Summary

Viral Tracciamento di geneticamente definito circuiti neurali

Published: October 17, 2012
doi:

Summary

Un metodo di tracciare neuroni sinapticamente collegate è descritto. Usiamo specificità TVA di una cella a monte per sondare se una popolazione di cellule riceve input sinaptico da tipi di cellule geneticamente definiti.

Abstract

I metodi classici per studiare i circuiti neuronali sono velocità piuttosto bassa. Transsynaptic virus, in particolare la pseudorabbia (PRV) e del virus della rabbia (RABV), e più recentemente virus della stomatite vescicolare (VSV), per lo studio di circuiti, sta diventando sempre più popolare. Questi metodi di throughput superiori usare virus che trasmettono tra neuroni sia in direzione anterograda o retrograda.

Recentemente, un RABV modificato per monosinaptico retrograda traccia è stata sviluppata. (Figura 1A). In questo metodo, la (G) gene glicoproteina viene eliminato dal genoma virale, e fornita solo in neuroni mirati. Specificità infezione si ottiene sostituendo un G chimerico, composto del dominio extracellulare del ASLV A-glicoproteina e il dominio citoplasmatico del RABV-G (A / RG), per il normale RABV-G 1. Questo G chimerico infetta specificamente le cellule che esprimono il recettore TVA 1. Il gene che codifica TVA può essere delivered con vari metodi 2-8. Dopo RABV-G infezione di un TVA che esprimono neurone, il RABV può trasmettere ad altri neuroni, sinapticamente collegate in senso retrogrado di natura della sua G privato, che era co-espresso con il recettore TVA. Questa tecnica etichetta un numero relativamente elevato di ingressi (5-10%) 2 su un tipo di cellula definito, fornendo un campione di tutti gli ingressi su un tipo di avviamento definito cella.

Recentemente abbiamo modificato questa tecnica da utilizzare VSV come transsynaptic tracciante 9. VSV ha diversi vantaggi, tra cui la rapidità di espressione genica. Qui i dettagli di un nuovo sistema di tracciamento virale utilizzando utile per sondare microcircuiti con risoluzione maggiore VSV. Mentre le strategie originali pubblicati da Wickersham et al. 4 e Beier et al. 9 etichettatura permesso di eventuali neuroni che sul progetto inizialmente-infetti TVA esprimono cellule, qui VSV è stato progettato per trasmettere solo alla TVA-cellule esprimenti (Figura 1B). Il virus viene prima pseudotyped con RABV-G per consentire infezione di neuroni a valle di TVA-neuroni che esprimono. Dopo aver infettato questa prima popolazione di cellule, il virus rilasciato può infettare solo TVA-esprimenti cellule. Perché la diffusione transsynaptic virale è limitata a TVA-esprimenti cellule, presenza di assenza di connettività di tipi cellulari definiti può essere esplorato con alta risoluzione. Un diagramma di flusso sperimentale di questi esperimenti è mostrata in Figura 2. Qui mostriamo un modello di circuito, che di direzione selettività nella retina di topo. Esaminiamo la connettività di starburst cellule amacrine (ZSC) a cellule gangliari della retina (RGC).

Protocol

1. Fare Virus da cDNA: Recupero di VSV da cDNA utilizzando Vaccinia-T7 sistema 10 Un giorno prima di sperimentare, dividere BsrT7 cellule in antenna di 60 mm contenente DMEM + 10% FBS. Cellule Seed 2E6 al piatto. BsrT7 cellule derivano da BHK21, o bambino renali di criceto, cellule. PBS caldo con 1 mM di magnesio e 1 mM di calcio a 37 ° C. Ottenere una piccola aliquota vTF7-3, un virus vaccinia esprimere polimerasi T7, e scongelamento a temperatura ambiente. vTF7-3 è un vaccin…

Discussion

Usando virus per studiare circuiti neurali è un metodo relativamente elevata velocità di analizzare neuroni collegati. Tuttavia, generando sia VSV e virioni RABV non è banale. Anche se il protocollo di cui sopra per il salvataggio virus dal cDNA è fornito, è ancora una bassa probabilità dell'evento. I livelli di ciascuna delle N, P, L e plasmidi bisogno di essere regolato con precisione, e molte prove e repliche deve essere fatto per garantire soccorso virale. La formazione della particella ribonucleotide inco…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Si desidera ringraziare Sean Whelan per l'assistenza con il salvataggio varianti VSV ricombinanti, e Didem Goz e Ryan Chrenek per l'assistenza tecnica. Questo lavoro è stato sostenuto da HHMI (CLC), e # NS068012-01 (KTB).

Materials

Reagent Company Catalogue number  
      Tissue Culture
Baby Hamster Kidney (BSRT7) cells available upon request    
vaccinia (vTF7-3) available upon request    
pN, pP, pl plasmids available upon request    
Calcium Chloride Sigma C1016  
Magnesium Chloride Sigma M8266  
HEK 293T cells Open Biosystems HCL4517  
60 mm TC-Treated Culture Dish Corning 430166  
75 cm2 Rectangular Canted Neck Cell Culture Flask with Vent Cap Corning 430641  
Media : DMEM (Dulbecco’s Modified Eagle Medium) Invitrogen 12491-015  
1 M HEPES pH 7.4 Gibo 15630-080  
FBS: Fetal Bovine Serum Gibco 10437-028  
PKS Invitrogen 15140-163  
Lipofectamine 2,000 Transfection Reagent Invitrogen 11668-019  
Syringe: 5 ml Luer-Lock syringe Sigma Z248010-1PAK  
Syringe Filters Nalgene 190-2520  
PEI: High Potency Linear PEI Polysciences 23966  
      Viral Centrifugation
Corning 150 ml Tube Top Vacuum Filter System, 0.45 μm Pore Corning 430314  
Thinwall, Ultra-Clear, 38.5 ml, 25 x 89 mm ultracentrifuge tubes Beckman-Coulter 344058  
Ultracentrifuge Beckman-Coulter optima XL-80K  
SW28 Ultracentrifuge rotor Beckman-Coulter 342207  
      Mouse Injection
Capillary micropipets Drummond 5-000-2005  
Stereotax Narishige SR-5M  
Micromanipulator Narishige SM-15  
Ump injector World Precision Instruments Sys-Micro4  
Four channel microcontroller World Precision Instruments UMP3  
M.TXB Bench Motor with C.EMX-1 Dial Control, 115 Volt Foredom M.TXB-EM  
H.10 Handpiece, Quick Change Foredom H.10  
Step Drill, 0.5 mm Foredom A-58005P  
Microelectrode holder World Precision Instruments MEH2S  
Ketamine Henry Schein 995-2949  
Xylazine Henry Schein 4015809TV  
Buprenorphine Henry Schein 1118217  
1 ml syringe Becton-Dickinson 309628  
30 gauge injection needle Becton-Dickinson 305106  
Protective Ophthalmic Ointment Doctors Foster and Smith 9N-014748  
Ethanol Sigma 493511  
Iodine Sigma PVP1  
      Surgery and Dissection tools
Scissors Fine Science Tools 91402-12  
Standard Forceps Fine Science Tools 11000-12  
Fine Forceps Fine Science Tools 11255-20  
Vannas spring scissors Fine Science Tools 15000-00  
Scalpel handle Fine Science Tools 10003-12  
Scalpel blades Fine Science Tools 10015-00  
Sutures Robbins Instruments 20.SK640  
      Dissection and antibody staining
paraformaldehyde Sigma P6148  
Phosphate Buffered Saline Sigma P4417  
Triton X-100 Sigma T9284  
Donkey Serum Jackson Immunoresearch 017-000-121  
      Antibodies
Antibodies millipore AB144P  
Anti-gfp Abcam ab13970  
Donkey anti-chicken Dylight 488 Jackson immunoresearch 703-545-155  
Donkey anti-chicken Alexa Fluor 647 Jackson immunoresearch 705-605-147  
DAPI Invitrogen D1306  
      Tissue mounting
Superfrost plus microscope slides Fisher 12-550-100  
Cover glass 22 x 22, 0 thickness Electron Microscopy Sciences 72198-10  
Silicone elastomer Rogers Corp HT-6220  
Clear nail polish Electron Microscopy Sciences 72180  
Prolong Gold antifade reagent Invitrogen P36930  

References

  1. Wickersham, I. R. Monosynaptic restriction of transsynaptic tracing from single, genetically targeted neurons. Neuron. 53, 639-647 (2007).
  2. Marshel, J. H., Mori, T., Nielsen, K. J., Callaway, E. M. Targeting single neuronal networks for gene expression and cell labeling in vivo. Neuron. 67, 562-574 (2010).
  3. Wall, N. R., Wickersham, I. R., Cetin, A., De La Parra, M., Callaway, E. M. Monosynaptic circuit tracing in vivo through Cre-dependent targeting and complementation of modified rabies virus. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 21848-21853 (2010).
  4. Wickersham, I. R. Monosynaptic restriction of transsynaptic tracing from single, genetically targeted neurons. Neuron. 53, 639-647 (2007).
  5. Yonehara, K. Spatially asymmetric reorganization of inhibition establishes a motion-sensitive circuit. Nature. 469, 407-410 (2011).
  6. Stepien, A. E., Tripodi, M., Arber, S. Monosynaptic rabies virus reveals premotor network organization and synaptic specificity of cholinergic partition cells. Neuron. 68, 456-472 (2010).
  7. Beier, K. T., Samson, M. E. S., Matsuda, T., Cepko, C. L. Conditional expression of the TVA receptor allows clonal analysis of descendents from Cre-expressing progenitor cells. Dev. Biol. 353, 309-320 (2011).
  8. Seidler, B. A Cre-loxP-based mouse model for conditional somatic gene expression and knockdown in vivo by using avian retroviral vectors. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 10137-10142 (2008).
  9. Beier, K. T. Anterograde or retrograde transsynaptic labeling of CNS neurons with vesicular stomatitis virus vectors. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 15414-15419 (2011).
  10. Whelan, S. P., Ball, L. A., Barr, J. N., Wertz, G. T. Efficient recovery of infectious vesicular stomatitis virus entirely from cDNA clones. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 92, 8388-8392 (1995).
  11. Fuerst, T. R., Niles, E. G., Studier, F. W., Moss, B. Eukaryotic Transient-Expression System Based on Recombinant Vaccinia Virus That Synthesizes Bacteriophage T7 RNA Polymerase. PNAS. 83, 8122-8126 (1986).
  12. Young, J. A., Bates, P., Varmus, H. E. Isolation of a chicken gene that confers susceptibility to infection by subgroup A avian leukosis and sarcoma viruses. J. Virol. 67, 1811-1816 (1993).
  13. Madisen, L. A robust and high-throughput Cre reporting and characterization system for the whole mouse brain. Nat Neurosci. 13, 133-140 (2010).
  14. Franklin, K., Paxinos, G. . The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1997).
  15. van den Pol, A. N. Viral strategies for studying the brain, including a replication-restricted self-amplifying delta-G vesicular stomatis virus that rapidly expresses transgenes in brain and can generate a multicolor golgi-like expression. J. Comp. Neurol. 516, 456-481 (2009).

Play Video

Cite This Article
Beier, K., Cepko, C. Viral Tracing of Genetically Defined Neural Circuitry. J. Vis. Exp. (68), e4253, doi:10.3791/4253 (2012).

View Video