Summary
Il presente protocollo fornisce descrizioni dettagliate per l'isolamento efficiente delle vescicole extracellulari urinarie utilizzando microsfere magnetiche funzionalizzate. Inoltre, comprende analisi successive, tra cui western blotting, proteomica e fosfoproteomica.
Abstract
Le vescicole extracellulari (EV) dei biofluidi hanno recentemente guadagnato un'attenzione significativa nel campo della biopsia liquida. Rilasciati da quasi tutti i tipi di cellule, forniscono un'istantanea in tempo reale delle cellule ospiti e contengono una grande quantità di informazioni molecolari, comprese le proteine, in particolare quelle con modificazioni post-traduzionali (PTM) come la fosforilazione, come principale attore delle funzioni cellulari e dell'insorgenza e progressione della malattia. Tuttavia, l'isolamento delle vescicole extracellulari dai biofluidi rimane impegnativo a causa delle basse rese e delle impurità degli attuali metodi di isolamento delle vescicole extracellulari, rendendo difficile l'analisi a valle del carico di vescicole extracellulari, come le fosfoproteine delle vescicole extracellulari. In questo articolo, descriviamo un metodo di isolamento rapido ed efficace delle EV basato su microsfere magnetiche funzionalizzate per l'isolamento delle EV da biofluidi come l'urina umana e l'analisi della proteomica e della fosfoproteomica a valle dopo l'isolamento delle vescicole extracellulari. Il protocollo ha consentito un'elevata resa di recupero delle vescicole extracellulari urinarie e dei profili sensibili del proteoma e del fosfoproteoma delle vescicole extracellulari. Inoltre, in questa sede vengono affrontate anche la versatilità di questo protocollo e le relative considerazioni tecniche.
Introduction
Le vescicole extracellulari (EV) sono nanoparticelle incapsulate nella membrana secrete da tutti i tipi di cellule e sono presenti in biofluidi come sangue, urina, saliva, ecc.1,2,3,4. Le vescicole extracellulari trasportano un carico di diverse molecole bioattive che riflettono lo stato fisiologico e patologico delle loro cellule ospiti e, quindi, funzionano come fattori cruciali nella progressione della malattia 4,5,6. Inoltre, studi approfonditi hanno stabilito che i marcatori di malattia basati sulle vescicole extracellulari possono essere identificati prima dell'insorgenza dei sintomi o del rilevamento fisiologico dei tumori 5,6,7.
La fosforilazione agisce come un meccanismo chiave nella segnalazione e nella regolazione cellulare. Pertanto, le fosfoproteine forniscono una fonte preziosa per la scoperta di biomarcatori poiché eventi di fosforilazione aberranti sono associati a vie di segnalazione cellulare disregolate e allo sviluppo di malattie metastatiche come il cancro 8,9,10. Sebbene la profilazione delle dinamiche di fosforilazione consenta l'identificazione di firme fosfoproteiche specifiche della malattia come potenziali biomarcatori, la bassa abbondanza e la natura dinamica delle fosfoproteine pongono grandi sfide nello sviluppo delle fosfoproteine come biomarcatori11,12. In particolare, le fosfoproteine poco abbondanti incapsulate all'interno delle vescicole extracellulari sono protette dalla digestione enzimatica esterna nell'ambiente extracellulare8. Di conseguenza, le vescicole extracellulari e le fosfoproteine derivate da EV offrono una fonte ideale per la scoperta di biomarcatori nella diagnosi precoce del cancro e di altre malattie.
Sebbene l'analisi della fosforilazione delle proteine nelle vescicole extracellulari offra una risorsa preziosa per comprendere la segnalazione del cancro e la diagnosi precoce della malattia, la mancanza di metodi efficienti di isolamento delle vescicole extracellulari rappresenta un ostacolo importante. L'isolamento delle vescicole extracellulari è comunemente ottenuto attraverso l'ultracentrifugazione differenziale (DUC)13. Tuttavia, questo metodo richiede molto tempo e non è adatto per le implicazioni cliniche a causa della bassa produttività e della scarsa riproducibilità13,14. Gli approcci alternativi di isolamento delle EV, come la precipitazione indotta da polimeri15, sono limitati dalla bassa specificità dovuta alla co-precipitazione delle proteine non-EV. Gli approcci basati sull'affinità, tra cui la cattura dell'affinità basata sugli anticorpi16 e la filtrazione dell'affinità17, offrono una maggiore specificità, ma sono limitati a un tasso di recupero relativamente basso a causa del volume ridotto.
Per affrontare i problemi nell'esplorazione della dinamica delle fosfoproteine nelle vescicole extracellulari, il nostro gruppo ha sviluppato una tecnica di recupero e purificazione totale delle vescicole extracellulari (EVtrap) basata sull'affinità chimica per catturare le vescicole extracellulari su microsfere magnetiche funzionalizzate18. Risultati precedenti hanno dimostrato che questo metodo di isolamento delle vescicole extracellulari basato su microsfere magnetiche è altamente efficace nell'isolare le vescicole extracellulari da un'ampia gamma di campioni di biofluidi ed è in grado di ottenere una resa di vescicole extracellulari molto più elevata, riducendo al minimo la contaminazione rispetto al DUC e ad altri metodi di isolamento esistenti18,19. Abbiamo utilizzato con successo EVtrap e un metodo di arricchimento di fospopeptidi a base di titanio sviluppato dal nostro gruppo20 per profilare il fosfoproteoma di vescicole extracellulari derivate da diversi biofluidi e per rilevare potenziali biomarcatori fosfoproteici per varie malattie 19,21,22.
Qui presentiamo un protocollo basato su EVtrap per l'isolamento delle vescicole extracellulari circolanti. Il protocollo si concentra sulle vescicole extracellulari urinarie. Dimostriamo anche la caratterizzazione di vescicole extracellulari isolate utilizzando il western blotting. Descriviamo quindi in dettaglio la preparazione del campione e l'acquisizione della spettrometria di massa (MS) per le analisi di proteomica e fosfoproteomica. Questo protocollo fornisce un flusso di lavoro efficiente e riproducibile per la profilazione del proteoma e del fosfoproteoma delle vescicole extracellulari urinarie, che faciliterà ulteriori studi sulle vescicole extracellulari e sulle loro applicazioni cliniche23.
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Protocol
Tutti i campioni di urina sono stati raccolti da individui sani dopo il consenso informato. Gli esperimenti erano conformi a tutti gli standard etici che coinvolgono campioni umani e conformi alle linee guida del programma di protezione della ricerca umana della Purdue University.
1. Raccolta dei campioni
- Centrifugare 12 mL di campione di urina in una provetta da centrifuga conica da 15 mL per 10 minuti a 2.500 x g, 4 °C per rimuovere i detriti cellulari e i corpi apoptotici di grandi dimensioni.
- Trasferire 10 mL del surnatante in una nuova provetta da 15 mL e procedere con l'isolamento delle vescicole extracellulari.
NOTA: Il protocollo può essere messo in pausa e i campioni possono essere conservati a -80 °C e scongelati a 37 °C al momento dell'uso.
2. Isolamento delle vescicole extracellulari con l'approccio EVtrap
- Aggiungere 0,5 mL di tampone di carico (rapporto 1:10 v/v) e 100 μL di liquame a microsfere EVtrap (rapporto 1:50 v/v) al campione secondo le istruzioni del produttore.
- Incubare il campione ruotandolo da un'estremità all'altra per 30 minuti a temperatura ambiente.
- Pellet il campione posizionando la provetta conica da 15 mL su un rack separatore magnetico. Rimuovere il surnatante.
- Risospendere le perle in 1 mL di tampone di lavaggio e trasferire la sospensione in una provetta da microcentrifuga da 1,5 mL. Pipettare delicatamente per risospendere le perle legate all'EV.
- Posizionare la provetta su un rack separatore magnetico per provette da microcentrifuga da 1,5 mL e aspirare il surnatante. Utilizzare una pipetta P200 per aspirare completamente il surnatante ed evitare di aspirare le microsfere.
- Lavare le perline con 1 ml di tampone di lavaggio. Aggiungere il tampone subito dopo aver aspirato il surnatante per evitare che le perle si secchino.
- Lavare le perle 2 volte con 1 mL di soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) a temperatura ambiente.
- Incubare le microsfere con 100 μL di trietilammina da 100 mM appena preparata per 10 minuti a temperatura ambiente e raccogliere la soluzione eluita contenente EV utilizzando un rack separatore magnetico per provette da microcentrifuga da 1,5 mL.
NOTA: Per preparare 1 mL di trietilammina 100 mM, diluire 14 μL di soluzione di trietilammina in acqua. - Ripetere il passaggio 2.8 e unire le soluzioni eluite. Essiccare l'eluato utilizzando un concentratore centrifugo sottovuoto a 4 °C.
NOTA: L'esperimento può essere messo in pausa qui. I campioni di EV essiccati possono essere conservati a -80 °C per diversi mesi senza effetti negativi sui passaggi successivi o sui risultati.
3. Caratterizzazione delle vescicole extracellulari mediante western blotting
- Risospendere il 5% del campione EV essiccato (equivalente a 0,5 mL del campione di urina) in 20 μL di 1 tampone per campioni di litio dodecilsolfato (LDS) con 10 mM di ditiotreitolo (DTT).
NOTA: Le vescicole extracellulari da 0,5 mL di urina sono sufficienti per rilevare il segnale CD9 (un marcatoreEV 24) nel western blotting. - Far bollire il campione per 5 minuti a 95 °C. Caricare il campione su un gel di poliacrilammide ed eseguire l'elettroforesi e l'immunoblotting seguendo i protocolli standard25.
- Dopo aver trasferito le proteine su una membrana in fluoruro di polivinilidene a bassa fluorescenza (PVDF), bloccare la membrana con albumina sierica bovina (BSA) all'1% in soluzione salina tamponata tris tween-20 (TBST) per 1 ora a temperatura ambiente. Per preparare 1 L di tampone TBST, aggiungere 19 mM di Tris base, 137 mM di NaCl e 1 mL di Tween-20; regolare il pH a 7,4 utilizzando HCl.
- Incubare la membrana con l'anticorpo anti-CD9 di coniglio in rapporto 1:5.000 in BSA all'1% in TBST a 4 °C per una notte o per 2 ore a temperatura ambiente.
- Lavare la membrana 3 volte per 5 minuti ciascuna con TBST. Incubare la membrana con IgG anti-coniglio, anticorpo secondario legato all'HRP in rapporto 1:5000 in BSA all'1% in TBST per 1 ora a temperatura ambiente.
- Lavare la membrana 3 volte per 5 minuti ciascuna con TBST. Aggiungere i substrati a chemiluminescenza avanzata (ECL) ottenuti commercialmente (rapporto 1:1) sulla membrana e rilevare i segnali su un sistema di imaging a chemiluminescenza.
4. Preparazione del campione per l'analisi proteomica e fosfoproteomica
- Preparare un tampone di lisi fresco contenente 12 mM di desossicolato di sodio (SDC), 12 mM di sodio lauroil sarcosinato (SLS), 100 mM di tampone di bicarbonato di trietilammonio (TEAB), 10 mM di tris-(2-carbossietil)fosfina (TCEP), 40 mM di cloroacetammide (CAA) e 1x cocktail di inibitori della fosfatasi.
NOTA: Le soluzioni stock sono elencate nella descrizione della Tabella dei materiali. Il tampone di lisi viene preparato aggiungendo le soluzioni madre per ottenere le concentrazioni desiderate a seconda del volume richiesto. - Solubilizzare il campione EV essiccato in 100 μL di tampone di lisi e riscaldare il campione per 10 minuti a 95 °C con agitazione a 1.100 giri/min.
- Dopo aver raffreddato il campione a temperatura ambiente, diluirlo cinque volte aggiungendo 400 μL di TEAB 50 mM.
- Misurare la concentrazione proteica utilizzando un kit di analisi BCA secondo le istruzioni del produttore. Utilizzare il tampone di lisi diluito cinque volte con 50 mM TEAB come bianco.
- Aggiungere la miscela tripsina/Lys-C con un rapporto enzima/proteina di 1:50 p/p e incubare il campione a 37 °C per una notte con agitazione a 1.100 giri/min.
- Aggiungere 50 μL di acido trifluoroacetico (TFA) al 10% per acidificare il campione.
- Aggiungere 600 μL di acetato di etile ai campioni e agitare la miscela per 2 minuti.
- Centrifugare il campione per 3 minuti a 20.000 x g e rimuovere lo strato superiore (strato organico). Evitare di disturbare l'interfaccia durante l'aspirazione.
- Ripetere i passaggi 4.7-4.8. Essiccare la fase acquosa utilizzando un concentratore centrifugo sottovuoto.
- Risospendere il campione essiccato in 200 μL di TFA allo 0,1% per acidificare i peptidi e dissalare il campione utilizzando una punta di desalinizzazione C18 secondo le istruzioni del produttore. Condizionare la punta con 200 μL di TFA allo 0,1% in acetonitrile all'80%, seguita da 2x con 200 μL di TFA allo 0,1%. Caricare il campione di peptide acidificato nella puntale e quindi lavare la punta 3 volte con 200 μL di TFA allo 0,1%. Eluire i peptidi con 200 μL di TFA allo 0,1% in acetonitrile all'80%.
- Essiccare l'eluato utilizzando un concentratore centrifugo sottovuoto. Essiccare separatamente il 2% del campione peptidico (equivalente a 0,2 mL del campione di urina) per l'analisi proteomica. Utilizzare il resto (98%) del campione per l'analisi fosfoproteomica.
- Arricchire i fosfopeptidi dal campione utilizzando un kit di arricchimento di fosfopeptidi secondo le istruzioni del produttore. Eseguire i passaggi descritti di seguito per l'arricchimento.
- Risospendere il campione essiccato in 200 μL di tampone di carico. Aggiungere 50 μL di microsfere al campione e agitare energicamente per 20 minuti a temperatura ambiente. Caricare il campione con le perle sulla punta fritta e centrifugare per 1 minuto a 100 x g.
- Lavare la punta con 200 μL di tampone di carico, quindi con il tampone di lavaggio 1, quindi con il tampone di lavaggio 2. Eseguire tutte e tre le fasi di lavaggio centrifugando una volta per 2 minuti a 20 x g e una volta per 1 minuto a 100 x g.
- Metti la punta con le perline in un nuovo tubo per raccogliere i fosfopeptidi eluiti. Aggiungere 50 μL di tampone di eluizione al puntale e centrifugare una volta per 2 minuti a 20 x g. Aggiungere altri 50 μL di tampone di eluizione al puntale e centrifugare una volta per 2 minuti a 20 x g. Centrifugare un'ultima volta per 1 minuto a 100 x g.
- Essiccare i fosfopeptidi eluiti utilizzando un concentratore centrifugo sottovuoto.
5. Analisi LC-MS/MS
NOTA: È possibile utilizzare diversi sistemi/impostazioni LC-MS/MS e metodi di acquisizione dati, come l'acquisizione dipendente dai dati (DDA).
- Risospendere i campioni essiccati di proteoma/fosfoproteoma in acido formico allo 0,1% (solvente A) e caricare i campioni secondo le istruzioni del produttore.
- Iniettare i campioni nella MS a tempo di volo a mobilità ionica intrappolata attraverso il sistema di cromatografia liquida (LC) e utilizzare il metodo standardizzato preimpostato Whisper 40 campioni al giorno. I peptidi sono separati su una colonna C18 di 15 cm (diametro interno 75 μm, dimensione delle particelle 1,9 μm) come indicato nella tabella dei materiali.
- Per l'analisi proteomica, acquisire i dati utilizzando un metodo di acquisizione parallelo-frammentazione seriale combinato con il metodo di acquisizione dia-PASEF (data-independent acquisition) con un intervallo di massa per rampa compreso tra 300-1200 m/z e da 0,6-1,50 1/K0 con un tempo di ciclo di 1,38 s.
- Per l'analisi fosfoproteomica, acquisire i dati utilizzando un metodo di acquisizione dia-PASEF con un intervallo di massa per rampa compreso tra 400-1550 m/z e 0,6-1,50 1/K0 con un tempo di ciclo di 1,38 s.
- Carica i file grezzi nel software di proteomica ed esegui l'estrazione, l'identificazione e la quantificazione del segnale utilizzando un flusso di lavoro di acquisizione indipendente dai dati senza libreria.
- Per le impostazioni di ricerca, utilizzare il database Homo sapiens , tipi di digest specifici con enzimi tripsina/P, 7 lunghezza minima del peptide, 52 lunghezza massima del peptide, due scissioni mancate, carbamidometilico alla cisteina come modifica fissa, azoto alla proteina acetilica N-termine, ossidazione alla metionina e fosforilazione alla serina, treonina e tirosina (per l'analisi fosfoproteomica) come modifiche variabili e 5 come modifiche variabili massime. Impostare l'FDR su PSM, peptide e gruppo proteico su 0,01.
NOTA: In questo protocollo è stato utilizzato il software Spectronaut. Di uso comune vengono utilizzati anche altri software di ricerca dati DIA come DIA-NN e PEAKS. Se i dati sono stati acquisiti in modalità DDA, sono applicabili software come MaxQuant e Proteome Discoverer.
- Per le impostazioni di ricerca, utilizzare il database Homo sapiens , tipi di digest specifici con enzimi tripsina/P, 7 lunghezza minima del peptide, 52 lunghezza massima del peptide, due scissioni mancate, carbamidometilico alla cisteina come modifica fissa, azoto alla proteina acetilica N-termine, ossidazione alla metionina e fosforilazione alla serina, treonina e tirosina (per l'analisi fosfoproteomica) come modifiche variabili e 5 come modifiche variabili massime. Impostare l'FDR su PSM, peptide e gruppo proteico su 0,01.
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Representative Results
Questo protocollo dimostra un flusso di lavoro completo, dall'isolamento delle vescicole extracellulari alle analisi di proteomica e fosfoproteomica a valle (Figura 1). I campioni di urina triplicati sono stati sottoposti a isolamento EV. Le vescicole extracellulari isolate sono state caratterizzate mediante western blotting e successivamente processate per la preparazione del campione di proteomica basata sulla spettrometria di massa, compresa l'estrazione delle proteine, la digestione enzimatica e la pulizia dei peptidi. Per l'analisi fosfoproteomica, i fosfopeptidi sono stati ulteriormente arricchiti sulla base di nanopolimeri solubili funzionalizzati con ioni metallici. Sia i campioni di peptidi che quelli di fosfopeptidi sono stati analizzati mediante spettrometria di massa a mobilità ionica ad alta risoluzione in modalità indipendente dai dati. I file grezzi risultanti sono stati cercati nel database di Homo sapiens ed è stato eseguito un flusso di lavoro di acquisizione indipendente dai dati senza libreria per l'identificazione e la quantificazione a livello MS2.
Per caratterizzare le vescicole extracellulari isolate e stimare la resa di recupero, abbiamo prima caricato un equivalente di 0,5 mL di vescicole extracellulari contenenti urina sul gel per il western blotting per rilevare il marcatore EV CD9 (Figura 2A). Inoltre, abbiamo incluso le vescicole extracellulari isolate dallo stesso volume di urina utilizzando il metodo più utilizzato per l'isolamento delle vescicole extracellulari, l'ultracentrifugazione differenziale (DUC), per il confronto. I risultati hanno mostrato che EVtrap è stato in grado di produrre segnali CD9 molto più elevati rispetto a DUC, indicando un'efficace cattura delle EV da parte delle perle. Ulteriori valori quantitativi per ciascun segnale della banda CD9 hanno dimostrato che EVtrap ha raggiunto una resa di recupero di ~99% rispetto all'intensità 5 volte superiore del controllo diretto delle urine, mentre DUC ha recuperato solo ~1,5% di EV (Figura 2B).
Caricando il 2% di ciascun campione sull'LC-MS/MS per il profilo proteomico, abbiamo identificato > 11.000 peptidi unici da ~2.200 proteine uniche (Figura 3A), indicando che questo flusso di lavoro fornisce una copertura approfondita del proteoma EV. È stato osservato un alto grado di sovrapposizione nelle identificazioni delle proteine tra i campioni, con il 72% delle proteine uniche identificate in modo coerente in tutte e tre le repliche (Figura 3B). Inoltre, abbiamo confrontato i risultati dell'identificazione con il database ExoCarta (Figura 3C)26. In particolare, tra i primi 100 marcatori e proteine EV, abbiamo identificato con successo ~90 di queste proteine EV, suggerendo una profilazione imparziale e completa delle proteine EV attraverso questa analisi proteomica. Per valutare la precisione quantitativa, abbiamo ulteriormente valutato la distribuzione dei coefficienti di variazione (CV) per i risultati della quantificazione delle proteine (Figura 3D). Un CV medio basso (5,7%) indica l'elevata riproducibilità e affidabilità della procedura, compreso l'isolamento delle vescicole extracellulari, la preparazione del campione e il rilevamento della SM.
Per l'analisi fosfoproteomica, abbiamo utilizzato il 98% di ciascun campione peptidico per l'arricchimento di fosfopeptidi e abbiamo identificato ~800 fosfopeptidi unici corrispondenti a ~350 fosfoproteine uniche (Figura 4A). L'arricchimento ha prodotto una media di peptidi di fosfoserina (pS) al 72%, fosfotreonina (pT) al 22% e peptidi di fosfotirosina (pY) al 6% (Figura 4B). In termini di riproducibilità dell'identificazione delle tre repliche, il 42% dei fosfopeptidi è stato identificato da tutte e tre le analisi e c'è stata una sovrapposizione del ~50% tra ogni due analisi (Figura 4C). Per la quantificazione dei fosfopeptidi è stato determinato un CV medio del 21,8%, suggerendo una riproducibilità quantitativa accettabile utilizzando questo protocollo (Figura 4D).
Figura 1: Flusso di lavoro schematico utilizzato per l'isolamento delle vescicole extracellulari urinarie (EV) e le analisi a valle. Le vescicole extracellulari vengono isolate da campioni di urina attraverso l'approccio di recupero e purificazione totale delle vescicole extracellulari (EVtrap) e le vescicole extracellulari isolate vengono direttamente sottoposte all'analisi del western blotting. Per l'analisi LC-MS/MS, le proteine vengono estratte dalle vescicole extracellulari e digerite in peptidi. I campioni di peptidi dopo le fasi di purificazione possono essere utilizzati per l'analisi proteomica o l'analisi fosfoproteomica dopo l'arricchimento di fosfopeptidi. Sia i campioni di proteomica che quelli di fosfoproteomica vengono analizzati mediante LC-MS/MS. L'identificazione e la quantificazione vengono quindi eseguite utilizzando il metodo del flusso di lavoro di acquisizione indipendente dai dati (DIA). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Caratterizzazione delle vescicole extracellulari isolate mediante western blotting. (A) Rilevamento del marcatore EV CD9 da 0,1 mL di campione di urina diretto (n=1), vescicole extracellulari isolate utilizzando l'approccio della centrifugazione differenziale (DUC) (n=3) e vescicole extracellulari isolate utilizzando l'approccio EVtrap (n=3). (B) La quantificazione dei segnali di western blotting in (A) è presentata come percentuale di recupero rispetto al campione di urina diretto (intensità 5 volte = 100%). Per i campioni DUC ed EVtrap, il grafico a barre mostra le intensità medie e le deviazioni standard (rappresentate da barre di errore) dalle triplicate. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Analisi proteomica di vescicole extracellulari isolate . (A) Il numero totale di proteine e peptidi unici identificati in triplicati. (B) Diagramma di Venn che mostra la sovrapposizione di proteine uniche identificate tra le repliche. (C) Il numero di proteine uniche identificate corrispondenti ai primi 100 marcatori EV nel database ExoCarta. (D) Grafico di densità che mostra la distribuzione del coefficiente di variazione (CV) per la quantificazione delle proteine. Il valore CV mediano è evidenziato con una linea tratteggiata rossa. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Analisi fosfoproteomica di vescicole extracellulari isolate . (A) Il numero totale di fosfoproteine e fosfopeptidi unici identificati in triplicati. (B) Composizione percentuale dei peptidi pSTY dopo arricchimento di fosfopeptidi. (C) Diagramma di Venn che mostra la sovrapposizione di fosfopeptidi unici identificati tra le repliche. (D) Grafico di densità che mostra la distribuzione del CV per la quantificazione dei fosfopeptidi. Il valore CV mediano è evidenziato con una linea tratteggiata rossa. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
L'isolamento efficace delle vescicole extracellulari è un prerequisito essenziale per rilevare proteine e fosfoproteine a bassa abbondanza nelle vescicole extracellulari. Nonostante lo sviluppo di numerosi metodi per soddisfare questa esigenza, la maggior parte soffre ancora di limitazioni come lo scarso recupero o la bassa riproducibilità, che ne impediscono l'utilizzo in studi su larga scala e contesti clinici di routine. Il DUC è generalmente considerato il metodo più comune per l'isolamento delle vescicole extracellulari e le fasi di lavaggio aggiuntive vengono normalmente applicate per contribuire ad aumentare la purezza delle vescicole extracellulari target27,28. Questa procedura porta a un processo DUC più noioso e dispendioso in termini di tempo (> 6 ore). Inoltre, la bassa resa di recupero delle EV dopo DUC è stata riportata da diversi studi,29,30 e mostrata nei risultati della Figura 2. In confronto, EVtrap offre un efficiente isolamento dei veicoli elettrici (< 1 ora) e un'elevata resa di recupero (Figura 2). In particolare, il successo dell'applicazione di questo flusso di lavoro segna un progresso cruciale per l'identificazione di marcatori EV significativi per varie malattie e tumori 19,21,22 Tuttavia, EVtrap non è in grado di isolare sottopopolazioni specifiche di EV, come microvescicole o esosomi, poiché cattura l'intera popolazione di EV.
In questo protocollo, abbiamo utilizzato il 2% e il 98% del campione peptidico per analisi proteomiche e fosfoproteomiche. Poiché le vescicole extracellulari isolate da 10 mL di urina da EVtrap producono tipicamente 100-200 μg di proteine totali, il 98% dei peptidi dopo la digestione e la pulizia è sufficiente per l'arricchimento di fosfopeptidi. Se per l'analisi quantitativa della MS è necessaria una fase di etichettatura, come l'etichettatura con tag di massa tandem (TMT), è possibile eseguire la misurazione della concentrazione di peptidi dopo la fase di desalinizzazione per normalizzare la quantità di peptide e migliorare l'accuratezza della quantificazione31.
Sebbene questo protocollo evidenzi principalmente l'uso di EVtrap per isolare le vescicole extracellulari urinarie, è interessante ricordare che la versatilità di questo approccio è stata dimostrata nell'elaborazione di vari tipi di campioni32,33,34. Sulla base dei risultati precedenti, la condizione utilizzata in questo protocollo era applicabile per isolare le vescicole extracellulari dai terreni di coltura cellulare. Per l'isolamento delle vescicole extracellulari secrete, le cellule vengono coltivate in condizioni di FBS prive di siero fetale bovino (FBS) o impoverite di EV per prevenire il co-isolamento di eccessive vescicole extracellulari derivate da FBS con vescicole extracellulari secrete da cellule, che mineranno l'affidabilità dei risultati35. Inoltre, le vescicole extracellulari isolate da altri tipi di campioni possono essere caratterizzate mediante analisi di western blotting utilizzando diversi marcatori EV comuni, tra cui CD9, CD63, CD81, la proteina 101 del gene di suscettibilità tumorale (TSG101) e la proteina X (ALIX)36.
Per aumentare la copertura e migliorare la quantificazione nell'analisi MS, la creazione di una libreria specifica del progetto per la ricerca di dati DIA è un'opzione alternativa. A causa della complessità degli spettri prodotti in modalità DIA, una libreria spettrale contenente una raccolta di spettri di riferimento è utile per aumentare l'affidabilità dell'identificazione e migliorare la copertura. È possibile generare librerie spettrali di alta qualità eseguendo l'analisi DDA sugli stessi campioni o su campioni pre-frazionati37. La libreria può essere utilizzata anche per determinare le finestre ottimali per dia-PASEF e migliorare ulteriormente l'identificazione38.
Nel complesso, il protocollo presentato fornisce un metodo semplice ed efficace per isolare le vescicole extracellulari da campioni di urina per analisi proteomiche e fosfoproteomiche. Implementando questo protocollo, ci aspettiamo un migliore rilevamento delle proteine e delle fosfoproteine EV a bassa abbondanza come biomarcatori per il rilevamento della malattia in fase iniziale e il monitoraggio longitudinale. Inoltre, i ricercatori hanno la grande opportunità di far progredire il campo della ricerca sulle vescicole extracellulari e contribuire a migliori strategie diagnostiche e terapeutiche.
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Disclosures
Gli autori dichiarano un interesse finanziario concorrente. Anton Iliuk e W. Andy Tao sono co-fondatori di Tymora Analytical Operations, che ha sviluppato le perle EVtrap e commercializzato il kit di arricchimento di fospeptidi PolyMAC.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato finanziato in parte dalle sovvenzioni NIH 3RF1AG064250 e R44CA239845.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.5 mL microcentrifuge tube | Life Science Products | M-1700C-LB | |
| 1.5 mL tube magnetic separator rack | Sergi Lab Supplies | 1005 | |
| 15 mL conical centrifuge tube | Corning | 352097 | |
| 15 mL tube magnetic separator rack | Sergi Lab Supplies | 1002 | |
| Anti-rabbit IgG, HRP-linked Antibody | Cell Signaling Technology | 7074P2 | |
| Benchtop incubated shaker | Bioer | DIS-87999-3367802 | Bioer Thermocell Mixing Block MB-101 |
| CD9 (D3H4P) Rabbit mAb | Cell Signaling Technology | 13403S | |
| Chloroacetamide | Sigma -Aldrich | C0267-100G | Used for alkylation of reduced sulfide groups. Freshly prepare 400 mM in water as stock solution. |
| Ethyl acetate | Fisher Scientific | E145-4 | Precipitates detergents |
| Evosep One | Evosep | Liquid chromatography system | |
| Evotips | Evosep | EV2013 | Sample loading for Evosep One system |
| EVtrap | Tymora Analytical | Functionalized magnetic beads, loading buffer, and washing buffer | |
| Immobilon-FL PVDF Membrane | Sigma -Aldrich | IPFL00010 | Blotting membrane |
| NuPAGE 4-12% Bis-Tris Gel | Invitrogen | NP0322BOX | Invitrogen NuPAGE 4 to 12%, Bis-Tris, 1.0 mm, Mini Protein Gel, 12-well |
| NuPAGE LDS Sample Buffer (4X) | Invitrogen | NP0007 | |
| PBS | ThermoFisher | 10010023 | |
| Pepsep C18 15 x 75 x 1.9 | Bruker | 1893473 | Separation column |
| Phosphatase Inhibitor Cocktail 2 | Sigma -Aldrich | P5726-5ML | 100X, Phosphotase inhibitor. |
| Phosphatase Inhibitor Cocktail 3 | Sigma -Aldrich | P0044-1ML | 100X, Phosphotase inhibitor. |
| Pierce BCA Protein Assay Kit | ThermoFisher | 23225 | |
| Pierce ECL Western Blotting Substrate | ThermoFisher | 32106 | HRP substrate |
| PolyMAC phosphopeptide enrichment kit | Tymora Analytical | Polymer-based metal ion affinity capture (PolyMAC) for phosphopeptide enrichment | |
| Sodium deoxycholate | Sigma -Aldrich | D6750-10G | Detergent for lysis buffer. Prepare 120 mM in water as stock solution. |
| Sodium lauroyl sarcosinate | Sigma -Aldrich | L9150-50G | Detergent for lysis buffer. Prepare 120 mM in water as stock solution. |
| timsTOF HT | Bruker | Trapped ion-mobility time-of-flight mass spectrometry | |
| TopTip C-18 (10-200 μL) tips | Glygen | TT2C18.96 | Desalting method |
| Triethylamine | Sigma -Aldrich | 471283-100ML | For EV elution. |
| Triethylammonium bicabonate buffer | Sigma -Aldrich | T7408-100ML | 1 M |
| Trifluoroacetic acid | Sigma -Aldrich | 302031-100ML | |
| Tris-(2-carboxyethyl)phosphine hydrochloride | Sigma -Aldrich | C4706 | Used for reducion of disulfide bonds. Prepare 200 mM in water as stock solution. Aliquot the stock solution into small volume and store it in at-20°C (avoid multiple freeze-thaw cycles). |
| Trypsin/Lys-C MIX | ThermoFisher | PIA41007 |
References
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