Summary
Здесь представлен протокол испытаний на механическую усталость эритроцитов человека с использованием амплитудно-модулированного электродеформационного подхода. Этот общий подход может быть использован для измерения систематических изменений морфологических и биомеханических характеристик биологических клеток в суспензии от циклической деформации.
Abstract
Красные кровяные тельца (эритроциты) известны своей замечательной деформируемостью. Они многократно претерпевают значительную деформацию при прохождении через микроциркуляцию. Снижение деформируемости наблюдается у физиологически стареющих эритроцитов. Существующие методы измерения деформируемости клеток не могут быть легко использованы для измерения усталости, постепенной деградации клеточных мембран, вызванной циклическими нагрузками. Представлен протокол оценки механической деградации эритроцитов от циклических касательных напряжений с использованием электродеформации на основе модуляции амплитудного сдвига (ASK) в микрофлюидном канале. Вкратце, взаимосвязанные электроды в микрофлюидном канале возбуждаются переменным током низкого напряжения на радиочастотах с помощью генератора сигналов. Эритроциты во взвешенном состоянии реагируют на электрическое поле и проявляют положительный диэлектрофорез (ДЭП), который перемещает клетки к краям электродов. Затем ячейки растягиваются за счет электрических сил, действующих на две половинки ячейки, что приводит к одноосному растяжению, известному как электродеформация. Уровень напряжения сдвига и результирующей деформации можно легко регулировать, изменяя амплитуду волны возбуждения. Это позволяет количественно оценить нелинейную деформируемость эритроцитов в ответ на малые и большие деформации при высокой пропускной способности. Модификация волны возбуждения с помощью стратегии ASK индуцирует циклическую электродеформацию с программируемыми скоростями и частотами нагрузки. Это обеспечивает удобный способ определения усталости эритроцитов. Наш подход к электродеформации с ASK-модуляцией впервые позволяет напрямую измерять усталость эритроцитов от циклических нагрузок. Его можно использовать в качестве инструмента для общего биомеханического тестирования, для анализа деформируемости и усталости клеток в других типах клеток и при заболеваниях, а также можно комбинировать со стратегиями контроля микроокружения клеток, такими как напряжение кислорода и биологические и химические сигналы.
Introduction
Эритроциты (эритроциты) являются наиболее деформируемыми клетками в организме человека1. Их деформируемость напрямую связана с их кислородонесущей функцией. Было обнаружено, что снижение деформируемости эритроцитов коррелирует с патогенезом ряда нарушений эритроцитов2. Измерения деформируемости привели нас к лучшему пониманию заболеваний, связанных с эритроцитами3. Нормальная продолжительность жизни эритроцитов может варьироваться от 70 до 140дней4. Поэтому важно измерить, как их деформируемость уменьшается вместе с процессом старения, например, их усталостное поведение из-за циклических касательных напряжений3.
Измерение деформируемости эритроцитов при высокой производительности является сложной задачей из-за сил шкалы Пиконевтона (~10-12 Н), которые прикладываются к отдельным ячейкам. За последнее десятилетие было разработано множество технологий для измерениядеформируемости клеток5. Измерение деформации эритроцитов на уровне отдельных клеток может быть выполнено с помощью пипеточной аспирации и оптического пинцета, в то время как объемный анализ выполняется с помощью эктацитометрии с осмотическим градиентом. Эктацитометрические анализы дают обилие данных, что дает возможность диагностировать заболевания крови 6,7. Деформируемость эритроцитов также может быть проанализирована с помощью теории вязкоупругости с помощью коллоидной зондовой атомно-силовой микроскопии. В этом методе для оценки модуля упругости эритроцитов применяется вычислительный анализ, учитывающий как нестационарные, так и стационарные отклики. Деформируемость отдельных эритроцитов может быть измерена с помощью метода одноячеистой микрокамерной матрицы. Этот метод анализирует каждую клетку через мембранные и цитозольные флуоресцентные маркеры для получения информации о деформируемости эритроцитов и распределении клеточных характеристик в сложных популяциях эритроцитов для выявления гематологических нарушений8.
Усталость является ключевым фактором ухудшения свойств конструкционных материалов и биоматериалов. Усталостные испытания позволяют провести количественный анализ целостности и долговечности конструкции, подверженной циклическому нагружению. Анализ усталости в биологических клетках долгое время затруднялся отсутствием общего, легко применимого, высокопроизводительного и количественного метода реализации циклической деформации в клеточных мембранах. Это возможно благодаря использованию методов модуляции электрического сигнала и электродеформации, реализованных в микрофлюидной среде. Метод амплитудной манипуляции со сдвигом (ASK) в качестве цифровой модуляции применяется в этой статье с помощью модуляции On-Off (OOK). Концепция манипуляции относится к передаче цифровых сигналов по каналу, для функционирования которой требуется синусоидальный несущий сигнал9. Время включения и выключения может быть установлено равным. При ON-манипуляции эритроциты переходят в деформированное состояние под действием внешней силы электродеформации (Fdep)10 , создаваемой неоднородным электрическим полем. При выключении ключей эритроциты находятся в расслабленном состоянии. Мы наблюдаем усталость эритроцитов, а именно прогрессирующую деградацию их способности растягиваться с увеличением циклов нагружения. Вызванная усталостью потеря деформируемости эритроцитов может дать представление о накопленном повреждении мембран во время кровообращения, что позволит нам глубже исследовать связи между усталостью клеток и болезненными состояниями.
Здесь мы приводим пошаговые процедуры по проведению усталостных испытаний эритроцитов в микрофлюидном устройстве с помощью ASK-модулированной электродеформации и системных настроек, таких как микрофлюидное устройство, механическое нагружение и микроскопическое воображение для характеризации постепенной деградации механической деформируемости эритроцитов.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Обезличенная цельная человеческая кровь была получена коммерчески. Работа с образцами крови проводилась в лаборатории 2-го уровня биобезопасности с использованием протоколов, утвержденных Институциональным комитетом по биобезопасности Атлантического университета Флориды.
1. Подготовка микрофлюидных устройств
- Приклейте мастер-кремниевую пластину SU-8 для микрофлюидного канала на внутреннюю сторону пластиковой чашки Петри диаметром 14 см и очистите ее газомN2 .
- Взвесьте 60 г полидиметилсилоксанового (ПДМС) основания и 6 г отвердителя ПДМС в бумажном стаканчике. Смешайте две части деревянной лопаткой, пока смесь не приобретет мутно-белый цвет.
- Вылейте смесь PDMS в пластиковую чашку Петри, содержащую кремниевую пластину. Поместите чашку Петри в вакуумный эксикатор с 3-ходовым запорным краном. Поверните клапан запорного крана, чтобы подключить вакуум к камере эксикатора для удаления пузырьков воздуха из PDMS.
- Повторно введите воздух в камеру эксикатора, отрегулировав клапан запорного крана, чтобы подключить камеру эксикатора к окружающей среде примерно через 5-минутные циклы. Повторяйте до тех пор, пока все пузырьки воздуха не будут удалены с особенностей каналов.
- Поместите чашку Петри в духовку при температуре 70 °C на 4 часа. По истечении времени снимите чашку Петри, дайте ей остыть до комнатной температуры и положите на коврик для резки.
- С помощью скальпеля вырежьте часть PDMS над кремниевой пластиной. Поместите вырезанный PDMS между двумя листами лабораторной упаковочной пленки. Зазор, образующийся между углублением микроканала и полупрозрачной пленкой, облегчает идентификацию местоположения микрофлюидного канала, а также его соответствующих входных и выходных отверстий.
- С помощью бритвенного лезвия вырежьте отдельный канал из большого PDMS. Пробейте входное отверстие диаметром 3 мм и выходное отверстие диаметром 1,5 мм с помощью пробойников для биопсии, соответствующих двум размерам (Рисунок 1A).
- Поместите канал с перфорацией вверх стороной канала на чистое предметное стекло. Поместите стеклянную подложку размером 20 мм x 15 мм, содержащую тонкопленочные электроды из оксида индия-олова (ITO), на том же предметном стекле электродами вверх.
- Аккуратно поместите предметное стекло с PDMS и подложкой в плазменный очиститель. Закройте газовый клапан, включите переключатель насоса и подождите 2 минуты, чтобы получить показания датчика 600 - 800 мРтр.
- Включите выключатель питания и подождите 30 секунд. Поверните ручку радиочастотного питания с низкого на высокий и подождите 1 минуту.
- Затем измените последовательность, повернув ручку RF в положение LOW, выключатель питания в положение OFF, переключатель насоса в положение OFF и открыв газовый клапан.
- Сразу после открытия камеры плазменного очистителя поднимите и поверните PDMS так, чтобы сторона канала была обращена вниз (180°). Поместите канал на подложку ITO. Процесс склеивания начался.
- С помощью пинцета аккуратно надавите на углы PDMS примерно на 3 с. Избегайте надавливания на сам канал.
ПРИМЕЧАНИЕ: Процесс склеивания происходит самопроизвольно при физическом контакте между двумя обрабатываемыми поверхностями. - Наполните грунтовочную среду в шприц объемом 1 мл иглой 23 G. Осторожно намочите канал, вставив иглу прямо во впускной колодец, а затем выпустив среду. Работайте медленно. Не вводите пузырьки воздуха. Выдерживать не менее 3 мин.
- Удалите основную среду с помощью наконечника для пипетки на 10 мкл. Промойте канал средством DEP 3 раза, вставив его в канал. Всегда держите канал влажным.
2. Тестовое приспособление
ПРИМЕЧАНИЕ: Испытательное приспособление спроектировано с использованием программного обеспечения 3D CAD и включает в себя базовый корпус и верхний блок (рис. 1B). Затем он изготавливается на 3-осевом фрезерном станке с ЧПУ со стандартным пределом допуска около ± 0,005-дюймовый размер испытательного приспособления проверяется с помощью электронного штангенциркуля (не показан). Стерильность приспособления не требуется для биомеханических испытаний in vitro.
- Предварительно припаяйте провода к концам паяльных чашек двух комплектов пружинно-поршневых соединителей.
- Вставьте пружинные поршневые соединители в верхний блок и создайте постоянное соединение, добавив каплю эпоксидного клея.
3. Приготовление электродеформационного рабочего буфера
- Для приготовления среды DEP взвесьте 12,75 г сахарозы и 0,45 г декстрозы с помощью весов.
- Растворите оба порошка в одном контейнере со 150 мл деионизированной (DI) воды и 3,5 мл фосфатно-солевого буфера (PBS).
- С помощью низкочастотного измерителя проводимости измерьте проводимость и убедитесь, что она составляет 0,04 См/м (рис. 2).
ПРИМЕЧАНИЕ: Можно использовать другое значение проводимости, которое может изменить знак и величину результирующей силы DEP11. Электродеформация, однако, требует положительной силы DEP. - С помощью осмометра убедитесь, что осмолярность находится в пределах нормального диапазона плазмы крови, от 275 до 295 мОсм/кг воды (рис. 3). Хранить при температуре 4 °C. В настоящее время среда DEP подготовлена.
- В пробирке объемом 15 мл растворяют 0,5 г бычьего сывороточного альбумина (БСА) в 10 мл среды ДЭП. Тщательно перемешайте. Теперь основная среда устройства готова.
4. Приготовление клеточной суспензии
- Промыть 20 мкл цельной крови, центрифугируя кровь с 1 мл PBS в дозе 268 x g в течение 3 мин. Выбросьте надосадочную жидкость.
- Ресуспендируйте эритроциты в 1 мл PBS. Аккуратно пипеткой перемешать. Промойте эритроциты в течение 3 минут при 268 x g и выбросьте надосадочную жидкость.
- Извлеките 5 мкл гранулы эритроцитов с помощью наконечника микропипетки на 10 мкл и полностью распределите в 1 мл среды DEP. Промойте клетки центрифугированием при 268 x g в течение 3 мин.
- Выбросьте надосадочную жидкость и повторно суспендируйте эритроциты в 1 мл среды DEP. Аккуратно пипеткой перемешать.
- Промойте эритроциты в течение 3 минут при 268 x g и выбросьте надосадочную жидкость. Пипетка 2 мкл гранулы эритроцитов в 500 мкл среды DEP. В настоящее время клеточная суспензия готовится с концентрацией в диапазоне 62 - 104 клеток/мкл12, что может быть подтверждено с помощью стандартного предметного стекла для подсчета клеток.
5. Наладка электродеформации и усталостные испытания
- Поместите микрофлюидное устройство в нижнюю часть испытательного приспособления. Совместите верхнюю часть приспособления с устройством и соберите две части с помощью двух наборов нейлоновых винтов и гаек (Рисунок 4).
- Поместите испытательное приспособление на предметный столик микроскопа. Найдите один нужный набор электродов под микроскопом.
- Подсоедините соответствующую пару электродных проводов, соответствующих расположенному набору электродов, к выходной клемме генератора функций (рис. 4).
- Удалите 5 мкл среды DEP из 3-миллиметрового входного отверстия микрофлюидного канала. Медленно загрузите 5 мкл клеточной суспензии во входное отверстие с помощью наконечника дозатора на 10 мкл.
- Дайте клеткам успокоиться в течение 1 минуты. При необходимости добавьте дополнительную среду DEP на входное отверстие, чтобы протолкнуть ячейки в канал.
- Наблюдайте за каналом при 20-кратном увеличении. Используйте полосовой фильтр 414/46 нм для повышения контрастности изображения.
- Нажмите кнопку Sine (Синусоида) и задайте синусоиду с амплитудой 2 ВRMS на частоте 3 МГц. Нажмите кнопку Mod , чтобы включить модуляцию. Измените волновой режим на ASK, нажав опцию Type .
- Установите частоту модуляции на 250 мГц, что соответствует периоду загрузки-разгрузки 4 с (рис. 5A). Включите выход генератора функций.
- Записывайте видео продолжительностью 1 минуту каждые 10 минут с частотой 30 кадров в секунду (fps).
6. Характеристика деформации эритроцитов
- Используя приложение для редактирования видео, откройте файлы .avi, записанные на предыдущем шаге, нажав Ctrl+O. Используйте временную шкалу, чтобы выбрать интересующий кадр и установить идентичные начальный и конечный кадры выделения, нажав клавишу « Домой », а затем клавишу «Конец» на клавиатуре.
- Экспортируйте рамку изображения. Выберите выходной формат JPEG и нажмите OK.
- Откройте приложение ImageJ и загрузите изображения, сохраненные на предыдущем шаге. Начните с установки необходимых измерений, нажав кнопку Analyze > Set Measurements и установив флажки Площадь, Периметр и Подгонка эллипса. Нажмите кнопку ОК.
- Затем преобразуйте изображение в оттенки серого, выбрав «Изображение» > «Введите > 8 бит».
- Затем преобразуйте изображение в двоичное изображение с помощью Image > Adjust > Thresholding. В диалоговом окне «Пороговое значение» при необходимости отрегулируйте два ползунка. Нажмите кнопку Применить , а затем закройте диалоговое окно Пороговое значение.
- Выберите Analyze > Tools > ROI Manager. В Диспетчере ROI установите флажок Показать все. Не закрывайте эту коробку.
- Выберите инструмент «Палочка (трассировка)», выберите соответствующую ячейку на изображении и нажмите клавишу T на клавиатуре. Выбранная ячейка будет пронумерована. Новая ячейка может быть выбрана снова. Выберите все подходящие ячейки для измерения. Соответствующие клетки идентифицируются как те, которые изолированы от других клеток. Количество этих ячеек может варьироваться от 50 до 200 в одном поле зрения.
- Вернитесь в поле ROI Manager и нажмите Измерить. Откроется окно Результаты. Столбцы, помеченные как Major и Minor, представляют собой длину большой и малой осей эллипса (в пикселях) соответственно. Выберите « Файл» > «Сохранить как », чтобы экспортировать измерения в виде файла в формате CSV.
- Используя любое подходящее программное обеспечение для вычислительного анализа, вычислите частное от мажорного и минорного.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
При загрузке клеточной суспензии в микрофлюидный канал наблюдалось относительно равномерное распределение клеток. При выходе сигнала (например, простой синусоиды или фазы ASK) от генератора функций тонкопленочные межцифровые электроды создавали неоднородное электрическое поле переменного тока. Подвешенные ячейки спонтанно реагировали на это электрическое возбуждение и демонстрировали положительное поведение ДЭП, а именно движение к краям электродов с более высокой напряженностью поля. Следовательно, ячейки были выровнены по краям электродов и растянуты за счет электродеформации. На этапе On-Keying эритроциты растягиваются из-за электродеформации; в фазе Off-Key эритроциты ослабляются (рис. 5B). В этом протоколе важно поддерживать дискретность клеток. При использовании коэффициента разведения, указанного в этом протоколе, клеточная суспензия нормальных эритроцитов находилась в диапазоне 62 - 104 клеток/мкл. При концентрации в этом диапазоне нам удалось получить высокую пропускную способность измерения клеток при минимизации накопления клеток за счет положительного эффекта ДЭП.
При отслеживании отдельных эритроцитов во время усталостных испытаний в течение 1 ч мы наблюдали постепенное уменьшение клеточной деформации (рис. 5C). Деформируемость количественно оценивалась соотношением большой и малой осей эллипса, который использовался для подгонки отдельных эритроцитов, с использованием программного обеспечения для визуализации с открытым исходным кодом (рис. 6). В программе открывались интересующие изображения. Для измерения деформируемости не было необходимости калибровать размер пикселя по шкале длины. Числовые данные могут быть дополнительно проанализированы и построены с помощью программного обеспечения.
В данном протоколе данные о деформации эритроцитов собирались во временном интервале 10 мин в течение 1 ч циклического механического нагружения с использованием АСК 250 мГц для модуляции синусоидальной волны 2 ВRMS-3 МГц. Наблюдалось постепенное снижение деформируемости клеток. Установлено, что суммарные потери на деформируемость эритроцитов в этих условиях усталостного испытания составляют 18% (рис. 7).
Рисунок 1: Микрофлюидное устройство для электродеформации. (A) Схема микрофлюидного канала с биопсийными перфорированными отверстиями 1,5 мм и 3 мм для выхода и входа образца соответственно. (B) Разваливающийся вид испытательного приспособления в сборе. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Работа кондуктометра. Для проверки проводимости среды DEP использовалась кондуктометр 0,04 См/м. Чувствительные зонды в основании измерителя погружаются в образец для получения показаний. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Работа осмометра. Для проверки осмотической концентрации среды ДЭП использовали осмометр. Шаг 1 - Защелкните наконечник образца на пробоотборнике и загрузите 20 мкл образца. Шаг 2 - Поместите пробоотборник в рабочую подставку и под верхнюю часть люльки. Шаг 3 - Сдвиньте всю рабочую подставку вниз, пока она не достигнет положительной остановки. Шаг 4 - Прибор выполняет тест в течение примерно 1 минуты и отображает результат. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Подключение генератора функций. Изображение экспериментальной установки для усталостных испытаний, включая сборку испытательного приспособления и генератор функций. Электродные прокладки ITO соединяются с функциональным генератором с помощью кабеля BNC с зажимом типа «крокодил» с помощью проводов, предварительно припаянных к чашкам контактов Pogo, запрессованным в верхний блок испытательного приспособления. Микрофлюидное устройство с двумя независимыми параллельными каналами установлено на нижнем блоке испытательного приспособления. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Реакция ячейки на включение-выключение. (A) Двухпозиционная манипуляция модулированной синусоидальной волны в течение 1 ч усталостных испытаний: синусоида амплитудой 2 ВRMS на частоте 3 МГц для электродеформационного воздействия, частота модуляции 250 мГц, приводящая к растяжению 2 с и релаксации 2 с. (B) На этапе наложения эритроциты растягиваются из-за электродеформации; В фазе Off-Keying эритроциты ослаблены. (C) Электродеформация репрезентативной ячейки показывает постепенную деградацию деформации мембраны в течение 1 ч циклического растяжения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Характеристика деформируемости эритроцитов с помощью ImageJ. Шаг 1 - Импортируйте изображение в программное обеспечение для редактирования изображений и преобразуйте его в 8-битные оттенки серого. Шаг 2 - Отрегулируйте порог для преобразования изображений в двоичные. Шаг 3 - Выделите ячейки с помощью инструмента «Палочка» (трассировка) и управляйте выборками с помощью менеджера ROI. Шаг 4 - Выберите ячейки для получения измерений для большой и малой осей. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 7: Снижение деформируемости клеток. Постепенная деградация эритроцитов деформируемости из-за циклической электродеформации. Столбец погрешности показывает стандартное отклонение (n = 69). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Модуляция ASK OOK синусоиды, индуцирующей силу DEP, может быть использована для испытания механической усталости эритроцитов в течение длительного периода времени. В этом протоколе мы ограничили испытание на усталость in vitro 1 часом, чтобы предотвратить потенциальное неблагоприятное метаболическое влияние на деформируемость клеток. Комплексные условия усталостных испытаний могут быть запрограммированы с помощью метода электродеформации с ASK-модуляцией. Такие параметры, как частота загрузки, амплитуда и скорость загрузки, могут быть запрограммированы. Частота нагружения может быть запрограммирована на различные значения для определения зависимости усталости от частоты нагружения, а также различий между циклическим нагружением и статическим нагружением13.
Величину растяжения можно легко отрегулировать, используя другой уровень напряжения для малых или больших деформаций. Однако при использовании высоких уровней напряжения для включения большой деформации отмечается, что электродеформация приведет к образованию эритроцитов пламенеподобной формы (рис. 6, шаг 3). Это может привести к ошибкам при подгонке форм ячеек эллипсами, которые обрезают заостренные края ячеек. В этих условиях, особенно при использовании электродеформации для извлечения параметров вязкоупругости мембраны при сдвиге, можно использовать две стратегии: (i) использование вычислительной модели истинной формы ячейки обеспечит более точные результаты, чем простая аналитическая модель эллиптической формы; (ii) использование меньшего уровня напряжения для растяжения ячеек таким образом, чтобы формы ячеек можно было хорошо подогнать с помощью эллипсов.
В текущем протоколе проводимость среды составляла 0,04 См/м, которую можно регулировать по мере необходимости. Поскольку вызванное электродеформацией растяжение клеток связано с реальными значениями комплексного фактора Клаузиуса Моссотти, частота синусоиды может отличаться от выбранных 3 МГц. Ключевым моментом является минимизация напряжения, вызывающего электрическую деформацию, при сохранении пренебрежимо малого джоулева теплового эффекта. Оптимальное электрическое возбуждение может быть определено с помощью теории DEP или с помощью вычислительных инструментов для диэлектрического моделирования ячеек, таких как My DEP11.
Следует отметить, что иммобилизация клеток в этом протоколе не требуется, так как клетки, подвергающиеся электродеформации, по своей природе демонстрируют положительный ДЭП, который спонтанно перемещает клетки к краям электродов. Это позволяет проводить испытания клеточных суспензий и иммобилизовать все клетки, взаимодействующие с электродом и одновременно растягивающие ячейки. После завершения тестирования ячейки можно легко извлечь из устройства, промыв канал средой. Характеристика текущего протокола, которая позволяет ему хорошо работать со суспензирующими клетками, может ограничить его применение для тестирования адгезивных клеток. Тем не менее, мы можем отделить адгезивные клетки от субстрата с помощью химических веществ, таких как этилендиаминтетрауксусная кислота. Поскольку испытание может быть спроектировано таким образом, чтобы оно было завершено за относительно короткое время, от нескольких минут до 1 часа, у нас есть достаточно времени для проведения испытаний на механическую усталость до того, как ячейки закрепятся и раздвинутся14.
В текущем протоколе использовался коммерчески доступный чип ITO с междигитальными электродами в диапазоне 100 мкм. Конструкция с межпальцевыми электродами удобна для одновременного измерения нескольких ячеек по отношению длины к площади, так как ячейки растягиваются по краям электродов. Производительность измерения также зависит от области наблюдения, где размер ячейки и деформируемость накладывают ограничения на минимальный зазор между электродами. Пропускная способность электродов может быть дополнительно уменьшена, чтобы увеличить количество ячеек наблюдения для повышения производительности. Материалами электродов могут быть другие металлы, такие как титан или золото; Тем не менее, прозрачность материалов электродов может быть лучшим выбором, так как часть клеточных мембран может быть заблокирована непрозрачными электродами. Тестирование все еще может быть выполнено, если во время обработки изображений можно использовать соответствующую математическую модель формы ячейки, такую как эллипсоид13.
Теоретически эти методы электродеформации и ASK-модулированной электродеформации могут работать и на других типах ячеек при соответствующих условиях, например, проводимости среды и электрических возбуждениях. Ограничением является то, насколько большое удлинение мы можем наблюдать. Эритроциты являются хорошей моделью клеток из-за их высокой деформируемости и циркуляционной природы. Текущий протокол был применен для изучения эритроцитов человека как в норме, так и при заболеваниях и легко оснащен газовым микроокружением для изучения гипоксической усталости13,15.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Это исследование было профинансировано NSF/CMMI Mechanobiology of Hemoglobin Based Artificial Oxygen Carrier (#1941655) и NSF/CMMI Dynamic and Fatigue Analysis of Healthy and Disease Red Blood Cells (#1635312).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Balance Scale | ViBRA | HT-224R | |
| Bandpass filter | BRIGHTLINE | 414/46 BrightLine HC | |
| BD Disposable Syringes with Luer-Lok™ Tips, 1 mL | Fisher Scientific | 14-823-30 | |
| Biopsy Punches with Plunger System, 1.5 mm | Fisher Scientific | 12-460-403 | |
| Biopsy Punches with Plunger System, 3 mm | Fisher Scientific | 12-460-407 | 1.5 mm and 3 mm diameter |
| Blunt needle, 23-gauge | BSTEAN | X001308N97 | |
| Bovin Serum Albumin | RMBIO | BSA-BSH | |
| Centrifuge | SCILOGEX | 911015119999 | |
| Conical Tube, 50 mL | Fisher Scientific | 05-539-13 | |
| Dextrose | Fisher Scientific | MDX01455 | MilliporeSigma™ |
| EC Low Conductivity meter | ecoTestr | 358/03 | |
| Eppendorf Snap-Cap MicrocentrifugeTubes | www.eppendorf.com | 05-402-25 | |
| Excel | Microsoft | Graph plotting | |
| Function Generator | SIGLENT | SDG830 | |
| Glass/ITO Electrode Substrate | OSSILA | S161 | |
| ImageJ | NIH | https://imagej.nih.gov/ij/ | |
| Inverted Microscope | OLYMPUS | IX81 - SN9E07015 | |
| Lab Oven | QUINCY LAB (QL) | MODEL 30GCE | Digital Model |
| Matlab | MathWorks | Graph plotting | |
| Micro Osmometer - Model 3300 | Advanced Instruments Inc. | S/N: 03050397P | |
| Parafilm Laboratory Wrapping Film | Fisher Scientific | 13-374-12 | |
| Petri dish | FALCON | SKU=351006 | ICSI/Biopsydish 50*9 mm |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | LONZA | 04-479Q | |
| Plasma Cleaner | Harrick plasma PDCOOL | NC0301989 | |
| Solidworks | Dassault Systemes | CAD software | |
| Sucrose | Fisher Scientific | 50-188-2419 | |
| Vacuum Desiccator | SPBEL-ART | F42400-2121 | |
| Wooden spatula | Fisher Scientific | NC0304136 | Tongue Depressors Wood NS 6" |
References
- Kim, Y., Kim, K., Park, Y. Measurement techniques for red blood cell deformability: recent advances. Blood Cell—An Overview of Studies in Hematology. 10, 167-194 (2012).
- Safeukui, I., et al. Quantitative assessment of sensing and sequestration of spherocytic erythrocytes by the human spleen. Blood, The Journal of the American Society of Hematology. 120 (2), 424-430 (2012).
- Naghedi-Baghdar, H., et al. Effect of diet on blood viscosity in healthy humans: a systematic review. Electronic physician. 10 (3), 6563 (2018).
- Franco, R. S. Measurement of red cell lifespan and aging. Transfusion Medicine and Hemotherapy. 39 (5), 302-307 (2012).
- Matthews, K., Lamoureux, E. S., Myrand-Lapierre, M. -E., Duffy, S. P., Ma, H. Technologies for measuring red blood cell deformability. Lab on a Chip. 22, 1254-1274 (2022).
- Kim, J., Lee, H., Shin, S. Advances in the measurement of red blood cell deformability: A brief review. Journal of Cellular Biotechnology. 1 (1), 63-79 (2015).
- Varga, A., Matrai, A. A., Barath, B., Deak, A., Horvath, L., Nemeth, N. Interspecies diversity of osmotic gradient deformability of red blood cells in human and seven vertebrate animal species. Cells. 11 (8), 1351 (2022).
- Doh, I., Lee, W. C., Cho, Y. -H., Pisano, A. P., Kuypers, F. A. Deformation measurement of individual cells in large populations using a single-cell microchamber array chip. Applied Physics Letters. 100 (17), 173702 (2012).
- Toward digital transmitters with amplitude shift keying and quadrature amplitude modulators implementation examples. Al Safi, A., Bazuin, B. 2017 IEEE 7th Annual Computing and Communication Workshop and Conference (CCWC), , 1-7 (2017).
- Zhang, J., Chen, K., Fan, Z. H. Circulating tumor cell isolation and analysis. Advances in Clinical Chemistry. 75, 1-31 (2016).
- Cottet, J., Fabregue, O., Berger, C., Buret, F., Renaud, P., Frénéa-Robin, M. MyDEP: a new computational tool for dielectric modeling of particles and cells. Biophysical Journal. 116 (1), 12-18 (2019).
- Haywood, M.
- Qiang, Y., Liu, J., Dao, M., Suresh, S., Du, E. Mechanical fatigue of human red blood cells. Proceedings of the National Academy of Sciences. 116 (40), 19828-19834 (2019).
- Gharaibeh, B., et al. Isolation of a slowly adhering cell fraction containing stem cells from murine skeletal muscle by the preplate technique. Nature Protocols. 3 (9), 1501-1509 (2008).
- Qiang, Y., Liu, J., Dao, M., Du, E. In vitro assay for single-cell characterization of impaired deformability in red blood cells under recurrent episodes of hypoxia. Lab on a Chip. 21 (18), 3458-3470 (2021).
