Abstract
In de zoogdieren cortex neuronen vormen extreem gecompliceerde netwerken en informatie uitwisselen bij synapsen. Veranderingen in synaptische sterkte, evenals toevoeging / verwijdering van synapsen, plaatsvinden in een ervaringsafhankelijke wijze die de structurele basis van neuronale plasticiteit. Als postsynaptische onderdelen van de exciterende synapsen in de cortex, worden dendritische beschouwd als een goede benadering van synapsen zijn. Het nemen van de voordelen van de muis genetica en fluorescentielabelling technieken, individuele neuronen en hun synaptische structuren kunnen in de intacte hersenen worden geëtiketteerd. Hier introduceren we een transcraniële imaging protocol met behulp van twee-foton laser scanning microscopie om fluorescent gelabelde postsynaptische vertakte stekels in de tijd in vivo te volgen. Dit protocol maakt gebruik van een uitgedund-schedel voorbereiding, waarbij de schedel intact houdt en voorkomt inflammatoire effecten veroorzaakt door blootstelling van de hersenvliezen en de cortex. Daarom beelden kunnen direct na su verworvenrgery wordt uitgevoerd. De experimentele procedure kan herhaaldelijk worden uitgevoerd op verschillende tijdstippen, variërend van enkele uren tot jaren. De toepassing van dit preparaat kan ook worden uitgebreid tot verschillende corticale gebieden en lagen, alsmede andere celtypes, onder fysiologische en pathologische omstandigheden.
Introduction
De zoogdieren cortex participeert in vele hersenfuncties, van zintuiglijke waarneming en controle voor het abstracte informatieverwerking en cognitie. Verschillende corticale functies bouwen op verschillende neurale circuits, die zijn opgebouwd uit verschillende soorten neuronen communiceren en uitwisselen van informatie op individueel synapsen. De structuur en functie van synapsen consequent worden gewijzigd ingevolge ervaringen en pathologieën. In de volwassen hersenen, synaptische plasticiteit in de vorm van zowel kracht veranderingen en toevoeging / verwijdering van synapsen, spelen een belangrijke rol bij de vorming en instandhouding van een functionele neurale circuits. Dendritische stekels zijn de postsynaptische onderdelen van de meerderheid van exciterende synapsen in de hersenen van zoogdieren. De constante omzet en morfologische veranderingen van de stekels worden verondersteld om te dienen als een goede indicator van veranderingen in synaptische verbindingen 1-7.
Twee-foton laser scanning microscopie biedt diepe penetratie door dikke, ondoorzichtige voorbereidingen en lage fototoxiciteit, waardoor het geschikt is voor live-imaging in de intacte hersenen 8 maakt. In combinatie met fluorescentielabelling, twee-foton beeldvorming biedt een krachtig instrument om een kijkje in het levende brein en volg structurele reorganisatie bij individuele synapsen met een hoge ruimtelijke en temporele resolutie. Verschillende methoden zijn gebruikt om muizen te bereiden voor levende beeldvorming 9-13. Hier beschrijven we een uitgedunde schedel voorbereiding van in vivo twee-foton beeldvorming om de structurele plasticiteit van postsynaptische vertakte stekels in de muis cortex onderzoeken. Met deze benadering hebben onze recente studies een dynamisch beeld van dendritische spine veranderingen weergegeven in reactie op motorische vaardigheden leren Met de toenemende beschikbaarheid van met fluorescent gelabelde neuronale subsets en snelle ontwikkeling van in vivo labeling technieken transgene dieren, kan dit hier beschreven ook worden toegepast te onderzoekente andere celtypes en corticale gebieden, gecombineerd met andere manipulaties, alsook in ziektemodellen 16-23.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Goedkeuring moet worden verkregen van thuis instellingen voor aanvang van de chirurgie en beeldvorming studie. Experimenten in dit manuscript beschreven werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen en voorschriften van de Universiteit van Californië, Santa Cruz Institutional Animal Care en gebruik Comite.
1. Chirurgie
- Autoclaaf alle chirurgische instrumenten en steriliseer de werkruimte met 70% alcohol goed voor de operatie.
- Verdoven de muis door intraperitoneale (IP) injectie van KX anestheticum (200 mg / kg ketamine en 20 mg / kg xylazine) volgens muis lichaamsgewicht. Opmerking: KX dosering worden aangepast aan de stam, leeftijd en gezondheidstoestand van de muizen. Veterinaire overleg om de optimale dosis te bepalen is ook een aanrader.
- Voer een teen-pinch-test periodiek door op de tenen van de muis en het controleren op een reflexieve reactie op de verdoving statusvenster.Zorg ervoor dat de muis volledig verdoofd voordat de operatie. Opmerking: Tijdens langdurige beeldvorming sessies, controleer anesthesie status van de muis periodiek, administreren extra KX indien nodig.
- Plaats de muis op een verwarmingselement voor de lichaamstemperatuur tijdens de operatie te handhaven.
- Scheer de kop van de muis met behulp van een scheermesje om de hoofdhuid te bloot.
- Steriliseer het geschoren gebied door de huid met afwisselend alcohol pads en betadine vegen. Verwijder eventuele resterende haren knipsels.
- Voorzichtig toe te passen oogzalf in beide ogen te smeren, dus het voorkomen van permanente schade veroorzaakt door uitdroging tijdens het experiment.
- Maak een rechte incisie langs de middellijn van de hoofdhuid, en verplaats de huid lateraal naar de randen van de schedel.
- Verwijder het bindweefsel aan de schedel.
2. Verdunde-schedel Voorbereiding
- Identificeer de beeldvorming regio op basis van ster. eotaxic coördinaten Opmerking: Probeer om grote bloedvaten, die blok lichtinval te voorkomen en vervagen de afgebeelde structuren. Vaatstelsel wordt het best waargenomen wanneer de schedel is vochtig met steriele zoutoplossing.
- Met de high-speed micro boor te dun een cirkelvormig gebied van de schedel (0,5-1,0 mm diameter). Beweeg de boor parallel aan de schedel oppervlak, in plaats van vast te houden tegen de schedel en de naar beneden te drukken. Boor tot zowel de buitenste compact bot laag en de middelste sponsachtige bot laag worden verwijderd. Opmerking: Om schade door oververhitting te voorkomen, vermijd langdurig contact tussen de boor en de schedel.
- Verder verdunnen van de binnenste compacta laag met een microchirurgische mes in het midden van de boor verdund regio. Houd de microchirurgische mes onder een hoek van ongeveer 45 ° aan de schedel schrapen zonder naar beneden te drukken tegen de schedel tot een gelijkmatig uitgedund klein gebied (200-300 micrometer diameter) met een dikte van ongeveerly 20-30 urn wordt verkregen. Door de automatische fluorescentie van de schedel, kan de dikte worden gemeten door het scannen van de afstand tussen bovenste en onderste oppervlak van de schedel onder de twee-foton microscoop. Opmerking: hoewel een schedel dikte van minder dan 20 urn biedt een goede beeldkwaliteit, het is niet aanbevolen, want het maakt het dunner proces in latere re-imaging-sessies moeilijk. Om te voorkomen dat over-dunner, de dikte van de schedel moet regelmatig worden gecontroleerd tijdens de operatie (zie Discussie).
3. Immobilisatie
- Verwijder bot puin zorgvuldig.
- Plaats een kleine druppel cyanoacrylaat lijm op elke rand van de centrale opening van de steriele kopplaat, die is geautoclaveerd (zie figuur 1). Houd het hoofd plaat strak tegen de schedel met de verdunde regio gelegen in het centrum van de opening. Opmerking: Als de lijm vervuilt de verdunde region per ongeluk, verwijder deze dan voorzichtig met de microchirurgische mes.
- Trek de huid tegen de zijkanten van de schedel om de randen van de centrale opening van de kopplaat.
- Wacht ongeveer 10 minuten totdat de kop plaat goed is bevestigd aan de schedel.
- Plaats het hoofd plaat op twee zijdelingse blokken van de montageplaat en draai de schroeven over de randen van het hoofd plaat om de muis te immobiliseren op de montageplaat (zie figuur 1). Opmerking: Zorg ervoor dat er geen huid of snorharen tussen het hoofd bord en de blokken voor het aandraaien van de schroeven. Een goede geïmmobiliseerd preparaat dient geen waarneembare beweging van de schedel af onder de stereomicroscoop bij de rug van het dier zachtjes klopte.
- . Spoel de blootgestelde schedel met zoutoplossing om gepolymeriseerde lijm verwijderen Opmerking: Het is belangrijk om alle resterende lijm te verwijderen, als niet-gepolymeriseerd lijm vervaagt beelden en schade microscoop doelstellingen <./ Li>
4. Imaging
- Maak een foto van het vaatstelsel van de blootgestelde schedel met de uitgedund regio op de kaart 1, die wordt gebruikt om te verhuizen de afgebeelde regio in de daaropvolgende beeldvorming sessies (zie figuur 2).
- Plaats de muis onder de imaging microscoop. Zoek de verdunde gebied onder een 10X lucht doelstelling met behulp van epifluorescentie en verplaats de dunste gebied naar het centrum van het uitzicht.
- Voeg een druppel zoutoplossing op de bovenkant van de schedel en naar het 60x objectief, die is gespoeld met steriel water. Selecteer een regio waar individuele vertakte stekels duidelijk zichtbaar langs de dendrieten. Identificeer en label het overeenkomstige gebied op kaart 1 door het vergelijken vaatstelsel tussen de epifluorescerende uitzicht en het vaatstelsel foto.
- Stem de twee-foton laser golflengte volgens de fluoroforen. Bijvoorbeeld 920 nm voor YFP; 890 nm voor GFP; 1000 nm voor DsRed en tdTomato 24.
- Acquire image stacks met 2urn stappen langs de z-as met de 60X objectief. Dit afbeeldingsstapel omvat een ongeveer 200 urn x 200 urn stippellijn (512 x 512 pixels) en wordt gebruikt als kaart 2 voor verplaatsing in latere beeldvorming sessies (zie figuur 2).
- Acquire negen image stacks binnen Kaart 2 met behulp 3x digitale zoom. Elke afbeeldingsstapel heeft een oppervlakte van ongeveer 70 urn x 70 urn (512 x 512 pixels), met 0,7 micrometer stappen langs de z-as. Opmerking: De intensiteit van de laser moet lager zijn dan 40 mW, gemeten in monsters fototoxiciteit minimaliseren.
5. Recovery
- Na beeldvorming, voorzichtig los het hoofd plaat uit de schedel.
- Grondig reinigen van de schedel en de huid om alle resterende lijm te verwijderen. Opmerking: Eventuele resterende lijm op de huid irritaties veroorzaken en vertraagt herstel van de huid terwijl de resterende lijm op de schedel zal erosie van de schedel en een oorzaakngiogenesis in de pas gegroeide bot laag, waardoor de daaropvolgende verhuizing en re-imaging moeilijk.
- Spoel de schedel en de huid met een zoutoplossing meerdere malen.
- Hecht de hoofdhuid met steriel chirurgisch hechtdraad.
- Houd het dier op een verwarmingselement in een aparte kooi. Dien analgetische buprenorfine (0,1 mg / kg) subcutaan om postoperatieve pijn te verzachten. Breng het dier naar de kooi na volledig herstel. Nauwlettend toezien op het dier (check minstens eenmaal per dag) tot de incisie is genezen en de hechtingen worden verwijderd. Dien volgende injecties buprenorfine analgetische indien nodig.
6. Reimaging
- Herhaal de stappen 1,1-1,8.
- Herhaal de stappen 3,1-3,6
- Zoek eerder afgebeeld regio door het vergelijken van het vaatstelsel patroon kaart 1 en de dendritische tak patroon kaart 2.
- Als reimaging wordt uitgevoerd binnen 1 week, herhaal stap 2.3 de dunne laag van pas gegroeide bot bovenop de verdunde re verwijderenGewest met de microchirurgische mes. Als reimaging wordt uitgevoerd na meer dan 1 week, herhaalt u stap zowel 2.2 en 2.3. Opmerking: De pas gegroeide bot laag bestaat uit een minder gecondenseerde structuur in vergelijking met de oorspronkelijke compacte bot laag, wat leidt tot een mindere beeldkwaliteit. Daarom, om dezelfde kwaliteit te verkrijgen, is het noodzakelijk om dunne schedel iets meer dan de vorige opnamesessie.
- Pas de positie en oriëntatie op de foto om stapels die voorheen image stacks overeenkomen genomen in het kader van de twee-foton microscoop te verkrijgen.
- Acquire beelden als in stap 4.6.
- Herhaal de stappen 5,1-5,5 na beeldvorming.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
In YFP-H lijn 25 muizen, geel fluorescerend eiwit expressie in een subset van laag V piramidale neuronen, die de apicale dendrieten uitsteken in de oppervlakkige lagen van de cortex. Door de uitgedunde schedel voorbereiding, kan de fluorescent gelabelde dendritische segmenten herhaaldelijk worden afgebeeld onder twee-foton microscoop op verschillende beeldvormende intervallen, variërend van uren tot maanden. Hier tonen we een voorbeeld van een vier-time beeldvorming van dezelfde dendrieten dan 8 dagen in de motorische cortex van 1 maand oude muis, waarbij afzonderlijke stekels en filopodia duidelijk gevisualiseerd langs de dendriet. Meestal is de diepte van het beeld stacks ongeveer 100-200 micrometer uit de pial oppervlak. Verschillende analyses kunnen worden uitgevoerd op basis van deze beelden. Zo kan de wervelkolom vorming, eliminatie en omzet worden gekwantificeerd door het vergelijken van beelden van verschillende sessies. Spine dichtheid kan worden berekend door het aantal stekels door de lengte van de Dendritic segment. Veranderingen van de wervelkolom motiliteit en morfologie kunnen worden geanalyseerd.
Figuur 1. Maatwerk immobilisatie platen van uitgedunde schedel voorbereiding voor twee-foton in vivo beeldvorming. (A) Een foto van het hoofd plaat, die is gemaakt van twee of drie scheermesjes aan elkaar gelijmd, met scherpe randen onder de tapes. (B) Een foto van de montageplaat, die bestaat uit 1 roestvrij stalen plaat, 2 roestvrij stalen blokken, 2 schroeven en 2 spacers.
Figuur 2. Transcraniale twee-foton beeldvorming door middel van een uitgedund-schedel voorbereiding in de muis motorische cortex,
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Om een succesvolle uitgedund-schedel voorbereiding te verkrijgen, verschillende stappen in dit protocol zijn cruciaal. 1) De dikte van de schedel. Het schedelbot heeft een sandwich-structuur, met twee lagen van high-density compact bot en een middelste laag van lage-dichtheid sponsachtig bot. De hoge-snelheid micro boormachine is geschikt voor het verwijderen van de buitenlagen van compact bot en sponsachtig been, de microchirurgische blad is ideaal voor het verdunnen van de binnenlaag van compacta. Aangezien de dikte en stijfheid van de schedel toeneemt tijdens de ontwikkeling beeldvorming van volwassen muizen vereist meer bot voor beeldvorming van goede kwaliteit te verkrijgen worden verwijderd. Het verdunde gebied vertoont een doorschijnende vaste uitstraling en biedt goede beeldkwaliteit wanneer de dikte van de schedel is ongeveer 20-30 urn. De schedel dikte moet periodiek worden gecontroleerd tijdens het dunner proces als over-dunner maakt het dunner proces in latere sessies reimaging moeilijk. 2) de grootte van het verdunde gebied.Het is belangrijk om een stabiele uitgedunde schedel configuratie, waarbij een kegelvormige holte bereikt stellen. De architectuur van het verdunde gebied met een juiste maat voorkomt schade aan de cortex en helpt dunner bij latere re-beeldvorming sessies. Aanbevolen wordt het bodemgebied (ongeveer 200-300 micrometer in diameter) van de verdunde gebied kleiner is dan de bovenopening (ongeveer 0,5-1,0 mm diameter) te maken. 3) De stabiliteit van de beelden. Een goed geïmmobiliseerd voorbereiding helpt om de beeldkwaliteit door een verlaging van de luchtwegen veroorzaakte beweging artefacten verbeteren. Het is belangrijk om de schedel droog en vrij van bindweefsel en bot puin houden voor de kopplaat bevestigd aan de schedel. Extra lijm kan ook worden toegepast op de resterende openingen tussen de kopplaat en de schedel vullen. Daarnaast richt een uit de buurt van grote vaatstelsel minimaliseert ook de bewegingen veroorzaakt door bloed pompen.
Onderzoek naar de veranderingen in de behain levende dieren met een hoge ruimtelijke en temporele resolutie met behulp van twee-foton microscopie vereist generatie van een optisch venster. Naast uitgedunde schedel preparaat kan fluorescerend gemerkte structuren worden gevisualiseerd door het verwijderen van de schedel en vervangen door een afdekglas (gewoonlijk 3-5 mm in diameter) die een duidelijke weergave venster 10, 13 verschaft. Hoewel beide uitgedund-schedel en open schedel imaging protocollen breed worden toegepast voor in vivo imaging studies, elke methode heeft zijn eigen voordelen en is geschikt voor verschillende experimentele ontwerpen. Bijvoorbeeld, de open schedel preparaat nuttig voor studies die relatief grote hersengebieden (bijvoorbeeld 5 mm) onderzoeken en vereisen vele beeldvorming sessies met korte intervallen (bijvoorbeeld dagen). Zodra de craniale venster met succes is geïmplanteerd, wordt geen extra operatie nodig. Er is echter een postoperatieve periode (meestal ongeveer 1 maand) nodig, voordat het eerste imagingsessie mogelijke ontstekingsreacties veroorzaakt door chirurgie verbeteren. Re-imaging wordt onmogelijk wanneer de craniale venster wordt geblokkeerd door hergroei van het bot en / of verdikking van de hersenvliezen. Daarentegen kunnen dieren met een verdunde-schedel preparaat onmiddellijk afgebeeld na de initiële operatie, waardoor het geschikt is voor chronische beeldvorming van jonge dieren (bijvoorbeeld 2 weken). Het is geschikt voor onderzoek met lang beeldvorming intervallen (bijvoorbeeld maanden tot jaren), als het bot en dura hergroei verdikking is niet problematisch. Echter, re-verdunning van de schedel gewoonlijk zijn vereist voor latere her-beeldvorming sessies (zelfs met 2 dagen intervallen) door het bot hergroei. Bovendien is het pas gegroeide bot laag bestaat uit een minder gecondenseerde structuur hebben dan de oorspronkelijke compacta, de transparantie van de uitgedunde schedel regio sterk verminderen. Daarom, om dezelfde beeldkwaliteit te verkrijgen, is het noodzakelijk om de pas gegroeide bot laag volledig te verwijderen. En dergelijkettempts meestal leiden tot de uiteindelijke dikte van de schedel in de daaropvolgende beeldvorming dunner dan de vorige voorbereiding. Aangezien de schedel dikte was bereid 20-30 urn in de eerste opnamesessie, waardoor beperkte ruimte voor het opnieuw dunner, de totale tijd van beeldvorming uitgedunde schedel preparaat meestal minder dan 5 keer. Onlangs is een nieuwe experimentele aanpak genaamd gepolijst en versterkt uitgedund-schedel (poorten) is ontwikkeld om zowel uitgedund-en open-schedel bereidingen 11, 26, 27 te combineren.
Tot nu toe heeft de meeste in vivo in de cortex uitgevoerd transgene muizenlijnen EGFP of YFP onder neuronale specifieke thy1 promoter. Deze transgene muizen brengen fluorescerende eiwitten dun in een subgroep, maar gemengde populatie van corticale neuronen 25. Aangezien veel feiten wijzen er op dat de ervaring-afhankelijke structurele plasticiteit gebeurt in selective celtypes van goed gedefinieerde circuits, is het belangrijk om het etiket in een celtype specifieke wijze. Tot op heden zijn vele benaderingen toegepast om dit doel te bereiken. Zo kunnen piramidale neuronen in verschillende corticale lagen worden gericht door het uitvoeren van in utero elektroporatie op gedefinieerde embryonale stadia 28, 29. Evenzo kan injectie van virale vectoren ontwikkeld om een fluorescerend eiwit tot expressie worden gebruikt om cellen te labelen in verschillende hersengebieden 30. Daarnaast zijn vele lijnen van transgene muizen gegenereerd om de expressie van Cre recombinase besturen met celtype specifieke promotors 31, 32. Injectie van virale vectoren zoals adeno-geassocieerd virus geïnfecteerde fluorescerende reportergen na een floxed stopcodon in deze muizen biedt de mogelijkheid tot een bepaalde klasse van neuronen richten in een beperkt gebied 33. Door het combineren van deze nieuwe etikettering benaderingen met onze uitgedund-skull voorbereiding, veranderingen in de synaptische verbindingen van corticale neuronen kan onderzocht worden door twee-foton in vivo beeldvorming in een soort-en mobiele / of circuit-specifieke wijze.
Met de toenemende beschikbaarheid van transgene dieren met fluorescent gelabelde celpopulaties en snelle ontwikkeling van in vivo labeling technieken soortgelijke procedures beschreven kan ook worden toegepast op andere celtypen (gliacellen) en vasculatuur in het levende brein te onderzoeken. In combinatie met gedrags-manipulaties en ziekte-modellen, twee-foton in vivo beeldvorming zal sterk worden vergroot ons begrip van de moleculaire, cellulaire en circuit onderliggende mechanismen van hersenfuncties.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen.
Acknowledgments
Wij danken James Perna voor de grafische illustratie. Dit werk werd ondersteund door subsidies van de National Institute of Mental Health aan YZ
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ketamine | Bioniche Pharma | 67457-034-10 | Mixed with xylazine for anesthesia |
| Xylazine | Lloyd laboratories | 139-236 | Mixed with ketamine for anesthesia |
| Saline | Hospira | 0409-7983-09 | 0.9% NaCl for injection and imaging |
| Razor blades | Electron microscopy sciences | 72000 | Double-edge stainless steel razor blades |
| Alcohol pads | Fisher Scientific | 06-669-62 | Sterile alcohol prep pads |
| Eye ointment | Henry Schein | 102-9470 | Petrolatum ophthalmic ointment sterile ocular lubricant |
| High-speed micro drill | Fine Science Tools | 18000-17 | The high-speed micro drill is suitable for thinning the outer layer of compact bone and targeting a small area |
| Micro drill steel burrs | Fine Science Tools | 19007-14 | 1.4 mm diameter |
| Microsurgical blade | Surgistar | 6961 | The microsurgical blade is suitable for thinning the inner layer of compact bone and middler layer of spongy bone |
| Cyanoacrylate glue | Fisher Scientific | NC9062131 | Fix the head plate onto the skull |
| Suture | Havard Apparatus | 510461 | Non-absorbale, sterile silk suture, 6-0 monofilament |
| Dissecting microscope | Olympus | SZ61 | |
| CCD camera | Infinity | ||
| Two-photon microscope | Prairie Technologies | Ultima IV | |
| 10X objective | Olympus | NA 0.30, air | |
| 60X objective | Olympus | NA 1.1, IR permeable, water immersion | |
| Ti-sapphire laser | Spectra-Physics | Mai Tai HP |
References
- Holtmaat, A., Svoboda, K. Experience-dependent structural synaptic plasticity in the mammalian brain. Nature reviews. Neuroscience. 10, 647-658 (2009).
- Fu, M., Zuo, Y. Experience-dependent structural plasticity in the cortex. Trends in neurosciences. 34, 177-187 (2011).
- Yu, X., Zuo, Y. Spine plasticity in the motor cortex. Current opinion in neurobiology. 21, 169-174 (2011).
- Harms, K. J., Dunaevsky, A. Dendritic spine plasticity: looking beyond development. Brain research. 1184, 65-71 (2007).
- Segal, M. Dendritic spines and long-term plasticity. Nature reviews. Neuroscience. 6, 277-284 (2005).
- Tada, T., Sheng, M. Molecular mechanisms of dendritic spine morphogenesis. Current opinion in neurobiology. 16, 95-101 (2006).
- Alvarez, V. A., Sabatini, B. L. Anatomical and physiological plasticity of dendritic spines. Annual review of neuroscience. 30, 79-97 (2007).
- Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248, 73-76 (1990).
- Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice. Nature protocols. 5, 201-208 (2010).
- Holtmaat, A., et al. Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nature protocols. 4, 1128-1144 (2009).
- Drew, P. J., et al. Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull. Nature methods. 7, 981-984 (2010).
- Szu, J. I., et al. Thinned-skull cortical window technique for in vivo optical coherence tomography imaging. J Vis Exp. , (2012).
- Mostany, R., Portera-Cailliau, C. A craniotomy surgery procedure for chronic brain imaging. J Vis Exp. , (2008).
- Xu, T., et al. Rapid formation and selective stabilization of synapses for enduring motor memories. Nature. 462, 915-919 (2009).
- Fu, M., Yu, X., Lu, J., Zuo, Y. Repetitive motor learning induces coordinated formation of clustered dendritic spines in vivo. Nature. 483, 92-95 (2012).
- Davalos, D., et al. ATP mediates rapid microglial response to local brain injury in vivo. Nature neuroscience. 8, 752-758 (2005).
- Tsai, J., Grutzendler, J., Duff, K., Gan, W. B. Fibrillar amyloid deposition leads to local synaptic abnormalities and breakage of neuronal branches. Nature neuroscience. 7, 1181-1183 (2004).
- Pan, F., Aldridge, G. M., Greenough, W. T., Gan, W. B. Dendritic spine instability and insensitivity to modulation by sensory experience in a mouse model of fragile X syndrome. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107, 17768-17773 (2010).
- Liu, Z., Condello, C., Schain, A., Harb, R., Grutzendler, J. CX3CR1 in microglia regulates brain amyloid deposition through selective protofibrillar amyloid-beta phagocytosis. J Neurosci. 30, 17091-17101 (2010).
- Tremblay, M. E., Zettel, M. L., Ison, J. R., Allen, P. D., Majewska, A. K. Effects of aging and sensory loss on glial cells in mouse visual and auditory cortices. Glia. 60, 541-558 (2012).
- Lam, C. K., Yoo, T., Hiner, B., Liu, Z., Grutzendler, J. Embolus extravasation is an alternative mechanism for cerebral microvascular recanalization. Nature. 465, 478-482 (2010).
- Kelly, E. A., Majewska, A. K. Chronic imaging of mouse visual cortex using a thinned-skull preparation. J Vis Exp. , (2010).
- Marker, D. F., Tremblay, M. E., Lu, S. M., Majewska, A. K., Gelbard, H. A. A thin-skull window technique for chronic two-photon in vivo imaging of murine microglia in models of neuroinflammation. J Vis Exp. , (2010).
- Svoboda, K., Yasuda, R. Principles of two-photon excitation microscopy and its applications to neuroscience. Neuron. 50, 823-839 (2006).
- Feng, G., et al. Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP. Neuron. 28, 41-51 (2000).
- Shih, A. Y., Mateo, C., Drew, P. J., Tsai, P. S., Kleinfeld, D. A polished and reinforced thinned-skull window for long-term imaging of the mouse brain. J Vis Exp. , (2012).
- Zhang, L., et al. Imaging glioma initiation in vivo through a polished and reinforced thin-skull cranial window. J Vis Exp. , (2012).
- Pacary, E., et al. Visualization and genetic manipulation of dendrites and spines in the mouse cerebral cortex and hippocampus using in utero electroporation. J Vis Exp. , (2012).
- Saito, T., Nakatsuji, N. Efficient gene transfer into the embryonic mouse brain using in vivo electroporation. Developmental biology. 240, 237-246 (2001).
- Lowery, R. L., Majewska, A. K. Intracranial injection of adeno-associated viral vectors. J Vis Exp. , (2010).
- Taniguchi, H., et al. A resource of Cre driver lines for genetic targeting of GABAergic neurons in cerebral cortex. Neuron. 71, 995-1013 (2011).
- Zariwala, H. A., et al. A Cre-dependent GCaMP3 reporter mouse for neuronal imaging in vivo. J Neurosci. 32, 3131-3141 (2012).
- Kuhlman, S. J., Huang, Z. J. High-resolution labeling and functional manipulation of specific neuron types in mouse brain by Cre-activated viral gene expression. PloS one. 3, (2008).
