Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

التنبيب الرغامي في الفئران Published: April 5, 2014 doi: 10.3791/50269
Automatic Translation
1,2, 2, 2, 2, 3, 1,2
1Medical and Research Services, VA San Diego Healthcare System, 2Department of Medicine, University of California, San Diego, 3School of Medicine, University of California, San Diego

Summary

وقد وضعنا طريقة بسيطة وموثوق بها، وغير مكلفة نسبيا لالتنبيب الرغامي في الفئران عن طريق تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن مع 2.0 مم المنظار. هذا الأسلوب هو ارضحي، ويمكن استخدامها لقياس المتكررة في التجارب المزمنة. نجد أنها متفوقة على القصبة الهوائية أو سبق وذكرت التقنيات غير الجراحية.

Abstract

الفئران، سواء wildtype والمعدلة وراثيا، هي نموذج الثدييات الرئيسية في أبحاث الطب الحيوي حاليا. التنبيب والتهوية الميكانيكية اللازمة للتجارب الحيوانية كلها التي تتطلب عملية جراحية تحت التخدير العميق أو قياسات وظائف الرئة. وكانت القصبة الهوائية القياسية للتنبيب مجرى الهواء في هذه الفئران للسماح التهوية الميكانيكية. وقد تم الإبلاغ عن التنبيب فموي رغامي ولكن لم يتم استخدامه بنجاح في العديد من الدراسات بسبب صعوبة فنية كبيرة أو شرط لمعدات متخصصة للغاية ومكلفة. نحن هنا الإبلاغ عن تقنية تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن مزودة 2.0 مم المنظار وباستخدام قسطرة وريدية 20 G باعتبارها الأنبوب الرغامي. وقد استخدمنا هذه التقنية على نطاق واسع وموثوق بها إلى التنبيب وإجراء تقييمات دقيقة من وظائف الرئة في الفئران. وقد أثبتت هذه التقنية آمنة، مع عدم فقدان الحيوان أساسا في أيدي ذوي الخبرة. علاوة على ذلك، هذه التقنيةيمكن استخدامها للدراسات المتكررة من الفئران في النماذج المزمن.

Introduction

وقد حل محل الماوس المختبر تقريبا جميع الأنواع كنموذج الثدييات الرئيسية لعلم الأحياء والبيولوجيا المرضية. الماوس المختبر هو أصغر أنواع الثدييات التي تم بشكل واضح وعلى نطاق واسع ثبت أن تكون ذات قيمة كنموذج للمرض الإنسان وأثبتت لا تقدر بثمن في التقدم من فهمنا للبيولوجيا الإنسان والمرض. وقد سمح الوقت الحمل قصيرة وأقل بكثير تكلفة تطوير ودراسة الفئران المعدلة وراثيا لاغية وكأداة شائعا في مجال البحوث الطبية الحيوية. ومع ذلك، فإن حجم الماوس المختبر متوسط ​​(20-25 ز) قد تقتصر دراستهم في الدراسات التي تعتمد من الناحية الفسيولوجية أو جراحيا، وبالتالي، بعض المحققين دراسة أنواع الثدييات الكبيرة. عائقا أمام استخدام الفئران في هذه الدراسات هو صعوبة التنبيب واجه مع تقنيات من شأنها أن تسمح القياسات الفسيولوجية أو الإجراءات الجراحية واسعة تحت التخدير العميق. القصبة الهوائية 1 قد تم استخدامها بوصفها الشركة المصرية للاتصالات الموحدةchnique بدلا من استخدام الأنابيب بسبب سهولة أكبر على أداء هذه التقنية والمهارة المطلوبة متواضعة. ومع ذلك، القصبة الهوائية ليست مواتية لدراسات جراحة المزمنة أو الإنعاش؛ وبالتالي، فإنه يقتصر على التجارب الحادة. القصبة الهوائية ويمكن أيضا أن يكون المتغير التباس في مجال البحوث التي التهاب أو ردود الفعل الفسيولوجية الحساسة مهمة.

وقد حاولت مختبرنا معظم التقنيات التي وصفها المحققون أخرى وجدت أنها غير كافية لمجموعة متنوعة من الأسباب. القصبة الهوائية هي الصدمة جدا ويؤدي النزيف والتهاب الشعب الهوائية. أكثر من ذلك بكثير إشكالية هو أنه لا يمكن أن تتكرر عمليا. العديد من التقنيات موسع نسبيا والتي تتطلب استثمارات متواضعة في المعدات ليست موثوقة بما فيه الكفاية. تقنيات أخرى تتطلب معدات باهظة الثمن التي من الصعب تبرير دون معرفة ما إذا كانت المعدات ستعمل في تطبيق معين. وبالتالي، سعينا إلى تطوير تقنية nontraumatic أن هناك حاجة إلى أكثر رهان استثمارا متواضعا في المعدات المتخصصة، ويمكن تحقيق ذلك بسرعة وبشكل موثوق، ويمكن أن تتكرر في نماذج المزمنة، ويمكن استخدامها في أعداد كبيرة من الحيوانات. نحن هنا تقرير هذه التقنية.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. إعداد الحيوان

  1. الحصول على الفئران التي تكون أقدم من 8 أسابيع وأكثر من 20 غرام (الفئران الصغيرة يمكن مدخل أنبوب من قبل خبير).
  2. خدر
    1. حقن الفئران مع 20 مغ / كغ، كل، من الكيتامين وزيلازين الغشاء البريتونى باعتبارها سابقة للتخدير. (هذه الجرعة غير كافية لتخدير كامل الماوس، ولكن يسهل نقل آمنة، بعد التنبيب، إلى التهوية الميكانيكية.) ومع ذلك، وتعديل جرعات قد تكون ضرورية وفقا لاستجابة مخدر بالتشاور مع الطبيب البيطري المؤسسية.)
    2. لحث التخدير في الفئران مع 3.5٪ isoflurane و/ الأكسجين في غرفة الاستقراء ل90-120 ثانية.
    3. مراقبة معدل التنفس بعناية. ينبغي أن يتباطأ تدريجيا بما لا يقل عن 45 نبضة في الدقيقة.

2. استعدادا لالتنبيب

  1. إزالة الماوس من غرفة تحريض والقفا بإحكام.
  2. استخدام ملقط غرامة خففت لجنتلاي تمديد اللسان من الفم.
  3. الحفاظ على التمديد لسان من خلال عقد اللسان بين إصبعين واستخدام القوة لطيف.
  4. سحب ما يصل الماوس على منظار من منظار الأذن مع الحركة العمودية.
  5. ننظر من خلال العين من منظار الأذن في حين scruffing بإحكام وسحب الماوس لأعلى برفق عن طريق اللسان والقفا.
  6. ننظر بعناية لالحبال الصوتية. ينبغي أن تكون مرئية بسهولة في هذا الوقت. وaditus الحنجرة (هيكل افتتاح الحنجرة) يجب أن تبدو بيضاء نسبيا. يجب أن يكون هناك تحرك من الحبال مع كل نفس. إذا كانت الحبال لا تتحرك أو هي تصور سيئة، وتناوب على الحيوان قليلا وhyperextend بلطف الرقبة.
  7. مع يدك المهيمنة، أمسك G 20، 1 في القسطرة، ويبلغ طوله 1 سم من أنابيب PE10 تمتد من خلال غيض من القسطرة، مثل قلم رصاص وأدخله في جانب من منظار. يخدم أنابيب PE بمثابة مرود أو موسع.
  8. توجيه TUBI PE10نانوغرام (مرود) من خلال الحبال الصوتية ودفع 20 G القسطرة (أنبوب القصبة الهوائية) خلال أنابيب PE حتى المحور هو في مستوى أقل القاطعة. إزالة هذا مرود بسرعة.
  9. بلطف اتخاذ الحيوان الخروج من منظار والتحقق من موقع أنبوب من خلال وضع الحيوان على جهاز التنفس الصناعي الميكانيكي المستمر مع 2٪ isoflurane وللحفاظ على التخدير العام في كافة مراحل التجربة. تصور الهواء منتهية الصلاحية (فقاعات) يمر فخ اللمحة لتأكيد التنبيب. على الرغم من التنبيب المريء قد ينتج في عدد قليل من الفقاعات، فإنه لن يكون وضوحا كما يتفق أو كما هو الحال مع التنبيب الرغامي. أيضا، ومراقبة وتتبع الضغط الهوائي عن الانحرافات السلبية (الشكل 1). هذه تاكيد التنسيب المناسب من الأنبوب. بدلا من ذلك، ضع كمية صغيرة من الماء في الأنابيب الرابع وذلك لربط أنبوب ET. التحقق من الحركة من وإلى الفأر مع التنفس 2. في حالة التنبيب المريء، عوسوف تتبع ressure تكشف عن ضغوط أعلى بكثير ولا الانحرافات السلبية. على الرغم من أن نهاية المد CO 2 سيكون من المفيد، من الناحية الفنية هذا سيكون من الصعب جدا نظرا لكميات صغيرة المد (~ 200 ميكرولتر) والمعدات للقيام بذلك سيكون مكلفا جدا. تقنيات بسيطة وصفها كافية تماما وأقل تكلفة بكثير. إذا التخدير isoflurane وغير متوفرة، ويمكن إجراء جميع الإجراءات باستخدام الكيتامين 80-120 ملغ / كغ بالتزامن مع زيلازين 10-20 ملغ / كغ للتخدير العام.

3. تقنيات بديلة: تنظير الحنجرة المباشر مع تقنية منظار الأذن يتم استخدامها بسهولة لأغراض أخرى، أساسا لالمباشر تقطير من المواد دراسة في الرئة.

  1. لحث التخدير في الحيوانات مع isoflurane وحده لهذا الإجراء عند 3.5٪ لل90-120 ثانية في غرفة الاستقراء.
  2. القفا الحيوان بإحكام في قاعدة الجمجمة ويمتد اللسان بلطفمع ملقط غرامة.
  3. عقد اللسان برفق، وسحب الحيوان على التوالى بزيادة على منظار (معدلة) حتى لا يمكن سحب هذا الحيوان حتى أبعد من ذلك.
  4. الحبال الصوتية يمكن تصور معظم الأحيان عن طريق هذه التقنية وحدها، ولكن تدوير الحيوان وتمديد فرط الرقبة لجعلها مرأى ومسمع.
  5. تقدم ماصة هلام التحميل تحتوي على instillate إلى المزمار وغرس السوائل. لأن منظار يجعل الختم مع البلعوم السفلي الماوس سوف نضح أي السائل المتبقية التي لا تمر عبر الحبال. يتم التحقق من ذلك بسهولة rhonchorous الأصوات الماوس الآن يجعل التنفس حتى عندما يتم توزيع السوائل في الرئتين تماما.
  6. بدلا من ذلك، قم بتوصيل PE10 أنابيب إلى حقنة 0.5 مل تحتوي على 50 ميكرولتر من السائل مع الهواء وراء بلعة السائل. دفع أنابيب PE بعناية من خلال الحبال الصوتية ل0.5 سم وتفريغ محتويات في مجرى الهواء ببطء. ومع ذلك، والصدمات النفسية في بعض الأحيان إلى انخفاض مجرى الهواء يحدث شيغني هذه التقنية دون تسليم أفضل من العينة.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

التنبيب مع تقنية أعلاه هو موثوقة وسريعة. يتم التحقق من الموضع المناسب من الأنبوب الرغامي معظم بسهولة من خلال مراقبة محتدما الغاز منتهية الصلاحية من الطرف الزفير المغمور من الدارة التنفس الصناعي (عادة في فخ اللمحة) والانحرافات السلبية على الضغط الهوائي البحث عن المفقودين (الشكل 1). الانحرافات السلبية على مجرى الهواء تتبع الضغط هي الأكثر موثوقية. وقد استخدم البعض الآخر حركة قطرات السائل الصغيرة في الوريد أنابيب متصلة بالدائرة التنفس الصناعي الزفير 2. على الرغم من أننا لم تستخدم هذه التقنية على نطاق واسع، وينبغي أن تكون كافية للتحقق من أنبوب الموقع. يمكن للمشغل من ذوي الخبرة التنبيب الفئران باستخدام هذه الطريقة حوالي 90٪ من الوقت على مرور الأول. لتلك التي تفشل، يتم إزالة أنبوب على الفور، وreinduced الحيوان مع التخدير isoflurane و، ووضع حاول مرة أخرى. إذا ترك الحيوان متصلة بالدائرة التنفس الصناعي في حالة وجود ESOالتنبيب phageal، فإن المعدة تدريجيا ينفخ توليد ضغوط عالية ذروة مجرى الهواء، نقص الأكسجة، والموت في نهاية المطاف إذا لم يكن هناك تدخل. إذا لوحظ الضغوط ذروة عالية مجرى الهواء بدون بذل جهود الشهيق السلبية، الحيوان يجب إزالة فورا من التنفس الصناعي ونزع أنبوبه. ومع ذلك، وإزالة الحيوان من التنفس الصناعي وإزالة الأنبوب الرغامي بسهولة عكس هذا. خلال 300 الدراسات الحيوانية التي تتطلب مشاركة التنبيب عامل الخبرة مدخل أنبوب 80٪ مع محاولة أولية وأكثر من 95٪ من المحاولة الثانية. ومدخل أنبوب كل الحيوانات عن طريق المحاولة الثالثة من المشغلين ذوي الخبرة. الوقت الذي يستغرقه التنبيب الفئران هو ما يصل الى 5 دقائق لسابق للتخدير، 90-120 ثانية للحث على الماوس مع isoflurane و، و 30 ثانية لتحديد والواقع التنبيب مجرى الهواء. لقد وجدنا أن المتدربين الجدد يجب ان تتعلم لتصور الحبال الصوتية الأولى. إذا كانت يمكن أن تثبت بنجاح مرأى ومسمع من الحبال الصوتية عشر مرات، وهم على استعداد رس تبدأ تدريب لالتنبيب. مرة واحدة ومدخل أنبوب المتدربين بنجاح 10 مرة، كما يتبين من الانحرافات السلبية على الضغط الهوائي التتبع في حيوان التنفس من تلقاء أنفسهم، أنهم على استعداد لإجراء دراسات في حيوانات التجارب. ومع ذلك، فإن الفيديو التدريب التعجيل بشكل كبير منحنى التعلم. مشغلي عديم الخبرة فقط لحث الصدمة الهوائية بواسطة هذه التقنية قد تحدث وفاة الحيوانات في هذا الإعداد في الوقت الذي تعلم هذه التقنية. ومع ذلك، وفقدان حيوانات مع عامل من ذوي الخبرة أمر نادر الحدوث. هذا هو تجربتنا في أكثر من 1،000 الحيوانات على مدى 4 سنوات الماضية.

ويستخدم 20 G القسطرة باعتبارها أنبوب القصبة الهوائية في الفئران لأنه يجعل ختم ضيق مع مجرى الهواء، وبالتالي السماح لإجراءات دقيقة من الضغوط الهوائية وانه من قطر كافية لاتخاذ تدابير من مقاومة مجرى الهواء. ومع ذلك، باستخدام أنابيب PE بمثابة مرود أو موسع يسمح لل20 G على الانتقال بسهولة وبشكل موثوق أكثر من خلال الحبال الصوتية. 1 في(2.5 سم) طول القسطرة يسمح الأنبوب لتوضع مع المحور فى انخفاض القواطع للاستقرار، ولكن دون التسبب في صدمة لانخفاض مجرى الهواء أو تنبيب القصبة الهوائية mainstem.

ونحن نستخدم هذه التقنية لإجراء قياسات المقاومة الهوائية، نفذ ميثاكولين منحنيات الاستجابة للجرعة (الشكل 2)، وقياس الضغط حجم العلاقات في الرئة (الشكل 3). لجميع هذه القياسات يجب بالشلل الحيوانات بشكل كامل للحصول على بيانات دقيقة صالحة للاستعمال. لهذا الغرض، ونحن قد استخدمت بروميد بانكورونيوم باعتبارها غير مكلفة، nondepolarizing مشلول في التجارب nonrecovery. ومع ذلك، بانكورونيوم لم يعد متاحا ولا يمكن استخدامها على الحيوانات التي تسير على استرداد بسبب طويلة نصف العمر لها. وبالتالي، فإننا قد تحولت إلى فيكورونيوم (30 دقيقة) أو rocuronium للشلل بسبب وضعهم أقصر نصف الحياة، وتوفير خيار القياسات المتكررة على مر الزمن. وقد استخدمت محققين آخرينسكسينيل كولين باعتباره مشلول إزالة إستقطاب، ولكن كان نصف العمر القصير للغاية بالنسبة لغالبية تجاربنا. أيضا سكسينيل كولين يمكن أن يسبب تحرر الهيستامين 3 وبالتالي سيكون متغير التباس محتمل.

وقد استخدمنا أيضا تقنية تنظير الحنجرة المباشر على نطاق واسع من أجل إيصال المواد إلى اختبار الرئة يعتمد على تقنية ذكرت أصلا في الفئران عن طريق هاستينغز 4. وقد استخدمت معظم التحقيقات تقطير الأنف لإيصال مواد الاختبار إلى الجهاز التنفسي السفلي لأن الفئران هي الاستراحات تلزم الأنف وتقطير الأنف بسهولة ويسر. ومع ذلك، فقد وجدنا طريقة تقطير الأنف لا يمكن الاعتماد عليها للتسليم الكمية. باستخدام تقنية تنظير الحنجرة المباشر وجدنا أن تسليم الكمية هي أكثر موثوقية والتوزيع في الرئة هو أكثر اتساقا. لقد كان لدينا الاستخدام الرئيسي لتقنية تقطير المباشر لتقديم المستضد إلى المسالك التنفسية السفلى طغ نموذج الالتهاب التحسسي (الشكل 4) وفرط الاستجابة الهوائية (الشكل 2). قمنا بتسليم أيضا اختبار المواد الأخرى مثل السيتوكينات والمخدرات عبر هذه الطريقة.

الشكل 1
الشكل 1. تتبع الضغط الهوائي. يعكس الخط الأزرق ضغط مجرى الهواء ويعكس خط أحمر حجم المد والجزر تتبع في الماوس مباشرة بعد التنبيب. السلبية (النزولي) الانحرافات من منحنى الضغط (الأسهم السوداء) إشارة إلى جيل من الضغط داخل الصدر السلبية في الماوس (C57BL / 6، 24 ز) من خلال جهد الجهاز التنفسي عفوية ويشير تحديد المكان المناسب من الأنبوب الرغامي. الرجاء انقر هنا إلى الخامس iew نسخة أكبر من هذا الرقم.

الرقم 2
الشكل 2. المقاومة مجرى الهواء وميثاكولين منحنيات الاستجابة للجرعة. الفئران (C57BL / 6) مدخل أنبوب عن طريق هذه التقنية يمكن أن تخضع لتدابير المقاومة الهوائية والشعب الهوائية التفاعل باستخدام جرعات مضاعفة من ميثاكولين تسليمها عن طريق البخاخات بالموجات فوق الصوتية. في هذا المثال ممثل، حيوان السيطرة لديه الحد الأدنى من الاستجابة لميثاكولين تصل إلى 25 ملغ / مل وألبومين البيض تحصين وتحدى يوضح الماوس فرط الاستجابة لميثاكولين. تتم هذه القياسات مع الفئران مع مدخل أنبوب القسطرة و20 G لا يمكن تمييزها عن تلك المصنوعة في الماوس tracheostomized.

/ files/ftp_upload/50269/50269fig3highres.jpg "سرك =" / files/ftp_upload/50269/50269fig3.jpg "/>
الرقم 3. ضغط حجم المنحنى. هذا هو منحنى الضغط حجم ممثل في 20 ز الماوس التي تم مدخل أنبوب مع 20 G القسطرة في الوريد، مع بانكورونيوم بالشلل، والتهوية ميكانيكيا. فإنه يدل على أن القسطرة لا تسرب ما يصل الى 30 سم H 2 O الضغط، وبالتالي يمكن أن تستخدم لجعل قياسات دقيقة علاقات الضغط الحجم في الماوس.

الرقم 4
الشكل 4. نموذج ألبومين البيض الالتهاب التحسسي. هذا هو ممثل الهيماتوكسيلين ويوزين القسم الملون من الماوس الرئة التي تم تحصينهم وتحدى مع ألبومين البيض. فإنه يدل على تأثير المعمم للتقطير من ovalbuدقيقة تدار عن طريق تنظير الحنجرة الأسلوب المباشر (التكبير 4X).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

في هذا التقرير وصفنا تقنية بسيطة وموثوق بها لالتنبيب الفئران التي هي nontraumatic ويمكن استخدامها مرارا وتكرارا في نفس الحيوان. هذه التقنية يمكن أن يتحقق مع مختبر بسيط أو المعدات الطبية التي يمكن شراؤها مقابل مبلغ متواضع. تقنية تنظير الحنجرة المباشر، وذكرت في الأصل من قبل هاستينغز وزملاؤه 4، ويمكن أيضا أن تستخدم لمجموعة متنوعة من الأغراض، ولكن أساسا لتقديم المواد بدقة لاختبار الجهاز التنفسي السفلي. وقد وجدنا هذه التقنية متفوقة على تلك التي ذكرت من قبل محققين آخرين حتى الآن لما له من سهولة وسرعة، بساطة، والموثوقية، وانخفاض النفقات، وإمكانية اتخاذ تدابير المتكررة.

تقنيات التنبيب الفئران ليست جديدة. واحدة من أقدم التقارير، تضوء المستخدمة من القصبة الهوائية تليها التنبيب الفموي مع القسطرة 24 G 5. ومع ذلك، لم هذه الدراسة وغيرها 6،7 لم تقدم معلومات كافية لتكرار تكhnique في مختبرنا. في الآونة الأخيرة استخدام محققين آخرين هذه التقنية تضوء مع المزيد من النجاح 8،9. أول دراسة مفصلة من جانب براون وزملاؤه ذكرت الدراسة التي الفئران، مع وقف التنفيذ على 45 درجة اللوحة الخلفية، وكان القصبات بهم transilluminated والقصبة الهوائية بها مدخل أنبوب شفويا مع PE90 أنابيب تحت رؤية مباشرة باستخدام شفرة المنظار ملفقة 10. وقد أثبتت هذه التقنية الصعب تكرار، وبالتالي، لم يتم استخدامها على نطاق واسع. تصف تقارير إضافية استخدام نطاقات البصرية البصريات الليفية جامدة أو لتعزيز موثوقية التقنيات. Vergari وزملاؤه 11،12 استخدام منظار المفصل جامدة 1.7 ملم في القطر الخارجي لتصور الحبال الصوتية ثم وضع سلك دليل من خلال المزمار. تقرير من الكتاب نجاح 100٪ مع هذه التقنية التي يؤديها مع معدات متخصصة ومكلفة. تكلفة هذه المعدات الجراحية تبدو باهظة للاستخدام على نطاق واسع في الفئران. وقد تم تطوير تقنيات إضافية باستخدام مجهر التشغيل وسلك دليل 2F 13. هذا الأسلوب هو مماثلة لبلدنا، ولكن يتطلب استخدام مجهر التشغيل، وبالتالي فإننا نفضل استخدام منظار الأذن إلى حد كبير أقل تكلفة.

كما تم الإبلاغ عن تقنيات التنبيب الالياف البصرية باستخدام بطارية غير مكلفة نسبيا بالطاقة مصدر الالياف البصرية 14. حاولنا استخدام هذه التقنية الالياف البصرية، ولكن وجدت ضوء أقل من المفيد لأنه لا يوجد الموافق قناة التصور الالياف البصرية. تستخدم ماكدونالد وزملاؤه مصدر ضوء الهالوجين أقوى وذكرت النجاح في عينة صغيرة. كانوا قادرين على قياس مقاومة مجرى الهواء مرارا وتكرارا 15 أيضا. وقد تم الإبلاغ عن التدابير المتكررة للمقاومة مجرى الهواء عند نقاط زمنية مختلفة قبل الآخرين 16. تشاو، وآخرون. تستخدم تقنية الوراء من خلال ثقب القصبة الهوائية وتغذية سلك دليل من خلال القصورس والبلعوم 17. مؤخرا المغني، وآخرون. أدوا التنبيب انتقائية من القصبات الهوائية mainstem اليسار في الماوس باستخدام مجهر التشغيل والتنظير لتوثيق موقع القسطرة 18. ثم استخدموا هذا الأسلوب لغرس مواد اختبار انتقائي في الرئة. ومع ذلك، وهذا مرة أخرى لن تكون وسيلة يمكن أن تستخدم من دون حساب كبير والتدريب التقني للغاية. وعلاوة على ذلك، فإن التنظير أيضا إضافة خطرا الإشعاع للدراسة.

باختصار، تنظير الحنجرة المباشر من الفئران باستخدام منظار الأذن لدى الأطفال هو أسلوب قيمة لالتنبيب، التنبيب المتكررة واختبار تسليم مادة دون التنبيب. نجد هذه التقنية متفوقة على القصبة الهوائية وطرق أداء noninvasively التنبيب الرغامي في الفئران ذكرت سابقا.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

يعلن الكتاب أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.

Acknowledgments

منحة الاستحقاق من وزارة شؤون المحاربين القدامى ومنحة T32-HL098062 من NHLBI من المعاهد الوطنية للصحة أيد هذا العمل. نود أن نعترف بامتنان نصيحة راندولف H. هاستينج، دكتوراه في الطب، دكتوراه والمشورة والدعم من الوحدة الطبية البيطرية في نظام الرعاية الصحية VA سان دييغو.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Operating Otoscope Head Welch Allyn 21700 $188.98
Otoscope Handle Welch Allyn 71000 $112.20
Reuseable Speculum Welch Allyn 22002 $3.98
Fine Forceps Miltex 18-779 $107.18
Small clamp stand to hold otoscope
Isoflurane Vaporizer (multiple circuit with vacuum waste gas handling) Summit Medical $3,000
Flexivent (Animal Ventilator) SCIREQ $35,000
Intravenous catheter (20 G, 1 in) BD 381233 $9.62
Polyethylene tubing (PE10) (0.011 in I.D., 0.024 in O.D.) 100 ft Intramedic, Clay-Adams 427401 $115.70
Ketamine 100 mg/ml (10 ml bottle) Butler 23061 $10.00
Xylazine (100 ml bottle) Vedco 24105 $20.00
Isoflurane (250 ml bottle) $15.00
Vecuronium bromide 10 mg/10 ml Pfizer NDC 0069-0094-01 $15.00

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).
  2. Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).
  3. Orebaugh, S. L. Succinylcholine: adverse effects and alternatives in emergency medicine. Am. J. Emerg. Med. 17, 715-721 (1999).
  4. Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemp. Lab. Anim. Sci. 38, 33-35 (1999).
  5. Berul, C. I., Aronovitz, M. J., Wang, P. J., Mendelsohn, M. E. In vivo cardiac electrophysiology studies in the mouse. Circulation. 94, 2641-2648 (1996).
  6. Ewart, S. L., Gavett, S. H., Margolick, J., Wills-Karp, M. Cyclosporin A attenuates genetic airway hyperresponsiveness in mice but not through inhibition of CD4+ or CD8+ T cells. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 627-634 (1996).
  7. Ewart, S. L., Mitzner, W., DiSilvestre, D. A., Meyers, D. A., Levitt, R. C. Airway hyperresponsiveness to acetylcholine: segregation analysis and evidence for linkage to murine chromosome 6. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 487-495 (1996).
  8. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Lab. 41, 128-135 (2007).
  9. Boll, H., et al. High-speed single-breath-hold micro-computed tomography of thoracic and abdominal structures in mice using a simplified method for intubation. J. Comput. Assist. Tomogr. 34, 783-790 (2010).
  10. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
  11. Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 37, 204-206 (2003).
  12. Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 8, 103-106 (2004).
  13. Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Lab. Anim. 42, 222-230 (2008).
  14. Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Cont. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).
  15. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).
  16. De Vleeschauwer, S. pI., et al. Repeated invasive lung function measurements in intubated mice: an approach for longitudinal lung research. Lab. Anim. 45, 81-89 (2011).
  17. Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab. Anim. 35, 39-42 (2006).
  18. Singer, T., et al. Left-sided mouse intubation: description and evaluation. Exp. Lung Res. 36, 25-30 (2010).

Tags

الطب، العدد 86، الفيزيولوجيا الرئة، القصبة الهوائية التنبيب، تنظير الحنجرة، ومقاومة مجرى الهواء، وتقنية التنبيب
التنبيب الرغامي في الفئران<em&gt; عبر</em&gt; تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Thomas, J. L., Dumouchel, J., Li,… More

Thomas, J. L., Dumouchel, J., Li, J., Magat, J., Balitzer, D., Bigby, T. D. Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope. J. Vis. Exp. (86), e50269, doi:10.3791/50269 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter