Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Biology

Utilizzo di RNA-mediata strategia di alimentazione di interferenza secondo schermo per geni coinvolti nella regolazione Dimensione del corpo nel nematode doi: 10.3791/4373 Published: February 13, 2013

Summary

Abbiamo dimostrato come utilizzare la tecnica di alimentazione RNAi per abbattere i geni bersaglio e corpo fenotipo punteggio dimensione in

Abstract

Doppio filamento di RNA-mediata interferenza (RNAi) è una strategia efficace per abbattere l'espressione del gene bersaglio 1-3. Esso è stato applicato a sistemi modello molti tra piante, invertebrati e vertebrati. Ci sono vari metodi per raggiungere RNAi in vivo 4,5. Ad esempio, il gene bersaglio può essere trasformato in un vettore RNAi, e quindi permanentemente o transitoriamente trasformati in linee cellulari o cellule primarie per ottenere effetti atterramento gene; alternativamente sintetizzati oligonucleotidi a doppio filamento da geni specifici (oligo RNAi) può essere transitoriamente trasformati in linee cellulari o cellule primarie per mettere a tacere i geni bersaglio, o di sintesi del doppio filamento molecole di RNA possono essere microiniettato in un organismo. Poiché il nematode C. elegans utilizza batteri come fonte di cibo, nutrire gli animali con i batteri che esprime a doppio filamento di RNA contro geni bersaglio fornisce una strategia sostenibile 6. Qui vi presentiamo una alimentazione RNAimetodo per segnare dimensioni fenotipo corpo. Taglia corpo in C. elegans è regolato principalmente dal TGF-β - come ligando DBL-1, quindi questo saggio è appropriato per l'identificazione dei componenti di segnalazione TGF-β 7. Abbiamo usato diversi ceppi tra due ceppi ipersensibili RNAi per ripetere gli esperimenti di alimentazione RNAi. I nostri risultati hanno dimostrato che RRF-3 ceppo ci ha dato il miglior fenotipo atteso RNAi. Il metodo è di facile esecuzione, riproducibile e facilmente quantificato. Inoltre, il nostro protocollo minimizza l'uso di attrezzature specializzate, quindi è adatto per piccoli laboratori o quelli a istituzioni prevalentemente universitari.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Preparazione di piastre di alimentazione RNAi trasporto Gene sequenza bersaglio

  1. Se si utilizzano le librerie disponibili in commercio (ad esempio da RNAi LifeSciences Fonte BioScience), passare al punto 1.4. In alternativa, clonare sequenze di geni bersaglio in vettoriale L4440, un worm comunemente usato RNAi plasmide 8, dal protocollo standard di clonazione.
  2. Trasformare il plasmide ricombinante in ceppo batterico HT115 (DE3), cultura loro su piastre di agar LB con 25 ug / ml carbenicillina e 12,5 ug / ml di tetraciclina, e scegliere un singolo clone per uso futuro.
  3. Nel frattempo, trasformare la L4440 vettore vuoto nel ceppo batterico HT115 usare come controllo per gli esperimenti.
  4. Cultura sia ricombinanti e vuoto L4440-trasportano batteri in 1 ml di brodo LB con 100 pg / ml ampicillina notte a 37 ° C. Tetraciclina non viene aggiunto a causa del fatto che essa diminuisce l'efficienza RNAi.
  5. Aggiungere un altro 5 ml di brodo LB con 100 pg / ml ampicillina nella notte culre, incubare per un altro 4-6 ore a 37 ° C.
  6. Seed 0,5 ml ricombinante o vuoto L4440 porta-coltura batterica su piastre a vite senza fine le RNAi. Etichettare tutti i piatti con il nome del clone.
  7. Contrassegnare le piastre ed incubare una notte a 37 ° C per crescere prato batterica, queste sono le piastre RNAi con o senza sequenza target gene. Almeno 2 piastre devono essere preparati per ogni condizione.

2. Worms cultura sui piatti che alimentano il RNAi

  1. Fiamma sterilizzare la punta di un pick verme filo di platino. Utilizzare il worm sceglie di prendere 6-10 quarto stadio larvale (L4) ermafrodite a ciascuna piastra micro-RNA che contiene o ricombinante o vuota L4440, gli animali si utilizzano i batteri come fonte di cibo.
  2. Lasciate ermafroditi crescere a 20 ° C (condizione standard per la cultura C. elegans) durante la notte, diventeranno giovani adulti il giorno successivo.
  3. Trasferimento 6-10 giovani adulti in una nuova piastra corrispondente etichettati e pronti RNAi.
  4. Lasciate che iladulti depongono le uova per 4-6 ore, quindi rimuovere tutti gli adulti dalla piastra, questa fase è quello di sincronizzare la progenie. Una volta che le madri vengono rimossi, inizia il conteggio del tempo. Questo è il tempo zero.
  5. Incubare le piastre a 20 ° C per far crescere gli animali a specifico stadio di sviluppo, in questo protocollo, abbiamo scelto i giovani adulti per l'analisi fenotipica. Per abbattimenti che si sviluppano ad un ritmo normale, 72 ore di incubazione è sufficiente per gli animali di diventare giovani adulti. Tuttavia, vari geni influenzano sviluppo animale diverso. Se RNAi induce gli animali a crescere ad un ritmo diverso, i giovani adulti possono essere identificati come quelli che ora più di 24 passato L4 con completato lo sviluppo vulvare e 2-6 embrioni in utero (se fertile). Per identificare gli altri stadi di sviluppo, lo sperimentatore deve usare lo sviluppo delle gonadi e vulvare come guida.

3. Risultato Fenotipi Corpo di ampiezza degli RNAi trattati Worms

  1. Posizionare due strati di nastri etichette colorate su un vetrino. Rendono due deivetrini sé. Quindi, posizionare una nuova diapositiva di vetro tra le due slitte con nastro. Melt agarosio al 2% in acqua, applicare una goccia al centro del vetrino nuovo, premere la seconda slitta di vetro sopra per fare un sottile strato di agarosio al 2% come precedentemente descritto 9.
  2. Una volta agarosio è solidificato, rimuovere la slitta superiore in vetro, il vetrino con agarosio pad è pronto a caricare i vermi. Diapositiva Etichetta con nome clone.
  3. Aggiungere 10 microlitri 25 mM NaN 3 al pad agarosio; raccogliere animali 30-40 nella soluzione 3 NaN fermarli, poi mettere coprioggetto sulla parte superiore, sia per la ripetizione ricombinante e vuoto L4440-contabile RNAi animali trattati.
  4. Immagine i vermi sotto microscopio da dissezione con lente 2.5x obiettivo; qui usiamo Leica fotocamera digitale con supporto Qcapture software.
  5. Per la calibrazione, prima di catturare l'immagine di un sovrano micrometro standard. Quindi aprire l'immagine in Image-Pro, cliccare su "misura" e scegliere "calibrazione" e poi scegliere"Wizard calibrazione spaziale". Con "calibrare l'immagine attiva" selezionato, fare clic su "Avanti". Immettere il nome per la calibrazione e garantire che le unità spaziali di riferimento sono impostate micrometro. Quindi, selezionare la casella "creare una calibrazione di riferimento" e fare clic su "Avanti". Clicca su "Linea di pareggio". Una barra di scala di riferimento verrà visualizzata. Riposizionare la barra di scala per unire le due estremità del micrometro, quindi indicare che il riferimento indica 1.000 unità. Fare clic su "OK", "Avanti" e "Fine".
  6. Una volta che il software è stato calibrato, aprire un'immagine verme. Quindi, selezionare nel menu "misura", selezionare "Calibrazione" quindi cliccare su "select spaziale". Nel menu a discesa, selezionare il nome del file creato per la calibrazione micrometro. Poi, sotto il menu "misura", selezionare "misure". Nella finestra che si apre, selezionare la free-disegnare strumento e tracciare una linea attraverso il centro del corpo animale dalla testa alla coda con il mouse del computer (Figura 1). La lunghezza sarà riportato nella finestra. Oraci sono due gruppi di dati: lunghezza corpo di animali trattati con gene target RNAi e animali di controllo trattati con vuoto L4440 vettore.
  7. Esportare le misure di lunghezza di un file di Microsoft Excel o altri software statistico adeguato. Analizzare i dati calcolando la media e la deviazione standard per ciascun campione. Quindi confrontare i campioni utilizzando Student t-test.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Nella nostra ricerca, ci concentriamo sulla regolamentazione dimensioni del corpo attraverso la via DBL-1/TGF-β. La perdita di funzione delle DBL-1 risultati della via in dimensioni contenute, tra cui una lunghezza del corpo più breve rispetto a wild-type animali 7,10,11. Così, protezioni per C. elegans mutanti dimensioni del corpo sono in grado di identificare TGF-β componenti di segnalazione e modificatori. DBL-1 segnalazione è mediata da una conservata TGF-β pathway di trasduzione del segnale che include recettori della superficie cellulare e trasduttori di segnale intracellulare Smad 12. Per verificare l'efficacia di RNAi alimentando per l'identificazione di mutanti dimensioni del corpo, abbiamo utilizzato questa tecnica per abbattere DBL-1 componenti della via: dbl-1/ligand; sma-2, sma-3, sma-4/Smads e sma-6/receptor. Per il nostro studio, abbiamo utilizzato due differenti RNAi ipersensibile C. elegans ceppi per eseguire l'esperimento: eri-1; lin-15b e RRF-3 13,14. Nel frattempo, abbiamo anche utilizzato N2 (STAndard wild-type) e ceppo lin-36, un componente nel lin-15 pathway RNAi cui sensibilità è comunque analogo a N2 13. I nostri risultati (Figura 2) mostrano che tutti questi ceppi visualizzata la breve fenotipo dimensioni del corpo come previsto (p <0,001), ad eccezione di sma-6 RNAi in lin-36 di sfondo. In RRF-3 sfondo, lunghezza del corpo di giovani adulti dopo il trattamento RNAi sono 84 ~ 95% del vettore da solo. In eri-1, lin-15b sfondo, lunghezza del corpo di giovani adulti dopo RNAi è stato del 68 ~ 86% di animali di controllo. Rispetto ai ceppi lin-36 e N2, entrambi del ipersensibile RNAi ceppi RRF-3 e eri-1; lin-15b erano più sensibili.

Figura 1
Figura 1. Immagini rappresentative della lunghezza del corpo degli animali oggetto di valutazione degli animali A. immagine prima della misurazione.; C. tracciando una linea lungo il corpo animale dalla testa alla coda, viene misurata dal software.

Figura 2
Figura 2. Lunghezza del corpo di animali in cui DBL-1 componenti della via sono stati inattivati ​​con il metodo di alimentazione RNAi. Animali RNAi in tutti questi ceppi sfondo visualizzato il fenotipo breve lunghezza del corpo come previsto (p <0,001), ad eccezione di sma-6 RNAi in lin-36 sfondo. RNAi di RRF-3 e eri-1, lin-15b ceppi hanno dimostrato un fenotipo più forte di quella di lin-36 e sfondi N2.

Figura 3
Figura 3. Schema descrizione di utilizzare la strategia di alimentazione RNAi per lo screening di geni candidati.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

In questo protocollo, si descrive il nostro metodo per l'identificazione di mutanti difettosi delle dimensioni del corpo C. elegans di alimentazione RNAi. Questo metodo è applicabile alla identificazione di TGF-β componenti segnalazione. Dal momento che tali componenti sono altamente conservati nel corso dell'evoluzione 15 schermi che abbiano una connessione a chiarire i meccanismi molecolari di TGF-β segnalazione in tutti i metazoi. Una considerazione importante nel progettare tale schermata è il ceppo di partenza. Abbiamo dimostrato che sia eri-1, lin-15b e RRF-3 sono più sensibili alla alimentazione RNAi che i ceppi di controllo, il che è in linea con gli studi precedenti 12,13. Tuttavia, anche se eri-l; lin-15b ha dimostrato il più forte fenotipo, gli animali non crescono bene e prodotto progenie pochi. Così, in un grande schermo, non ci sarebbe abbastanza animali per aver fenotipi di questo ceppo. Come risultato, si favorisce il-3 rrf ceppo di applicare laRNAi tecnica di alimentazione alla regolamentazione del corpo dimensioni. Una seconda scelta da considerare nel ceppo di partenza è se avviare una schermata con il DBL-1 via intatti o iniziare con un ceppo sensibilizzato in cui il DBL-1 via o è compromesso o iperattiva. Questi punti di partenza alternativi possono portare alla identificazione dei sovrapposte ma distinte serie di componenti di segnalazione. Il nostro protocollo può essere modificato anche allo studio di altri fenotipi postembrionale. In questo caso, la fase degli animali da ottenuto per il fenotipo di interesse può essere necessario modificare alterando la durata della crescita in fase 2.5. Prima di iniziare un grande schermo scala per fenotipi di altri, si consiglia uno schermo pilota con geni noti per produrre il fenotipo di interesse come si descrive qui per dbl-1, sma-2, sma sma-3-4, e sma- 6.

Utilizzando questo protocollo, abbattendo DBL-1 componenti della via ha previsto fenotipo lunghezza del corpo. Ttubo animali RNAi erano circa 68-95% in lunghezza rispetto agli animali di controllo. In studi precedenti, DBL-1 Perdita percorso di mutanti funzione genetiche in età adulta sono circa il 50% inferiore a wild-type animali 7,10,11. Pertanto, la tecnica di alimentazione RNAi qui presentato non elimina completamente l'attività del gene. Pertanto, il metodo può essere limitato nella sua capacità di identificare componenti della via che hanno un fenotipo debole. Nel frattempo, dato che ci sono molti geni che regolano la lunghezza del corpo, geni identificati dallo schermo, inoltre, non potrebbe necessariamente cadere in camera doppia-1 via. Ulteriori esperimenti devono essere eseguiti per posizionare i candidati nei percorsi, come è vero per qualsiasi metodo di altra schermata.

In sintesi, schermi di alimentazione RNAi in C. elegans sono dimostrati utili per identificare geni coinvolti in un processo di interesse. In questo protocollo, abbiamo ottimizzato protocolli esistenti di essere altamente efficace nella identificazione di difetti dimensioni del corpo. Il protocollo può essere ulteriormente ottimizzatamodificato per lo studio di altri fenotipi postembrionale.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Acknowledgments

Ringraziamo James Clark per la fornitura di figure di animali in vari momenti dello sviluppo. C. ceppi elegans in questo studio sono stati ottenuti dalla Genetics Caenorhabditis Center, che è supportato dal National Center for NIH Research (NCRR). Questo lavoro è stato sostenuto da CIRG 1817 della CUNY a JL e CSD, e dal NIH 1R15GM073678-01 e 1R15GM097692-01 al CSD Ringraziamo il Dott. William J. Rice, il dottor Nathalia Holtzman, e Melissa Silvestrini per i commenti sul manoscritto. Questo lavoro è stato svolto in adempimento parziale dei requisiti per un dottorato di ricerca del Graduate Center della City University di New York (S. Xiong).

Materials

RNAi worm plates
17.7 g Worm Medium Mix
60 g Agar
Add H2O to 3 liters. Autoclave.
Add 3 ml 1M IPTG(sterile) and 3 ml 25 mg/ml Carbenicillin(sterile); then pour into 60 mm Petri dishes.

Worm plates

17.7 g Worm Medium Mix
0.6 g Streptomycin Sulfate
60 g Agar
Add H2O to 3 liters. Autoclave. Pour into 60 mm Petri dishes.

Worm Medium Mix
55 g Tris-Cl
24 g Tris-OH
310 g Bacto Peptone
800 mg Cholesterol
200 g NaCl
Mix thoroughly and be sure to avoid chunks; this powdered mixture can be stored for many months prior to use.

2% agarose
0.5 g Agarose
Add 25 ml dH2O. Heat in microwave until dissolved.

1M Isopropyl β-D-1-thiogalactopyranoside (IPTG)
2 g IPTG
Dissolve in10 ml dH2O

1M NaN3
6.5 g NaN3
Add dH2O to 100 ml

25 mM NaN3
2.5 ml 1M NaN3
Add dH2O to 100 ml

Caenorhabditis elegans from Caenorhabditis Genetics Center
L4440 plasmid (carries ampicillin-resistance gene)
Bacteria strain HT115 (DE3) (contains IPTG inducible T7 polymerase; deficient for RNAse III gene (a dsRNAse) which also carries tetracycline-resistance gene)16
60 mm Petri dishes
100 mm Petri dishes
14 ml round-bottom Falcon culture tubes
glass slides
glass coverslips
1-20 μl pipettor
20-200 μl pipettor
200-1000 μl pipettor
1-200 μl pipet tips
200-1000 μl pipet tips
1.5 ml Eppendorf tubes
platinum wire worm pick

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Melnyk, C. W., Molnar, A., Baulcombe, D. C. Intercellular and systemic movement of RNA silencing signals. Embo J. 30, 3553-3563 (2011).
  2. Wall, N. R., Shi, Y. Small RNA: can RNA interference be exploited for therapy. Lancet. 362, 1401-1403 (2003).
  3. Kalantidis, K., Schumacher, H. T., Alexiadis, T., Helm, J. M. RNA silencing movement in plants. Biol. Cell. 100, 13-26 (2008).
  4. Shim, M. S., Kwon, Y. J. Efficient and targeted delivery of siRNA in vivo. Febs. J. 277, 4814-4827 (2010).
  5. Amarzguioui, M., Rossi, J. J., Kim, D. Approaches for chemically synthesized siRNA and vector-mediated RNAi. FEBS Lett. 579, 5974-5981 (2005).
  6. Kamath, R. S., Ahringer, J. Genome-wide RNAi screening in Caenorhabditis elegans. Methods. 30, 313-321 (2003).
  7. Savage-Dunn, C., et al. Genetic screen for small body size mutants in C. elegans reveals many TGFb pathway components. Genesis. 35, 239-247 (2003).
  8. Timmons, L., Fire, A. Specific interference by ingested dsRNA. Nature. 395, 854 (1998).
  9. Sulston, J. E., Horvitz, H. R. Post-embryonic cell lineages of the nematode, Caenorhabditis elegans. Dev. Biol. 56, 110-156 (1977).
  10. Wang, J., Tokarz, R., Savage-Dunn, C. The expression of TGFβ signal transducers in the hypodermis regulates body size in C. elegans. Development. 129, 4989-4998 (2002).
  11. Liang, J., et al. The Caenorhabditis elegans schnurri homolog sma-9 mediates stage- and cell type-specific responses to DBL-1 BMP-related signaling. Development. 130, 6453-6464 (2003).
  12. Savage-Dunn, C. TGF-β signaling. WormBook. 1-12 (2005).
  13. Simmer, F., et al. Loss of the putative RNA-directed RNA polymerase RRF-3 makes C. elegans hypersensitive to RNAi. Curr. Biol. 12, 1317-1319 (2002).
  14. Wang, D., et al. Somatic misexpression of germline P granules and enhanced RNA interference in retinoblastoma pathway mutants. Nature. 436, 593-597 (2005).
  15. De Robertis, E. M. Evo-devo: variations on ancestral themes. Cell. 132, 185-195 (2008).
  16. Timmons, L., Court, D. L., Fire, A. Ingestion of bacterially expressed dsRNAs can produce specific and potent genetic interference in Caenorhabditis elegans. Gene. 263, 103-112 (2001).
Utilizzo di RNA-mediata strategia di alimentazione di interferenza secondo schermo per geni coinvolti nella regolazione Dimensione del corpo nel nematode<em&gt; C. elegans</em
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Liang, J., Xiong, S., Savage-Dunn, C. Using RNA-mediated Interference Feeding Strategy to Screen for Genes Involved in Body Size Regulation in the Nematode C. elegans. J. Vis. Exp. (72), e4373, doi:10.3791/4373 (2013).More

Liang, J., Xiong, S., Savage-Dunn, C. Using RNA-mediated Interference Feeding Strategy to Screen for Genes Involved in Body Size Regulation in the Nematode C. elegans. J. Vis. Exp. (72), e4373, doi:10.3791/4373 (2013).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter