Summary
GABAérgica inibição pré-sináptica é um poderoso mecanismo de inibição na espinal medula importante para o motor e a integração do sinal sensorial em redes da medula espinal. Subjacente despolarização aferente primário pode ser medido por registo dos potenciais de raiz dorsal (DRP). Aqui demonstramos um método in vivo de gravação de DRP em ratinhos.
Abstract
A inibição pré-sináptica é um dos mais poderosos mecanismos de inibição na espinal medula. O mecanismo fisiológico subjacente é uma despolarização das fibras aferentes primários mediadas por GABAergic sinapses axo-axonal (despolarização aferente primário). A força de despolarização aferente primário pode ser medido por registo dos potenciais conduzida de volume na raiz dorsal (potenciais de raiz dorsal, DRP). As alterações patológicas de inibição pré-sináptica são cruciais para o processamento central anormal de determinadas condições de dor e em alguns transtornos de hiperexcitabilidade motor. Aqui, descrevemos um método de gravação DRP in vivo em camundongos. A preparação das raízes dorsais da medula espinhal do animal anestesiado eo procedimento de gravação usando eletrodos de sucção são explicados. Este método permite medir GABAergic DRP e, assim, estimar a inibição pré-sináptica da medula em ratos vivos. Em combinação com os modelos de camundongos transgênicos, a gravação DRP pode serve como uma ferramenta poderosa para investigar associada à doença da coluna vertebral fisiopatologia. In vivo gravação tem várias vantagens em relação ao ex vivo preparações medulares isoladas, por exemplo, a possibilidade de gravação ou manipulação de redes supra-e indução de DRP por estimulação de nervos periféricos simultâneos.
Introduction
A inibição pré-sináptica é um dos mais poderosos mecanismos de inibição na espinal medula. Inibe potenciais pós-sinápticos excitatórios (EPSPS) em motoneurónios monosynaptically excitado sem alterar o potencial da membrana pós-sináptica e a excitabilidade de neurónios motores 1-3. Despolarização aferente primário (PAD) induzida por GABAergic sinapses axo-axonal em fibras pré-sinápticas sensoriais é o mecanismo subjacente 4-7 (ver também Figura 1A). Essas sinapses contêm GABA A e GABA-B (receptores GABA A e GABA B R R). A actividade do GABA R conduz a um aumento da condutância de cloreto que provoca PAD, devido à distribuição de iões local. Esta despolarização bloqueia a propagação dos potenciais de ação nos terminais do axônio e reduz a sua força levando a uma diminuição da Ca 2 +-influxo e uma redução da liberação do transmissor. A ativação dos receptores GABA B não fazt contribuir para PAD, mas leva a uma redução de Ca 2 +-influxo reforçando assim a inibição pré-sináptica. Enquanto a activação de receptores GABA A R parece estar envolvido na inibição de curto prazo, o GABA B R estão envolvidos na modulação de longo prazo de 8-10. Além de GABA, que representa a maior parte do PAD e inibição pré-sináptica, outros sistemas transmissores também pode modular e contribuir para este mecanismo 11,12.
As alterações patológicas na inibição pré-sináptica parece ser crucial em vários estados de doença, por exemplo, inflamação e dor neuropática periférica 13,14, bem como anormal processamento da dor central 15, lesão medular 16, e doença do SNC com hiperexcitabilidade motora mediada pela transmissão gabaérgica defeituoso 17, 18. Assim, a estimativa inibição pré-sináptica a pena investigar patologias experimentais no nível da medula espinhal in vivo 7.
As primeiras medidas de DRP foram relatados em gatos e sapos 19 e foram intensamente estudado em gatos por Eccles, Schmidt, e outros no início dos anos 1970 3,4,20,21. Enquanto in vivo gravações de DRP em gatos 22 e 23 ratos foram amplamente usadas, as medidas em ratinhos foram realizados quase exclusivamente em preparações isoladas ex vivo da medula espinhal 15,24. Aqui, descrevemos um método para gravar DRP em ratos anestesiados in vivo, permitindo uma medida direta da inibição pré-sináptica no organismo intacto.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todos os procedimentos experimentais mencionados no seguinte protocolo foi aprovado pelas autoridades do estado da Turíngia (Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Reg.-Nr. 02-044/12).
1. Preparativos para Experiment
- Fabricação de eletrodos de sucção
- Puxe uma micropipeta usando um capilar de vidro de borosilicato de fábrica com um puxador de micropipeta, por exemplo, um eletrodo de patch padrão.
- Freio o eletrodo de ponta diâmetro de 0,5-1 mm (um pouco maior do que o diâmetro das raízes dorsais), usando um arquivo de diamante.
- Polonês de calor na ponta para que ele não irá prejudicar a raiz dorsal quando ele é sugado dentro Uma tocha do laboratório padrão será adequado.
- Montar o filamento de vidro sobre um suporte de eléctrodo ligada a uma seringa por meio do qual a pressão negativa pode ser aplicada.
- Preparação de soluções
- Injeção de anestesia para ratos: Misturar 0,75 ml de cetamina 10%, 0,24 ml de xilazina 2% aond 5 ml 0,9% de soro fisiológico. 10 mL / g de peso corporal (BW) da solução será injectado por via intraperitoneal (ip).
- Fluido cerebroespinal artificial (ACSF): Dilui-se em água destilada duas vezes os seguintes sais (em mM): NaCl 134; KCl 3, KH 2 PO 4 1,25; MgSO4 • H 2 O 2, NaHCO3 25, CaCl2 2, D- glicose 10. Adicionar H 2 O 2 a uma concentração final de 0,003%. Use solução sempre preparados na hora.
- Preparação de a configuração de gravação (Figura 2)
- Ligue o amplificador a uma interface de PC para a digitalização de dados.
- Use um programa baseado em PC ou um temporizador analógico para acionar um estimulador de pulso quadrado e aquisição de dados no disco rígido do PC.
- Use silverwires clorada conectados à porta eletrodos de vidro padrão como para a estimulação e gravação.
- Montar três manipuladores de estimulação, gravação e eletrodo de referência, respectivamente, em torno de um stereQuadro otactic para ratinhos, de modo a que todos os eléctrodos de ter acesso à medula espinal preparada posteriormente.
- Conecte tubulações e seringas para os detentores de eletrodo a ser maçã para aplicar pressão negativa.
2. Comentários Gerais para Experimentação Animal e Preparação Animal para Procedimento de gravação
- Realizar todos os experimentos com ratos de acordo com as diretrizes da respectiva comissão cuidados com os animais institucional e uso. Realize todas as cirurgias e gravações sob anestesia profunda, garantindo que o sofrimento animal é minimizado.
- Anestesiar os animais por injecção ip de cetamina / xilazina (125 mg e 8 mg por g de peso corporal de cetamina e xilazina, respectivamente, 10 mL / g de peso corporal de solução preparada como descrito acima). Se necessário durante as gravações de longo prazo, injeções adicionais podem ser feitas ip ou im
Nota: im injecções repetitivas de 0,05-0,1 ml de solução de cetamina / xilazina na parte superior das coxas têm provado ser adequadospara manter o animal durante a anestesia profunda durante até 3 horas. - Use veterinário pomada nos olhos para evitar a secura sob anestesia.
- Fixe a cabeça do animal em um quadro estereotáxico e usar uma almofada de aquecimento com sonda retal e loop reflexo para controlar a temperatura do corpo do animal durante o experimento. A fixação da medula espinhal em uma estrutura estereotáxica não é necessário.
- Antes de iniciar a preparação, verifique a profundidade da narcose por reflexo piscar de olhos e se contorcendo entre os dedos dos ratos. Reflexos deve ser abolido.
- Abra a pele ao longo da linha mediana da medula espinal acima do nível superior do tórax para diminuir áreas lombares para obter um campo operacional claro usando um bisturi. Não use a tesoura para fazer incisões na pele. Afrouxar cuidadosamente a pele do tecido subjacente. Durante as etapas subsequentes de manter a ferida humedecidos em 0,9% de solução salina.
- Corte tendões e tecido conjuntivo em ambos os lados das vértebras da lombar para os níveis torácicos usando bisturi e tesoura. Remover os processos espinhosos e resto de tecido conjuntivo em torno das vértebras com uma pequena pinça.
- Cuidadosamente quebrar vértebras com a pinça a partir de níveis lombares (L4/L5) sob um microscópio de dissecação. Enfiar a ponta da pinça, no espaço entre as vértebras e a medula espinal e levantar pedaços de osso distante. Não danificar a dura-máter e evitar a pressão para a medula espinhal. Ambos são críticos para o sucesso. Manter a medula espinhal humedecido durante todo o procedimento. Prossiga para níveis de meados de tórax.
3. A separação de raízes dorsais e DRP Gravação (Figura 2)
- Abra a dura-máter com cuidado usando uma agulha fina (30 g) com uma ponta dobrada. Use aCSF para umedecer a partir de agora.
- Separa-se as raízes dorsais, tanto quanto possível, utilizando o medidor e cortar duas raízes adjacentes como distal possível. Vigorosa puxando as raízes durante a separação afecta o sucesso da experiência.
- Abaixe o eletrodo de sucção para baixo para o fazerRsal raízes. Adicionar tanto ACSF para a medula espinhal possível porque o líquido auxilia a chupar nas raízes dorsais.
- Chupar a extremidade cortada de uma raiz dorsal em uma pipetas de vidro pela aplicação de pressão negativa por meio de uma seringa. Se necessário, passar da raiz dorsal, em frente da abertura do eléctrodo utilizando uma agulha fina.
- Se a raiz dorsal fica seco no interior do eletrodo de sucção, adicione um pouco aCSF a sua ponta, enquanto cuidadosamente sugando até que a pipeta está suficientemente preenchido com aCSF.
- Depois da raiz dorsal é sugado, levantar a ponta do eletrodo a partir da medula espinhal. Tome cuidado para que não "ponte de água" entre a ponteira ea medula espinhal de curto-circuito do eletrodo de gravação / estimulação.
- Repita os passos de 3,3-3,6 para uma raiz adjacente ipsilateral.
- Posicione o eletrodo de referência mais próximo possível às raízes dorsais e mantê-lo úmido, aplicando aCSF.
- Ao estabelecer a configuração de gravação, uma raiz já está escolhido para a estimulação, ooutra para gravação. O aumento gradual da tensão durante a gravação da segunda raiz dorsal é feito no modo braçadeira atual. Pode-se notar uma deflexão para baixo curto, que é seguido por um, de longa duração deflexão ascendente lento representando o DRP.
- Ajuste a tensão de estímulo à supramáximos níveis e gravar várias varreduras (pelo menos 20 - 30 varreduras / raiz dorsal de 0,1 Hz, filtro entre 0,3 Hz-3 kHz).
- Grave comboios curtos de três estímulos (100 Hz) para obter informações sobre o somatório tempo-dependente do DRP.
- Mudar de gravação e local de estimulação para gravações contralateral adicionais.
- Os animais não têm a intenção de sobreviver ao processo. Sacrificar animais após a última gravação por decapitação, ainda sob anestesia profunda (cetamina / xilazina, veja acima, o passo 2.2).
4. Análise de Dados
- Transferência de dados para programa de análise (por exemplo, Sigma Plot, Igor Pro, ou MATLAB).
- Calcular média traços from 20-30 varreduras.
- Leve a amplitude máxima de deformação da tensão (a partir da linha de base; DRP amplitude do pico), para posterior análise (Figura 3).
- Calcula-se a razão entre a amplitude de pico de DRP após três pulsos e pulso único para obter uma medida do tempo de soma dependente de potenciais subsequentes.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vestígios de DRP típicos são mostrados na Figura 3. O destaque artefato estimulação é geralmente seguido por uma deflexão para baixo curto. Posteriormente um, de longa duração deflexão ascendente lento, representando o DRP é claramente distinguíveis. Num subgrupo de gravações, reflexos de raiz dorsal são visíveis como pequenos picos no topo da DRP. Em camundongos normais do tipo selvagem, os reflexos da raiz dorsal aparecem mais frequentemente quando a tensão estimulação excessiva. Como os reflexos da raiz dorsal não pode ser obtida com uma alta reprodutibilidade nesta preparação, eles não foram levados para análise e cuidado foi tomado para reduzir a tensão estimulação para o menor, mas a força ainda supramaximal. Para a análise de DRP amplitudes de pico, em média, os vestígios de 20-30 varrimentos subsequentes são usadas (Figura 3a). As amplitudes de pico DRP pode ser calculada em comparação com os níveis de linha de base antes do artefacto de estimulação.
A soma dependente do tempo da DRP pode ser analisada a partir de r repetitivosimulacoes (3 estímulos, a 100 Hz; Figura 3b). A amplitude de pico é calculado de acordo com a experiência única estimulação. A relação das amplitudes após uma única e de três estímulos de alta frequência dá uma estimativa da soma dependente do tempo de DAP.
Figura 1. Desenhos esquemáticos das vias da medula espinhal PAD-associados e configuração de gravação. A. O diagrama mostra a via esquemática da inibição pré-sináptica na medula espinal após a estimulação de uma raiz dorsal (3). Despolarização aferente primário (PAD) é mediada através da ativação de um grupo de neurônios de primeira ordem (1) e de inibição GABAérgica consecutivamente por um interneuron inibitório com uma sinapse axo-axonal em fibras aferentes Ia (2). Potencialidades da raiz dorsal (DRP) refletem o PAD, distribuídos eletronicamente ao longo da raiz dorsal e foram registradas perto de sua entrada para a medula espinhal (4). B. A aquisição de dados é feita através de um software de computador pessoal funcionamento patchmaster (1) utilizando uma interface de 8 8 LIH computador (2). Sinais de tensão do amplificador universal ELC (7) são digitalizados a 10 kHz. A estimulação é desencadeada por um sinal TTL controlar um quadrado estimulador de pulso S88 dupla saída (3). Pulsos de voltagem são aplicados por meio de um eléctrodo de sucção (4). O eléctrodo de registo está ligado a um pré-amplificador (6). Um fio de prata clorada é usado para aterramento (5). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2.Gravação DRP in situ. Uma. A medula espinhal do rato anestesiado está exposto, a dura-máter removido, e umedecido com fluido cerebrospinal artificial. Os eléctrodos de sucção (1: 2; eléctrodo estimulante: a gravação de eléctrodo,) estão posicionados sobre a medula espinal. A inserção mostra a medula espinhal (seta preta) e as raízes dorsais (setas azuis). As raízes dorsais são separadas, cortadas, e sugado para as pontas dos eletrodos (1,2). B. As pontas das pipetas que contêm as raízes dorsais (inserir, setas amarelas) têm de ser cuidadosamente elevado a partir da superfície da medula espinal, de modo que eles não estão em contacto com o fluido circundante. Alongamento das raízes dorsais e tocando a medula espinhal deve ser evitado (em A e B: eletrodo de estimulação 1; eletrodo de registro 2; eletrodo de referência 3). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3. Os resultados representativos. Uma Averaged gravação (painel esquerdo). De 28 traços consecutivos (painel direito) de um par de raízes dorsais. O artefacto de estimulação (1) é seguido por um potencial negativo prolongado (2, para cima), o que reflecte o DRP. Em algumas gravações, batimento cardíaco (ECG) é visto como um artefato (painel direito, setas vermelhas), mas pode ser claramente diferenciado do DRP. Traços com artefatos de ECG sobrepostas sobrepostos à DRP devem ser excluídos da análise. B. Estimulação repetitiva (3 estímulos, 10 Hz) leva a um somatório tempo-dependente do DRP (abscissa é ampliada para esclarecer somatório temporal). C. Gravações exemplo de DRP antes (linha preta) e 5 min depois (linha vermelha) locaisaplicação do bloqueador bicucullin GABAérgico (0,5 mM, 500 mL) na medula espinal exposta. Bloqueio de interneurônios locais GABAergic leva a um declínio acentuado da DRP pico amplitude confirmando origem GABAergic do potencial registrado (note o artefato de 50 Hz de onda senoidal na curva vermelha, que ocasionalmente ocorre durante DRP na gravação vivo e às vezes não pode ser evitada até mesmo por adequada aterramento e blindagem).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Registros eletrofisiológicos extra e intracelulares de atividade neuronal e potenciais sinápticos in vivo são o estado da arte das técnicas de investigação de funções neuronais do sistema nervoso central e fisiopatologia. Spinal integração é fundamental para o funcionamento do motor, por exemplo, os movimentos dos membros e para a percepção sensorial multimodal. Inibição pré-sináptica é um mecanismo fundamental neste processo computacional garantindo respostas adequadas aos estímulos sensoriais. Sinapses GABAergic em fibras aferentes Ia inibir a excitação dos motoneurônios pelo PAD. Raiz dorsal potencial de gravação in vivo abre a possibilidade de medir diretamente PAD no animal intacto. Esta técnica pode ser de particular interesse para a investigação relacionada com estados de doença em que a inibição espinhal anormal é relevante, tais como dor, lesão medular, lesão do nervo periférico, ou inflamação. Em combinação com a utilização de modelos de rato geneticamente modificadas pode ser uma técnica poderosa para invemecanismos subjacentes stigate perturbado inibição da coluna vertebral. O método aqui supera algumas limitações da forma alternativa de gravações DRP em camundongos usando preparações isoladas da medula espinhal. Assim, os caminhos para as redes supra-são preservados e também análise combinada de atividade neuronal espinhal e supra-espinhal é possível. O efeito da atividade supra-espinhal em PAD pode ser investigado por estimulação elétrica paralela respectivos centros cerebrais. Além disso, o DRP pode ser evocado por estimulação de nervos periféricos diretamente, o que pode ser relevante em modelos animais de lesão de nervos periféricos ou inflamação. Utilizando a anestesia adequada, a vigilância e o controlo da temperatura, as gravações podem ser realizadas por hora no animal intacto, sob condições fisiológicas.
Em contraste, em comparação com a utilização de preparações isoladas da medula espinal, in vivo, a gravação de DRP é de certa forma limitada em relação à aplicação local da droga controlada e perfusão de banho de modolução. Os medicamentos podem ser aplicados por via tópica, mas devido à difusão incerto no tecido circundante, a troca da solução variável e quantidade de solução na preparação de gravação não é possível controlar a concentração do fármaco no interior da medula espinal e do local de gravação. Quando os efeitos agudos da aplicação superficial são estudados, essas limitações podem ser parcialmente resolvido pela aplicação local através de pipetas.
A medula espinal de ratos é pequena, altamente sensível à pressão e de torção, e a cirurgia é difícil. Portanto, a preparação de rato medula espinhal para in vivo eletrofisiologia precisa de algum treinamento. Há certos pontos críticos. É essencial que, durante a preparação da dura-máter não é prejudicado e que de preferência não, ou pelo menos muito pouco a pressão é aplicada para a medula espinhal. A medula espinhal deve ser mantida humedecida durante todo o procedimento, antes e após a abertura da dura-máter com NaCl e de aCSF, respectivamente. O sinal de ruídoproporção de gravações DRP pode ser aumentada através da estimulação e registo tão perto quanto possível do ponto de entrada do respectivo da raiz dorsal. Aterramento diligente e blindagem da configuração de gravação ajuda a reduzir o ruído inespecífica, lâmpadas do microscópio de dissecção devem ser desligados ou removidos durante a gravação.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Os autores declaram não haver interesses financeiros concorrentes.
Acknowledgments
Agradecemos Manfred Heckmann para discussões úteis durante o estabelecimento do método. Além disso, agradecemos a Claudia Sommer para assistência técnica e Frank Schubert para o apoio a produção do vídeo. O trabalho foi apoiado pelo Ministério Federal da Educação e Pesquisa (BMBF), na Alemanha, FKZ: 01EO1002 e do Centro Interdisciplinar de Pesquisa Clínica (IZKF) do Hospital Universitário de Jena.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Glass tubing (inner diameter 1.16 mm) | Science Products (Hofheim, Germany) | GB200F-10 | Other glass tubing might also be suitable |
| Superfusion solution (sterile, 0,9% NaCl) | Braun Melsungen AG | 3570350 | |
| Rompun 2% (Xylazine) | Bayer Animal Health GmbH (Leverkusen, Germany) | ||
| Ketamine 10% | Medistar GmbH (Ascheberg, Germany) | KETAMIN 10% | |
| 30 G Microneedle/ Sterican | Braun Melsungen AG | 4656300 | |
| Salts for aCSF | Sigma-Aldrich | Diverse | |
| S88 Dual Output Square Pulse | Grass Technologies (Warwick, USA) | S88X | |
| SIU5 RF Transformer Isolation Unit | Grass Technologies (Warwick, USA) | SIU-V | |
| InstruTECH LIH 8+8 | HEKA (Lambrecht, Deutschland) | LIH 8+8 + Patchmaster software | |
| Universal amplifier | NPI (Tamm, Deutschland) | ELC-03X | |
| Micropipette puller | Sutter Instruments (Novato, USA) | P-1000 | |
| Dissecting microscope | Olympus (Tokyo, Japan) | ||
| Micromanipulator | Sutter Instruments (Novato, USA) | MPC-200/MPC-325 | Mechanical micromanipulators also possible |
| Homeothermic Blanket System | Stoelting (Wood Dale, USA) | 50300V | |
| Intra-/extracellular recording electrode holder | Harvard Apparatus (Holliston, USA) | 641227 |
References
- Eccles, J. C., Eccles, R. M., Magni, F. Central inhibitory action attributable to presynaptic depolarization produced by muscle afferent volleys. J. Physiol. 159, 147-166 (1961).
- Levy, R. A. The role of gaba in primary afferent depolarization. Prog. Neurobiol. 9, 211-267 (1977).
- Eccles, J. C., Magni, F., Willis, W. D. Depolarization of central terminals of Group I afferent fibres from muscle. J. Physiol. 160, 62-93 (1962).
- Eccles, J. C., Schmidt, R., Willis, W. D. Pharmacological Studies on Presynaptic Inhibition. J. Physiol. 168, 500-530 (1963).
- Maxwell, D. J., Bannatyne, B. A. Ultrastructure of muscle spindle afferent terminations in lamina VI of the cat spinal cord. Brain Res. 288, 297-301 (1983).
- Barber, R. P., Vaughn, J. E., Saito, K., McLaughlin, B. J., Roberts, E. GABAergic terminals are presynaptic to primary afferent terminals in the substantia gelatinosa of the rat spinal cord. Brain Res. 141, 35-55 (1978).
- Wall, P. D., Lidierth, M. Five sources of a dorsal root potential: their interactions and origins in the superficial dorsal horn. J. Neurophysiol. 78, 860-871 (1997).
- Rudomin, P. In search of lost presynaptic inhibition. Exp. Brain Res. 196, 139-151 (2009).
- Rudomin, P., Schmidt, R. F. Presynaptic inhibition in the vertebrate spinal cord revisited. Exp. Brain Res. 129, 1-37 (1999).
- Kullmann, D. M., et al. Presynaptic, extrasynaptic and axonal GABAA receptors in the CNS: where and why? Prog. Biophys. Mol. Biol. 87, 33-46 (2005).
- Hochman, S., Shreckengost, J., Kimura, H., Quevedo, J. Presynaptic inhibition of primary afferents by depolarization: observations supporting nontraditional mechanisms. Ann. N.Y. Acad. Sci. 1198, 140-152 (2010).
- Thompson, S. W., Wall, P. D. The effect of GABA and 5-HT receptor antagonists on rat dorsal root potentials. Neurosci. Lett. 217, 153-156 (1996).
- Enriquez-Denton, M., Manjarrez, E., Rudomin, P. Persistence of PAD and presynaptic inhibition of muscle spindle afferents after peripheral nerve crush. Brain Res. 1027, 179-187 (2004).
- Wall, P. D., Devor, M. The effect of peripheral nerve injury on dorsal root potentials and on transmission of afferent signals into the spinal cord. Brain Res. 209, 95-111 (1981).
- Witschi, R., et al. Presynaptic α2-GABAA Receptors in Primary Afferent Depolarization and Spinal Pain Control. J. Neurosci. 31, 8134-8142 (2011).
- Calancie, B., et al. Evidence that alterations in presynaptic inhibition contribute to segmental hypo- and hyperexcitability after spinal cord injury in. 89, 177-186 (1993).
- Geis, C., et al. Stiff person syndrome-associated autoantibodies to amphiphysin mediate reduced GABAergic inhibition. Brain. 133, 3166-3180 (2010).
- Geis, C., et al. Human IgG directed against amphiphysin induces anxiety behavior in a rat model after intrathecal passive transfer. J. Neural Transm. 119 (8), 981-985 (2012).
- Barron, D. H., Matthews, B. H. The interpretation of potential changes in the spinal cord. J. Physiol. 92, 276-321 (1938).
- Schmidt, R. F., Trautwein, W., Zimmermann, M. Dorsal root potentials evoked by natural stimulation of cutaneous afferents. Nature. 212, 522-523 (1966).
- Eccles, J. C., Schmidt, R. F., Willis, W. D. Presynaptic inhibition of the spinal monosynaptic reflex pathway. J. Physiol. 161, 282-297 (1962).
- Manjarrez, E., Rojas-Piloni, J. G., Jimenez, I., Rudomin, P. Modulation of synaptic transmission from segmental afferents by spontaneous activity of dorsal horn spinal neurones in the cat. J. Physiol. 529 Pt 2, 445-460 (2000).
- Geis, C., et al. Human Stiff-Person Syndrome IgG Induces Anxious Behavior in Rats. PLoS One. 6, e16775 (2011).
- Martinez-Gomez, J., Lopez-Garcia, J. A. Electrophysiological and pharmacological characterisation of ascending anterolateral axons in the in vitro mouse spinal cord. J. Neurosci. Methods. 146, 84-90 (2005).
