Summary

Una piel llena de defectos modelo para evaluar la vascularización de Biomateriales<em> En Vivo</em

Published: August 28, 2014
doi:

Summary

La vascularización es clave para enfoques en la ingeniería de tejidos éxito. Por lo tanto, se requieren tecnologías fiables para evaluar el desarrollo de las redes vasculares en los tejidos-construcciones. Aquí presentamos un método simple y rentable para visualizar y cuantificar la vascularización in vivo.

Abstract

Vascularización insuficiente se considera que es uno de los principales factores que limitan el éxito clínico de construcciones de ingeniería tisular. Con el fin de evaluar nuevas estrategias encaminadas a mejorar la vascularización, se requieren métodos confiables para hacer la en-el crecimiento de nuevos vasos sanguíneos en los andamios visibles bioartificiales y cuantificar los resultados. En el último par de años, nuestro grupo ha introducido un modelo de defecto de la piel completa que permite la visualización directa de los vasos sanguíneos mediante transiluminación y ofrece la posibilidad de cuantificación a través de la segmentación digital. En este modelo, se crea quirúrgicamente defectos completos de la piel en la parte posterior de los ratones y las sustituye por el material ensayado. Moléculas o células de interés también se pueden incorporar en tales materiales para estudiar su efecto potencial. Después de un tiempo de observación de la propia elección de uno, los materiales se explantaron para su evaluación. Heridas bilaterales ofrecen la posibilidad de hacer comparaciones internas ªa minimizar los artefactos entre los individuos, así como de reducir el número de animales necesarios para el estudio. En comparación con otros enfoques, nuestro método ofrece un análisis simple, fiable y rentable. Hemos aplicado este modelo como una herramienta rutinaria para llevar a cabo el cribado de alta resolución cuando se prueba la vascularización de diferentes biomateriales y enfoques bio-activación.

Introduction

En las últimas décadas, la ingeniería de tejidos ha abierto una nueva opción terapéutica para reemplazar defectos de tejidos con células del propio cuerpo 1. Con el fin de apoyar el proceso fisiológico de la regeneración de tejidos, andamios están diseñados como una estructura biodegradable, que proporciona un escenario en el que las células de la lecho de la herida pueden crecer y restaurar el defecto de 2,3.

Vascularización insuficiente se considera que es el principal obstáculo, que retiene el avance clínico de andamios bioartificiales 4. Con el crecimiento hacia el interior de las células, la demanda de nutrientes y oxígeno aumenta y vascularización del material se convierte en esencial. Por lo tanto, la vascularización insuficiente o tardía puede llevar a necrosis central de productos de ingeniería tisular 5. Además, los vasos sanguíneos proporcionan células inmunocompetentes y eliminar los residuos metabólicos en la zona de regeneración. Las tasas de infección altas y bajas de regeneración son sóloalgunas de las consecuencias de la perfusión insuficiente de sangre observados en la ingeniería de tejidos, que tienen por objeto que se estén produciendo por el aumento de la vascularización de los andamios de 6,7.

Varias estrategias encaminadas a mejorar la vascularización foco en el papel clave de la propia biomaterial y la microestructura del andamio. Hay esfuerzos de investigación intensiva para desarrollar nuevos enfoques en el cambio del proceso de curación de la reparación a la regeneración, por lo tanto (re) generar un tejido con las propiedades fisiológicas más cercanas a la de ser restaurados 8,9. Biomateriales que fueron estudiados y evaluados en cuanto a su potencial de regeneración incluyen colágeno, fibrina, quitosano y alginato 10,11. Estos biomateriales se pueden utilizar y combinar como columna vertebral para la construcción de nuevos andamios utilizando diferentes estrategias como descelularización tejido, auto-ensamblaje, prototipado rápido y electrospinning 12. Con el fin de ENHAnce propia capacidad de regeneración del cuerpo, los andamios se pueden bioactivados. La incorporación de factores de crecimiento angiogénico recombinante o gen 13 vectores que codifican para tales factores 14 ha demostrado mejorar la vascularización del andamio. El uso de células madre se ha demostrado ampliamente ser una estrategia prometedora para mejorar la vascularización, donde las células estromales mesenquimales y células progenitoras endoteliales han ganado la mayor atención 15,16. Otros enfoques intentan construir construcciones que contienen redes de vasos prefabricados antes del trasplante 17. A pesar de los intensos esfuerzos en el diseño de andamio y su bio-activación, ninguna estrategia ha mejorado la vascularización en un nivel clínicamente significativo y, con la excepción de los reemplazos dérmicos en las lesiones por quemaduras masivas, la traducción de los materiales de bioingeniería en la rutina clínica sólo está teniendo lugar vacilante 18 .

Una de las razones por las que la vascularizaciónde construcciones de tejidos artificiales sigue siendo un problema sin resolver, es la dificultad para evaluar el éxito de las nuevas tecnologías en los enfoques in vivo. Aunque los experimentos in vitro pueden proporcionar importantes conocimientos sobre el potencial de la vascularización de los andamios, se requieren modelos animales apropiados para estudiar los parámetros clave tales como la biocompatibilidad del material, la seguridad y eficacia del tratamiento y, de particular importancia, la vascularización del tejido construir. Por lo tanto, herramientas fiables para visualizar y cuantificar redes de vasos sanguíneos in vivo son esenciales.

En este estudio se presenta un método simple y fiable que permite la visualización y cuantificación de la red vascular en el interior andamios explantados. Este método se basa en la transiluminación del tejido y la segmentación digital. Dado que este método no es invasivo, permite nuevos análisis moleculares e histológicas del material objetivo.

Protocol

1 Preparación de andamios Generar muestras de los andamios utilizando 12 mm punzones biopsia. Para introducir moléculas bioactivas o células en el andamiaje, la fuga de los andamios, apretando suavemente con una gasa estéril. Entonces rehidratar los andamios mediante la adición de 160 l de una solución que contiene las moléculas bioactivas o células de interés. Compruebe el éxito de bioactivación con las células a través de ensayos metabólicos como MTT ensayos. Si es necesari…

Representative Results

Un defecto de la piel completa bilateral fiable se puede crear en el ratón (Figura 1) donde la piel puede ser reemplazado por un biomaterial en estudio (Figura 2). Aquí, no se observan complicaciones mayores durante o después del procedimiento quirúrgico, ni signos macroscópicos de infección o reacción de cuerpo extraño. En casos raros, un andamio se pierde cuando un ratón elimina. Contracción de la herida que nunca se observó (Figura 3). Transiluminación te…

Discussion

Hay una necesidad de establecer enfoques eficaces en la mejora de la perfusión sanguínea en construcciones de ingeniería tisular, lo que exige el desarrollo de nuevos métodos fiables para estudiar los procesos de vascularización dentro de los biomateriales. Los métodos comunes para hacer visible la vascularización andamio ex vivo incluyen el uso de la microscopía, que proporciona una herramienta de alta resolución. En la mayoría de los casos, sin embargo, este método está limitado al análisis de pe…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Integra plantilla de regeneración dérmica fue proporcionado amablemente por Integra LifeSciences Corporation. Fuentes de fondos de apoyo a la obra: Este trabajo fue parcialmente financiado por el Premio CIRM-BMBF Early Traslacional II y el Centro FONDAP de regulación del genoma tanto a JTE (Nr 15090007.).

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
Ethilon P-3 13 mm 3/8 circle 5-0 Ethicon, Norderstedt, Germany 698G Ethilon polyamid-6 precision point-reverse cutting suture
Biopsy punches (10 mm) Xiomedics, Acuderm inc., Fort Lauderdale, FL, USA P1050
Biopsy punches (12 mm) Xiomedics, Acuderm inc., Fort Lauderdale, FL, USA P1250
Digital camera  Ricoh, Hannover, Germany Cx1
Gazin Mullkompresse  Lohmann und Rauscher, Neuwied, Germany 13622 Sterile gauze (10 cm x 10 cm)
Double-layer collagen-based scaffold (8 'x 10') Integra Life Science Corporation, Plainsboro, NJ, USA 88101
Isoflurane, liquid-gas for inhalative anesthesia  Baxter, Unterschleissheim, Germany 100196040
Pentobarbital, 16 g / 100 ml Fa. Merial, Hallbergmoos
Nuri Nu/Nu Nude mice, CrLNU-Foxn1nu Charles River, Sulzfeld, Germany Strain code 088 Athymic nude mice, 6 to 8 weeks of age and with a body weight between 20 to 25 g 
Buprenorphine (0.3 mg/ml) Essex Pharma GmbH, Munich, Germany
Titanized mesh (15 cm x 15 cm), extralight PFM Medical AG, Köln, Germany 6000029
Tissucol Duo S Immuno 2 ml Baxter Germany GmbH, Unterschleißheim, Germany B1332020110614 Fibrin-thrombin solution 
Transparent adhesove drape (30.5 cm x 26 cm) KCI Medical Products, Wimborne Dorset, UK M6275009/10

References

  1. Rahaman, M. N., Mao, J. J. Stem cell-based composite tissue constructs for regenerative medicine. Biotechnology and Bioengineering. 91 (3), 261-284 (2005).
  2. Lutolf, M. P., Hubbell, J. A. Synthetic biomaterials as instructive extracellular microenvironments for morphogenesis in tissue engineering. Nature Biotechnology. 23, 47-55 (2005).
  3. Machens, H. G., Berger, A. C., Mailaender, P. Bioartificial skin. Cells Tissues Organs. 167, 88-94 (2000).
  4. Priya, S. G., Jungvid, H., Kumar, A. Skin tissue engineering for tissue repair and regeneration. Tissue Engineering Part B: Reviews. 14, 105-118 (2008).
  5. Papavasiliou, G., Cheng, M. H., Brey, E. M. Strategies for vascularization of polymer scaffolds. Journal of Investigative Medicine. 58 (7), 838-844 (2010).
  6. Laschke, M. W., et al. Angiogenesis in tissue engineering: breathing life into constructed tissue substitutes. Tissue Engineering. 12, 2093-2104 (2006).
  7. Zhong, S. P., Zhang, Y. Z., Lim, C. T. Tissue scaffolds for skin wound healing and dermal reconstruction. Wiley Interdisciplinary Reviews Nanomedicine and Nanobiotechnology. 2 (5), 510-525 (2010).
  8. Liu, G., Zhang, Y., Liu, B., Sun, J., Li, W., Cui, L. Bone regeneration in a canine cranial model using allogeneic adipose derived stem cells and coral scaffold. Biomaterials. 34 (11), 2655-2664 (2013).
  9. Hansson, A., Di Francesco, T., Falson, F., Rousselle, P., Jordan, O., Borchard, G. Preparation and evaluation of nanoparticles for directed tissue engineering. International Journal of Pharmaceutics. 439 (1-2), 73-80 (2012).
  10. Sarkar, S. D., Farrugia, B. L., Dargaville, T. R., Dhara, S. Chitosan-collagen scaffolds with nano/microfibrous architecture for skin tissue engineering. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 18, (2013).
  11. Wang, X., et al. The roles of knitted mesh-reinforced collagen-chitosan hybrid scaffold in the one-step repair of full-thickness skin defects in rats. Acta Biomaterials. 9 (8), 7822-7832 (2013).
  12. Rizzi, S. C., Upton, Z., Bott, K., Dargaville, T. R. Recent advances in dermal wound healing: biomedical device approaches. Expert Review of Medical Devices. 1, 143-154 (2010).
  13. des Rieux, A., et al. 3D systems delivering VEGF to promote angiogenesis for tissue engineering. Journal of Controlled Release. 150, 272-278 (2011).
  14. Reckhenrich, A. K., et al. Bioactivation of dermal scaffolds with a non-viral copolymer-protected gene vector. Biomaterials. 32, 1996-2003 (2011).
  15. Chen, J., et al. The Key Regulatory Roles of the PI3K/Akt Signaling Pathway in the Functionalities of Mesenchymal Stem Cells and Applications in Tissue Regeneration. Tissue Engineering Part B Rev. 19, 516-528 (2013).
  16. Fedorovich, N. E., et al. The role of endothelial progenitor cells in prevascularized bone tissue engineering: development of heterogenous constructs. Tissue Engineering Part A. 16 (7), 2355-2367 (2010).
  17. Wang, L., et al. Osteogenesis and angiogenesis of tissue-engineered bone constructed by prevascularized β-tricalcium phosphate scaffold and mesenchymal stem cells. Biomaterials. 36, 9452-9461 (2010).
  18. Cuadra, A., et al. Functional results of burned hands treated with Integra. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 65 (2), 228-234 (2012).
  19. Wilcke, I., et al. VEGF(165) and bFGF protein-based therapy in a slow release system to improve angiogenesis in a bioartificial dermal substitute in vitro and in vivo. Langenbecks Arch Surg. 392 (3), 305-314 (2007).
  20. Condurache, A., Aach, T., Grzybowsky, S., Machens, H. G. Vessel segmentation and analysis in laboratory skin transplant micro-angiograms. Proceedings of the Eighteenth IEEE Symposium on Computer-Based Medical Systems. , 21-26 (2005).
  21. Danner, S., et al. The use of human sweat gland-derived stem cells for enhancing vascularization during dermal regeneration. Journal of Investigative Dermatology. 132 (6), 1707-1716 (2012).
  22. Shaterian, A., et al. Real Time Analysis of the Kinetics of Angiogenesis and Vascular Permeability in an Animal Model of Wound Healing. Burns. 35 (6), 811-817 (2009).
  23. McDonald, D. M., Choyke, P. L. Imaging of angiogenesis: from microscope to clinic. Nature Medicine. 9 (6), 713-725 (2003).
  24. Bergeron, L., Tang, M., Morris, S. F. A review of vascular injection techniques for the study of perforator flaps. Plastic and Reconstructive Surgery. 117, 2050-2057 (2006).
  25. Schlatter, P., König, M. F., Karlsson, L. M., Burri, P. H. Quantitative study of intussusceptive capillary growth in the chorioallantoic membrane (CAM) of the chicken embryo. Microvascular Research. 54 (1), 65-73 (1997).
  26. Lehr, H. A., Leunig, M., Menger, M. D., Nolte, D., Messmer, K. Dorsal skinfold chamber technique for intravital microscopy in nude mice. American Journal of Pathology. 143 (4), 1055-1062 (1993).
  27. Menger, M. D., Jäger, S., Walter, P., Hammersen, F., Messmer, K. A novel technique for studies on the microvasculature of transplanted islets of Langerhans in vivo. International journal of microcirculation, clinical and experimental. 9 (1), 103-117 (1990).
  28. Laschke, M. W., et al. Three-dimensional spheroids of adipose-derived mesenchymal stem cells are potent initiators of blood vessel formation in porous polyurethane scaffolds. Acta Biomaterials. 9 (6), 6876-6884 (2013).
  29. Egaña, J. T., et al. Use of human mesenchymal cells to improve vascularization in a mouse model for scaffold-based dermal regeneration. Tissue Eng Part A. 15 (5), 1191-1200 (2009).
  30. Condurache, A., Aach, T. Vessel segmentation in angiograms using hysteresis thresholding. Proceedings of the Ninth IAPR Conference on Machine Vision Applications. , 269-272 (2005).
  31. Egaña, J. T., et al. Ex vivo method to visualize and quantify vascular networks in native and tissue engineered skin. Langenbecks Archives of Surgery. 394, 349-356 (2009).

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Cite This Article
Schenck, T. L., Chávez, M. N., Condurache, A. P., Hopfner, U., Rezaeian, F., Machens, H., Egaña, J. T. A Full Skin Defect Model to Evaluate Vascularization of Biomaterials In Vivo. J. Vis. Exp. (90), e51428, doi:10.3791/51428 (2014).

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