Protocol
NOTA: Todos os procedimentos relacionados animais descritos neste protocolo ter sido previamente aprovado pela Institutional Animal Care e Use Comitê da Universidade Duke (DUIACUC).
1. Cancer Cultura de Células e Injeção
- Cultivar células cancerígenas metastáticas marcados com fluorescência (por exemplo, células de câncer de mama MDAMB231-GFP humanos, dom de Dr. Patricia Steeg, NCI, e células de sarcoma rato YFP marcadas, presente do Dr. David Kirsch, Duke University Medical Center, Department of Radiation Oncology) em meio de cultura apropriado (por exemplo, de Dulbecco Modified Eagle Médium (DMEM) com 10% de soro fetal bovino e 1% de penicilina / estreptavidina) a 37 ° C até cerca de 90% confluente.
- Tripsinizar células, lave-as duas vezes com PBS, contar e depois injetá-las na veia da cauda de 10 semanas de idade ratos nus femininos anestesiados com isoflurano em 5 milhões de células por animal, usando uma seringa com uma agulha 27 G. Anesthes Cirúrgico nívelIA é verificado pela falta de reação aos pés pinch.
2. O controlo das metástases com MicroCT
- Examinar ratos uma vez por semana utilizando um micro-CT / micro-irradiador, para detectar a presença de metástases acima de aproximadamente 2 mm de diâmetro de diâmetro. O micro-CT é comissionado, como descrito anteriormente 12.
- Ratos sujeitos a 3% de isoflurano anestesia antes da imagem. Confirme anestesia profunda por toe pitada.
- Após o início da anestesia, rápida transferência de ratos para o berço de imagem na câmara de imagem e se conectar através de um nariz-cone a uma mistura de isoflurano ao ar em 2,5-3%. Ajustar a posição do rato no suporte de uma maneira que a sua tórax é colocado no feixe de fotões do scanner MicroCT, utilizando os controlos de posição externos e delimitador do laser na base de imagens. Assegurar a porta para a câmara de imagem está fechada, para proteger o investigador dos raios gama.
- Controlar a posição do animal usando novamentea câmera de vídeo a cores. Realize uma baixa resolução exame de imagem CT prazo, e usar a imagem resultante para ajustar o campo de visão para as dimensões xyz da cavidade torácica.
- Imagem do tórax rato usando um filtro de 2 milímetros Al a 40 kVp, 2,5 mA, e 0,008 voxel às 7 FPS e devolver o animal para sua gaiola. Imagem de um animal deve ter não mais do que 15 ou 20 min. Não devolva um animal que passou por uma cirurgia para a companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado. Não deixe um animal sem supervisão até que ele recuperou a consciência suficiente para manter decúbito esternal.
- Confirmar metástases pela aparência de objectos relativamente radio-opaco, que não pode ser explicado por vasos sanguíneos intratorácicas (Figura 1A)
Cirurgia 3. Window Câmara
- Anestesia, sinais vitais e de uma veia da cauda
- Escolha animais com presença de doença metastática. Injectar animal com um d intraperitonealose de 50 mg / kg de pentobarbital. Confirme anestesia de nível cirúrgico por toe pitada antes de prosseguir.
Nota: Os protocolos de anestesia deve ser compensada com a respectiva configuração experimental. Pentobarbital foi escolhido aqui como um anestésico de ação longa, a fim de induzir a anestesia profunda para procedimentos demorados, além de oferecer a opção de re-dosagem fácil. No entanto, a perda de animais sobredosagem é um problema comum com anestesia de pentobarbital. Uma outra opção que preserva reflexos autonômicos a um grau maior do que o pentobarbital é cetamina, em combinação com o uso de sedativos como xilazina ou medetomidina, que no entanto só permite para um único ciclo de re-dosagem. - Raspar animais no lado do corpo que tem a doença metastática, e na área do pescoço, utilizando uma máquina de cortar. Limpe todos os restantes cabelo solto da pele. Depois de cabelo solto é removido, aplique pomada veterinária para os olhos, para evitar que sequem.
NOTA: ratos pelados atímicos pode ter cabelo residual que seja necessária aremoção res antes de prosseguir com os procedimentos cirúrgicos. É muito importante para remover todo o cabelo completamente, pois pode interferir com os procedimentos cirúrgicos e de imagem. - Corrigir o animal numa posição supina sobre uma placa metálica que é colocado sobre uma almofada de aquecimento de 37 ° C a água circula. As extremidades dianteiras e traseiras são fixados na placa com fita.
NOTA: É útil para controlar e registrar os sinais vitais, como batimentos cardíacos e oxigenação do sangue arterial, utilizando um oxímetro de pulso, ao longo de procedimentos cirúrgicos e experimentais.
- Escolha animais com presença de doença metastática. Injectar animal com um d intraperitonealose de 50 mg / kg de pentobarbital. Confirme anestesia de nível cirúrgico por toe pitada antes de prosseguir.
- A intubação traqueal
- A fim de colocar um cateter para a ventilação do animal, em primeiro lugar fazer uma incisão cutânea transversal do colo do útero, seguido pela separação mediana ventral da musculatura longitudinal para a traqueia.
- Use repetida acção de abertura-a-fecho com uma pinça afiada para criar uma passagem para o fio de sutura através do lado dorsal da traqueia.
- Fazer uma pequena incisão na traqueia em tele lado ventral, não mais do que semi-circular, aproximadamente entre o segundo e terceiro anel traqueal. Deixar um tempo suficientemente longo de parte da traqueia exposta na superfície dorsal, para permitir a fixação do cateter traqueal.
- Insira um 2,5 a 3,0 mm "Y" cânula traqueal na traquéia, e aperte com uma sutura de monofilamento 4-0. Assegurar a cânula está ligada a um ventilador de pressão cíclica, com uma garrafa ligada à conduta de validade que é preenchido com 6 cm de água, para manter a pressão pulmonar positiva. Fluxo de entrada de gás deve ser 100% de oxigénio, a menos que de outra forma desejada experimentalmente.
- Inserir um cateter com uma agulha G 25-27, e preenchido com solução salina heparinizada em uma das veias da cauda do rato, e fixar com fita adesiva.
Nota: certifique-patência do cateter na veia da cauda durante todo o procedimento por injecções sucessivas de uma pequena quantidade de soro fisiológico heparinizado na veia da cauda. Além disso, a intubação oro-traqueal, ou seja, a orientação de um traquealtubo através da boca do animal anestesiado e passado a laringe e a traqueia, é uma alternativa possível para o procedimento de traqueostomia que é descrito aqui. No entanto, este método requer treino e experiência especial, a fim de evitar danos para a traqueia, e também para impedir a canulação acidental do esófago.
- Aplicação da janela pulmonar
- Remover a pele do lado da caixa, onde a doença metastática é localizado, através da criação de uma incisão, e em seguida, retirar a pele utilizando uma dissecção romba.
Nota: A pele pode ser excisado e removido subsequente ao descolamento - Prossiga dissecando as duas camadas de musculatura sobrepondo (peitoral, serratus, e grande dorsal), mas deixando os músculos intercostais intacta. Criar uma perfuração na cavidade torácica de aproximadamente 1,5 cm de diâmetro, através da remoção de porções de tipicamente duas nervuras adjacentes. Idealmente, localize a perfuração da região do sexto e sétimo rIBS.
- Osteotomia:
- Para minimizar o sangramento e danos à superfície do pulmão, firmemente segurar a costela para ser cortado com uma pinça cirúrgica de dentes durante o corte. Utilizando uma tesoura cirúrgica, cortar o lado medial da primeira nervura, a um ângulo de aproximadamente 45 °, deixando o lado aguçado do osso remanescente nervura que aponta fora.
- Posteriormente, o corte lateral do osso do reforço de uma forma semelhante, de novo deixando o lado aguçado do osso nervura que aponta para o exterior, para evitar danos na superfície do pulmão.
- Repita o procedimento para a costela ao lado, em seguida, corte os músculos intercostais e remover a parte extirpada. Durante este procedimento, a manter a pressão pulmonar de forma que a interacção mecânica entre a superfície do pulmão e da caixa torácica é minimizado. Faça isso de forma adequada regulação da pressão inspiração no ventilador.
- Inserção da janela:
- Insira uma janela de pulmão feito à medida, que consiste em uma lamela que éligado a uma tomada de Plexiglas (Figura 1B). Anexar a janela para a tomada por meio de colagem, ou através da aplicação de uma quantidade muito pequena de gordura vácuo. Inserir a janela de uma forma que as metástases de superfície estão localizados perto do centro da janela. Se necessário, ajustar o furo inserido para trazer o micrometástases para o centro da janela através do alargamento do furo ligeiramente para o lado respectivo.
NOTA: A doença metastática na superfície pleural podem ser identificados como pontos brancos claramente reconhecíveis ou as zonas das partes coloridas de outra forma saudáveis rosa-salmão de superfície para o pulmão que aparecem predominantemente ao longo das fissuras. Enquanto micrometástases pode ocorrer em outras áreas do exterior pleural, as linhas de células investigadas quase sempre exibir tona micrometástases na área perfurada, uma vez que a doença metastática pode ser detectado radiologicamente. - Depois de inserir o soquete para a perfuração e criação de contato direto com a pleura visceral do lung, suturar as extremidades da moldura da janela para o músculo intercostal circundante, usando sutura de monofilamento 4.0 (Figura 1C). Use um ligeiro aumento de pressão inspiração no ventilador para ajudar ar residual para escapar e para criar um selo.
Nota: A taxa de respiração de ratos pode variar muito, dependendo do estado de anestesia, o estado de excitação ou ansiedade, concentração de oxigênio do ar inspirado (FiO 2), etc. É recomendável ajustar a taxa de respiração entre 70 e 90 bpm. A pressão de inspiração deve ser ajustada com cuidado e não ser ajustado para mais de aprox. 8 centímetros H2O (0,6 mmHg), a fim de evitar danos à superfície do pulmão.
- Insira uma janela de pulmão feito à medida, que consiste em uma lamela que éligado a uma tomada de Plexiglas (Figura 1B). Anexar a janela para a tomada por meio de colagem, ou através da aplicação de uma quantidade muito pequena de gordura vácuo. Inserir a janela de uma forma que as metástases de superfície estão localizados perto do centro da janela. Se necessário, ajustar o furo inserido para trazer o micrometástases para o centro da janela através do alargamento do furo ligeiramente para o lado respectivo.
- Posicione o animal em um limitador projetada que é projetado para eliminar Z-direcional movimento (Figura 1D) em uma placa de aço que está posicionado em uma termostática (elétrica) cobertor de aquecimento, sob um microscópio de fluorescência. Controlar o corpo do animaltemperatura utilizando um termistor rectal. Ajuste os parafusos do restrainer animal, ea pressão inspiração no ventilador para conseguir o controle ideal de movimento lateral.
Nota: A respiração natural em mamíferos envolve todos os três sentidos de circulação pulmonar e extensão peito: bilateral, dorso-ventral, e crânio-caudal. A fim de preservar o movimento de respiração natural, tanto quanto possível, é importante minimizar Z-direcional compressão na medida do necessário. Porque o sistema de retenção Z-dimensional tem o potencial para introduzir artefactos que possam afectar o fluxo de sangue e de outros parâmetros, é aconselhável manter as condições constantes durante série de medições repetidas no mesmo animal.
- Remover a pele do lado da caixa, onde a doença metastática é localizado, através da criação de uma incisão, e em seguida, retirar a pele utilizando uma dissecção romba.
4. Imaging and Measurement de Microcirculatory fluxo de sangue
- Coletar as células vermelhas do sangue através de punção cardíaca e rotulá-los com DII (1,1 = -dioctadecyl-3,3,3 = perclorato, 3 = -tetrametil-indocarbocianina), como descrito anteriormente <sup> 10.
- Injectar 300 ul de hemácias marcadas na veia da cauda do rato antes da cirurgia câmara de janela é feito para evitar o efeito de primeira passagem de adesão para a janela de vidro. Eliminar quaisquer bolhas de ar na seringa ou cateter, como a introdução de ar na veia irá inibir quaisquer outras injecções.
- Fluxo sanguíneo imagem com uma câmara CCD microscópio a -40 ° C chip de temperatura de arrefecimento, e aproximadamente 100X resolução geral (isto é, com uma objectiva de microscópio de 10x, 10x e pré-câmara ocular). Use padrão de filtro Rhodamine / TRITC sets (excitação 450-490 nm, emissão> 515 nm). Grave a resolução e taxa de quadros real de pixel as sequências de imagens resultantes. Grave, pelo menos, 200 (idealmente em torno de 300) imagens por pilha, para garantir a análise de sucesso da velocidade do fluxo.
- Reabastecer a perda de líquidos no animal através da injeção de aproximadamente 1 ml de solução salina IP cada hr.
NOTA: As configurações experimentais que envolvem uma intervenção, por exemplo,uma droga que altera a velocidade do fluxo sanguíneo em uma metástase do câncer pulmonar, exige medições repetidas de velocidade do fluxo sanguíneo em câncer metastático pulmonar. Para estas experiências prolongadas, é importante para repor o animal com fluido suficiente. - Eutanásia dos animais por infusão de 3 ml de 3N de KCl na veia da cauda
- Avaliar as pilhas de imagens usando um publicado, algoritmo de computador publicamente disponível baseado em Matlab que vai criar o fluxo de velocidade em tons de cinza e mapas de cor codificado para todo o fluxo de sangue traça 10,11. Posteriormente avaliar as imagens em tons de cinza resultantes usando software de análise de imagem comercial ou acessível ao público, tais como Imagem J, após limiarizar off valores que indicam nenhum movimento de células do sangue, ou seja, sem vasculatura ativa.
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Representative Results
A vasculatura em tumores sólidos é conhecido por diferir significativamente de suprimento de sangue normal, mostrando maiores graus de tortuosidade e maiores distâncias intervasculares 13. Por conseguinte, as faixas de fluxo de sangue em metástases de cancro da mama e do sarcoma pulmonares experimentais têm formas irregulares e grandes lacunas intervasculares (Figura 2A, dois painéis inferiores) em comparação com a microcirculação pulmonar normal (Figura 2A, painel superior). Num estudo anterior, a capacidade do método de janela pulmonar foi demonstrada para realizar medições automáticas das alterações na velocidade do fluxo de sangue nos pulmões normais 10. A fim de investigar se o método de janela pulmonar também pode medir um aumento da velocidade do fluxo sanguíneo nas metástases pulmonares, a combinação de drogas da efedrina drogas simpatomiméticas e o bloqueador ambrisentana endotelina, que foi recentemente encontrada para aumentar a microcirculação nos pulmões saudáveis,foi aplicado aqui (dados em análise em outro lugar). Neste estudo, a capacidade do método é mostrado para detectar um aumento na velocidade do fluxo sanguíneo nas metástases pulmonares de sarcoma de rato, causada pela administração de uma combinação de efedrina (20 mg / kg) e o antagonista do receptor de endotelina ambrisentana (0,5 mg / kg, ambas as drogas por via intraperitoneal, Figura 2B). Cada ponto representa as médias individuais reunidos de três medições com intervalos de cinco minutos, segundo a média dos dados adquiridos em cinco animais. A primeira injecção de forma significativa (p <0,01) aumento da velocidade do fluxo sanguíneo na área do tumor a partir de 0,61 ± 0,12 mm / s para 0,74 ± 0,19, enquanto que a segunda injecção mantida a velocidade de escoamento elevada, em 0,74 ± 0,19 mm / seg (). A segunda injecção não suscitou qualquer aumento adicional na velocidade do fluxo sanguíneo. N = 5, todas as estatísticas: medidas repetidas ANOVA.
Figura 1:. Processo para preparar um rato pulmonares metástases-bearing para geração de imagens de microscopia ao vivo (A) imagem MicroCT de um metástases pulmonares rolamento rato (seta) (B) moldura da janela pulmonar (C) Rat com perfuração da parede torácica e janela pulmonar.. anexado. (D) do dispositivo de restrição para limitar o movimento peito Z-direccional. (E) Rato com câmara de janela e um dispositivo de contenção sob o microscópio de fluorescência. Nota: o painel C e E mostram cabelo tendo ratos Sprague Dawley, não atímicos ratos nus.
Figura 2: Quantificação dos aumentos do fluxo sanguíneo de metástases pulmonares. (A) sentido do fluxo sanguíneo e da velocidade em um normalpulmão e uma metástase do câncer de MDAMB-231 e sarcoma mouse. A coluna do lado esquerdo contém tiros snap de série de imagens de micrografias de fluorescência. Alveolae podem ser identificados como parte do padrão de fundo de fluorescência em pulmões normais (painel superior). As metástases podem ser localizados pelo fluorescência causada por proteínas fluorescentes endógenas das células cancerosas injectadas (linha a tracejado). Colunas para a direita:. Mapas codificado em cores de sentido do fluxo sanguíneo (cor roda indicador marca a direção em que as células de fluxo) e velocidade de fluxo, medido em mm / segundo (B) Alterações no fluxo sanguíneo da microcirculação após a injeção repetida de efedrina combinados e ambrisentana (20 e 0,1 mg / kg por injecção). Foi observado um aumento significativo na velocidade global de fluxo (medidas repetidas ANOVA, p <0,01) após a primeira injecção, mas não depois de o segundo (N = 5).
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Discussion
Um modelo é apresentado que é viável a imagem muda em microcirculação outros processos dinâmicos em metástases pulmonares de ratos, o fluxo de sangue e, através de microscopia intravital e análise de fluxo sangüíneo computacional. Embora existam outros métodos para efectuar microscopia em pulmões expostos em caixas torácicas abertas de roedores, este modelo também é o primeiro a metástases pulmonares de imagem através de uma perfuração da parede torácica, num ambiente de tórax fechado. Usando este método, a viabilidade é mostrado para medir as alterações induzidas farmacologicamente em fluxo sanguíneo microcirculatório de metástases pulmonares.
Dois métodos básicos existem para a imagem dos pulmões de roedores vivos que são perfundidos pelo fluxo sanguíneo espontânea, com o contato direto com a superfície do pulmão: modelos tórax aberto eliminar o problema da constante movimento do pulmão devido à atividade respiratória e cardíaca através da aplicação de uma janela de sucção para a superfície do pulmão, enquanto permite que o resto do complexo de circulação para expe contrato e dentro de uma cavidade 7,14 peito aberto. Enquanto este método oferece excelente acesso experimental, as condições de tórax aberto e do indicador de sucção introduzir artefatos quando comparado às condições de um pulmão intacta 8. Como alternativa, os procedimentos de tórax fechado que saem da caixa torácica em grande parte intactos suportar a promessa de preservar as condições originais da cavidade torácica intacta, como a influência mútua de movimento cardíaco e pulmonar no fluxo de sangue um do outro dinâmico. Estes modelos envolvem, tipicamente, uma moldura com uma janela que é suturado à parede da caixa 15, ou uma membrana transparente que é posto em contacto directo com a superfície do pulmão para evitar a secagem do tecido 9. A dificuldade de negociar o movimento de circulação para acomodar e permitir imagens de microscopia é um grande desafio técnico de procedimentos de tórax fechado, e, provavelmente, responsável pela baixa global de propagação dessa técnica. No nosso caso, a combinação deum quadro de retenção de janela sólida e um dispositivo de retenção Z-direcional tem se mostrado eficaz para eliminar suficientemente movimento lateral do pulmão para permitir medições de fluxo de sangue automatizados da circulação pulmonar em uma janela de tórax fechado 10.
Um método comum para medir a velocidade do fluxo de sangue a partir de pilhas de imagens de microscopia intravital é o uso de correspondência espacial dos padrões de fluxo sanguíneo em imagens consecutivas de um dado segmento vascular 14. A fim de reduzir o esforço de tempo associada com a análise dos vasos sanguíneos individuais, um algoritmo de imagem do fluxo sanguíneo foi introduzido que produz mapas de velocidade de fluxo de sangue de todo o campo óptico 11. Além da vantagem do tempo, este método também permite a análise espacial simultânea do fluxo sanguíneo em todo o campo óptico, independentemente da morfologia vascular ou pontos de ramificação. Isto é particularmente importante quando se estuda o microambiente do tumor, onde múltiplos vasos sanguíneos contribuir para o estado de uma determinada área tumor 13,16,17 abastecimento. Com efeito, a tortuosidade conhecido da vasculatura do tumor e a existência de grandes lacunas intervasculares pode ser claramente visto nos dois tipos de cancro metastático que foram investigados, (Figura 2A). O método de janela pulmonar também foi testado quanto à sua capacidade de comunicar alterações na velocidade do fluxo sanguíneo na lesão metastática, através da medição do efeito de um tratamento farmacológico que foi recentemente encontrada para aumentar a velocidade do fluxo sanguíneo na circulação pulmonar: a efedrina hipertensiva aumenta o débito cardíaco, ao passo que o ambrisentana bloqueador do receptor da endotelina reduz o tom arteriolar pré-capilares, o que resulta, quando os fármacos são administrados em combinação, no aumento da velocidade do fluxo de sangue nos capilares pulmonares. Embora estes dados estão actualmente em avaliação em outro lugar, a capacidade da combinação de um fármaco hipertensor e um antagonista do receptor de endotelina para aumentar muscular periféricaperfusão foi publicado de forma independente 18. Enquanto sob condições normais, um aumento dose-dependente da velocidade do fluxo de sangue pode ser observada após as duas injecções, o facto de a segunda injecção não conduz a um aumento adicional da velocidade de fluxo nas metástases do sarcoma pode resultar do facto de que a vasodilatação máxima vasos tumorais já foi alcançado após a primeira injeção combinada de efedrina e ambrisentan.
As seguintes limitações se aplicam à técnica apresentada aqui: Este protocolo é aplicável aos ratos (e, teoricamente, mamíferos de tamanho similar) a partir de cerca de 180 a 300 g ou mais. Pequenos mamíferos, como ratos exigirá modificação especial para acomodar a anatomia e fisiologia mais frágil da caixa torácica. A resolução espacial máxima que pode ser conseguida com a técnica apresentada é, teoricamente, apenas limitada pela abertura numérica da objectiva e a espessura da lâmina de cobertura que é usado (~ 0.08-0,1 mm de marcas padrão), para objectivos de 100X, com o uso de imersão em óleo. Na prática, contudo, o movimento restante do pulmão podem limitar o uso de objectivos de alta resolução para além 20X. Se todos os movimentos autónoma do pulmão é eliminado, a resolução temporal da técnica é apenas limitada pela taxa de quadros da câmara, e a intensidade do sinal do marcador fluorescente, o qual determina o tempo de exposição, a aproximadamente 100 imagens por segundo. Os seguintes limitações adicionais são aplicáveis à técnica apresentada: por um lado, a configuração microscópica e computacional actual permite apenas a análise de superfície de um determinado metástase. O uso de microscopia de penetração profunda, tais como estratégias de imagem avançadas de microscopia confocal, poderá no futuro permitir a medição da velocidade do fluxo sanguíneo em 3 dimensões. Além disso, a técnica apresentada não pode, na sua forma actual, ser utilizado para visualizar lesões ainda mais no interior do parênquima pulmonar. Em terceiro lugar, a inserção de um glajanela ss em contato direto com os vasos sanguíneos ativos tem algum potencial para perturbar o fluxo microvascular, por si só, via compressão espacial dos vasos sanguíneos, ou por impactando temperatura loco-regional. Em quarto lugar, a utilização de um ventilador de pressão positiva externa e no pulmão também tem potencial para alterar o fluxo sanguíneo capilar pulmonar. Além disso, apenas áreas limitadas da caixa torácica são praticamente acessível para os procedimentos cirúrgicos, relativamente simples descritos. Outras áreas de superfície do pulmão, como o acesso-medial ventral ou dorsal exigiria técnicas cirúrgicas mais elaboradas, juntamente com perturbações profundas do Departamento de Biomecânica da caixa torácica. Por causa da falta de alternativas para a microscopia de imagem para estudar o fluxo sanguíneo capilar, os principais desenvolvimentos podem ser esperados em um futuro próximo para superar esses obstáculos e estudar doenças malignas em alta resolução temporal e espacial em todas as partes do pulmão de roedores.
Em resumo, um método é prestura orientada para medir padrões de e mudanças nos, velocidade do fluxo sanguíneo microvascular nas metástases de superfície do pulmão de rato. Combinando um modelo cirúrgico de tórax fechado agudo com um método automatizado de medir a velocidade do fluxo de sangue em todo o campo microscópico óptico, esta técnica oferece preservação relativa do ambiente fisiológico do pulmão, é capaz de detectar alterações na velocidade do fluxo sanguíneo microcirculatório global e direcção , e é relativamente fácil de usar. Pode-se esperar que esta técnica será de grande utilidade para todos os grupos que estudam a microcirculação de metástases pulmonares e outros processos dinâmicos neste cenário doença em modelos de roedores.
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Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Athymic nude rats | Charles River | Strain code 316 | Female 10 week-old athymic nude rats |
| micro-CT/micro-Irradiator | Precision X-ray Inc. | Xrad 225Cx | Use MicroCT to detect metastases |
| DiI (1,1=-dioctadecyl-3,3,3=,3=-tetramethyl-indocarbocyanine perchlorate) | Sigma Aldrich | 468495-100MG | Mix 100 ul packed red blood cells with 100 ul of 0.5 mg/ml DiI in 200 proof ethanol, 2 ml of 5% dextrose solution in water, and fill up to a 10-ml final volume with saline |
| Rodent ventilator | Kent Scientific | TOPO Small Animal Ventilator | Device is important to maintain positive lung pressure after application of pneumothorax |
| Zeiss Axioskop fluorescence microscope upright | Zeiss | Axioskop | Microscope for intravital imaging |
| Andor CCD camera | Andor | iXonEM 885 | CCD camera for live imaging of blood flow |
| Pulse oximeter | StarrLife | MouseOx | Pulse oximeter |
| Fluorescence microscope | Zeiss | Axioskop | Fluorescence microscope |
References
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