Introduction
Menneskelige enteriske virus replikere innenfor mage-tarmkanalen og spres gjennom fekal-oral rute. Disse virusene er ofte funnet i kloakk i høye konsentrasjoner 1-3. De kan vedvare i kloakkavløp 4,5, og i overflaten 6,7, malt 8-10, og behandlet drikkevann 11 farvann. Når den er tilstede, er konsentrasjonen av virus i miljø vannet i USA vanligvis for lav for direkte måling 12,13. Dette krever at virus være konsentrert fra store mengder vann. Under Informasjonsinnsamling Rule (ICR) overvåking utført av US Environmental Protection Agency (USEPA) 14, virus konsentrasjoner av positive prøver i kildevannet store verktøy lands varierte 0,009 til 19,7 mest sannsynlig antall smittsomme enheter (MPN) / L. Median og gjennomsnittskonsentrasjoner av positive prøver var 0,03 og 0,17 MPN / L for kilde farvann fra rennende bekker, 0,010,07 MPN / L for de fra innsjøer og reservoarer, og 0,04 til 0,74 MPN / L for de som bruker grunnvann 11 (data fra ICR AUX1 18 måneders tilgang database datert 4/25/2000). Virus konsentrasjoner av positive prøver fra en USEPA studie av nasjonale grunnvann varierte 0,009 til 2,12 smittsomme enheter / L med median og gjennomsnittskonsentrasjoner av 0,13 og 0,29 smittsomme enheter / L 8. Konsentrasjonen av virus i positive grunnvannsprøver var høyere enn de i flytende strømmer. Det meste av fasiliteter som bruker grunnvann i disse studiene hentet vann fra vannførende lag ligger i karst regioner. Disse, sammen med de som ligger i kalkstein og krystallinsk (oppsprukket berggrunn) innstillingene er sannsynlig å ha høyere viruskonsentrasjoner enn i andre innstillinger 8,15,16. USEPA virus metoder spesifisere prøvetakingsvolum på 200 L (ICR) til 300 L (metode 1615) av overflatevann og 1000 L (ICR) til 1500 L (metode 1615) av grunnvann 17,18. Imidlertid, selv med bruk avstore prøvevolumer, de fleste overflater og grunnvann prøvene er negative for virus 8,11,19,20.
Virus som finnes i overflatevannet utgjøre en potensiell helserisiko for forbrukerne av drikkevann. Surface Water Treatment regel krever at alle renseanlegg benytter overflatevann for å redusere viruskonsentrasjonen med minst 4-log. Selv med en 4-log reduksjon, kan infeksiøse viruskonsentrasjoner i kilde vann så liten som 0,0044 MPN / L medføre en infeksjon per dag antar slike gjennomsnittlige eksponering og behandlingsbetingelsene og de doseresponsparametre for rotavirus 11,21. Risikoen fra virus i ubehandlede grunnvannet kan bli enda større på grunn av mangel på behandling og viral forekomst. Borchardt og kolleger anslår at opptil 22% av akutt gastroenteritt hos voksne og 63% hos barn under fem år kan være på grunn av virus i drikkevann i lokalsamfunn ved hjelp av ubehandlede grunnvann 19.
USEPA Method 1615 ble utviklet for å oppdage enterovirus og norovirus under Uregulert Kontaminant Monitoring forskriftens tredje overvåkingssyklus (UCMR3) 22 som en nasjonal oppfølging til funnene i Borchardt og kolleger 19,23. USEPA Metoden ble utviklet primært for å måle virus i systemer som bruker ubehandlet grunnvann, men ble skrevet mer generelt å omfatte andre vann matrix typer. Den nye fremgangsmåte er en hybrid bevare mange komponenter fra den tidligere virusmetode som brukes under ICR 17, tilsetning av molekyl prosedyrer basert på fremgangsmåten til Borchardt et al. 19,23, og ytterligere primersett for norovirus 24. Hensikten med denne artikkelen er å beskrive prøvetakingsprosedyren og de nødvendige trinnene for å opprettholde integriteten av prøven under innsamling og transport. En evaluering av den samlede metoden er beskrevet i Cashdollar et al. 25. Denne protokollen omfatter enkle felt collection av overflate- og grunnvann, hvor en pumpe og forfilter er ikke nødvendig, og hvor justeringer ikke er påkrevet for pH og nærvær av et desinfeksjonsmiddel i vannet som skal avsøkes. De mer komplekse krav prøvetakings er beskrevet i Fout et al. 17,18.
Protocol
1. Foreløpige Prosedyrer
- Montere en standard filterapparat som vist i figur 1 består av en inntaksmodul, en patronhuset modul, og en utløpsmodul som beskrevet i Supplemental materialer.
- Kalibrere strømningsmåler / totalisator på strømningshastigheter brukes for prøvetaking før første gangs bruk. Sjekk kalibreringen etter første gangs bruk og deretter etter en måneds bruk. Dersom vannmengden kalibrering har endret seg etter enten første gangs bruk eller etter den første måneden av bruk, bestemme frekvens for sjekker kalibrerings som beskrevet i Supplemental Materials.
- Koble en utladning modul til et inntak modul og deretter koble inntak modul til en kran. Sett strømningsmåleren / totalisator å lese strømningshastighet. Slår på trykk helt og deretter justere strømningshastigheten til 10 l / min ved hjelp av bronse kloden ventil. Når strømningshastigheten er stabil på 10 l / min, nullstille strømningsmåler / totalisator å lese totale volumet.
- Plasser utla av utslippet modulen inn en 4 L eller større målesylinder og samtidig nullstille telleverket til null. Mål totalisator lesing på 4-L mark og den tiden som kreves for å nå 4 L preg på sylinderen. Endre strømningsmåler / totalisator innstillingen tilbake til strømningsrate.
MERK: Dersom vannmengden hadde falt til under 9,95 L eller økt til mer enn 10.05 L etter å ha fullført Trinn 1.2.2, vente til strømningshastigheten er stabil og gjenta trinn 1.2.2. En riktig kalibrert meter vil nå 4 L-merket på målesylinder ved 24 ± 1 sek med en totalisator lesing på 4,0 ± 0,04 L. - Hvis totalisator avlesningen er mindre enn 3,96 eller mer enn 4,04 L, beregne en korreksjonsfaktor for å justere for den observerte forskjellen. For eksempel, hvis strømningsmåleren / totalisator leser 3,9 L ved 4 L merket på den graderte sylinder, vil korreksjonsfaktoren være 1,026 (4 ÷ 3.9). Således hvis det ønskede volum av en feltprøve var 300 liter, volumet oppsamlet i henhold reading på strømningsmåler / totalisator bør være 300 ÷ 1,026 = 292,4 L.
- Sterilisere standard filter apparater og klargjøre den for prøvetaking.
- Steril inntak og patronboligmoduler med 0,525% natrium-hypokloritt i minst 30 min før bruk ved enten fullstendig neddykking av modulene i oppløsningene eller ved å sirkulere natriumhypokloritt om modulene ved hjelp av en pumpe. Skyll modulene med sterilt dH 2 O og deretter deklorere i en oppløsning inneholdende 50 ml 1 M natriumtiosulfat per liter sterilt reagenskvalitet vann i 5 min. Dekke filteret prøvetakingsapparat modul avsluttes med sterilt aluminiumsfolie.
- Legg en electro patron filter til patronen boligmodulen aseptisk.
MERK: Pass på at patronfilter sitter riktig i husene. Riktig sittende filtre vil ikke lekke og filteret vil ikke flytte i huset når den ristes. Pakningene på aproperly sitter filter vil ha synlige fordypninger som viser hvor filter kontakter dem. Pakningene bør alltid kontrolleres for fordypninger umiddelbart etter at filteret er fjernet fra huset. - Spill et unikt prøvenummer på en Sample Data Sheet (se Supplemental Materialer for eksempel) og deretter ta eller sende filter prøvetaking apparater og Sample databladet til den enkelte som skal samle feltprøven, sammen med eventuelle nødvendige instrukser om prøven samling (f.eks prøvevolum, prøvetaking plassering, etc.).
2. Forberedelse til Prøvetaking på Sampling nettstedet
- Vask hendene ved ankomst til oppsamlingssted for don kirurgiske hansker for å minimere muligheten for kontaminering av prøver. Ikke samle inn prøver hvis opplever tarm eller luftveissymptomer. Skift hansker ofte, og spesielt etter å berøre vannkraner og andre elementer som kan være fortsaminert.
- Rekord relevant utvalg sporingsinformasjon på en Sample datablad. Relevant informasjon omfatter området og prøveidentifikasjon, sampler navn, og utstyrsmodeller og serienummer.
- Slå på vann fra springen i 2-3 min for å fjerne eventuelle rester som har lagt seg i linjen. Om nødvendig, bruk en hageslange eller rør for å nå et avløp i dette trinnet.
- Dersom prøvetakingsapparat modulene er koblet til, kobler dem og beskytte de åpne ender av patronhuset modul med sterilt folie. Kople trykkmodulen til inntak modul og deretter koble både til vannkranen. Koble en hageslange på enden av utløpsmodulen og plassere den frie ende i en L polypropylen beholder.
- Slå på springen og passere minst 75 liter vann skal tas prøver gjennom apparatet.
- Måle og registrere vannkvalitetsparametrene under spyleperioden på vannet som strømmer inn i polypropylenboks-klor residual, pH, temperatur og turbiditet.
- Etter å slå av vannet i springen, kobler utslippet modulen fra inntaksmodulen, og deretter koble kassetten boligmodulen til utløpet av inntaket modul og utslippet modulen til utløpet av kassetten boligmodulen. Nullstill telleren lesing til null.
3. Feltet Prøvetaking
- Spill den innledende totalisator lesing sammen med dato og klokkeslett og deretter sakte åpne vannkranen.
- Sørg for at patronen bolig er i oppreist stilling, og at det fyller med vann. Noen hus har en vent-knapp som kan trykkes for å slippe ut luft fra huset under påfyllingen.
- Åpne vannkranen helt. Justere strømningshastigheten til 10 l / min ved hjelp av bronse seteventil, og deretter ta den første strømningshastigheten.
- Passere 300 L av overflatevann eller 1500 til 1800 L av grunnvann gjennom apparatet ved hjelptelleren ved målinger (som justeres om nødvendig). Hvis filteret tettes før ønsket volum er nådd, og mer enn halvparten av volumet har blitt samlet inn, kan du bruke en annen filterhuset modul for å samle inn de resterende prøven, hvis det er tilgjengelig.
- Observer strømningshastighet som prøvevolumet nærmer seg slutten av prøvetakingsperioden og deretter slå av strømmen av vann på prøven springen. Spill den endelige strømningshastighet, dato, tid på dagen, den endelige telleverket lesing, og den totale prøvevolumet.
- Koble fra filter prøvetaking apparat fra springen. Koble fra kassetten boligmodulen fra de andre modulene.
- Vri filterhuset (s) opp ned og la overflødig vann til å strømme ut til det ikke mer vann vil renne fra både innløps- og utløpsportene.
- Snu bolig oppreist og dekke de raske kobles i hver ende med sterile aluminiumsfolie. Plassere huset inn i en eller flere forseglbare plastposer.
- Drenere vannet fra inntak og discharge moduler. Plassere modulene i en eller flere forseglbare plastposer.
4. Transport av feltprøver
- Plasser filter prøvetaking apparater moduler i en isolert lagring og transport kjøligere.
- Legg frosne kjøleelementer eller dobbel-bagged isbiter til lagring og transport kulere å sikre at utvalget holder seg mellom 1-10 ° C under transport. To store eller 6-8 små kjøleelementer bør være tilstrekkelig.
- Plasser en innretning som registrerer temperaturen i den isolerte lagring og transport brystet på et sted uten kontakt med isposer eller isposer.
MERK: temperatur-opptaksenhet er valgfritt dersom analyselaboratorium blir ved hjelp av en visuell infrarødt termometer for å måle temperaturen av patronhuset umiddelbart etter ankomst og åpningen av beholderen. - Fyll eventuelle tomrom med emballasje og deretter plassere Sample datablad, beskyttet i en lukkbar plastpose, på top. Lukk isolert lagring og transport brystet og tape den for å forhindre lekkasje av vann.
- Transport eller forsendelse av prøven til analyselaboratoriet. Sikre at prøven kommer til analyselaboratoriet innen 24 timer etter starten av felt prøvetakingen (dvs. tiden registreres i trinn 3.1).
Representative Results
Filtertilstopping er et stort potensielt problem som kan oppstå med Method 1615. Tilstopping senker strømningshastigheten av vannet gjennom filteret. I noen tilfeller kan dette overvinnes ved å åpne kuleventil for å tillate større flyt. I andre tilfeller vil filteret bli helt tett før det nødvendige volumet har passert gjennom den. Tabell 1 viser prosentandel av prøvene med reduserte volumer som en funksjon av filtertype, vanntype, og turbiditet. Tilstopping skjedde med både grunnvann og overflatevann prøver, med aluminiumoksid nanofiber-baserte filter utkonkurrerer den kvartære aminbasert filter for grunnvannsprøver mens det motsatte var tilfelle for overflatevannprøver. Samlet, 6% av prøver samlet inn ved hjelp av kvartære aminbasert filter var mangelfull i volum, mens 10% av prøver tatt med aluminiumoksid nanofiber-baserte filtre ikke klarte å oppfylle minstekravet spesifisert volum grunn av tilstopping. I slekterl, tilstopping økes med turbiditet, men en rekke forskjellige komponenter bidrar til turbiditet og noen av disse ikke fører til tilstopping. For eksempel ble 43% av alle clogging hendelser i løpet av ICR studien begrenset til to vassdrag (data ikke vist). Under ICR minimum målvolum for overflatevann var 200 L. Den gjennomsnittlige volum samlet i løpet av studien var 217 ± 32 L med en median volum på 208 L (data fra ICR AUX1 18 måneders tilgang database datert 4/25/2000) . Således kan hele volumet bli samlet fra mange vann selv med høye turbidities.
ICR kreves samplere å bruke et forfilter når turbidities var over 75 NTU, men selv med et forfilter, 34% av prøvene samlet inn i farvann med turbidities over 75 NTU tett. Metode 1615 anbefaler bruk av et forfilter med vann over 50 NTU; men siden publikasjonen av Method 1615, har flere forskjellige forfilter alternativer i tillegg til den som er angitt i fremgangsmåten værttestet. Ingen av disse har resultert i en signifikant forbedring i prøvevolumet (data ikke vist).
Figur 1. Standard Filter Apparatus. Standarden filter apparat består av inntak, filterhuset, og utløps moduler (se Supplemental Materialer for en beskrivelse av hver modul). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
| Totalt Prøver en | Antall Mangel Samples b | Prosent Mangel Samples | Turbiditet (NTU) |
| Grunnvann hjelp NanoCeram Filtre c | |||
| 113 | 1 | 1 | <20 |
| Overflatevann hjelp NanoCeram Filtre c | |||
| 83 | 12 | 14 | <20 d |
| 8 | 4 | 50 | 20 - <50 |
| 6 | 5 | 83 | ≥ 50 d |
| Total NanoCeram c | |||
| 210 | 22 | 10 | ≥ 0 |
| Grunnvann hjelp 1MDS Filtre c | |||
| 374 | 75 | 20 | <20 |
| 2693 | 27 | En e | <20 e |
| 505 | 36 | 7 f | 20 - <50 f |
| 122 | 19 | 16 e | 50 - <75 g |
| 175 | 60 | 34 e, f | ≥ 75 e, f, g |
| Totalt 1MDS c | |||
| 3869 | 217 | 6 | ≥ 0 |
Tabell 1. Filter Kapasitet en Prøvene er fra følgende studier som volum og turbiditet data er tilgjengelige:. 1) USEPA sin ICR studie (data fra ICR AUX1 18 måneders tilgang database datert 4/25/2000), 2) USEPA grunnvann studie 8, 3) USEPA Lawrence og Lowell, MA studie (upubliserte data), 4) USEPA Mississippi River studie (upubliserte data), 5) USEPA drikkevann renseanlegget studie (upubliserte data), 6) USEPA Metode 1615 evalueringsstudie 25, og 7) de første tre månedene av UCMR3 overvåking (upubliserte data). B-prøvene hvor filteret tett før den minste mengde vann som er spesifisert for hver studie ble samlet inn. Dette var 200 L for overflatevann og 1500 L for grunnvann, men var 200 L for kilde farvann som var grunnvannet under USEPA ICR og 1893 L for USEPA grunnvann studien. C Evnen til å samle fullt minste angitte volumet er vesentlig forskjellig for prøver samlet inn ved hjelp NanoCeram og 1MDS filtre (P = 0,002) og mellom overflatevann og grunnvann både generelle (P <0,001) og for hver filtertype (P <0,001) med Mann-Whitney Rank Sum test. d & #8211; g grupper med samme hevet verdien er signifikant forskjellige (P <0,05) i henhold til Kruskal-Wallis One Way variansanalyse på Ranks test og Dunns Parvise Multiple Sammenligning Prosedyre. For alle statistiske tester den avhengige variabelen er volumet passert gjennom filteret som en fraksjon av de laveste angitte volum, men med en maksimal verdi på 1,0.
Discussion
Ulike filtertyper for å konsentrere virus fra miljø farvann har blitt brukt gjennom årene 26. Dagens metoder ansette ultrafilters 27, elektrofiltre 13,28,29, glass ull filtre 23, og elektropositive filtre 30. Elektrofiltre ble mye brukt i mange år, men et krav for tilsetning av salt, og justering av pH-verdien i vannet i banen før eller under prøvetaking begrenser deres anvendelighet 13. Den mest praktiske filter valg for feltprøver er elektropositive filtre. Disse filtrene tillate sampling av store volumer av vann ved høye strømningshastigheter og uten kondisjonering av vannet. Glass ull filtre er den minst kostbare alternativet, men har lavere strømningsrater enn elektropositive filtre og er ikke kommersielt tilgjengelig. Ultrafilters gi den høyeste virus inngang enn et stort utvalg av vannkvaliteten, men utstyret som kreves for sampling er ikke lett bærbart felt og tiden som kreves for å samle inn prøver er mye lengre 27. Metoder nylig har blitt utviklet som bruk preconditioned elektrofiltre for å unngå behovet for justering i feltet, men disse kan ikke være aktuelt for å samle inn store prøvevolumer 28,29.
EPA Method 1615 bruker elektropositive patronfiltre som får sin positiv ladning fra enten aluminiumoksidpartikler nanofibers eller kvartære aminer. Fordelene med den førstnevnte over sistnevnte er at det er mindre kostbart og effektivt samler virus fra vannet over et bredere spekter av naturlige pH-verdier 30,31; Men hver patron, samt glass ull filtre som brukes av Borchardt og kolleger gi lignende inngang på enterovirus og norovirus fra vann 23,31,32 (Cashdollar, upubliserte data). Patronfiltre er plassert i et enkelt prøvetakingsapparat som er utformet for å forenkle innsamling av prøverog redusere forurensning under prøvetaking.
Standard metoder er uvurderlig når store studier er utført ved bruk av flere analytiske laboratorier. EPA Method 1615 gir standard prosedyrer og veiledning for å minimere de to store prøveinnsamlings problemer som kan påvirke dataene som samles inn i løpet av disse studiene-falske positive resultater stammer fra forurensning under prøvetakingen eller fra utilstrekkelig desinfiserte apparater komponenter og tilstopping av filterporene av komponenter i vannet blir samplet.
Akkurat som enteriske virus kan spres person-til-person på grunn av mangelfull hygiene, kan virus bli introdusert i prøver fra vasket dårlig hender eller hender med forurensede hansker 33. Det er viktig at samplere forstå de potensielle ruter av forurensning og bruk av aseptisk teknikk under prøvetaking. Samplere bør forstå at hansker er først og fremst brukes til å beskytte sampler fra eksponering og ikke til protect apparatet mot forurensning. Hendene må vaskes før starten av prøvetaking og omsorg må tas i løpet av donning av hansker for å unngå hånd til hanske forurensning. Samplere med gastroenteritt eller luftveissymptomer må ikke samle inn prøver, som de kunne være Shedding enterovirus eller noroviruses i høye nivåer.
For det andre må man sørge for å hindre overføring av virus fra tidligere prøvetaking hendelser. For å minimalisere denne potensiell kilde til forurensning, ble prøvetakingsapparatet i metode 1615 modifisert fra den til ICR ved å ikke inkludere en trykkregulator og trykkmåler mellom innløpet og patronen rhusmodulen. Disse komponentene ble fjernet fordi presset observert under prøvetaking hendelsene var alltid under maksimums bolig rating (f.eks 125 psi for 5-tommers patron husene) og fordi de var vanskelige å desinfisere. Sistnevnte problem ble demonstrert gjennom bruk av utstyr tomme kontroller i studies etterkant av ICR 6,20. I hvilken grad det påvirket ICR data er ukjent, men sannsynligvis var liten; var det bare to falske positive negative ytelse evalueringsprøver i løpet av studien (data ikke vist). For å redusere muligheten for carry forurensning videre, det også anbefales at innløpet modulen slangen byttes ut etter hver prøvetaking hendelse. Det er spesielt viktig å sikre tilstrekkelig desinfeksjon dersom apparatet ble brukt for en kvalitet eller ytelse kontroll som ble podet med virus. Før utføring desinfeksjon, bør konsentrasjonen av fritt klor måles for tap under lagring. I tillegg til endringene i konfigurasjonen av apparatet som er beskrevet ovenfor, er det vesentlig at vanlig utstyr emner bli kjørt for å demonstrere at desinfeksjonen er effektiv. Metode 1 615 mandater som utstyr blanks utføres ved hjelp av apparater som har blitt desinfisert etter å ha blitt brukt for virus-seeded kontroller, dermed forenklefremgangsmåten ved å eliminere behovet for å passere et virus foret løsning gjennom anordningen før desinfeksjon. Konsentrasjonen av desinfeksjonsmiddel ble øket til 0,525% hypokloritt for Method 1615, da denne konsentrasjon er nødvendig både for å inaktivere eventuelle levedyktige virus på utstyret og for å nedbryte nukleinsyrer. Derfor må utstyr blanks analyseres ved hjelp av både cellekultur og qPCR analyser.
Begge typer elektropositive filtre var utsatt for tilstopping under studiene rapportert i tabell 1. Et ukjent antall prøver med reduserte volumer kan ha vært på grunn av utvalgsfeil, for eksempel en feiltolking av totalisator eller en tilsiktet tidlig stopp for prøvetaking for å møte en annen fristen, spesielt for farvann med turbiditetsmålinger mindre enn 20 NTU. Graden av tilstopping er avhengig både på filtertype og vannkvalitetsparametre. Forfiltre gi en viss forbedring, men hvis det brukes, må bli prosessert og analysertseparat fra elektropositive filteret. Den aktuelle innstilling for UCMR3 er at prøven tas uten forfiltre ved hjelp av to aluminiumoksydpartikler nanofiber-baserte filtre hvis minst halvparten av volumet kan samles opp ved hjelp av det første filter.
Acknowledgments
Forfatterne takker mange EPA personell hvis bidrag gjort overvåking gjennomført i løpet av ICR og UCMR3 mulig, følgende bly etterforskere av andre EPA studier rapportert: Daniel Dahling, Alfred Dufour, Andrey Egorov, Susan Glassmeyer, Asja Korajkic, Richard Lieberman, Robert Safferman, og Tim Wade; og Shannon Griffin og Michael Ware for kritisk gjennomgang av dette manuskriptet. Forfatterne takker de indiske Hill Water Works for bruk av en av sine pumpehus å demonstrere prøvetaking. Selv om dette arbeidet ble anmeldt av USEPA og godkjent for publisering, kan det ikke nødvendigvis offisielle Agency politikk. Omtale av varemerker eller kommersielle produkter innebærer ingen godkjennelse eller anbefaling til bruk.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1-L polypropylene bottle | Nalgene | 2104-0032 | |
| Aluminum foil squares | Cole-Parmer | 06275-40 | |
| Autoclave | Steris | Amsco Lab Series | |
| Bubble wrap | U.S. Plastics | 50776 | |
| Closable bag | Uline | S-12283 | |
| Closable bag | Fisher Scientific | S31798C | |
| Commercial ice packs | Cole-Parmer | 06345-20 | |
| Cool safe box | Diversified Biotech | CSF-BOX | |
| Gauze sponge | Fisher Scientific | 22-415-469 | |
| Graduated cylinder | Cole-Parmer | 06135-90 | 4-L or larger |
| Hype Wipe | Fisher Scientific | 14-412-56 | |
| iButtons temperature data logger | Maxim | DS1921G | |
| Insulated storage and transport chest | Fisher Scientific | 11-676-12 | |
| Packing tape | U.S. Plastics | 50083 | |
| Portable chlorine colorimeter II test kit | Hach | 5870062 | |
| Portable pH and temperature probe | Omega | PHH-830 | |
| Portable turbidity meter | Omega | TRB-2020-E | |
| PTFE thread tape | Cole-Parmer | 08270-34 | Use on all threaded connections |
| Pump, Centrifugal Magnetic Drive | Cole-Parmer | 72010-20 | |
| Reduction nipple | Cole-Parmer | 06349-87 | |
| Sodium hypochlorite (NaClO) | Use locally available household bleach | ||
| Sodium thiosulfate (Na2S2O3) | Sigma Aldrich | 217247 | |
| Surgical gloves | Fisher Scientific | 19-058-800 | |
| Waterproof marker | Fisher Scientific | 22-290546 | |
| Media | Composition | ||
| 0.525% sodium hypochlorite (NaClO) | Prepare a 0.525% NaClO solution by diluting household bleach 1:10 in dH2O. Store 0.525% NaClO solutions for up to 1 week at room temperature. | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 M sodium thiosulfate (Na2S2O3) pentahydrate | Prepare a 1 M solution by dissolving 248.2 g of Na2S2O3 in 1 L of dH2O. Store sodium thiosulfate for up to 6 months at room temperature. |
References
- Katayama, H., et al. One-year monthly quantitative survey of noroviruses, enteroviruses, and adenoviruses in wastewater collected from six plants in Japan. Water Res. 42 (6-7), 1441-1448 (2008).
- La Rosa, G., Pourshaban, M., Iaconelli, M., Muscillo, M. Quantitative real-time PCR of enteric viruses in influent and effluent samples from wastewater treatment plants in Italy. Annali Dell Istituto Superiore Di Sanita. 46 (3), 266-273 (2010).
- Sedmak, G., Bina, D., MacDonald, J. Assessment of an enterovirus sewage surveillance system by comparison of clinical isolates with sewage isolates from milwaukee, wisconsin, collected august 1994 to december 2002. Appl. Environ. Microbiol. 69 (12), 7181-7187 (1994).
- Berg, H., Lodder, W., van der Poel, W., Vennema, H., de Roda Husman, A. M. Genetic diversity of noroviruses in raw and treated sewage water. Res Microbiol. 156 (4), 532-540 (2005).
- Haramoto, E., et al. Seasonal profiles of human noroviruses and indicator bacteria in a wastewater treatment plant in Tokyo, Japan. Water Sci Technol. 54 (11-12), 301-308 (2006).
- Denis-Mize, K., Fout, G. S., Dahling, D. R., Francy, D. S. Detection of human enteric viruses in stream water with RT-PCR and cell culture. J Water Health. 2 (1), 37-47 (2004).
- Hamza, I. A., Jurzik, L., Stang, A., Sure, K., Uberla, K., Wilhelm, M. Detection of human viruses in rivers of a densly-populated area in Germany using a virus adsorption elution method optimized for PCR analyses. Water Res. 43 (10), 2657-2668 (2009).
- Lieberman, R. J., et al. Microbial monitoring of vulnerable public groundwater supplies. , American Water Works Association. Denver, CO. (2002).
- Parshionikar, S. U., et al. Waterborne outbreak of gastroenteritis associated with a norovirus. Appl. Environ. Microbiol. 69 (9), 5263-5268 (2003).
- Hewitt, J., Bell, D., Simmons, G. C., Rivera-Aban, M., Wolf, S., Greening, G. E. Gastroenteritis outbreak caused by waterborne norovirus at a New Zealand ski resort. Appl. Environ. Microbiol. 73 (24), 7853-7857 (2007).
- Shaw, S., Regli, S., Chen, J. Virus occurrence and health risks in drinking water. Information Collection Rule Data Analysis. Maguire, M. J., McLain, J. L., Odolensky, A. , AWWA Research Foundation and American Water Works Association. 437-462 (2002).
- Sobsey, M. D., Wallis, C., Henderson, M., Melnick, J. L. Concentration of Enteroviruses from Large Volumes of Water. Appl Microbiol. 26 (4), 529-534 (1973).
- Hill, W. F., Akin, E. W., Benton, W. H., Metcalf, T. G. Virus in water. II. Evaluation of membrane cartridge filters for recovering low multiplicities of poliovirus from water. Appl Microbiol. 23 (5), 880-888 (1972).
- USEPA. 40 CFR Part 141 National Primary Drinking Water Regulations: Monitoring Requirements for Public Drinking Water Supplies; Final Rule. Federal Register. 61 (94), 141 (1996).
- Pang, L. Microbial removal rates in subsurface media estimated from published studies of field experiments and large intact soil cores. J Environ Qual. 38 (4), 1531-1559 (2009).
- Johnson, T. B., et al. Viruses and Bacteria in Karst and Fractured Rock Aquifers in East. Ground Water. 49 (1), Tennessee, USA. 98-110 (2011).
- Fout, G. S., Schaefer, F. W. 3rd, Messer, J. W., Dahling, D. R., Stetler, R. E. ICR Microbial Laboratory Manual. , Environmental Protection Agency. (1996).
- Fout, G. S., et al. Method 1615: Measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and RT-qPCR. , U.S. Environmental Protection Agency. 1-91 (2012).
- Borchardt, M. A., Spencer, S. K., Kieke, B. A., Lambertini, E., Loge, F. J. Viruses in nondisinfected drinking water from municipal wells and community incidence of acute gastrointestinal illness. Environ Health Perspect. 120 (9), 1272-1279 (2012).
- Francy, D. S., Bushon, R. N., Stopar, J., Luzano, E. J., Fout, G. S. Scientific Investigations Report 2004-5219, U.S. Geological Survey. Environmental factors and chemical and microbiological water-quality constituents related to the presence of enteric viruses in ground water from small public water supplies in southeastern Michigan. , 1-54 (2004).
- Regli, S., Rose, J. B., Haas, C. N., Gerba, C. P. Modeling the Risk from Giardia and Viruses in Drinking-Water. Journal American Water Works Association. 83 (11), 76-84 (1991).
- USEPA. Parts 141 and 142 Revisions to the Unregulated Contaminant Monitoring Regulation (UCMR3) for Public Water Systems; Final Rule. Federal Register. 77 (85), 26072-26101 (2012).
- Lambertini, E., Spencer, S. K., Bertz, P. D., Loge, F. J., Kieke, B. A., Borchardt, M. A. Concentration of enteroviruses, adenoviruses, and noroviruses from drinking water by use of glass wool filters. Appl. Environ. Microbiol. 74 (10), 2990-2996 (2008).
- Butot, S., Le Guyader, F. S., Krol, J., Putallaz, T., Amoroso, R., Sanchez, G. Evaluation of various real-time RT-PCR assays for the detection and quantitation of human norovirus. J Virol Methods. 167 (1), 90-94 (2010).
- Cashdollar, J. L., et al. Development and Evaluation of EPA Method 1615 for Detection of Enterovirus and Norovirus in Water. Appl. Environ. Microbiol. 79 (1), 215-223 (2013).
- Cashdollar, J. L., Wymer, L. Methods for primary concentration of viruses from water samples: a review and meta-analysis of recent studies. J Appl Microbiol. 115 (1), 1-11 (2013).
- Rhodes, E. R., Hamilton, D. W., See, M. J., Wymer, L. Evaluation of hollow-fiber ultrafiltration primary concentration of pathogens and secondary concentration of viruses from water. J Virol Methods. 176 (1-2), 38-45 (2011).
- Katayama, H., Shimasaki, A., Ohgaki, S. Development of a virus concentration method and its application to detection of enterovirus and norwalk virus from coastal seawater. Appl. Environ. Microbiol. 68 (3), 1033-1039 (2002).
- Haramoto, E., Katayama, H., Utagawa, E., Ohgaki, S. Recovery of human norovirus from water by virus concentration methods. J Virol Methods. 160 (1-2), 206-209 (2009).
- Sobsey, M. D., Jones, B. L. Concentration of poliovirus from tap water using positively charged microporous filters. Appl. Environ. Microbiol. 37 (3), 588-595 (1979).
- Karim, M. R., Rhodes, E. R., Brinkman, N., Wymer, L., Fout, G. S. New electropositive filter for concentrating enteroviruses and noroviruses from large volumes of water. Appl. Environ. Microbiol. 75 (8), 2393-2399 (2009).
- Ko, G., et al. Evaluation of electropositive filtration for recovering norovirus in water. J Water Health. 9 (1), 27-36 (2011).
- Liu, P., et al. Laboratory Evidence of Norwalk Virus Contamination Levels on the Hands of Infected Individuals. Appl. Environ. Microbiol. 79 (24), 7875-7881 (2013).
