Abstract
Het succes van een klein diermodel voor kritieke ziekte bestuderen is deels afhankelijk van het vermogen van het model om de menselijke conditie te simuleren. Intratracheale inoculatie van een bekende hoeveelheid bacteriën is met succes gebruikt om de pathogenese van longontsteking die vervolgens ontwikkelt tot sepsis reproduceren. Monitoring hemodynamische parameters en het verstrekken van standaard klinische behandeling, met inbegrip infuus van antibiotica, vloeistoffen en medicijnen om de bloeddruk te behouden is cruciaal voor routinematige ondersteunende zorg te simuleren in dit model, maar om dat te doen vereist zowel arteriële en veneuze vaattoegang. De video beschrijft de chirurgische techniek voor het implanteren van de halsslagader en de gemeenschappelijke halsader katheters in een verdoofde rat. Na een 72 uur herstelperiode, de dieren opnieuw verdoofd en verbonden met een ketting en draaibare opstelling aan het knaagdier behuizing die de geïmplanteerde katheters verbindt met de hemodynamische bewakingssysteem. Deze opzet maakt het vrije verkeer van derat tijdens de studie onder voortdurend toezicht druk, het inbrengen van vloeistoffen en medicijnen (antibiotica, vasopressors) en het uitvoeren van het nemen van bloedmonsters.
Introduction
Arteriële en veneuze catheterisatie van ratten lang gebruikt in laboratoriumonderzoek. 1, 2 catheterisatie kan worden gebruikt voor het bewaken van hemodynamische parameters zoals systolische, diastolische en gemiddelde arteriële druk (MAP), hartslag (HR) en centrale veneuze druk (CVP) . 3,4 Bovendien zijn deze catheters kan de infusie van standaardbehandelingen potentiële therapieën en bloedafname om het onderliggende mechanisme van een ziekte of behandeling verder te analyseren. Daarom, met toegang tot de bloedbaan in een klein diermodel is van cruciaal belang voor het bestuderen van de klinische prestaties maatregelen en de effecten van de behandeling.
De onderliggende oorzaken van kritieke ziekte bestuderen, is het belangrijk om een model om de menselijke conditie simuleren eerst ontwikkelen. Intratracheale inoculatie van een bekende hoeveelheid bacteriën is met succes gebruikt om de pathogenese van longontsteking, ernstige longinfectie die vervolgens ontwikkelt tot sepsis reproduceren.3, 5 Monitoring hemodynamische maatregelen en verstrekken van standaard klinische behandeling is cruciaal voor routinematige ondersteunende zorg te simuleren. Standaard klinische behandeling omvat toediening van antibiotica, die helpt bij het opruimen van de onderliggende infectie en de toediening van vloeistoffen en vasopressoren, twee therapieën tewerkgesteld in septische patiënten om de bloeddruk te behouden. 5-7 Vasculaire toegang, in het bijzonder de implantatie van octrooi-katheters is vooral belangrijk wanneer we bestuderen experimentele therapieën voor sepsis.
Gedurende vele jaren, de mogelijkheid om standaard klinische behandeling toedienen aan knaagdieren werd beperkt door de beschikbaarheid van de materialen met de benodigde eigenschappen voor het construeren implanteerbare katheters en het vermogen van de infusie technologie om kleine hoeveelheden nauwkeurig de tijd te leveren. Bovendien, de mogelijkheid om een infusie activeren in reactie op de continue monitoring van een specifiek hemodynamische toestaat dat er een consistente en reproduceerbare standard behandeling model bij het gebruik van grotere steekproefomvang typisch voor knaagdieren studies. 8, 9 Deze technologische beperkingen in materialen en precisie hardware zijn overwonnen, maar tegelijkertijd bieden routine therapieën, terwijl de controle hemodynamische parameters, moeten beide arteriële en veneuze vaattoegang beschikbaar zijn.
De video beschrijft de chirurgische techniek voor het implanteren van de halsslagader en de gemeenschappelijke halsader katheters in een verdoofde rat. Na een 72 uur herstelperiode, de dieren opnieuw verdoofd en verbonden met een ketting en draaibare opstelling aan het knaagdier behuizing gebruikt om de geïmplanteerde katheters aansluiten op de hemodynamische bewakingssysteem. Tijdens de studie, het systeem maakt een fluïdum infusie basis van hetzij het leveren van een bepaald volume met een bepaalde infusiesnelheid of een geautomatiseerd systeem dat een infusiesnelheid afhankelijk van de gemiddelde arteriële druk gedetecteerd op een gegeven drukbereik te handhaven levert. Het fluïdum infusiesysteemmaakt gebruik van programmeerbare spuitpompen die interface met digitale uitgangen van de data-acquisitie systeem en worden gecontroleerd door de software bewaken van de MAP. De ketting en de draaibare opstelling kunt vrij verkeer van de rat tijdens de studie, terwijl het toezicht op de druk, het inbrengen van vloeistoffen en vasopressoren, en het uitvoeren van bloedafname zonder de dieren te manipuleren. Gelijktijdige bewaking van maximaal 12 geïnstrumenteerde dieren 2 katheters elk (in onze setup) met de hardware uitbreidbaar controle 24 geïnstrumenteerd dieren zorgt voor een grote flexibiliteit voor het bestuderen van meerdere gelaagde groepen in elk experiment.
Dit katheterisatieprocedure kan gunstig zijn voor onderzoeksfaciliteiten die vergelijkbaar knaagdier modellen waarvoor vasculaire toegang voor de bewaking, bemonstering en behandeling voor maximaal 11 dagen gebruiken. Als de onderzoeksfaciliteit overweegt deze procedure heeft ervaring met knaagdieren en een goede ondersteuningsstructuur voor het behoud van deze dieren dan developing deze vaardigheden kan een aanzienlijke kostenbesparing te voorzien, waardoor de totale kosten per gecatheteriseerd rat uit meer dan $ 180 tot minder dan $ 50 (inclusief naïef rat, katheter componenten en technische kosten) en het verhogen van het plannen van flexibiliteit (naïeve ratten zijn direct beschikbaar vs. bedrijf leveringsschema geïmplanteerde ratten). Het succes van deze procedure is afhankelijk van de vaardigheden van de persoon van de catheterizations. De training dieren moeten bedreven in deze procedure worden varieerde van 20 tot 40 ratten met een resulterende katheter doorgankelijkheid van> 90%.
Protocol
De hieronder beschreven procedures werden uitgevoerd als onderdeel van een protocol door de Animal Care en gebruik Comite van de Clinical Center goedgekeurd bij de National Institutes of Health.
1. Voorbereiding voor Heelkunde
- Gas steriliseren katheters en instrumenten.
2. Bereid de katheters
- Spoel de katheters met gehepariniseerde glycerol (250 IE heparine / 1 ml glycerol) om doorgankelijkheid waarborgen en lekkage te voorkomen. Steek uiteinde van de katheter met een metalen stop (20 bis 15 mm) gehepariniseerde glycerol behouden.
3. Bereid Aseptic Workstation
- Gebruik alcohol 70% op het werkstation en instrument trays spuiten. Gebruik een steriel laken aan de operatietafel en instrumententrays en plaats instrumenten op de lade te dekken.
4. Bereid Ratten voor Heelkunde
- Plaats rat individueel in een Lucite kamer en bloot te stellen aan een verdoving; isofluraan (3-5%) mixed met zuurstof tot onbewuste. Verwijder rat uit de kamer en de vacht te scheren uit voorste en achterste delen van de nek. Breng smeermiddel zalf voor de ogen.
5. Catheter Implantatie
- Plaats verdoofde rat (bevestigd door teen knijpen) op een verwarmde chirurgische tafel in de ventrale positie; plaatst haar neus in de neuskegel naar anesthesie met spontane ademhaling te behouden (isofluraan; 3,5%). Zachtjes schrobben het chirurgische gebied 3 keer afwisselend gebruik van Betadine en 70% alcohol. Maak een 0,5 cm middellijn incisie in de huid tussen de schouderbladen met behulp van een chirurgische schaar.
- Herpositioneren rat in de dorsale positie; zachtjes weerhouden de benen aan elke kant van de tafel met behulp van elastiekjes; anesthesie te onderhouden. Plaats twee opgerolde steriel 4x4 gaas onder hals iets hyperextensie betere blootstelling. Voeg een 2 cm ventrale cervicale incisie recht van de middenlijn van de nek ter hoogte van het sleutelbeen met een scalpel.
6. RechtHalsader Catheterisatie
- Met behulp van een hemostat, botweg ontleden het recht halsader, scheiden de speekselklieren en lymfeweefsel te visualiseren en te isoleren een sectie 5 mm van het schip. Met behulp van een 4-0 zijden hechtdraad, plaats een losse band op zowel craniale en caudale uiteinden van het vaartuig naar de blootstelling van het schip te maximaliseren. Het gebruik van een microchirurgische schaar een insnijding groot genoeg om de katheter passeren, overeenkomstig het vat tussen de twee ligaturen en bind de craniale ligatuur rond het schip.
- Steek de veneuze katheter in het vat naar het hart met de hulp van de micro ontleden haak en tang en vooraf de katheter totdat alle segmenten PU 3F is in het vat. Gebruik de ligaturen aan de craniale en caudale uiteinden aan de katheter te bevestigen aan het vat.
7. De linker halsslagader Catheterization
- Met behulp van een hemostat, botweg ontleden de Musculus omohyoidicus lengterichting aan de linker halsslagader bloot en isolate 5mm gedeelte van het vat. Zorg ervoor dat de nervus vagus (wit van kleur) is volledig gescheiden van de slagader. Zorg dat u niet versnipperen of breken de zenuw.
- Met behulp van een 4-0 zijden hechtdraad, plaats een losse stropdas op het caudale einde van het vat, afhechten het craniale einde van het vat en plaats een bulldog klem caudaal boven de hechtdraad om de bloedstroom na de incisie te stoppen. Het gebruik van een microchirurgische schaar, een insnijding, groot genoeg om de katheter passeren, overeenkomstig het vat tussen de twee ligaturen. Plaats de arteriële katheter naar het hart met de hulp van de micro ontleden haak en tang.
- Gebruik glad naaldhouder zonder slot om het gedeelte van de katheter in het vat goed vasthouden voordat u de bulldog klem. Advance de katheter met een pincet terwijl naaldhouder los langzaam totdat de PU 2F segment van de katheter in het vat. Bind de losse caudale ligatuur rond de katheter en schip te beveiligen, maar niet zo tight over afsluiten, de katheter.
8. Met behulp van een Straight Hemostat, Tunnel een 5 cm Tube terug subcutaan achter het oor en door de incisie tussen de schouderbladen. Exterioriseren de katheters door de buis en verwijder de Tube.
9. Sluit de ventrale incisie met drie RVS Wound Clips, en de dorsale incisie met 4-0 zijde hechtingen aan de exteriorized Katheters plaats vast te zetten.
10. Postoperatieve Monitor en Zorg
- Na catheterisatie, beëindigen van de anesthesie en de rat in laterale decubitus positie te herstellen in een kooi met cellulose beddengoed. Observeer de ratten 2 uur intervallen gedurende ten minste 4 uur of totdat geen tekenen van pijn en vervolgens eenmaal daags. Geef Ketoprofen [5 mg / kg, subcutaan (SQ)] onmiddellijk procedure iedere 12 uur posten als de rat tekenen van pijn of ongemak. In onze ervaring, zijn er geen ratten extra pijnstilling voor pijn na de Initia vereistl injectie. Kenmerken waargenomen die overweging zou uitlokken voor extra doses van analgesie omvatten, maar niet beperkt tot; abnormale houding; stijging / daling van de ademhalingsfrequentie, unthrifty / ungroomed, infectie / ontsteking van de incisie site, oogafscheiding, piloerectie ("spiked vacht"), vermindering van de activiteit in reactie op hoorbare of tactiele stimuli.
OPMERKING: Ratten teruggewonnen voor 72 uur dat> 10 g van pre-catheterisatie gewichtstoename zal worden opgenomen in het onderzoek.
11. Aansluiting op hemodynamische System
- Na herstel, inschrijven gezonde ratten (gewichtstoename> 10g) in de studie. Plaats ratten in Lucite kamer en verdoven zoals eerder beschreven.
- Plaats steriel laken op chirurgische tafel met steriele vaatklem, micro tang, 1 ml spuiten met stompe naald.
OPMERKING: De uiteinden van de hemostaat moet worden bedekt met rubber om beschadiging van de katheter te voorkomen. Plaats verdoofde rat op een chirurgischetafel in de ventrale positie en plaats neus in de neuskegel op anesthesie (3-5%) met spontane ademhaling te behouden. - Clamp arteriële en veneuze katheters met een paar rubber bedekte hemostats net onder de metalen plug pinnen. Gebruik een tang om de metalen pen verwijderen aan het einde van de katheter en bevestig een 1 ml injectiespuit gevuld met heparine zoutoplossing met een stompe naald. Op zijn beurt, verwijder de hemostats en trekken 0,1 ml om ervoor te zorgen de katheters zijn octrooi.
- Opnieuw klem de katheters, verwijder de naald en bevestig daartoe een langere katheter (vooraf gespoeld met heparine zoutoplossing) die is aangesloten op een draaibare en gebonden bovenop de kooi schoenendoos. Sluit deze katheters aan de transducers voor data-acquisitie en opnemen, sampling, of infusie.
OPMERKING: Alle katheters zijn beveiligd met opgerolde veer leidingen lang genoeg zijn om volledige waaier van beweging van een dier toestaan in hun kooi. - Volgende katheter verbinding, te beëindigen anesthesie enherstellen de dieren in de sternale positie in een kooi met cellulose beddengoed. Om arteriële katheter doorgankelijkheid te behouden, handmatig lijnen met 0,05 ml heparine zoutoplossing (50 IU / ml) per 1 uur gedurende 24 uur die samenvallen met de periodieke evaluatie van de dieren te spoelen.
12. Blood Sampling, Pressure Monitoring and Drug Administration
- Hechten lege injectiespuit op kraan aangesloten op catheter arteriële en trekken 0,6 ml inline flush. Hechten monster spuit, neem monster, en de terugkeer van de 0,6 ml inline flush, gevolgd door 0,7 ml gehepariniseerde zoutoplossing spoelen.
- Met data-acquisitie hardware en software voor het meten en registreren MAP en hartslag.
- Sluit de automatische geneesmiddelafgiftesysteem (AIDS) bij de veneuze catheter.
OPMERKING: ADDS past de snelheid van bloeddrukverhogende infusie (hoog, laag of 0 dosis) op basis van de gedetecteerde te onderhouden druk binnen de normale fysiologische bereik MAP.
Representative Results
Veranderingen in vasculaire druk worden via de met vloeistof gevulde catheters (figuur 1) en omgezet in elektrische signalen vertegenwoordigd door de hemodynamische golfvormen (figuren 2, 3). Zonder toegang tot de bloedbaan, kon deze maatregelen niet worden gemaakt. Real-time streaming van de golfvormen maakt detectie en analyse van veranderingen op beat basis slaan (figuur 2). Het comprimeren van de tijdschaal van de golfvormen maakt voor het kwantificeren van veranderingen die zich voordoen over een langere duur (minuten tot dagen) (Figuur 3, bovenste 4 golfvormen) die kan worden gecorreleerd met veranderingen in de bloeddrukverhogende infuussnelheden (Figuur 3, lagere 4 golfvormen).
Figuur 1. Catheter Design: Details van de componenten van de arteriële en veneuze katheters PU, polyurethaan;. PE, polyethyleen (segment lengte) Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 2. Real-time MAP golfvormen van 4 typische knaagdieren 7 dagen na de catheterisatie meer dan 7 sec. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 3.-Time gecomprimeerd MAP golfvormen van 4 typische knaagdieren (bovenste 4 golfvormen) 7 dagen na de catheterisatie meer dan 1 uur. Wanneer de kaart wordt gemiddeld (onderste 4 golfvormen), wordt die waarde gebruikt om de trekker aids hoog (<90 mmHg) , lage (<100 mmHg) of te stoppen (> 110) stroom reactie van de infuuspomp. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Discussion
Het onderzoeken van therapeutische benaderingen van een klinisch model van ziekte vereist de mogelijkheid om exact uit, hemodynamische monitoring, waardoor vasculaire toegang vereisen. In ons model van sepsis, arteriële catheterisatie biedt systemische druk monitoring en veneuze catheterisatie zorgt voor de toepassing van de standaard klinische therapie. Standaardtherapie voor sepsis omvat de infusie van antibiotica om bacteriële infectie en de infusie van vloeistoffen en vasopressoren behandelen arteriële druk binnen het gewenste bereik te houden. Beide katheters worden gebruikt voor het nemen van bloedmonsters. In dit ontwerp, de toepassing van programmeerbare infuuspompen die automatisch in werking van het bloeddrukverhogende infusiesnelheid op basis van real-time gemiddelde arteriële druk is een vooruitgang ten opzichte van de klinische setting die manuele titratie door de medische staf en in de pre-klinische setting maakt het vereist Gebruik van deze behandelingsmodaliteit mogelijk bestuderen grote aantallen dieren.
. e_content "> Sommige complicaties waren vroeg ervaren in de ontwikkeling van het model Deze omvatten gedeeltelijke afsluiting van zowel arteriële en veneuze katheters ver aandraaien, banden op PU2 en PU3 componenten (1-2%), onjuiste plaatsing van jugularis katheter in een kleine tak, (<1%); onverklaarde plotselinge dood na herstel (geen pulmonale trombus of andere orgaanschade evident), (1-2%) opgelost door het houden van isofluraan concentratie 2-3,5% met O 2 debiet van 2 l / min . Andere veel voorkomende chirurgische complicaties van bloeding, lokale infectie en zelf toegebrachte schade werden niet waargenomen. Zodra chirurgische vaardigheid is bereikt, elke procedure moet in staat zijn in niet meer dan 15 min te worden ingevuld. De mate van succes gemeten als een gezond herstel en octrooi katheters, kan worden verwacht dat meer dan 90% één keer volledig opgeleid. Een extra dier wordt opgenomen in elk onderzoek naar het verlies van gegevens en het totale aantal dieren dat nodig is en goed voor een mislukte katheter die kan worden minimaliseren "inalleen fusion "of sterfte als gevolg van complicaties.De meest kritische stap in deze procedure het ontwerp en de plaatsing van de katheters. De materialen moeten zacht zijn bij de top wordt de vaatwand doorboren zonder plooien te gemakkelijk. Het lichaam van de katheter worden stijver (dan de tip) kunnen vooraf in het vat voldoende en worden vastgezet. Figuur 1 toont de 3 diameters van buizen die zijn verbonden voor de arteriële katheter en 2 verschillende diameter buis verbonden de veneuze katheters. Deze componenten worden geschoven in elkaar katheter diameter verminderen in een punt en worden verlijmd met ankers toegevoegd aan de plaatsing van de katheter in het vat of het hart gehandhaafd blijft.
Eenmaal teruggewonnen en verbonden met de draaibare en ketting, moeten de MAP en CVP golfvormen vergelijkbaar met de gegevens weergegeven in figuur 2 weergegeven. Arteriële catheter patenc handhaveny tijdens de controle, moet een uurtarief heparine zoutoplossing spoelen (0,05 ml) worden uitgevoerd. Continue infusie handhaaft de veneuze katheter doorgankelijkheid. Tijdens line verbinding en flush, moet veel aandacht worden besteed om te verzekeren dat er geen luchtbellen in de lijn. Een luchtbel van ≥0.1ml kan leiden tot een embolie in de longen, hersenen of andere organen. Hemodynamische golfvormen worden opgenomen en in de loop van de studie geanalyseerd. Bij het comprimeren van tijd in de x-as, Figuur 3 toont de veranderingen in MAP en CVP de loop van 1 uur en de veranderingen in snelheid en kracht van bloeddrukverhogende infusie.
De werkwijze heeft een aantal mogelijke beperkingen. In onze studies, de katheters blijven patent tot 11 dagen. Het is niet bekend hoe lang de katheters patent na deze periode blijft. De katheters passen beschreven, er een minimum vasculaire omvang, die ruwweg correleert met knaagdier gewicht, waarbij dieren die aan dit onderzoek groter zijn dan200 g. Het gebruik van een kleinere katheter diameter leidt tot toenemende weerstanden tegen het stroming reducerende doorgankelijkheid. Het bereiken van de centrale veneuze druk maatregelen vereist een nauwkeurige plaatsing van de katheter in het atrium voldoende rekening te houden voor de omvang en de groei tijdens de studie periode en kan een uitdaging zijn.
Eenmaal onder de knie, arteriële en vasculaire katheterisatie kan de basis vormen voor een breed scala van diermodellen die hemodynamische monitoring, bloedafname, en infusie van vloeistoffen of therapieën, terwijl het minimaliseren van eventuele pijn en angst tijdens de instrumentatie of het hanteren van een keer hersteld bieden. In feite, in samenhang met een eerdere publicatie JOVE 10 beschrijft catheterisatie van de femorale ader, hebben we met succes uitgevoerd dit model met 3 geïmplanteerde katheters.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Straight micro dissecting forceps | Roboz | RS-8102 | surgical instrument |
| Delicate straight hemostatic forceps | Roboz | RS-7114 | surgical instrument |
| Delicate curved hemostatic forceps | Miltex | 7-4 | surgical instrument |
| Serrefine curved, very delicate micro clamp | Roboz | RS-5471 | surgical instrument |
| Micro dissecting hook | Miltex | 19-220 | surgical instrument |
| Angled on edge micro dissecting spring scissor | Roboz | RS-5618 | surgical instrument |
| Light operating scissor | Roboz | RS-6750 | surgical instrument |
| Scalpel handle and blade (#10) | Cincinnati Surgical | RS-9843 | surgical instrument |
| Pack of 4-0 silk suture with curved needle | Ethicon | FS-2 | surgical instrument |
| Straight micro suturing needle holder | Roboz | RS-6410 | surgical instrument |
| Wound clip | Stoelting | 59027 | surgical instrument |
| Sterile gauze 2"x2" | Dynarex | 3362 | consumable |
| Gauze 4"x4" | Covidien | 2556 | consumable |
| Anesthesia vaporizer | Surgivet | V703001 | equipment |
| Lucite box | Custom | equipment | |
| Isoflurane | Baxter | equipment | |
| Downdraft Table | Airscience | equipment | |
| Table top surgical platform | Custom | equipment | |
| Arterial Catheter | Custom - Scientific Commodities Inc. | consumable | |
| Venous Catheter | Custom - Scientific Commodities Inc. | consumable | |
| Data acquisition system | ADInstruments | Powerlab 16/30 | equipment |
| Data analysis software | ADInstruments | LabChart v7.3 | equipment |
| Programmable infusion pumps | Harvard Apparatus | PHD Ultra | equipment |
References
- Buckingham, R. E. Indwelling catheters for direct recording of arterial blood pressure and intravenous injection of drugs in the conscious rat. J Pharm. Pharmacol. 28 (5), 459-461 (1976).
- Buckle, J. W., Nathaniels, P. W. Proceedings: A dual catheter system for the simultaneous infusion and sampling of the vascular system of the unrestrained rat. J. Physiol. 242 (2), 55P-56P (1974).
- Solomon, S. B., et al. Effective dosing of lipid A analogue E5564 in rats depends on the timing of treatment and the route of Escherichia coli infection. J. Infect. Dis. 193 (5), 634-644 (2006).
- Cui, X., et al. Bacillus anthracis cell wall produces injurious inflammation but paradoxically decreases the lethality of anthrax lethal toxin in a rat model. Intensive Care Med. 36 (1), 148-156 (2010).
- Quezado, Z. M., Natanson, C. Systemic hemodynamic abnormalities and vasopressor therapy in sepsis and septic shock. Am. J. Kidney Dis. 20 (3), 214-222 (1992).
- Perdue, P. W., Kazarian, K. K., Nevola, J., Law, W. R., Williams, T. The use of local and systemic antibiotics in rat fecal peritonitis. J. Surg. Res. 57 (3), 360-365 (1994).
- Qiu, P., et al. The individual survival benefits of tumor necrosis factor soluble receptor and fluid administration are not additive in a rat sepsis model. Intensive Care Med. 37 (10), 1688-1695 (2011).
- Cui, X., et al. Severity of sepsis alters the effects of superoxide anion inhibition in a rat sepsis model. J. Appl. Physiol. 97 (4), 1349-1357 (2004).
- Karzai, W., et al. Protection with antibody to tumor necrosis factor differs with similarly lethal Escherichia coli versus Staphylococcus aureus pneumonia in rats. Anesthesiology. 99 (1), 81-89 (2003).
- Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements. J. Vis. Exp. (59), e3496 (2012).
