Summary
Dans myographie de pression, un petit segment intact d'un navire est montée sur deux petites canules et mis sous pression à une pression intracavitaire approprié. Ici, nous décrivons la méthode pour mesurer la réponse de vasorelaxation de la souris 3
Abstract
systèmes de myographe de pression sont extraordinairement utile dans l'évaluation fonctionnelle des petites artères, sous pression à une pression transmurale approprié. L'état physiologique près réalisés dans myographie de pression permet la caractérisation en profondeur des réponses intrinsèques aux stimuli pharmacologiques et physiologiques qui peuvent être extrapolés à l'comportement in vivo du lit vasculaire. myographe de pression a plusieurs avantages sur myographs de fils classiques. Par exemple, les navires de moindre résistance peuvent être étudiés à des pressions intraluminaux étroitement contrôlés et physiologiquement pertinents. Ici, nous étudions la possibilité de 3ème artères mésentériques de commande (3-4 mm de long), précontractés avec la phényléphrine, à vaso-relax en réponse à l'acétylcholine. Artères mésentériques sont montés sur deux canules connectées à un système sous pression et étanche qui est maintenue à une pression constante de 60 mmHg. Le diamètre de la lumière et extérieure de la cuve sont continuously enregistré en utilisant une caméra vidéo, permettant la quantification en temps réel de la vasoconstriction et vasorelaxation en réponse à la phényléphrine et l'acétylcholine, respectivement.
Pour démontrer l'applicabilité de myographie de pression pour étudier l'étiologie des maladies cardiovasculaires, nous avons évalué la fonction vasculaire dépendant de l'endothélium dans un modèle murin de l'hypertension systémique. Les souris déficientes en une sous-unité α de la guanylate cyclase soluble (sGCα 1 - / -) sont hypertendus quand sur un (S6) de fond 129S6 (sGCα une -/-S6) mais pas lorsque les souris C57BL / 6 (B6) de fond (sGCα une -/-B6). Utiliser myographie de pression, nous démontrons que sGCα résultats 1 à la carence en déficience vasorelaxation endothélium-dépendante. La dysfonction vasculaire est plus prononcée dans sGCα 1 -/-S6 que dans sGCα 1 -/-B6 souris, probablement contributing de la pression artérielle plus élevée dans une sGCα -/-S6 que dans sGCα -/-B6 une souris.
myographie de pression est une technique relativement simple, mais sensible et mécaniste utile qui peut être utilisé pour évaluer l'effet de divers stimuli sur la contraction et la relaxation vasculaire, augmentant ainsi notre compréhension des mécanismes qui sous-tendent les maladies cardiovasculaires.
Introduction
systèmes de myographe de pression sont utilisés pour mesurer la fonction physiologique et les propriétés des petites artères, veines et autres vaisseaux. Une petite partie intacte d'une artère ou veine est monté sur deux petites canules en verre et mise sous pression à une pression intracavitaire appropriée, permettant à la cuve pour maintenir l'essentiel de son en caractéristiques in vivo (figures 1 et 2). L'état physiologique près dans un myographe de pression reflète le comportement in vivo du lit vasculaire, ce qui permet l'étude des propriétés intrinsèques (par exemple tonus myogène) des navires isolés. Parmi les avantages de myographie de pression sur myographie de fil, où la contraction musculaire est évaluée par couplage mécanique direct à un capteur de force 1, y compris (i) que les micro-artères de résistance, qui définissent la résistance globale développée dans le système vasculaire, peuvent être étudiés, alors que myographe de fil est limitée à de plus grandes artères de conduit, (ii) tchapeau le risque d'endommager l'endothélium est réduite car aucun des fils doivent être passés par la lumière du vaisseau, (iii) que la forme naturelle de la cuve est mieux maintenu, et (iv) la dimension du navire peut être étudié à un large éventail de pressions ou des contraintes de cisaillement 2.
L'étude de micro-vaisseaux peut être plus instructif que d'étudier les grandes artères de conduite pour aider à comprendre les mécanismes physiopathologiques et moléculaires qui contribuent à la tonicité vasculaire altérée dans les maladies cardiovasculaires comme l'hypertension. Par exemple, altération de la fonction endothéliale associée à l'alimentation des souris un régime riche en graisses pendant 8 semaines a pu être démontrée dans 2 nd ordre artères mésentériques 3 mais pas dans les anneaux aortiques (figure 3). Un autre avantage de myographie de pression, c'est que la constriction myogénique intrinsèque de la cuve sous pression est présente, et que le rôle et la fonction de l'endothélium dans ce phénomène peut être étudié. Ici, nous descrBIE l'utilisation d'un myographe de pression pour étudier la réactivité vasculaire des souris mésentériques ordre 3 artères de résistance dans un contexte de l'oxyde nitrique avec facultés affaiblies (NO)-cGMP de signalisation.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Préparation de la solution
- 500X EDTA stock: peser 500 mg EDTA-Na 2 • 2H 2 O et les dissoudre dans 50 ml d'eau déminéralisée. Stocker à température ambiante.
- KCl solution dépolarisants.
- Préparer la solution mère K10X: 3,69 g NaCl, 18,64 g de KCl, 0,36 g MgSO4 anhydre, 0,41 g KH 2 PO 4, 0,46 g CaCl 2 • 2H 2 O. Dissoudre dans 250 ml d'eau déminéralisée. Stocker à température ambiante.
- Pour 100 ml KCl dernière solution 1X dépolarisants: Dissoudre 0,21 NaHCO 3, 0,18 g de glucose dans 90 ml d'eau déminéralisée. Ajouter 10 ml de la solution mère K10X. Ajouter 95 ul de solution EDTA 500X. Mélangez bien. Conserver à 4 ° C. Utilisez moins d'une semaine.
- Préparer une nouvelle solution HEPES PSS, le jour de l'expérience (pour 1 litre).
- 6,96 g NaCl, 0,35 g de KCl, 0,288 g MgSO 4 • 7H 2 O, 0,1605 g de KH 2 PO 4, 2,38 g HEPES. Dissoudre dans 100 mlde l'eau désionisée. Marquer comme flacon A.
- 0,312 g CaCl 2 • 2H 2 O. Dissoudre dans 100 ml d'eau déminéralisée. Marquer comme flacon B.
- 1,25 g NaHCO3, 0,991 g de glucose. Dissoudre dans 98 ml d'eau déminéralisée. Marquer comme flacon C.
- Ajouter 2 ml de 500X EDTA dans une fiole C. Prendre 700 ml d'eau déminéralisée dans un grand flacon. Verser le contenu du flacon A, B et C dans le grand flacon avec vortex continue. Ajuster le pH à 7,4 avec NaOH.
2. Médicaments utilisés
- Phényléphrine (10 -2 M): dissoudre 20,37 mg dans 10 ml d'eau déminéralisée. Aliquote de 1 ml et conserver à -80 ° C. Série diluer pour obtenir 10 -3 10 -4, 10 -5 et 10 -6 mol / L le jour de l'expérience.
- L'acétylcholine (10 -2 M): dissoudre 18,17 mg dans 10 ml d'eau déminéralisée. Aliquote de 1 ml et conserver à -80 ° C. Série diluer pour obtenir 10 -3 10 -4, 10 -5 et 10 -6mol / L, le jour de l'expérience.
3. Souris
Homme WT et sGCα 1 - / - souris sur le fond S6 et B6 ont été étudiés tout au long de cette étude. Le sGCα 1 - / - ont été générés comme décrit précédemment 4,5. Logement et procédures impliquant des animaux de laboratoire (souris) ont été approuvés par le comité de protection des animaux de recherche du Massachusetts General Hospital, Boston, MA.
4. Mesure de la réactivité vasculaire dans l'artère mésentérique
- Euthanasier les souris avec du pentobarbital (200 mg / kg, ip). Ouvrez la cavité abdominale et disséquer le tissu mésentérique. Isoler et disséquer une artère mésentérique du 3 ème sans conjonctif et le tissu adipeux ordre, et placez-le dans l'artère glacée HEPES PSS solution pré-équilibrée avec 95% O 2/5% de CO 2 pendant 15 min. Couper anneaux de longueur de 2-3 mm avec pas de ramification de la mésentériqueartère. Différencier les artères et les veines au niveau micro des vaisseaux est problématique quand il n'ya pas de sang dans les vaisseaux. Par conséquent, nous vous recommandons d'identifier le navire pendant qu'il est encore intact dans l'animal avant dissection it out.
- Remplissez les canules de verre dans la chambre myographe de pression (DMT modèle 110P 11P et la version 1.31, Figure 2) avec une solution HEPES-PSS à l'aide d'une seringue de 10 ml à travers soupapes d'admission et de sortie. Le remplissage de la canule doit être fait soigneusement que la pression excessive peut endommager le capteur fragile connecté à canules. Après avoir rempli canules fermer les deux soupapes d'admission et de sortie bien.
- Monter une extrémité de la cuve sur une canule droite et l'attacher soigneusement avec un brin amende de suture de nylon. Avec l'aide d'une seringue, rincer et remplir le réservoir avec une solution HEPES par la soupape d'admission. Porter à la canule gauche près de la cuve et monter l'autre extrémité du récipient sur celui-ci. Attachez avec suture de nylon. Remplirla chambre avec un maximum de 10 ml avec une solution HEPES. Arrivée de la fuite en poussant doucement solution HEPES via la vanne d'entrée à l'aide d'une seringue.
- Installation de la chambre sur le myographe et en vertu de la caméra vidéo. Commencez l'oxygène et de la chaleur (37 ° C) dans la chambre. Raccorder la soupape d'admission avec un tube P1 à partir du premier réservoir de solution tampon HEPES, tandis que la soupape est fermée. Soit une bulle et passe de la solution dans le tube jusqu'à ce qu'il n'y ait pas de bulles dans le tube. Ouvrez la vanne.
- Raccorder la soupape gauche de la chambre avec le tube P2 provenant de régulateur de pression. Encore une fois vérifier toutes les bulles. Il ne devrait pas y avoir de bulles ou de fuite dans le système.
- Allez dans le menu de la pression sur le panneau myo-interface ou dans le logiciel et mettre la pompe en tournant le débit.
- Ouvrez le programme et cliquez sur Collecter. Navire devrait être visible à l'écran maintenant (Figure 3). Le navire est visualisée à l'aide d'une caméra montée sur un microscope, ce qui permet monitoring et l'analyse de la lumière du vaisseau, le diamètre du vaisseau, et l'épaisseur de paroi.
- Augmenter progressivement la pression interluminal via la soupape de P1 en sélectionnant la pression P1 dans le panneau myo-interface ou dans le programme et entrez la valeur de pression comme suit: 5 mmHg → 10 → 20 → 40 → 60 mmHg. Navire tend parfois à se tordre ou convoluer alors que la pression augmente, ajuster la tension ou de la souche en conséquence avec l'aide de micropositionneur verticale ou longitudinale (Figure 2). Equilibrer la cuve à 60 mm Hg et 37 ° C au moins pendant 45 minutes. Changer la solution de bain une fois avec HEPES préchauffées pendant l'équilibrage.
- Appliquer 10 ml d'une solution de KCl dépolarisant, préchauffée à 37 ° C, au bain de dépolariser entièrement les cellules musculaires lisses et de réaliser une constriction maximale. Après constriction stable, rincer le bain avec une solution HEPES 3 fois toutes les 10 min.
- Vérifier la viabilité du navire et de l'intégrité de l'endothélium par la stabilité et la reproductionréponses Ible à l'ajout de phényléphrine (10 -5 M) et l'acétylcholine (10 -5 M). Rincer 3 fois avec une solution HEPES toutes les 10 min.
- Ajouter phényléphrine (10 -5 M) à preconstrict le navire, et quand une constriction stable a été obtenu, effectuer une courbe de concentration-réponse cumulative vasodilatation (CRC) par l'addition successive de doses croissantes d'acétylcholine (10 -9, 3 x 10 - 9, 10 -8, 3 x 10 -8, 10 -7, 3 x 10 -7, 10 -6, 3 x 10 -6 et 10 -5 M). Après la dernière dose, rincer 3 fois avec une solution HEPES toutes les 10 min avant de commencer nouveau CRC.
- Déterminer le diamètre de la lumière passive en appliquant Ca 2 + PSS-libres contenant 2 mM EGTA. De l'tracés enregistrée mesurer le diamètre du flux lumineux pour chaque dose-réponse (figure 4), qui sera utilisé pour le calcul de tous les paramètres.
- Exprimez toutes les réponses de relaxation à l'acétylcholine comme percchangement entage en diamètre de la lumière après preconstriction de phényléphrine par rapport à la différence entre le diamètre sans calcium et le diamètre, après la constriction à la phényléphrine, en utilisant l'équation suivante:
- Pourcentage dilatation = 100% x [(D x - D i) / (D Ca-libre - D i)], où D est le diamètre de la lumière mesurée et x, i, et Ca sans désigner diamètres artériels à chaque dose d'agoniste (x), suivant initial de diamètre phényléphrine constriction (i), et Ca 2 + tampon frais (Ca-free).
5. Analyse statistique
Toutes les mesures continues sont exprimées en moyenne ± SEM. La réactivité vasculaire dans les artères mésentériques est analysé par mesures répétées ANOVA à deux voies. Dans tous les cas, P <0,05 est considérée comme statistiquement significative.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
NO joue un rôle central dans le maintien de l'homéostasie de la pression artérielle à la fois chez l'homme et 6 dans des modèles animaux 7. La capacité du NO à contrôler vasculaire relaxation des muscles lisses est médiée par la guanylate cyclase soluble (CGT), une enzyme hétérodimérique hème contenant qui génère cGMP 8. Récemment, une modificateurs de pression variant génétique du sang a été identifié dans un lieu qui contient le sGCα 1 et 1 gènes sGCβ, illustrant la pertinence de la CGT dans la régulation de la pression artérielle chez les humains 9. Fait intéressant, les souris mâles déficients en α 1 sous-unité de la CGT (sGCα 1 - / -) sont hypertendus lors d'un (S6) fond 129S6 (sGCα 1 -/-S6) 5, mais pas quand sur un fond C57BL / 6 (B6) (sGCα 1 -/-B6) 4. Nous avons utilisé myographie de pression d'étudier la relaxation vasculaire en réponse à l'acétylcholine dans mésentérique résidenceartères de stance isolés de WT et sGCα 1 - / - souris sur les S6 et B6 milieux et précontractés avec la phényléphrine (figure 4). Nous avons étudié les artères de résistance car ils définissent la résistance ultime et la conformité du système vasculaire et ainsi réguler directement la pression artérielle. sGCα 1 carence était associée à une diminution de la capacité d'un cetylcholine pour induire la relaxation vasculaire, indépendamment de l'origine génétique des souris étudiées (figure 4 et 5). Cependant, la relaxation endothélium-dépendante a été plus nettement altérée dans sGCα 1 - / - souris sur le fond S6 que dans sGCα 1 - / - souris sur le fond B6 (figure 5) 10. Ensemble, ces résultats suggèrent que la diminution de la sensibilité de la vascularisation de la relaxation dépendante de l'endothélium peut contribuer à l'hypertension spécifique de la souche en sGC & alpha; 1 - / - souris.
Figure 1. Schéma représentant les différentes parties de la chambre myographe de pression (DMT). Encart montre un vaisseaux montés sur canules dans la chambre. Cliquez ici pour agrandir la figure .
Figure 2. images représentatives, capturées pendant l'enregistrement vidéo, d'une deuxième ordre souris artère mésentérique 2 sous (A) basale et (B) constriction induite par la phényléphrine. le diamètre extérieur et lumière du vaisseau sont délimitées par des lignes vertes et rouges, respectivement. Les traces dans les panneaux de droite représentent l'intensité du signal, mesurée dans l'arEA défini par la boîte bleue dans les images sur la gauche, pour un diamètre externe (flèches vertes) et diamètre de la lumière (flèches rouges).
Figure 3. La dysfonction endothéliale chez les souris nourries avec un régime alimentaire riche en graisses pendant 8 semaines n'était pas apparent dans les anneaux aortiques. Fonction endothéliale a été mesurée par la réponse de la vasorelaxation induite par l'acétylcholine (10 -9 à 10 -5 M) dans la phényléphrine (10 -5 M) pré -traitance anneaux aortiques. Régime standard, les souris de type sauvage nourris avec un régime standard (n = 8); régime riche en graisses, les souris de type sauvage nourris avec un régime riche en graisses pendant 4-6 semaines (n = 13).
Figure 4. Représentant tracés originaux d'une courbe dose-réponse de l'acétylcholine sur la phényléphrine proconstricted ordre 2 martères esenteric isolé à partir d'un WTB6 (A) et un sGCα une -/-S6 souris (B). flèches représentent addition cumulative des doses croissantes de l'acétylcholine (10 -9 à 10 -5 M). L'axe X représente le temps (en secondes), l'axe Y représente diamètre de la lumière (en M). Cliquez ici pour agrandir la figure .
Figure 5. L'hypertension spécifique de la souche en sGCα 1 - / - souris est associée à une plus grande dépréciation de la réactivité vasculaire dans sGCα 1 -/-S6 souris que chez sGCα 1 -/-B6 souris La capacité de l'acétylcholine (10 -9 à 10 -5. ) pour induire la relaxation est quantifié dans la phényléphrine-precontracted (10 -5 M) artères mésentériques de mâles de type sauvage (WT, symboles noirs, ligne pleine) et sGCα 1 - / - (symbnols ouvertes, ligne pointillée) souris sur la B6 (cercles) ou S6 (carrés) fond génétique . Relaxation vasculaire induite par l'acétylcholine-est altérée de façon plus importante dans sGCα 1 -/-S6 que dans sGCα 1 -/-B6 souris. N = 3,5,3 et 6 pour sGCα 1 -/-S6, sGCα 1 -/-B6, WTS6, respectivement. † * P <0,05 vs sGCα 1 -/-B6, p <0,05 vs sGCα 1 - / - de la même origine génétique. Formulaire Buys adaptés, et al. (2012).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Les souris sont le modèle expérimental de choix pour de nombreux chercheurs, en partie en raison de la possibilité d'introduire des modifications génétiques, générant ainsi des modèles de souris pour la physiopathologie humaine. Le statut vasoactif de faible résistance, mais pas de grands navires de conduit définit en grande partie la régulation du flux sanguin dans le système vasculaire 11. La taille des artères de résistance chez les petits animaux comme les souris, empêche l'utilisation d'un myographe de fil pour étudier la fonction microvasculaire. myographs de pression non seulement surmonter cette limitation, mais aussi permettre la mesure de la fonction vasculaire dans des conditions physiologiques près.
Nous avons précédemment rapporté que des souris mâles déficients en sGCα 1 sont hypertendus lors d'un (S6) fond 129S6 (sGCα 1 -/-S6) 5, mais pas lors d'un (B6) fond C57BL / 6 (1 sGCα -/-B6) 4. Nous émettons l'hypothèse que ce sdisparité liée au train de la pression artérielle est due à des différences de réactivité vasculaire entre sGCα 1 - / - souris sur les B6 et S6 milieux. L'utilisation d'un myographe de pression, nous avons étudié les réponses de vasorelaxation dépendant de l'endothélium dans la 3 ème ordre artères mésentériques. Acétylcholine est un agoniste des récepteurs muscariniques qui se lie à son récepteur dans l'endothélium pour activer l'oxyde nitrique synthase endothéliale (eNOS) par l'intermédiaire de l'augmentation intracellulaire de Ca 2 + de concentration. NO peut ensuite activer sGC dans la couche de cellules musculaires lisses sous-jacente à induire la relaxation.
Utiliser myographie de pression pour comparer la capacité des endothéliale NO issu d'artères mésentériques vasorelax isolées de WT et sGCα 1 - / - souris sur le fond S6 et B6, nous avons identifié des différences dans la réactivité vasculaire entre sGCα 1 - / - souris sur la B6 et S6 milieux 10. sGCα 1 -carence a été associé avec facultés vasorelaxation dépendante de l'endothélium dans les deux S6 et B6 souris. Toutefois, cette valeur était supérieure à sGCα 1 -/-S6 que dans sGCα 1 -/-B6 souris. La diminution de la capacité de l'acétylcholine pour induire vasorelaxation en S6 souris contribue probablement à l'augmentation de la pression artérielle observée dans sGCα 1 -/-S6 souris, mais pas dans sGCα 1 -/-B6 souris. Bien que l'hypertension artérielle est souvent attribuée à des anomalies rénales 12, ces résultats renforcent l'hypothèse émergente que les anomalies vasculaires primaires de tonus des muscles lisses, par exemple comme associé avec facultés NO-cGMP signalisation 10,13, peuvent directement contribuer au développement de l'hypertension systémique 14.
En conclusion, la technique de myographe de pression est un outil très puissant dans les mains du physiologiste vasculaire ou un pharmacologue et peut be utilisé pour analyser la fonction micro de la cuve. Notre étude démontre l'applicabilité de myographie de pression dans la détection des anomalies vasculaires sous-jacentes dans un modèle d'hypertension systémique.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n'ont rien à révéler.
Acknowledgments
Les auteurs tiennent à remercier les Drs. Paul Huang et Dmitriy Atochin pour l'utilisation de DMT pression myographe et les Drs. Binglan Yu Chong et Lei pour fournir des souris nourries avec régime alimentaire riche en graisses ou un régime standard.
SOURCE DE FINANCEMENT
Ce travail a été soutenu par le scientifique Development Grant 10SDG2610313 de l'American Heart Association (pour ES Buys), et un Eleanor et le programme de bourses du 50e anniversaire de la Rive Miles for Scholars de médecine à la Harvard Medical School (pour ES Buys).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| NaCl | Fisher Scientific | BP358 | |
| CaCl2 (2H2O) | Fisher Scientific | C79-500 | |
| KCl | Sigma | P9333 | |
| MgSO4 | Fisher Scientific | M65-500 | |
| KH2PO4 | Sigma | P3786 | |
| NaHCO3 | Fisher Scientific | BP328 | |
| NaOH | Fisher Scientific | S318 | |
| D-Glucose | Sigma | G8270 | |
| EDTA | Fisher Scientific | BP121 | |
| HEPES | Sigma | H3375 | |
| Phenylephrine | Acros Organics | AC20724 | |
| Acetylcholine | Sigma | A6625 | |
| Pressure Myograph System | DMT |
References
- Bridges, L. E., Williams, C. L., Pointer, M. A., Awumey, E. M. Mesenteric artery contraction and relaxation studies using automated wire myography. J. Vis .Exp. (55), e3119 (2011).
- Arribas, S. M., Daly, C. J., McGrath, I. C. Measurements of vascular remodeling by confocal microscopy. Methods Enzymol. 307, 246-273 (1999).
- Lei, C., Yu, B., et al. Inhaled Nitric Oxide Attenuates the Adverse Effects of Transfusing Stored Syngeneic Erythrocytes in Mice with Endothelial Dysfunction after Hemorrhagic Shock. Anesthesiology. , (2012).
- Buys, E. S., Cauwels, A., et al. sGCα1β1 attenuates cardiac dysfunction and mortality in murine inflammatory shock models. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 297 (2), H654-H663 (2009).
- Buys, E. S., Sips, P., et al. Gender-specific hypertension and responsiveness to nitric oxide in sGCα1 knockout mice. Cardiovasc. Res. 79 (1), 179-186 (2008).
- Panza, J. A., Quyyumi, A. A., Brush, J. E., Epstein, S. E. Abnormal endothelium-dependent vascular relaxation in patients with essential hypertension. N. Engl. J. Med. 323 (1), 22-27 (1990).
- Huang, P. L., Huang, Z., et al. Hypertension in mice lacking the gene for endothelial nitric oxide synthase. Nature. 377 (6546), 239-242 (1995).
- Friebe, A., Koesling, D. The function of NO-sensitive guanylyl cyclase: what we can learn from genetic mouse models. Nitric Oxide. 21 (3-4), 149-156 (2009).
- Ehret, G. B., Munroe, P. B., et al. Genetic variants in novel pathways influence blood pressure and cardiovascular disease risk. Nature. 478 (7367), 103-109 (2011).
- Buys, E. S., Raher, M. J., et al. Genetic modifiers of hypertension in soluble guanylate cyclase alpha1-deficient mice. J. Clin. Invest. 122 (6), 2316-2325 (2012).
- Kauffenstein, G., Laher, I., Matrougui, K., Guerineau, N. C., Henrion, D. Emerging role of G protein-coupled receptors in microvascular myogenic tone. Cardiovascular Research. 95 (2), 223-232 (2012).
- Ruilope, L. M. Hypertension in 2010: Blood pressure and the kidney. Nat. Rev. Nephrol. 7 (2), 73-74 (2011).
- Michael, S. K., Surks, H. K., et al. High blood pressure arising from a defect in vascular function. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105 (18), 6702-6707 (2008).
- Mendelsohn, M. E. In hypertension, the kidney is not always the heart of the matter. J. Clin. Invest. 115 (4), 840-844 (2005).
