Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Интрацеребровентрикулярное Вирусный Инъекция по неонатологии мозга мыши для устойчив и распространен нейронов трансдукции

doi: 10.3791/51863 Published: September 15, 2014
* These authors contributed equally

Abstract

С темпы научного прогресса быстро ускоряется, новые методы необходимы для экспериментальной неврологии быстро и легко манипулировать экспрессии генов в мозге мыши. Здесь мы опишем технику впервые введено Пассини и Вулф для прямого внутричерепного доставки вирусно-кодированных трансгенов в неонатальном мозге мыши. В своей самой базовой форме, процедура требует только ведро со льдом и микролитровых шприц. Однако протокол также может быть адаптирована для использования с стереотаксических кадрами чтобы улучшить согласованность для исследователей новых к технике. Метод основан на способности адено-ассоциированный вирус (AAV) свободно перемещаться из желудочков головного мозга в паренхиме головного мозга в то время как эпендимных подкладка еще незрелый в течение первых 12-24 часов после рождения. Внутрижелудочковая инъекция AAV в этом возрасте приводит к широко распространенной трансдукции нейронов по всему мозгу. Выражение начинается через несколько дней после инъекции и сохраняется в течение lifetimэлектронной животного. Титр вируса можно регулировать, чтобы контролировать плотность трансдуцированных нейронов, в то время как совместная экспрессия флуоресцентного белка обеспечивает важную метку трансдуцированных клеток. С ростом доступности вирусных основных объектов обеспечения и вне-полки, расфасованные реагенты и заказ вирусный препарат, такой подход предоставляет своевременную способ манипулирования экспрессию генов в мозге мыши, которая быстро, легко, и гораздо дешевле, чем традиционные зародышевой инженерии.

Introduction

Традиционные методы для модификации выражение нейронной гена требуют трудоемких и дорогостоящих зародышевых манипуляций. Альтернативный De Novo подходов, таких как внутриутробное электропорации или стереотаксической инъекции лентивирусов дают более быстрые результаты и являются менее дорогостоящими, но имеют тот недостаток, что требует сложного хирургического вмешательства 1-3. Кроме того, выражение трансгена имеет ограниченный пространственный спектр с этими методами. Здесь мы опишем быстрый, легкий, и экономичный метод для широкого нейронов манипуляции с помощью внутрижелудочкового введения аденоассоциированного вируса (AAV) в неонатальном мозге мыши. Этот метод был впервые описан John Wolfe и Marco Пассини в 2001 году, где они предложили малый размер частиц AAV позволило ему диффундировать в спинно-мозговой жидкости, когда она проходит от боковых желудочков через незрелых эпендимных барьер и в паренхиме головного мозга 4, 5. Внутрижелудочковая инъекция AAV в фрежде 24 ч после рождения урожайности широко распространены вирусная трансдукции нейронных подмножеств, охватывающих все области мозга, от обонятельных луковиц в стволе головного мозга 6,7. Виралли устанавливаемые трансгены выражены и активным в течение нескольких дней инъекции и сохраняться в течение до одного года после трансдукции. Таким образом, этот универсальный манипуляции позволяет исследования, начиная от раннего развития послеродовой мозга старения и дегенерации у взрослых.

При адаптации технику к нашим конкретных экспериментальных потребностей, мы были сосредоточены в основном на AAV8 серотипа, потому что это самый эффективный на трансдуцирующих нейроны 6. Мы покажем, что титр вируса может быть разбавлен контролировать плотность трансдуцированными нейронов для сотовых-внутренняя последствий тестирования эксперименты генетических манипуляций. Кроме того, мы показываем, что два вируса могут совместно вводят производить паттерны экспрессии, которые смещены в сторону различных или совпадающих наборов нейронов, в зависимости от серотипов, выбранных длявирусная упаковка. Наша работа расширяет универсальность этой методики для использования в широком диапазоне экспериментальных условиях Neuroscience.

Protocol

Выполните все процедуры и протоколы, связанные с животным в соответствии с Национальными Институтами путеводителя по уходу и использованию лабораторных животных. Процедуры, описанные здесь были рассмотрены и одобрены Медицинского колледжа Бэйлора Уходу за животными и использованию комитета.

Репликация-некомпетентным аденоассоциированный вирус (AAV) векторов для доставки трансгенов в мозге грызунов одобрены для уровня биологической 1 использования. Обратитесь на сайт CDC для публикации правительства США "биобезопасности в микробиологии и биомедицинских лабораториях (BMBL)" в котором подробно конкретные требования в отношении надлежащей защиты и обработки вирус процедур. Проверьте с местным персоналом ветеринарной и экологической безопасности, чтобы узнать, институциональные требования, специфичные для процедур с использованием вирусов. Правила о процедуре номеров, карантинных и идентификации биологически опасных клеток различаются по учреждений.

1 Preсрезать P0 детенышей и приемной матери

  1. Обеспечить высокую Фат Чоу для всех беременных и кормящих женщин, чтобы поддерживать энергетические потребности разведения и кормления грудью.
  2. Вечером, создали питательную клетку путем добавления одного или двух здоровых самок в клетке одного жителя мужского пола. На следующее утро, проверить самок для спаривания вилки и отделить женщин от мужчин, если плагин присутствует.
    1. Используйте приемных матерей, чтобы поднять щенков от генетического фона с бедных матерей характеристик (например, C57BL / 6 или C3HeJ). Приемные мамы принимают щенков из другого помета, если переданные щенки рождаются в течение четырех дней собственного помета приемных матери.
    2. Настройте отдельный спаривания клетку, используя ICR или FVB самок наряду экспериментальных заводчиков, так что эти два набора женщин доставить примерно в то же время.
  3. Самки доставит в 19 ± 1 дней с даты плагина, в зависимости от фонового напряжения. За три дня до Delivery (через 16 дней после даты плагина), поместите беременных женщин в чистую клетку с пресной раскроя материала и крытое помещение.
  4. Проверьте новорожденных щенков два раза в день, начиная за 2 дня до ожидаемой даты поставки (17 дней после даты плагина). Осмотрите клетку с минимальным стрессом для матерей по выглядывал через дно на наличие розовых новорожденных. Мыши обычно доставить щенков утром, но в редких случаях будет поставлять в полдень.
  5. План выполнения инъекции, как только щенки кормящих (которая будет видно видимыми молока пятен), или в течение 6 ч рождения, что наступит раньше.

2 Подготовьте оборудование для инъекций

  1. Приготовьте 10 мкл инъекционный шприц с 32 G иглы для общих P0 новорожденных. При выполнении стереотаксической инъекции, смонтировать шприц на манипулятора.
  2. При использовании стереотаксической рамки для инъекций, охладить новорожденных этап к 4-8 ° С, добавив 100% Итанола и сухого льда в резервуаре на переднем конце блока. Поддерживайте температуру выше 1 ° С, чтобы избежать обморожения из щенков.

3 Подготовьте Вирусные разведений для инъекций

  1. Подготовьте 1% трипановый решение синий краситель (20x наличии).
  2. Подготовьте 5-25 мкл аликвот аденоассоциированного вируса (AAV) складе внутри класса 2 биобезопасности кабинета. Поместите эти аликвоты при -80 ° С для дальнейшего использования. Избегайте дополнительных циклов замораживания-оттаивания, так как это вызывает вирус терять трансдукции эффективность.
  3. Удалить аликвоту AAV от -80 ° C морозильник и место на льду таять.
  4. Подготовьте вирусный раствор для инъекций путем разбавления вируса в ледяную 1x фосфатным буферным солевым раствором (PBS). Начните с десятикратным серийного разведения (10 от 10 до 10 8 вирусных частиц / полушария) для начальной оптимизации шаблона трансдукции.
  5. Добавить 20x трипановым синим в AAV растворе до конечной концентрации 0,05%.
  1. Нанесите небольшое алюминиевая пластина на льду, чтобы охладиться. Поместите сухой задачей стереть в верхней части пластины для защиты кожи щенка от холодного металла. Это служит плоской холодной поверхности для анестезии и инъекционных щенков.
  2. Подготовьте потепления площадку, подходящую для поддержания новорожденных мышей тепло до и после инъекции.
  3. После того, как новорожденные щенки начали медсестра, удалить примерно половина из них из клетки и оставить вторую половину со своей матерью. Поместите собранные щенков на потепление площадку в ожидании инъекции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если биологическая мать не заботится о щенков, удалить весь мусор из клетки сразу и поместите щенков на потепления площадку в ожидании инъекции. Такая ситуация может возникнуть с первого помета, рожденного C57BL / 6 самок или с другими инбредных линий, которые имеют плохие характеристики размножения. В этой ситуации, молочные пятна не будут видны на новорожденных щенков.
  4. Трансфер одного щенка от потепления площадку на холодную металлическую пластину, чтобы вызвать гипотермию анестезии. Подождите 2-3 минуты для щенка, чтобы стать полностью под наркозом. Подтвердите анестезии очень нежно сжимает лапу и монитор для отсутствия движения или дыхания.

5 Инъекция AAV в новорожденных мышей

  1. Бесплатный рук внутричерепное введение AAV в неонатальном мышей:
    1. Нагрузка 5 мкл разбавленной AAV с 0,05% трипанового синего в шприц для инъекций.
    2. Аккуратно протрите головку анестезированной щенка ватным тампоном, смоченным в 70% этанола.
    3. Определить инъекции сайты на 2/5 расстояния от лямбда шва для каждого глаза. Альтернативный участок инъекции находится примерно в 0,8-1 мм латерально от сагиттального шва, на полпути между лямбда и брегмы. Эти ориентиры видны через кожу при P0.
    4. Отметить место инъекции нетоксичного лабораторного пера.
    5. Держите шприц со шкалой видимой для Мониторинг объем раствора обойтись.
    6. Убедитесь, что палец может достичь вершины поршня. Затем снимите палец с поршнем, а также позиционирование иглы, чтобы избежать случайного дозирования вирус.
    7. Найдите удобное положение, чтобы окружить руку для инъекций, поставив локоть на скамейке и, опираясь на руку на ведре со льдом.
    8. Положите щенка на бок с его головы прямо под шприц. Поверните голову щенка так, чтобы его маркированная место инъекции вверх, и мягко, но твердо удержать эту позицию с открытой ладонью.
    9. Удерживая шприц перпендикулярно к поверхности черепа и вставить иглу в отмеченных месте инъекции на глубину примерно 3 мм. Введите иглу до тех пор, сопротивление незначительно уменьшается, указывая, что игла проникла в боковой желудочек. Если ссылка необходима, отмечают 3 мм от кончика иглы с нетоксичным производителя. Отрегулируйте глубину впрыска для размера щенка и деформации на основе красителя тargeting желудочков.
    10. Удерживая шприц жестко таким образом, что поршень может быть подавлен без перемещения иглы дальше в головном мозге. Если инъекция смещается в таламус, вирусное распространение будет сильно ограничен.
    11. Начните медленно инъекционных вирус во время мониторинга распределенного объема из шприца. Администрирование максимальный объем 2 мкл в каждую желудочка. Если игла находится в правильном положении, краситель будет распространяться для заполнения желудочка.
    12. Медленно извлеките иглу.
    13. Разрешить первый участок инъекции, чтобы закрыть перед инъекцией другом полушарии.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не вводить тот же сайт несколько раз. Повторная вирус игольчатые силы, что уже вводят просачиваться и вызывает травмы или смерть щенка.
    14. Введите контралатеральный желудочек, используя ту же самую процедуру.
  2. Стереотаксическая инъекция AAV в неонатальном мышей:
    1. Нагрузка 5 мкл разбавленного AAV с 0,05% трипанового синего междунаро инъекции шприцем, проведенного стереотаксической манипулятора.
    2. Аккуратно поместите голову щенка между уха баров неонатального кадра. Убедитесь, что голова уровень в Y-оси (спереди назад), проверяя, что грань между лямбда и брегмы параллельно сцене. Убедитесь, что голова уровень в оси Х (из стороны в сторону), проверив, что воображаемая линия между ушами, или линии между глазами, параллельно сцене.
    3. Аккуратно протрите голову под наркозом щенка ватным тампоном, смоченным в 70% этанола.
    4. Используйте стереотаксической манипулятор для позиционирования выше лямбда шприц, а затем обнулить X и Y координаты. Перемещение стереотаксические оружие (X, Y) = (0,8, 1,5) мм для стандартных P0 щенков.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Размер Щенок и стереотаксической координаты могут варьироваться в зависимости от штамма и возраста. Отрегулируйте координаты на основе инъекций красителя, как необходимы для восполнения боковые желудочки.
    5. Медленно опустите иглу в месте инъекции. Поверхность черепа будет индЛОР и затем отпустите раз игла проникла в кожу. Уберите иглу, пока череп не восстанавливает свою нормальную вогнутую форму, но сохранить скос иглы под кожу. Нулевой Z координат в этой точке.
    6. Вставьте иглу до Z = -1,7 мм, а затем убрать в -1,5 мм.
    7. Медленно введите вирус. Каждое полушарие может принять до 2 мкл раствора.
    8. Держите шприц в месте в течение 30-60 сек после завершения инъекции, а затем медленно втяните иглу над 1-2 мин.
    9. Повторите эти действия для контралатерального полушария, используя отрицательные координаты в X-оси для инъекции.
      Примечание: Альтернативные координаты для инъекции (X, Y, Z) = (0,8, 2,0, -1,5) мм и (1,2, 1,0, -1,5) мм. Выполните первую инъекцию в (0,8, 2,0), а затем перейти к (0,8, -2,0), (1.2, 1.0) и, наконец, (1.2, -1.0). Введите 1 мкл раствора на каждом участке, в общей сложности 2 мкл на полушарии. Быстро перемещаться между инъекциями, чтобы завершить процедуру в ЛЕс чем 10 мин.

6 Сообщение впрыском Уход

  1. После завершения инъекции в оба полушария, не размещать щенка обратно на потепление площадку, пока его температура тела и кожи цвета возвращения к нормальной жизни и щенок начинает двигаться.
  2. При использовании биологическую мать, чтобы ухаживать инжектированные новорожденных, вернуться инжектированные щенков к биологической матери после того, как восстановить нормальное движение. Поместите оставшиеся неинъецированных щенков на потепление площадку. Повторите процедуру, пока все мыши не были введены.
  3. При использовании приемных маму кормить инжектированные новорожденных, передать все инъекционные щенков к приемной матери для ухода после восстановления нормального движения.
    1. Удалить все или почти все из щенков, принадлежащих к приемной матери из клетки, чтобы обеспечить успех инжектированных животных.
    2. Если щенки приемной матери и вводили щенки имеют одинаковую глаз и цвет кожи, отмечают щенков от приемной матери с лабораторной перо, чтобы они могут бытьотличается позже.
    3. Поместите щенков приемной матери, и некоторые из их залегания вместе с инжектированных щенков. Убедитесь, что введенные щенки приобретают аромат ее биологического потомства улучшить принятие новых щенков.
    4. Поместите только инъекционные щенков обратно в клетку приемного матери. Cull оставшихся щенков от приемной матери.
  4. Убедитесь, что мать идет к и уход инжектированные щенков в течение 10 мин размещения их в клетку. Если мать не собирает щенков в течение этого времени, передать щенков в другой приемной матери.
  5. Этикетка клетку с биологической карты, чтобы показать, что он содержит вирусно-инъекционные животных. Дом клетка в специально предназначенном месте в течение 72 часов.
  6. После 72 ч карантинного периода, передать матери и щенков (но без постельных принадлежностей или других предметов Кейдж) на чистую клетку. Выполните эту передачу внутри правительственного уровня 2 биологической безопасности, чтобы избежать контакта с любой вирус-загрязненной подстилки. RВозвращенная чистую клетку с инжектированных животных в регулярный объекте мыши.
  7. Поместите грязную клетку в биологической мешок, стерилизовать в автоклаве, а затем вернуться в клетку к вивария.

7 Очистка

  1. Поместите оставшееся вирусов решение при 4 ° С для дальнейшего использования. Вирус сохраняет эффективность трансдукции не менее 2 месяцев при хранении при 4 ° С 8.
  2. Дезинфекцию инъекционную иглу и шприц с 2% хлорной извести с последующим повторных промывок в деионизированной воде.
  3. Очистите рабочую зону с 2% отбеливателя с последующим 70% этанола.
  4. Соберите все одноразовые предметы в том числе наконечников пипеток, трубок, маски и перчатки в пластиковой биологической мешок. Удаление отходов в соответствии с требованиями местного законодательства и институциональной политики (то есть автоклав или сжигать).

8 Подготовьте мозг мышей для визуализации

  1. Разместить вводят мышь в двуокиси углерода эвтаназии камере при 3-4 недели после инъекции. Следуйте институциональные рекомендации по надлежащих процедур эвтаназии. Не заливать животных с параформальдегиде как это утолит этикетку флуоресценции.
  2. Удалить Весь головной мозг черепа и исправить в течение 3-12 ч в 4% параформальдегид в PBS при 4 ° С.
  3. Перенести фиксированную мозг 30% сахарозы для криозащиты. Инкубируют при 4 ° С до тех пор, пока мозг опускается на дно.
  4. Соберите ведро мелко измельченного сухого льда. Вырезать мозг пополам вниз по средней линии. Бери половинки мозга в сухом льду, чтобы заморозить.
  5. Охладите этап микротоме добавлением сухого льда и 100% этанола.
  6. Закрепите мозг на сцену с средней линии вниз с помощью PBS, и позволяют заморозить.
  7. Раздел через мозг на уровне 30-45 толщиной мкм с использованием замерзания скольжения микротом.
  8. Место разделы в 24-луночные планшеты, содержащие растворы антифриза (250 мл глицерина, 300 мл этиленгликоль, 500 мл 0,1 М фосфатного буфера, рН 7,4). Накладки Wiй фольга и хранить при температуре -20 ° C для дальнейшего использования.
  9. Соберите секции из 1-4 скважин и промыть 3 раза в PBS.
  10. Mount разделы Онто микроскопа и покровным. Разрешить слайды высохнуть в темном месте.
  11. Горки изображение, используя соответствующие фильтры для родной YFP или tdTomato проверить шаблон вирус трансдукции.

Representative Results

Успешные интравентрикулярные доходность вирусной инъекции распространенным и надежным нейронов выражения. Здесь мы оценили вирусную трансдукцию с помощью YFP или tdTomato флуоресцентные гены под контролем курица бета промотор актина (ЦБА промоутера). Эти конструкции были упакованы в AAV8 и вводят в боковых желудочков новорожденных (P0) ICR мышей. Высокие титры вируса (10 10 частиц на полушарии) привело к плотной маркировки обонятельной луковице, стриатуме, коре головного мозга, гиппокампе и мозжечке (Рисунок 1А, слева). Маркировка Было также очевидно, в нейронов мозжечка Пуркинье, но явно отсутствует мозжечковых нейронов, которые еще не присутствуют в большом количестве в P0. Инъекция меньшим количеством вирусных частиц (10 +7) привело к редким маркировки и выражения снижение интенсивности (рисунок 1А, справа). Мы обычно используют AAV8 в пределах диапазона концентраций между 10 7 и 10 10 частиц на полушарии, как н простой и надежный способ, чтобы контролировать степень трансгенного мозаицизма, полученного путем инъекции (Фиг.1В). Мы также адаптировать технику, чтобы выразить несколько трансгенов на ко-инъекционных двух или более вирусов. Co-инъекция двух вирусов упакованных в то же серотипа (т.е. как AAV8) смещает результирующий трансдукции к перекрывающихся популяций нейронов, так что многие клетки выразить как трансгены (2А). При более низких концентрациях, паттерны экспрессии стать более независимыми, и процент со-меченых клеток уменьшается (рисунок 2В). Неперекрывающихся выражение также может быть достигнуто путем ко-инъекционных различных серотипов AAV. Co-инъекция AAV1 и AAV8 кодирования различных флуоресцентных журналистам производит в основном независимую структуру двойного мозаицизма (Рисунок 2C).

ig1highres.jpg "ширина =" 600 "/>
Рисунок 1 Титр вируса может быть использована, чтобы контролировать плотность вирусной трансдукции. (А) Широкий спектр трансгена мозаицизма может быть достигнуто путем разбавления вирусный раствор из 10 10 до 10 частиц / 7 полушарии. Типичные изображения сагиттальных срезов показывают два различных шаблона трансдукции основе вирусного титра. Изображения взяты из мышей собранных через 3 недели после инъекции с AAV8-YFP доставить 2,0 х 10 10 (слева) или 5,0 х 10 7 (справа) частицы / полушарие. (B) большее увеличение изображения коры (верхний ряд) и мозжечка ( нижний ряд) показать спектр трансгенной мозаицизма достигнутый последовательным разбавлением AAV8. Трансдукция визуализируется родной флуоресценции YFP. Время экспозиции для целых изображений головного мозга определяли по коре и гиппокампе, который светиться ярче всего, в то время как время экспозиции для увеличенных панелей были скорректированы, чтобы показать образцы в каждом гEgion. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 2
Рисунок 2 Титр и серотип самостоятельно контролировать степень вирусной коэкспрессии. Представитель изображения показывают трансдукции шаблон в коре головного мозга (A, B) и мозжечок (C) 3 недели после вирусной инъекции. (A) со-инъекцию два AAV8 вирусы, содержащие различные флуоресцентные журналистам (tdTomato или YFP) производится обширный трансдукции по всему мозгу. Большинство трансдуцированных клеток, выраженных как трансгены. (B) Co-инъекция тех же вирусов на более низких титрах, произведенных разреженный выражение каждого белка, в котором меньше клетки трансдуцированных обеими вирусов. (C) Co-инъекционныеион AAV упакованы в различных серотипов (AAV8 и AAV1), даже при умеренно высоких титров, произвел в основном неперекрывающийся картину вирусной выражения. Структура каждого флуоресцентного белка была почти идентична его экспрессии при введении один, указывая, что трансдукция одной AAV не зависит от другого. Флуоресценции TdTomato показаны красным, YFP в зеленый. Трансдукция визуализируется родной флуоресценции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Discussion

Мы описали универсальный порядок манипулирования выражение нейронов генов с помощью AAV как транспортное средство для широкого доставки в неонатальном мозге мыши. По сравнению с другими методами нейронов трансгенеза, например, внутриутробное электропорации 1 или стереотаксической инъекции внутричерепного 2,3, новорожденных вирусной инъекции относительно легко и просто. Основная процедура может быть выполнена в течение нескольких минут с только ведре со льдом и микролитров шприца. Оптимальное выживание и трансгенная экспрессия может быть достигнута путем участия в нескольких технических деталей, наиболее важным из которых является качество вирусных акций, сроки и точность впрыска, и послеродовой уход.

Качество вирусного препарата имеет решающее значение для успешного трансдукции. Плохие вирусные препараты значительно уменьшит нейронов инфекционность и производят значительную астроцитов трансдукции, возможно, путем фагоцитоза неинфекционных частиц. Многие университетыесть основные лаборатории на территории, которые специализируются на вирусной упаковки и крупных объектов в Университете Северной Каролины и Университета Пенсильвании предлагаем высокое качество вне-полки реагентов в различных серотипов по сниженной цене. Эти средства также предоставить собственную упаковку для векторов, которые не доступны в предварительно упакованных запасов. После того, как получили в лаборатории, помните, что AAV частицы могут быть стабильными в течение многих лет при температуре -80 ° С, но очень чувствительны к изменению температуры. По этой причине, должны быть аликвоты хранили при -80 ° С и не должны замораживать После оттаивания.

Для максимальной эффективности трансдукции, очень важно, чтобы ввести вирус как можно скорее после щенков поставляются. На основе наших исследований с AAV8 и тех наших сотрудников, задерживая инъекции не только уменьшает распространение вируса от желудочка, но и смещают трансдукции от нейронов к астроцитов 6,7. Поэтому мы рекомендуем injectiнг в день рождения для оптимального нейронов выражения. В этом возрасте - до спинномозговой барьер жидкости мозга созрел 9 - вирусные частицы впрыскивается в боковой желудочек будет диффундировать всей желудочковой системы, а затем следить за потоком спинномозговой жидкости в мозг 4. Следовательно, точном определении бокового желудочка имеет решающее значение для максимального распространение вируса. Точная ориентация также сводит к минимуму повреждение тканей от быстрой инъекции относительно большого объема жидкости. Поэтому мы настоятельно рекомендуем повторное практику пока ориентации боковые желудочки не станет надежным и воспроизводимым. Обратите внимание, что координаты, представленные в этом протоколе подходят для общих P0 щенков и должны быть скорректированы для деформации и возраста экспериментальных щенков. Изначально, инъекции следует проводить с растворах красителей, таких как трипанового синего или тушью, так таргетинг и распространение могут быть визуализированы сразу уборки мозг после инъекции. Яе боковые желудочки были успешно направлены, краситель будет распространяться по всему желудочков камер и быть видимым всем пути от обонятельной луковицы к мозжечка. Стереотаксической устройство рекомендуется, если желудочки не может быть надежно мишенью инъекции свободной рукой.

Если инъекции выполняются правильно, доля мышей проиграл инъекции будет незначительным. Вместо этого, выживаемость после инъекции, наиболее пострадавших от материнской заботы. Начните с здоровых животных. Здоровья матери указывается ее поведением и ее пальто. Она должна быть ухоженной и чистой. Размер помета может также быть признаком благополучия. Здоровые молодые женщины должны производить пометы 6 - 8 щенков для C57BL / 6, или 10 - 16 щенков для МЦР. Здоровые щенки должны быть розовыми и волнистые. Если щенки не выглядят хорошо, либо не имеют молока пятно на брюхе, они должны быть немедленно переданы новому приемной женщины. Мы рекомендуем ICR или FVB для укрепления, потому чтоони производят достаточно молока и с готовностью принимают новые щенков в их помете. Крайне важно, чтобы сбои в матери минимизированы до и после инъекции, как стресс может привести к ее отклонить или пожирать детенышей. Уменьшить стресс, ограничивая шум, свет и другие нарушения и держать клетку в тихом месте. Откройте клетку как можно меньше при проверке новорожденных щенков и в течение первых нескольких дней после инъекции, хотя важно следить внимательность матери к щенков, как только они будут заменены. Мать должна отображать врожденные модели поведения, такие как группировки щенков в одном месте и, сидя на вершине кучи потомства. Если мать не сразу реагируют, когда щенки возвращали в клетку, попробуйте еще раз перемешать щенков с грязной подстилки и раскроя материала из клетки убедиться, что они приобрели ее запах. Проверьте еще раз, в тот же день, что щенки еще есть молочные пятна на брюхе. Если это возможно, сделать это, глядя в клетку отпод, а не открывая клетку сверху. Первые дни являются наиболее важными для выживания, но и когда женщина будет наиболее чувствительным к нарушению.

Когда все сделано аккуратно, внутрижелудочковое инъекции AAV обеспечивает быстрый и легкий способ манипулирования нейронов экспрессию генов в естественных условиях без затрат и времени традиционной зародышевой линии трансгенеза. Уроженец мозаицизм вирусной трансдукции могут быть использованы для контроля плотности выражения, что делает его идеальным подход для экспериментов, чтобы отделить последствия клеток-внутренняя и клеточно-внешняя трансгенеза. Кроме того, два вируса могут быть совместно вводили делает возможным выразить нескольких белков в любом перекрывающихся или различных нейрональных популяций. Эти манипуляции подчеркнуть гибкость подхода, но мы считаем, мы только поцарапали поверхность его потенциал. Растущая доступность вне-шельфа реагентов будет легче развивать вирусной впрыска Fили новые экспериментальные потребности, в то время как появление гибридных серотипов с различных тропизмов может расширению сотовой репертуар, который может быть целевой 10,11.

Disclosures

Авторы заявляют, что они не имеют конкурирующие финансовые интересы.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
ICR outbred mice Harlan Hsd:ICR (CD-1) This strain is also known as CD-1
FVB inbred mice The Jackson Laboratory 1800 5-6 weeks of age
Nestlets Lab Supply NESTLETS
Shepherd shacks Lab Supply SS-mouse
High fat rodent chow Purina Mills PicoLab Mouse diet 20, #5058 This is our standard breeder chow
High fat rodent chow (alternative) Harlan Laboratories Teklad Global 19% protein rodent diet #2019S If low phytoestrogen, autoclavable diet is needed
Injection syringe Hamilton 7653-01 10 ml syringe
Injection needles Hamilton 7803-04, RN 6PK PT4, 0.375" 32 G, for standard P0 injections
Metal plate for cryoanesthesia McMaster Carr 8975K439 Raw aluminum plate, 6” x 12”, 0.25” thick, will need to be cut into 3 equal pieces and edges sanded by local machine shop
Small animal stereotaxic device with digital readout David Kopf Instruments Model 940
Universal syringe holder with needle support foot David Kopf Instruments Model 1772-F1
Neonatal frame Stoelting 51625 Officially called a mouse and neonatal rat adaptor
Biohazard disposal bags with sterile indicator VWR 14220-030 Important! – Check with local veterinary and environmental safety staff to learn your institute’s protocol for biohazard waste disposal

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. De Vry, J., et al. In vivo electroporation of the central nervous system: a non-viral approach for targeted gene delivery. Progress in neurobiology. 92, 227-244 (2010).
  2. Sun, B., Gan, L. Manipulation of gene expression in the central nervous system with lentiviral vectors. Methods Mol Biol. 670, 155-168 (2011).
  3. Puntel, M., et al. Gene transfer into rat brain using adenoviral vectors. Curr Protoc Neurosci. 4, (2010).
  4. Passini, M. A., Wolfe, J. H. Widespread gene delivery and structure-specific patterns of expression in the brain after intraventricular injections of neonatal mice with an adeno-associated virus vector. J Virol. 75, 12382-12392 (2001).
  5. Passini, M. A., et al. Intraventricular brain injection of adeno-associated virus type 1 (AAV1) in neonatal mice results in complementary patterns of neuronal transduction to AAV2 and total long-term correction of storage lesions in the brains of beta-glucuronidase-deficient mice. J Virol. 77, 7034-7040 (2003).
  6. Kim, J. Y., et al. Viral transduction of the neonatal brain delivers controllable genetic mosaicism for visualising and manipulating neuronal circuits in vivo. Eur J Neurosci. 37, 1203-1220 (2013).
  7. Chakrabarty, P., et al. Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain. PloS one. 8, (2013).
  8. Croyle, M. A., Cheng, X., Wilson, J. M. Development of formulations that enhance physical stability of viral vectors for gene therapy. Gene therapy. 8, 1281-1290 (2001).
  9. Bauer, H. C., Bauer, H. Neural induction of the blood-brain barrier: still an enigma. Cellular and molecular neurobiology. 20, 13-28 (2000).
  10. Cearley, C. N., et al. Expanded repertoire of AAV vector serotypes mediate unique patterns of transduction in mouse brain. Molecular therapy : the journal of the American Society of Gene Therapy. 16, 1710-1718 (2008).
  11. Grimm, D., et al. In vitro and in vivo gene therapy vector evolution via multispecies interbreeding and retargeting of adeno-associated viruses. J Virol. 82, 5887-5911 (2008).
Интрацеребровентрикулярное Вирусный Инъекция по неонатологии мозга мыши для устойчив и распространен нейронов трансдукции
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction. J. Vis. Exp. (91), e51863, doi:10.3791/51863 (2014).More

Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction. J. Vis. Exp. (91), e51863, doi:10.3791/51863 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter