico caratterizzato da convulsioni ricorrenti, parzialmente correlate all'origine genetica, che colpisce oltre 70 milioni di individui in tutto il mondo. Nonostante l'importanza clinica dell'epilessia, l'analisi funzionale dell'attività neurale nel sistema nervoso centrale deve ancora essere sviluppata. I recenti progressi nella tecnologia di imaging, in combinazione con l'espressione stabile di indicatori di calcio geneticamente codificati, come GCaMP6, hanno rivoluzionato lo studio dell'epilessia sia a livello cerebrale che a livello di risoluzione di una singola cellula. La Drosophila melanogaster è emersa come strumento per studiare i meccanismi molecolari e cellulari alla base dell'epilessia grazie alla sua sofisticata genetica molecolare e ai suoi saggi comportamentali. In questo studio, presentiamo un nuovo ed efficiente protocollo per l'imaging del calcio ex vivo in Drosophila adulta che esprime GCaMP6 per monitorare le attività epilettiformi. L'intero cervello viene preparato da cac, un noto gene dell'epilessia, moscerini knockdown per l'imaging del calcio con un microscopio confocale per identificare l'attività neurale come follow-up del test comportamentale simile a un attacco sensibile al bang. Le mosche knockdown del CAC hanno mostrato un tasso più elevato di comportamento simile a convulsioni e attività anomale del calcio, tra cui picchi più grandi e meno picchi piccoli rispetto ai moscerini wild-type. Le attività del calcio sono state correlate a un comportamento simile a quello delle convulsioni. Questa metodologia funge da metodologia efficiente per lo screening dei geni patogeni per l'epilessia e per l'esplorazione del potenziale meccanismo dell'epilessia a livello cellulare.

Introduction

L'epilessia, una complessa malattia neurologica cronica caratterizzata dalla ricorrenza di convulsioni spontanee e non provocate e da un'attività aberrante della rete neuronale, ha colpito oltre 70 milioni di persone in tutto il mondo, rendendola unadelle malattie neurologiche più comuni e portando ai pesanti fardelli delle famiglie e della società. In considerazione dell'impatto dell'epilessia, sono stati condotti molti studi per identificare l'eziologia delle convulsioni, di cui la genetica è stata approvata come causa primaria di molti tipi di epilessie o sindromi epilettiche2. Negli ultimi decenni, i progressi nelle tecnologie genomiche hanno portato a un rapido aumento della scoperta di nuovi geni associati all'epilessia, che svolgono un ruolo cruciale nell'insorgenza delle crisi, compresi i canali ionici e i geni dei canali non ionici 3,4. Tuttavia, i meccanismi sottostanti e l'analisi funzionale tra i geni e i fenotipi epilettici non sono completamente compresi. L'identificazione dei geni e dei meccanismi associati all'epilessia offre la possibilità di gestire i pazienti in modo efficiente 5,6.

I segnali citosolici del calcio sono elementi fondamentali nell'attività neuronale e nella trasmissione sinaptica. L'imaging del calcio, comprese le fette cerebrali7, in vivo 8,9 e ex vivo10, è stato utilizzato per monitorare l'attività neuronale11 come marcatore per l'eccitabilità neuronale dal 197012,13. I recenti progressi nella tecnologia di imaging, in combinazione con gli indicatori di calcio geneticamente codificati (GECI), come GCaMP6, hanno rivoluzionato lo studio dell'epilessia sia a livello cerebrale che a livello di singola cellula 14,15,16, che ha un alto livello di precisione spazio-temporale. Cambiamenti nella concentrazione di calcio e nei transienti sono stati osservati rispettivamente nei potenziali d'azione e nella trasmissione sinaptica14, indicando che l'alterazione dei livelli intracellulari di calcio mostra una stretta correlazione con l'eccitabilità elettrica dei neuroni 17,18. L'imaging del calcio è stato anche applicato come modello di convulsionedello sviluppo 9 ed eseguito in Drosophila per lo screening di composti anticonvulsivanti19.

La Drosophila melanogaster sta emergendo come un potente organismo modello nella ricerca scientifica, come l'epilessia, per la sua sofisticata genetica molecolare e i saggi comportamentali 20,21,22. Inoltre, gli strumenti genetici avanzati di Drosophila hanno contribuito all'espressione dell'indicatore di calcio codificato geneticamente GCaMP6. Ad esempio, i sistemi trascrizionali binari basati su Gal4 e UAS consentono un'espressione specifica del GCaMP6 in modo spazialmente e temporalmente controllato. Poiché la Drosophila è un organismo minuscolo, l'imaging del calcio in vivo richiede competenze operative competenti per eseguire un intervento chirurgico, in cui solo una piccola parte della dorsale del cervello è stata esposta attraverso una piccola finestra14,23. Allo stesso tempo, l'imaging del calcio ex vivo nel cervello intatto di Drosophila può essere utilizzato per monitorare le regioni di interesse (ROI) dell'intero cervello.

In questo studio, presentiamo l'imaging del calcio ex vivo in Drosophila adulta esprimente GCaMP6 per monitorare le attività epilettiformi. CACNA1A è un noto gene dell'epilessia, il cac appartiene al canale Cav2, che è un omologo di CACNA1A. Abbiamo iniziato sezionando il cervello dei moscerini knockdown cac tub-Gal4>GCaMP6m/cac-RNAi e impersonandoli utilizzando un microscopio confocale con modalità di scansione xyt. Abbiamo quindi analizzato i cambiamenti nei segnali di calcio delle ROI calcolando indicatori che quantificano gli eventi spontanei simili alle convulsioni, come il valore %ΔF/F e gli eventi di calcio della fluorescenza GCaMP6. Inoltre, abbiamo eseguito uno stimolo meccanico con una macchina a vortice per indurre test di comportamento convulsivo su mosche cac-knockdown e per convalidare i risultati dell'imaging del calcio. Nel complesso, questo protocollo fornisce uno strumento prezioso per studiare gli eventi ictali nella Drosophila adulta attraverso l'imaging del calcio ex vivo , consentendo l'esplorazione dei potenziali meccanismi dell'epilessia a livello cellulare.

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Protocol

1. Protocollo per il saggio sensibile al bang

  1. Stabilire le mosche sperimentali incrociando la linea driver tub-Gal4 con la linea UAS-cac-RNAi tramite il sistema Gal4/UAS21. Raccogli le mosche vergini della linea tub-Gal4 e le mosche maschi della linea UAS-cac-RNAi . Quindi, trasferisci le mosche vergini e maschili nella stessa fiala per raccogliere la prole.
    NOTA: La linea di driver tub-Gal4 consentirà di ottenere il knockdown globale del gene cac . Utilizzare la linea UAS-cac-RNAi come gruppo di controllo.
  2. Dopo 3-5 giorni dall'eclusione, anestetizzare delicatamente le mosche utilizzando il 100% CO2 (attrezzatura per anestesia CO2 ) e raccogliere sia le mosche tub-Gal4>UAS-cac-RNAi che le mosche UAS-cac-RNAi con un pennello. Trasferisci queste mosche in fiale di cibo nuove e pulite 1 giorno prima del test per assicurarti che siano ben preparate.
  3. Anestetizzare delicatamente le mosche con la CO2. Una volta anestetizzati, posizionare con cura 4-6 mosche in singole fiale fresche. Lasciare che le mosche si riprendano dall'anestesia per circa 1 ora prima di procedere con il test.
    NOTA: Per ogni genotipo, sono stati testati un minimo di cinque prove e ogni prova consisteva in sei fiale di mosche.
  4. Installare l'apparecchio di controllo. Posiziona una fotocamera (720-1080P, almeno 30-60 FPS, AF bloccato) su un treppiede davanti a una lavagna. Regola manualmente la messa a fuoco della fotocamera utilizzando una fiala vuota per garantire riprese chiare e accurate.
  5. Usa un miscelatore a vortice per eseguire il comportamento simile a un attacco indotto meccanicamente. Posizionare ogni flaconcino contenente 4-6 mosche sul miscelatore a vortice e farlo funzionare all'impostazione più alta (2800 giri/min) per esattamente 10 secondi. Dopo il vortice, posizionare prontamente il flaconcino sulla lavagna.
  6. Osserva le mosche e registra qualsiasi comportamento simile a un attacco epilettico che mostrano.
    NOTA: Il comportamento simile alle convulsioni osservato nei moscerini consiste in tre fasi: convulsioni (che si manifestano come ali vibranti), paralisi e recupero24. Il rapporto tra mosche sequestrate e mosche testate è stato definito come tasso di convulsioni.
    1. Misurare il tempo di recupero come il tempo necessario dopo il vortice fino a quando le mosche riacquistano la capacità di stare in piedi25.

2. Protocollo per l'imaging del calcio del cervello ex vivo

  1. Stabilire rispettivamente le mosche della linea tub-Gal4>UAS-GCaMP6m e tub-Gal4>UAS-GCaMP6m/cac-RNAi . Generare i moscerini utilizzando il sistema di espressione binaria Gal4/UAS21 per consentire il monitoraggio dell'attività del calcio nel cervello ex vivo .
  2. Preparare la soluzione di dissezione come descritto nella ricetta fornita (Tabella 1)26.
    1. Preparare la soluzione esterna come descritto nella Tabella 1. Regolare a pH 7,2 con NaOH e regolare l'osmolarità a 250-255 mOsm/L.
      NOTA: La soluzione esterna può essere conservata a 4 °C per 1 settimana.
    2. Per preparare la soluzione di dissezione, aggiungere 9 unità di sospensione di papaina e L-lisina (2 mg/mL) a 600 μL della soluzione esterna. Agitare la soluzione e attendere 15 minuti fino a quando la soluzione è limpida.
      NOTA: Si consiglia di utilizzare la soluzione di dissezione entro 4 ore.
  3. Perfondere la soluzione esterna con soluzione fisiologica ossigenata (95% di ossigeno e 5% di anidride carbonica) per 5 minuti prima dell'uso. Utilizzare la pipetta per trasferire circa 10 μL della soluzione di dissezione in una capsula di Petri. Questa soluzione fornirà le condizioni necessarie per la dissezione cerebrale e l'imaging.
  4. Sezionare attentamente il cervello di entrambe le linee tub-Gal4>UAS-GCaMP6m e tub-Gal4>UAS-GCaMP6m/cac-RNAi utilizzando gli aghi della siringa e il microscopio. Seguire il protocollo stabilito per la dissezione cerebrale27.
  5. Utilizzare una pipetta per trasferire il cervello preparato in una capsula di registrazione contenente 5 mL di soluzione esterna fresca e immobilizzare il cervello utilizzando un supporto C-sharp nella capsula di registrazione per 3-5 minuti per il recupero.
    NOTA: Il supporto C-sharp è stato costituito da un semicerchio metallico di 7 mm di diametro attraversato da fibre parallele distanti 0,5 mm l'una dall'altra.
  6. Configurazione e acquisizione dell'imaging confocale
    1. Per l'imaging confocale, cattura ogni cervello con un obiettivo 20x e la modalità di scansione xyt. Identifica i neuroni del corpo del fungo con un'ulteriore amplificazione digitale 4,5x basata su un'amplificazione ottica 20x.
      NOTA: Ogni cervello ex vivo può essere sottoposto a imaging per più di 1 ora.
    2. Acquisisci l'intera emissione cerebrale-GCaMP6m a 488 nm di eccitazione laser con una potenza laser di 16 μw. Impostare i parametri di scansione su una velocità di 400, con una dimensione in pixel di 256 pixel x 256 pixel. Utilizzare una frequenza di acquisizione di 5,3 Hz e registrare per una durata di 3 minuti.
  7. Identifica 5-8 ROI in ogni cervello e analizza la fluorescenza. Determinare manualmente il corpo cellulare dei neuroni del corpo del fungo come regione di interesse28.
    1. Etichettare i neuroni identificati e misurare le loro intensità di fluorescenza mediante ImageJ. Analizza i dati di fluorescenza di GCaMP6m tramite %ΔF/F = (F1-F0)/(F0-B). Definire la fluorescenza intracellulare, che aumenta tra 2 e 2,5 deviazioni standard al di sopra della linea di base, come piccoli picchi, e la fluorescenza intracellulare, che aumenta di più di 2,5 deviazioni standard al di sopra della linea di base, come grandi picchi. Analizza la frequenza dei picchi di calcio con il test t di Student.
      NOTA: F0 è stato definito come linea di base in base all'intensità media di fluorescenza dei 5 fotogrammi iniziali in ROI, F1 come intensità di fluorescenza del punto temporale dato e B come sfondo senza fluorescenza. Anche le attività fisiologiche temporali dei neuroni sono utili per distinguerli dai segnali di rumore.

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Representative Results

Utilizzando questo protocollo, abbiamo scoperto che le mosche knockdown cac hanno mostrato tassi significativamente più elevati di comportamento simile a convulsioni rispetto alle mosche WT (17,00 ± 2,99 [n = 6] vs 4,50 ± 2,03 [n = 6]; P = 0,0061; Test t di Student, Figura 1A). La maggior parte dei moscerini tub-Gal4>UAS-cac-RNAi si è ripresa entro 1-5 s, mentre i moscerini UAS-cac-RNAi si sono ripresi entro 2 s. La percentuale di recupero delle mosche da knockdown CAC entro 1 s è risultata significativamente inferiore a quella delle mosche WT (88,08 ± 1,89 [n = 6] contro 96,50 ± 1,82 [n = 6]; P = 0,0093; Test t di Student, Figura 1B). Come mostrato nella Figura 2, sono stati osservati segnali di calcio nel corpo dei funghi delle mosche. Piccoli picchi si sono verificati meno nei moscerini knockdown cac (tub-Gal4>UAS-GCaMP6m/cac-RNAi, 2,97 ± 0,96 [n = 13] vs. tub-Gal4>UAS-GCaMP6m, 5,33 ± 1,31 [n = 13]; P < 0,0001; T-test di Student), mentre i grandi picchi si sono verificati maggiormente nei moscerini knockdown cac (tub-Gal4>UAS-GCaMP6m/cac-RNAi, 2,87 ± 0,63 [n = 13] vs. tub-Gal4>UAS-GCaMP6m, 1,72 ± 0,62 [n = 13]; P < 0,0001). Questi risultati indicano che i segnali di calcio osservati nei moscerini sono altamente correlati con l'attività neuronale e hanno mostrato coerenza con il comportamento simile a un attacco epilettico nei moscerini da knockdown CAC .

Figure 1
Figura 1: Tassi classici di convulsioni e tempo di recupero nei moscerini. (A) Le convulsioni si sono verificate a un tasso più elevato nei moscerini da knockdown CAC . (B) Il tempo di recupero dal sequestro. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2: Segnali rappresentativi del calcio nel corpo del fungo delle mosche. (A) Segnali di calcio in 5 cellule selezionate nel corpo del fungo delle mosche. (B) Traccia tipica: variazione della fluorescenza (ΔF/F) nel tempo da una singola cellula del corpo del fungo in file knockdown e wild-type. (C) Eventi globali o neuronali di calcio che si verificano nel corpo del fungo delle mosche distinti in piccole e grandi punte. (D) Picchi di calcio in tutto il cervello delle mosche knockdown e dei controlli. Questa cifra è stata modificata con il permesso di Liu et al.29. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Soluzione esterna per la registrazione e la realizzazione di soluzioni di dissezione.
Cloruro di sodio 101 milioni di metri
Cloruro di potassio 3 milioni di minuti
Cloruro di calcio 1 millimetro
Cloruro di magnesio 4 milioni di metri
Glucosio 5 milioni di metri
Fosfato di sodio monobasico 1,25 millimetri
Bicarbonato di sodio 20,7 milioni di metri
Soluzione di dissezione
Soluzione esterna 600 μL
Sospensione di papaina 9 U
L-lisina 2 mg/mL

Tabella 1: Composizione delle soluzioni esterne e di dissezione.

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Discussion

Lo ione calcio funge da secondo messaggero cruciale, svolgendo un ruolo fondamentale in una serie di risposte fisiologiche e fisiopatologiche a perturbazioni sia chimiche che elettriche. Inoltre, l'elemento topologico dei canali P/Q presinaptici, codificato dal gene CACNA1A umano, è stato identificato come responsabile della mediazione della scarica di vari neurotrasmettitori, tra cui il glutammato 30,31,32, ed è strettamente legato all'epilessia 33,34. In precedenza, il comportamento delle mosche knockdown Cac non mostrava la gravità riportata in alcuni mutanti e mostrava persino effetti soppressivi in alcuni moscerini mutanti doppi35 . I risultati di questo studio rivelano che le mosche da knockdown cac sono più inclini alle convulsioni rispetto alle loro controparti selvatiche. Questa osservazione corrisponde al fatto che i pazienti e altri modelli animali portatori di CACNA1A varianti con perdita di funzione sono affetti da epilessia28,36. A livello globale, l'abbattimento del cac potrebbe interrompere direttamente la trasmissione neuromuscolare nei motoneuroni. Sebbene la locomozione negli adulti e nelle larve sia risultata non predittiva della suscettibilità alle convulsioni, il contributo del CAC dei motoneuroni nel comportamento convulsivo deve essere ulteriormente studiato37. Coerentemente, nell'imaging del calcio ex vivo, abbiamo notato una maggiore proporzione di eventi di calcio nel corpo del fungo dei moscerini knockdown cac rispetto a quello dei moscerini wild-type (WT), il che indicava una maggiore frequenza di attivazione neuronale9. Il corpo a fungo delle mosche è considerato vagamente analogo all'ippocampo e alla corteccia nel cervello dei mammiferi. Poiché le convulsioni di solito si verificano nell'ippocampo e nella corteccia degli esseri umani, il corpo del fungo viene utilizzato per studiare l'attività del calcio neurale correlata alle convulsioni in questo studio. In conclusione, questo studio ha stabilito la coerenza del test sensibile alle convulsioni e dell'imaging del calcio in Drosophila.

Nel campo dell'imaging del calcio, l'utilizzo dell'indicatore di calcio GCaMP6 in combinazione con la microscopia confocale consente il monitoraggio delle alterazioni della concentrazione di calcio in vari contesti come in vivo, in colture cellulari, in fette di cervello e in tessuto cerebrale intatto ex vivo del modello Drosophila. Tuttavia, è comunemente inteso che l'imaging in vivo dei flussi di calcio all'interno del sistema nervoso centrale della Drosophila richiede un intervento chirurgico raffinato per ottenere l'accesso ottico al cervello; Questo ostacolo può inibire la praticità e il progresso di questa tecnica nei singoli laboratori 8,16. Il pesce zebra è anche un importante modello animale per studiare l'epilessia. Anche il metodo di imaging del calcio in vivo è stato stabilito in precedenza36. Tuttavia, solo le larve di zebrafish possono essere utilizzate per la registrazione di immagini in vivo. D'altra parte, sebbene i modelli di coltura cellulare e di fette di cervello possano fornire immagini a risoluzione più elevata, l'integrità del cervello e delle sue reti neurali non può essere completamente replicata in colture cellulari o fette di cervello a causa di interruzioni strutturali. L'attuale studio affronta questi problemi implementando tessuti cerebrali di Drosophila intatti isolati per l'imaging del calcio, evitando così la necessità di complesse tecniche chirurgiche e preservando l'integrità del cervello e delle reti neurali senza interruzioni. L'approccio ex vivo produce anche un rapporto segnale/rumore superiore rispetto alle tecniche di imaging in vivo.

Il presente studio chiarisce varie procedure cardine nel protocollo riguardanti la generazione delle mosche della linea tub-Gal4>UAS-GCaMP6m/cac-RNAi . Inizialmente, il doppio bilanciatore ha svolto un ruolo cruciale nell'ottenere le mosche desiderabili. I bilanciatori marcati consentono ai ricercatori di seguire alleli e cromosomi attraverso complessi incroci multigenerazionali38. Successivamente, per l'efficiente separazione del tessuto cerebrale intatto e una migliore visualizzazione microscopica, è stato imperativo utilizzare la sospensione di papaina per ammorbidire la fibra superficiale del cervello. Inoltre, per stabilizzare il cervello e prevenire danni neuronali durante la sperimentazione, si è ritenuto necessario l'uso di un supporto C-sharp con mirino in nylon27.

In conclusione, l'imaging del calcio applicato qui insieme al test comportamentale simile a un attacco sensibile al bang in Drosophila è un potente sistema per lo screening dei geni associati all'epilessia e per l'esplorazione del potenziale meccanismo dell'epilessia a livello cellulare. Certamente, questa tecnica non può studiare i segnali del calcio in tempo reale correlati al comportamento animale come altri metodi in vivo.

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Disclosures

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Acknowledgments

Questo lavoro è stato sostenuto dalla Guangdong Basic and Applied Basic Research Foundation (sovvenzione n. 2022A1515111123 a Jing-Da Qiao) e prevede di migliorare la ricerca scientifica in GMU (Jing-Da Qiao). Questo lavoro è stato sostenuto anche dal Piano di Incentivazione per l'Innovazione degli Studenti dell'Università di Medicina di Guangzhou (Finanziamento n. 02-408-2304-02038XM).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Brushes Panera AAhc022-2 for handling flies
Calcium chloride (CaCl2) Sigma-Aldrich C4901
Confocal microscope SP8; Zeiss, Jena, Germany. N/A for calcium imaging
CO2 anesthesia machine N/A N/A for Anesthetizing the flies.
C-sharp holder N/A N/A handmade, for mounting the brain
Culture vials Biologix 51-0500 2.5 cm diameter, 9.5 cm height
Fiji software National Institutes of Health, Bethesda, MD, USA version: 2.14.0 for analysis
Fly morgue N/A N/A handmade, for handling flies
Fly stocks cac-RNAi 27244 from Bloomington Drosophila Stock Center
Fly stocks GCaMP6m 42750 from Bloomington Drosophila Stock Center
Fly stocks tub-Gal4 N/A from the Sion-Frech Hoffmann Institute, Guangzhou Medical University
Glucose Sigma-Aldrich G8270
High-resolution camera N/A N/A for recording the seizure-like behavior assay
L-lysine Sigma-Aldrich L5626
Magnesium chloride solution (MgCl2) Sigma-Aldrich M1028
Papain suspension Worthington Biochemical LS003126
Petri dishes Sigma-Aldrich SLW1480/02D for dissection
Pipette Thermo Scientific 4640010, 4640030, 4640050, 4640060 for transporting a measured volume of liquid and diseccected brain
Potassium chloride (KCl) Sigma-Aldrich P4504
Recording dish Thermo Scientific 150682- Glass Based Dish for holding the brain and calcium imaging
Sodium bicarbonate (NaHCO3) Sigma-Aldrich S5761
Sodium chloride (NaCl) Sigma-Aldrich S5886
Sodium hydroxide (NaOH) Fisher Scientific S25550
Sodium phosphate monobasic (NaH2PO4) Sigma-Aldrich S8282
Stereo-binocular microscope SHANG GUANG XTZ-D for handling flies and dissection
Syringe needles pythonbio HCL0693 for dissection
Tripod WEIFENG 45634732523 for recording the seizure-like behavior assay
Vortex mixer Lab dancer, IKA, Germany/Sigma-Aldrich Z653438 for performing the seizure-like behavior assay
Whiteboard N/A N/A handmade, foam pad or paper for background

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References

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Imaging del calcio ex vivo modello di Drosophila epilessia disturbo neurologico convulsioni ricorrenti origine genetica tecnologia di imaging indicatori di calcio geneticamente codificati GCaMP6 risoluzione a livello cerebrale risoluzione a singola cellula genetica molecolare saggi comportamentali protocollo drosofila adulta attività epilettiformi microscopio confocale attività neurale saggio comportamentale simile a convulsioni sensibile al bang mosche knockdown del gene Cac attività anomale del calcio screening genetico patogeno
<em>Ex Vivo</em> Imaging del calcio per il modello di <em>epilessia di Drosophila</em>
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He, M. F., Liu, C. Q., Zhang, X. X., … More

He, M. F., Liu, C. Q., Zhang, X. X., Lin, Y. M., Mao, Y. L., Qiao, J. D. Ex Vivo Calcium Imaging for Drosophila Model of Epilepsy. J. Vis. Exp. (200), e65825, doi:10.3791/65825 (2023).

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