Introduction
Mänskliga enter virus replikerar inom mag-tarmkanalen och sprids genom avföring-oralt. Dessa virus är ofta hittas i avloppsvattnet i höga koncentrationer 1-3. De kan finnas kvar i avloppsvatten 4,5, och i ytan 6,7, jord 8-10, och behandlas druckit 11 vatten. När den är närvarande, är koncentrationen av virus i miljö vatten i USA typiskt för låg för direkt mätning 12,13. Detta kräver att virus koncentreras från stora volymer vatten. Under Insamling Rule (ICR) övervakning utförd av US Environmental Protection Agency (USEPA) 14, viruskoncentrationer av positiva prov i källvattnet stora allmännyttiga rikstäckande varierade ,009-19,7 mest sann antal infektiösa enheter (MPN) / L. Median och medelkoncentrationer av positiva prov var 0,03 och 0,17 MPN / L för käll vatten från flytande bäckar, 0,01till 0,07 MPN / L för de från sjöar och reservoarer, och 0,04-0,74 MPN / L för dem som använder grundvatten 11 (data från ICR Aux1 18 månaders tillgång databas daterat 2000/04/25). Virus koncentrationer av positiva prov från en USEPA studie av nationella grundvatten varierade från 0,009 till 2,12 infektiösa enheter / L med median och medelkoncentrationer av 0.13 och 0.29 infektiösa enheter / L 8. Koncentrationen av virus i positiva grundvattenprov var högre än de i flytande bäckar. De flesta av de anläggningar som använder grundvatten i dessa studier erhållits vatten från akvifärer belägna i Karst regioner. Dessa, tillsammans med de som finns i kalksten och kristallin (brutna berggrunden) inställningar är sannolikt har högre koncentrationer virus än i andra inställningar 8,15,16. USEPA virus metoder anger provtagningsvolymer 200 L (ICR) till 300 L (metod 1615) av ytvatten och 1.000 L (ICR) till 1.500 L (metod 1615) av grundvatten 17,18. Emellertid, även med användning avstora provvolymer, de flesta yt- och grundvatten prover är negativa för virus 8,11,19,20.
Virus som finns i ytvatten utgör en potentiell hälsorisk för konsumenter av dricksvatten. Surface Water Treatment Rule kräver att alla reningsverk som använder ytvatten för att minska viruskoncentrationer med minst 4-logg. Även med en 4-log minskning kunde infektiösa viruskoncentrationer i käll vatten så små som 0,0044 MPN / L leda till en infektion per dag antar sådana genomsnittliga exponeringsförhållanden och behandling och dos-responsparametrar för rotavirus 11,21. Risken från virus i obehandlade grundvatten kan bli ännu större på grund av bristen av behandlingen och viral förekomst. Borchardt och kollegor uppskattar att mindre än fem år upp till 22% av akut gastroenterit hos vuxna och 63% hos barn kan bero på virus i dricksvatten i samhällen med hjälp obehandlade grundvatten 19.
USEPA Metod 1615 utvecklades för att upptäcka enterovirus och norovirus under oreglerat miljögifts Monitoring förordningen den tredje övervakningsomgången (UCMR3) 22 som en nationell uppföljning av resultaten av Borchardt och kollegor 19,23. Den USEPA metoden utformades främst för att mäta virus i system att använda obehandlade grundvatten, men var mer allmänt skriven för att inkludera andra typer vatten matrix. Den nya metoden är en hybrid bevara många komponenter från den tidigare virus metod som används under ICR 17, tillsatsen av molekylära förfaranden baserade på metoden enligt Borchardt et al. 19,23 och ytterligare primeruppsättningar för norovirus 24. Syftet med denna uppsats är att beskriva vid provtagning och de steg som behövs för att upprätthålla integriteten av provet under insamling och transport. En utvärdering av den totala metoden är beskriven i Cashdollar et al. 25. Detta protokoll omfattar enkla fält collection av yt- och grundvatten, där en pump och förfilter är inte nödvändigt och där inga justeringar krävs för pH eller närvaron av ett desinfektionsmedel i vattnet som ska provtas. De mer komplicerade provtagningskrav beskrivs i Fout et al. 17,18.
Protocol
1. Inledande Rutiner
- Montera ett standardfilterapparat som visas i figur 1 består av ett insugningsmodul, en patron husmodulen, och en utloppsmodul såsom beskrivs i kompletterande material.
- Kalibrera flödesmätare / summa vid flöden som används för provtagning innan den första användningen. Kontrollera kalibreringen efter första användning och sedan efter en månads användning. Om kalibreringen flödet har förändrats efter antingen den första användningen eller efter den första månaden av användning, bestämma frekvensen för kalibreringskontroller som beskrivs i kompletterande material.
- Anslut en urladdningsmodul till en intags modulen och sedan ansluta inloppsmodulen till en vattenkran. Ställ flödesmätaren / totalisatorn att läsa av flödeshastigheten. Öppna vattenkranen helt och sedan justera flödet till 10 l / min med hjälp av brons kulventil. När flödet är stabilt på 10 l / min, återställa flödesmätare / summa att läsa totala volymen.
- Placera utlåt av utloppsmodulen i en 4 L eller större mätglas och samtidigt återställa räkneverket till noll. Mät summa avläsning vid den 4-L-märket och den tid som krävs för att nå 4 L märket på cylindern. Ändra inställningen tillbaka till flöde flödesmätaren / summa.
OBS: Om flödet hade sjunkit till under 9,95 L eller ökat till mer än 10,05 L efter avslutad Steg 1.2.2, vänta tills flödet är stabilt och upprepa steg 1.2.2. En korrekt kalibrerad mätare kommer att nå 4 L märket på mätglas vid 24 ± 1 sek med en summa läsning av 4,0 ± 0,04 L. - Om summa avläsningen är mindre än 3,96 eller mer än 4,04 L, beräkna en korrektionsfaktor som krävs för att justera för den observerade skillnaden. Till exempel, om flödesmätaren / summa läser 3,9 L på 4 L-märket på den graderade cylindern, skulle korrektionsfaktorn vara 1,026 (4 ÷ 3,9). Alltså om den önskade volymen av ett fältprov var 300 L, volymen insamlade enligt reading på flödesmätaren / summa bör vara 300 ÷ 1.026 = 292,4 L.
- Sterilisera standardfilter apparater och förbereda den för provsamling.
- Sterilisera insugs- och patronbostadsmoduler med 0,525% natriumhypoklorit i minst 30 minuter före varje användning genom att antingen helt uppslukande modulerna i lösningarna eller genom att cirkulera natriumhypoklorit om modulerna med hjälp av en pump. Skölj modulerna med sterilt dH 2 O och därefter deklorera i en lösning innehållande 50 ml av ett M natriumtiosulfat per liter sterilt reagenskvalitet vatten under 5 min. Täck filterprovtagningsanordningen modulen avslutas med steril aluminiumfolie.
- Lägg en elektropatronfilter till patron husmodulen aseptiskt.
OBS: Var noga med att se till att patronfilter sitter ordentligt i husen. Korrekt sittande filter inte kommer att läcka och filtret kommer inte att flytta inom huset när man skakar. Packningen aproperly sittande filter kommer att ha synliga fördjupningar som visar där filter kontakterna dem. Packning bör alltid kontrolleras för fördjupningar direkt efter filtret avlägsnas från huset. - Spela in ett unikt prov nummer på en exempel Data Sheet (se kompletterande material för ett exempel) och sedan ta eller skicka filterprovtagningsapparat och exempelbladet till den person som kommer att samla in provfältet, tillsammans med nödvändiga anvisningar om prov samling (t.ex. provvolym, provtagningsplats, etc).
2. Förberedelse för Provtagning på provtagningsplatsen
- Tvätta händerna vid ankomsten till uppsamlingsplatsen och don kirurghandskar för att minimera risken för kontamination. Inte samla prover om upplever intestinala eller andningssymtom. Byt handskar ofta, och särskilt efter att röra vattenkranar och andra objekt som kan vara fortsaminerad.
- Record relevant urval spårningsinformation på en exempeldatablad. Relevant information inkluderar plats och providentifiering, sampler namn, och utrustning modeller och serienummer.
- Slå på vattenkranen i 2-3 min för att rensa allt skräp som har bosatt sig i raden. Om det behövs, använd en trädgårdsslang eller slang för att nå ett avlopp under detta steg.
- Om samplingsapparatmodulerna är anslutna, koppla bort dem och skydda de öppna ändarna av patronhuset modulen med steril folie. Anslut utloppsmodulen till inloppsmodulen och sedan ansluta båda till vattenkranen. Anslut en trädgårdsslang på änden av utloppsmodulen och placera den fria änden i en L polypropylenbehållare.
- Öppna kranen och passerar åtminstone 75 L av vattnet som skall samplas genom apparaten.
- Mät och registrera vattenkvalitetsparametrarna under spolningsperioden på vattnet som rinner in i polypropylen containerklor residell, pH, temperatur, och grumlighet.
- Efter att stänga av vattnet vid vattenkranen, lossa utloppsmodulen från inloppsmodulen och anslut sedan patronen husmodulen till utloppet i inloppsmodulen och utloppsmodulen till utloppet av patronen husmodulen. Återställ summa läser till noll.
3. Fält Provtagning
- Spela den ursprungliga summa läsning tillsammans med datum och tid och sedan långsamt öppna vattenkranen.
- Kontrollera att kassetthuset är i upprätt läge och att den helt fyller med vatten. Vissa behållare har ett ventilationsknapp som kan pressas att utvisa luft från huset vid fyllningen.
- Öppna kranen helt. Justera flödeshastigheten till 10 l / min med hjälp av brons kulventil och sedan spela in den initiala flödet.
- Pass 300 liter ytvatten eller 1.500 till 1.800 liter grundvatten genom apparaten med hjälpsumma avläsningar (som justerats, om nödvändigt). Om filter träskor före önskad volym nås och mer än hälften av volymen har samlats, använd en andra filterhusmodul att samla resterande prov, om det finns.
- Observera flödet som provvolym närmar sig slutet av provtagningsperioden och sedan stänga av flödet av vatten vid prov kranen. Spela det sista flödet, datum, klockslag, den slutliga summa läsning, och den totala provvolymen.
- Koppla bort filterprovtagningsanordningen från kranen. Koppla patronhuset modulen från de andra modulerna.
- Vrid filterhus (er) upp och ned och tillåta överskottsvatten att strömma ut till dess att inget mer vatten kommer att dränera från både inlopps- och utloppsportarna.
- Vrid huset upprätt och täcker de snabba ansluter i varje ände med sterilt aluminiumfolie. Placera huset i en eller flera förslutbara plastpåsar.
- Töm ut vattnet från insug och discharge moduler. Placera modulerna i en eller flera förslutbara plastpåsar.
4. Leverans av fältprov
- Placera filtersamplingsapparatmoduler till en isolerad lagring och transport svalare.
- Lägg frysta kylklampar eller dubbel säckar isbitar till förvaring och transport svalare att säkerställa att provet förblir mellan 1-10 ° C under transporten. Två stora eller 6-8 små is förpackningar bör räcka.
- Placera en anordning för temperaturregistrering den isolerade lagring och transport bröstet på en plats utan kontakt med is förpackningar eller is påsar.
OBS: Den temperaturregistreringsanordning är valfritt om analyslaboratoriet kommer att använda en visuell infraröd termometer för att mäta temperaturen hos patronhuset omedelbart efter ankomsten och öppnandet av behållaren. - Fyll varje hålrum med förpackningsmaterial och sedan placera exempelbladet, skyddad i en plastpåse, på top. Stäng den isolerade lagring och transport bröstet och tejpa fast den för att förhindra läckage av vatten.
- Transport eller skicka provet till analyslaboratoriet. Säkerställ att provet kommer fram till analyslaboratoriet senast 24 timmar efter starten av fältprovsamling (dvs tiden registreras vid steg 3.1).
Representative Results
Filter igensättning är ett stort potentiellt problem som kan uppstå med metod 1615. Igensättning minskar flödet av vatten genom filtret. I vissa fall detta kan övervinnas genom att öppna kulventil för att tillåta större flöde. I andra fall filtret kommer bli helt igensatt innan önskad volym har passerat genom den. Tabell 1 visar andelen prover med minskade volymer som en funktion av filtertyp, vatten typ, och grumlighet. Igensättning skedde med både grundvatten och ytvatten prover, med aluminiumoxid nanofiber-baserade filter överträffade den kvartära aminbaserade filter för grundvattenprover medan det omvända var fallet för ytvattenproverna. Sammantaget var bristfällig i volym 6% av prover som samlats med den kvartära aminbaserade filtret medan 10% av prov som tas med aluminiumoxid nanofiber-baserade filter inte uppfyllde minimi angiven volym på grund av igensättning. I släktenl, tilltäppning ökade med grumlighet, men ett antal olika komponenter bidrar till grumlighet och några av dessa inte leder till igensättning. Till exempel har 43% av alla täpper händelser som inträffar under ICR studien begränsad till två flodsystem (data visas ej). Under ICR minimimålet volymen för ytvatten var 200 L. Medelvolymen samlats under studien var 217 ± 32 L med en medianvolym på 208 L (data från ICR Aux1 18 månaders tillgång databas daterat 2000/04/25) . Således kan den fullständiga volymen samlas in från många vatten även med höga turbiditet.
Den ICR krävs provtagare för att använda ett förfilter när turbiditet var över 75 NTU, men även med ett förfilter, 34% av de prover som tagits i vatten med turbiditet över 75 NTU igensatt. Metod 1615 rekommenderar användning av ett förfilter med vatten över 50 NTU; Men sedan publiceringen av metod 1615, har flera olika förfilter alternativ utöver det som ingår i metoden varittestas. Ingen av dessa resulterade i en signifikant förbättring av provvolymen (data ej visade).
Figur 1. Standardfilter Apparatus. Standardfiltret Utrustningen består av intag, filterhuset, och utloppsmoduler (se kompletterande material för en beskrivning av varje modul). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
| Totalt Prover a | Antalet bristfälliga prov b | Procent Brist Prover | Grumlighet (NTU) |
| Grundvatten använder NanoCeram Filter c | |||
| 113 | 1 | 1 | <20 |
| Ytvatten med hjälp NanoCeram Filter c | |||
| 83 | 12 | 14 | <20 d |
| 8 | 4 | 50 | 20 - <50 |
| 6 | 5 | 83 | ≥ 50 d |
| Totalt NanoCeram c | |||
| 210 | 22 | 10 | ≥ 0 |
| Grundvatten använder 1MDS Filters c | |||
| 374 | 75 | 20 | <20 |
| 2693 | 27 | 1 e | <20 e |
| 505 | 36 | 7 f | 20 - <50 f |
| 122 | 19 | 16 e | 50 - <75 g |
| 175 | 60 | 34 e, f | ≥ 75 e, f, g |
| Totala 1MDS c | |||
| 3869 | 217 | 6 | ≥ 0 |
Tabell 1. Filterkapacitet en Prover från följande undersökningar från vilka volym och grumlighet data finns tillgängliga:. 1) USEPA: s ICR studie (data från ICR Aux1 18 månaders tillgång databas daterat 4/25/2000), 2) USEPA grundvattenstudie 8, 3) USEPA Lawrence och Lowell, MA studie (opublicerade data), 4) USEPA Mississippifloden studie (opublicerade data), 5) USEPA dricksvatten reningsverket studie (opublicerade data), 6) USEPA Metod 1615 utvärderingsstudie 25 och 7) de första tre månaderna av UCMR3 övervakning (opublicerade data). b Prover där filtret igensatt innan minimi volym vatten som anges för varje studie samlades in. Detta var 200 L för ytvatten och 1500 L för grundvatten, men var 200 L för käll vatten som var grundvattnet under USEPA ICR och 1893 L för USEPA grundvatten studien. C Förmågan att samla in fullständiga minsta angivna volymen är signifikant olika för prover som tagits med hjälp NanoCeram och 1MDS filter (P = 0,002) och mellan ytvatten och grundvatten, både övergripande (P <0,001) och för varje filtertyp (P <0,001) med hjälp av Mann-Whitney Rank Sum-test. d & #8211, g Grupper med samma upphöjda värde är signifikant olika (P <0,05) enligt Kruskal-Wallis One Way variansanalys på Ranks test och Dunns Parvis Multiple Jämförelse ordningen. För alla statistiska test den beroende variabeln är den volym passerat genom filtret som en bråkdel av den minsta angivna volymen, men med ett maximalt värde på 1,0.
Discussion
Olika filtertyper för att koncentrera virus från miljö vatten har använts under åren 26. Nuvarande metoder använder ultrafilter 27, elektrofilter 13,28,29, glasull filter 23, och elektrofilter 30. Elektrofilter användes allmänt under många år, men ett krav på tillsats av salt och justering av vattnets pH inom området före eller under provtagnings begränsar deras användbarhet 13. Det mest praktiska filter valet för fältprovtagning är elektrofilter. Dessa filter tillåter provtagning av stora volymer vatten vid höga flödeshastigheter och utan någon konditionering av vattnet. Glasull filter är det billigaste alternativet, men har långsammare flöde än elektrofilter och inte är kommersiellt tillgängliga. Ultrafilter ger de högsta virusåtervinningar under ett stort utbud av vattenkvaliteten, men den utrustning som krävs för sampling är inte lätt fältet portabel och den tid som krävs för att samla in prover är mycket längre 27. Metoder nyligen har utvecklats som används konditionelektrofilter för att undvika behovet av anpassning i fältet, men dessa kan inte tillämpas för att samla stora provvolymer 28,29.
EPA Method 1615 använder elektropatronfilter som erhåller sin positiva laddning från antingen aluminiumoxid nanofibrer eller kvartära aminer. Fördelarna med den förra under den senare är att det är billigare och effektivt samlar virus från vatten över ett bredare spektrum av naturliga pH-värden 30,31; Men varje patron, liksom glasull filter som används av Borchardt och kollegor ger liknande återvinningar av enterovirus och norovirus från vatten 23,31,32 (Cashdollar, opublicerade data). Patronfilter placeras i en enkel provtagning apparat som är utformad för att förenkla uppbörden av proveroch minska kontaminering under provtagningen.
Standardmetoder är ovärderliga när stora studier görs med multipla analyslaboratorier. EPA Method 1615 ger standardprocedurer och vägledning för att minimera de två stora provtagnings frågor som kan påverka data som samlats in under dessa studier-falskt positiva resultat härrör från föroreningar under provtagning eller från otillräckligt desinficerade apparatkomponenter samt igensättning av filter porer med komponenter i vattnet som samplas.
Precis som enter virus kan spridas från person till person på grund av otillräcklig hygien, kan virus introduceras i prover från dåligt tvättade händer eller händer med förorenade handskar 33. Det är viktigt att provtagare förstå de potentiella vägar förorening och använda aseptisk teknik under provtagningen. Provtagare bör förstå att handskar används främst för att skydda provtagaren från exponering och inte protect anordningen från kontamination. Händerna ska tvättas innan provtagning och försiktighet måste iakttas under påtagning av handskar för att förhindra hand till handske kontamination. Sampler med gastroenterit eller respiratoriska symptom får inte samla in prover, eftersom de skulle kunna kasta enterovirus eller norovirus i höga nivåer.
För det andra måste man vara försiktig för att förhindra överföring av viruset från tidigare provtagningstillfällena. För att minimera denna potentiella källa till kontaminering, var provtagningsanordningen i Metod 1615 modifierad från den hos ICR genom att inte inkludera en tryckregulator och tryckmätare mellan inloppet och patronhuset modulen. Dessa komponenter togs bort eftersom de tryck som observerats under provtagningstillfällena var alltid under den maximala bostads rating (t.ex. 125 psi för 5-tums patron höljen) och eftersom de var svåra att desinficera. Det senare problemet demonstrerades genom användning av utrustning tomma kontroller i studies efter ICR 6,20. I vilken grad det påverkade ICR uppgifterna är okänd, men var troligen liten; fanns det bara två falska positiva negativa resultatutvärdering prover under studien (data visas ej). För att ytterligare minska möjligheten till överföringskontamination, även det rekommenderas att inloppsmodulen slang bytas ut efter varje provtillfälle. Det är särskilt viktigt att säkerställa adekvat desinfektion om apparaten användes för en kvalitet eller prestanda kontroll som såddes med virus. Före utförande av desinfektion, bör koncentrationen av fritt klor mätas för eventuell förlust under lagring. Utöver förändringarna i konfigurationen av den ovan beskrivna apparaten, är det väsentligt att regelbunden utrustningsämnen köras för att demonstrera att desinficering är effektiv. Metod 1615 mandat att utrustningsämnen utföras med apparater som har desinficerats efter att ha använts för virus seedade kontroller, vilket förenklarförfarandet genom att eliminera behovet att passera ett virus-ympade lösningen genom anordningen före desinficeringen. Koncentrationen av desinfektionsmedel ökades till 0,525% hypoklorit för metod 1615, eftersom denna koncentration krävs både för att inaktivera alla livskraftiga virus på utrustningen och för att bryta ned nukleinsyror. Därför måste utrustningsämnen analyseras med hjälp av både cellkultur och qPCR analyser.
Båda typerna av elektrofilter var föremål för igensättning under studierna som redovisas i tabell 1. Ett okänt antal prov med minskade volymer kan ha berott på urvalsfel, till exempel en felaktig tolkning av det summa eller en avsiktlig tidigt stopp av provtagning för att möta en annan deadline, särskilt för vatten med grumlighetsavläsningar mindre än 20 NTU. Graden av igensättning beror både på de parametrar filter typ och vattenkvalitet. Förfilter ger ett visst mått av förbättringar, men om de används, bör bearbetas och analyserasseparat från elektrofilter. Den nuvarande rekommendationen för UCMR3 är att provet samlas in utan förfilter som använder två aluminiumoxidnanofiber-baserade filter om minst hälften av volymen kan sugas upp med det första filtret.
Acknowledgments
Författarna tackar många EPA personal vars bidrag gjorde övervakningen fördes under ICR och UCMR3 möjligt, följande bly utredare från andra EPA studier publicerade: Daniel Dahling, Alfred Dufour, Andrey Egorov, Susan Glassmeyer, Asja Korajkic, Richard Lieberman, Robert Safferman, och Tim Wade; och Shannon Griffin och Michael Ware för kritiskt granska detta manuskript. Författarna tackar indiska Hill Water Works för användning av en av deras pump hus för att visa provsamling. Även detta arbete har granskats av USEPA och godkänts för publicering, är det kanske inte nödvändigtvis Agency officiell politik. Omnämnandet av varunamn eller kommersiella produkter utgör inte godkännande eller rekommendation för användning.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1-L polypropylene bottle | Nalgene | 2104-0032 | |
| Aluminum foil squares | Cole-Parmer | 06275-40 | |
| Autoclave | Steris | Amsco Lab Series | |
| Bubble wrap | U.S. Plastics | 50776 | |
| Closable bag | Uline | S-12283 | |
| Closable bag | Fisher Scientific | S31798C | |
| Commercial ice packs | Cole-Parmer | 06345-20 | |
| Cool safe box | Diversified Biotech | CSF-BOX | |
| Gauze sponge | Fisher Scientific | 22-415-469 | |
| Graduated cylinder | Cole-Parmer | 06135-90 | 4-L or larger |
| Hype Wipe | Fisher Scientific | 14-412-56 | |
| iButtons temperature data logger | Maxim | DS1921G | |
| Insulated storage and transport chest | Fisher Scientific | 11-676-12 | |
| Packing tape | U.S. Plastics | 50083 | |
| Portable chlorine colorimeter II test kit | Hach | 5870062 | |
| Portable pH and temperature probe | Omega | PHH-830 | |
| Portable turbidity meter | Omega | TRB-2020-E | |
| PTFE thread tape | Cole-Parmer | 08270-34 | Use on all threaded connections |
| Pump, Centrifugal Magnetic Drive | Cole-Parmer | 72010-20 | |
| Reduction nipple | Cole-Parmer | 06349-87 | |
| Sodium hypochlorite (NaClO) | Use locally available household bleach | ||
| Sodium thiosulfate (Na2S2O3) | Sigma Aldrich | 217247 | |
| Surgical gloves | Fisher Scientific | 19-058-800 | |
| Waterproof marker | Fisher Scientific | 22-290546 | |
| Media | Composition | ||
| 0.525% sodium hypochlorite (NaClO) | Prepare a 0.525% NaClO solution by diluting household bleach 1:10 in dH2O. Store 0.525% NaClO solutions for up to 1 week at room temperature. | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 M sodium thiosulfate (Na2S2O3) pentahydrate | Prepare a 1 M solution by dissolving 248.2 g of Na2S2O3 in 1 L of dH2O. Store sodium thiosulfate for up to 6 months at room temperature. |
References
- Katayama, H., et al. One-year monthly quantitative survey of noroviruses, enteroviruses, and adenoviruses in wastewater collected from six plants in Japan. Water Res. 42 (6-7), 1441-1448 (2008).
- La Rosa, G., Pourshaban, M., Iaconelli, M., Muscillo, M. Quantitative real-time PCR of enteric viruses in influent and effluent samples from wastewater treatment plants in Italy. Annali Dell Istituto Superiore Di Sanita. 46 (3), 266-273 (2010).
- Sedmak, G., Bina, D., MacDonald, J. Assessment of an enterovirus sewage surveillance system by comparison of clinical isolates with sewage isolates from milwaukee, wisconsin, collected august 1994 to december 2002. Appl. Environ. Microbiol. 69 (12), 7181-7187 (1994).
- Berg, H., Lodder, W., van der Poel, W., Vennema, H., de Roda Husman, A. M. Genetic diversity of noroviruses in raw and treated sewage water. Res Microbiol. 156 (4), 532-540 (2005).
- Haramoto, E., et al. Seasonal profiles of human noroviruses and indicator bacteria in a wastewater treatment plant in Tokyo, Japan. Water Sci Technol. 54 (11-12), 301-308 (2006).
- Denis-Mize, K., Fout, G. S., Dahling, D. R., Francy, D. S. Detection of human enteric viruses in stream water with RT-PCR and cell culture. J Water Health. 2 (1), 37-47 (2004).
- Hamza, I. A., Jurzik, L., Stang, A., Sure, K., Uberla, K., Wilhelm, M. Detection of human viruses in rivers of a densly-populated area in Germany using a virus adsorption elution method optimized for PCR analyses. Water Res. 43 (10), 2657-2668 (2009).
- Lieberman, R. J., et al. Microbial monitoring of vulnerable public groundwater supplies. , American Water Works Association. Denver, CO. (2002).
- Parshionikar, S. U., et al. Waterborne outbreak of gastroenteritis associated with a norovirus. Appl. Environ. Microbiol. 69 (9), 5263-5268 (2003).
- Hewitt, J., Bell, D., Simmons, G. C., Rivera-Aban, M., Wolf, S., Greening, G. E. Gastroenteritis outbreak caused by waterborne norovirus at a New Zealand ski resort. Appl. Environ. Microbiol. 73 (24), 7853-7857 (2007).
- Shaw, S., Regli, S., Chen, J. Virus occurrence and health risks in drinking water. Information Collection Rule Data Analysis. Maguire, M. J., McLain, J. L., Odolensky, A. , AWWA Research Foundation and American Water Works Association. 437-462 (2002).
- Sobsey, M. D., Wallis, C., Henderson, M., Melnick, J. L. Concentration of Enteroviruses from Large Volumes of Water. Appl Microbiol. 26 (4), 529-534 (1973).
- Hill, W. F., Akin, E. W., Benton, W. H., Metcalf, T. G. Virus in water. II. Evaluation of membrane cartridge filters for recovering low multiplicities of poliovirus from water. Appl Microbiol. 23 (5), 880-888 (1972).
- USEPA. 40 CFR Part 141 National Primary Drinking Water Regulations: Monitoring Requirements for Public Drinking Water Supplies; Final Rule. Federal Register. 61 (94), 141 (1996).
- Pang, L. Microbial removal rates in subsurface media estimated from published studies of field experiments and large intact soil cores. J Environ Qual. 38 (4), 1531-1559 (2009).
- Johnson, T. B., et al. Viruses and Bacteria in Karst and Fractured Rock Aquifers in East. Ground Water. 49 (1), Tennessee, USA. 98-110 (2011).
- Fout, G. S., Schaefer, F. W. 3rd, Messer, J. W., Dahling, D. R., Stetler, R. E. ICR Microbial Laboratory Manual. , Environmental Protection Agency. (1996).
- Fout, G. S., et al. Method 1615: Measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and RT-qPCR. , U.S. Environmental Protection Agency. 1-91 (2012).
- Borchardt, M. A., Spencer, S. K., Kieke, B. A., Lambertini, E., Loge, F. J. Viruses in nondisinfected drinking water from municipal wells and community incidence of acute gastrointestinal illness. Environ Health Perspect. 120 (9), 1272-1279 (2012).
- Francy, D. S., Bushon, R. N., Stopar, J., Luzano, E. J., Fout, G. S. Scientific Investigations Report 2004-5219, U.S. Geological Survey. Environmental factors and chemical and microbiological water-quality constituents related to the presence of enteric viruses in ground water from small public water supplies in southeastern Michigan. , 1-54 (2004).
- Regli, S., Rose, J. B., Haas, C. N., Gerba, C. P. Modeling the Risk from Giardia and Viruses in Drinking-Water. Journal American Water Works Association. 83 (11), 76-84 (1991).
- USEPA. Parts 141 and 142 Revisions to the Unregulated Contaminant Monitoring Regulation (UCMR3) for Public Water Systems; Final Rule. Federal Register. 77 (85), 26072-26101 (2012).
- Lambertini, E., Spencer, S. K., Bertz, P. D., Loge, F. J., Kieke, B. A., Borchardt, M. A. Concentration of enteroviruses, adenoviruses, and noroviruses from drinking water by use of glass wool filters. Appl. Environ. Microbiol. 74 (10), 2990-2996 (2008).
- Butot, S., Le Guyader, F. S., Krol, J., Putallaz, T., Amoroso, R., Sanchez, G. Evaluation of various real-time RT-PCR assays for the detection and quantitation of human norovirus. J Virol Methods. 167 (1), 90-94 (2010).
- Cashdollar, J. L., et al. Development and Evaluation of EPA Method 1615 for Detection of Enterovirus and Norovirus in Water. Appl. Environ. Microbiol. 79 (1), 215-223 (2013).
- Cashdollar, J. L., Wymer, L. Methods for primary concentration of viruses from water samples: a review and meta-analysis of recent studies. J Appl Microbiol. 115 (1), 1-11 (2013).
- Rhodes, E. R., Hamilton, D. W., See, M. J., Wymer, L. Evaluation of hollow-fiber ultrafiltration primary concentration of pathogens and secondary concentration of viruses from water. J Virol Methods. 176 (1-2), 38-45 (2011).
- Katayama, H., Shimasaki, A., Ohgaki, S. Development of a virus concentration method and its application to detection of enterovirus and norwalk virus from coastal seawater. Appl. Environ. Microbiol. 68 (3), 1033-1039 (2002).
- Haramoto, E., Katayama, H., Utagawa, E., Ohgaki, S. Recovery of human norovirus from water by virus concentration methods. J Virol Methods. 160 (1-2), 206-209 (2009).
- Sobsey, M. D., Jones, B. L. Concentration of poliovirus from tap water using positively charged microporous filters. Appl. Environ. Microbiol. 37 (3), 588-595 (1979).
- Karim, M. R., Rhodes, E. R., Brinkman, N., Wymer, L., Fout, G. S. New electropositive filter for concentrating enteroviruses and noroviruses from large volumes of water. Appl. Environ. Microbiol. 75 (8), 2393-2399 (2009).
- Ko, G., et al. Evaluation of electropositive filtration for recovering norovirus in water. J Water Health. 9 (1), 27-36 (2011).
- Liu, P., et al. Laboratory Evidence of Norwalk Virus Contamination Levels on the Hands of Infected Individuals. Appl. Environ. Microbiol. 79 (24), 7875-7881 (2013).
