Summary
Her presenterer vi en protokoll som gjør at etterforskeren å vurdere leukocytter rekrutteringsdynamikk ex vivo ved å koble et kammer belagt med endotelceller-avledet adhesjonsmolekyler til sirkulasjonssystemet av en mus. Denne fremgangsmåte gir betydelige fordeler ettersom det gjør det mulig for leukocytt vurdering under relative biologiske betingelser.
Abstract
Leukocytt-endotelial interaksjoner er tidlige og kritiske hendelser i akutt og kronisk betennelse og kan, når dysregulerte, megle vevskade som fører til varig patologisk skade. Eksisterende konvensjonelle analyser tillate analyse av leukocytt adhesjonsmolekyler bare etter ekstraksjon av leukocytter fra blodet. Dette krever blodet til å gjennomgå flere trinn før perifere blodleukocytter (PBL) kan være klar for analyse, noe som i sin tur kan stimulere PBL påvirker forskningsresultater. Den autoperfused micro flyt kammer analysen, men tillater forskere å studere tidlige leukocytter funksjonelle feilregulering ved hjelp av systemisk flyt av en levende mus samtidig ha friheten til å manipulere en belagt kammer. Gjennom en sykdomsmodell, kan den funksjonelle ekspresjon av leukocytt adhesjonsmolekyler bli vurdert og kvantifisert i en mikro-glasskammer belagt med immobiliserte endotelial adhesjonsmolekyler ex vivo. I denne modellen, strømmer blodetmellom høyre halspulsåre og venstre ytre halsvene av en levende mus under anestesi, slik at samspillet mellom innfødte PBL i kammeret. Sanntids eksperimentell analyse er oppnådd ved hjelp av en intravital mikroskop samt en Harvard Apparatus trykkanordning. Anvendelsen av en strømningsregulator ved inngangspunktet av glasskammeret lar sammenlignbare fysiologiske strømningsforhold blant eksperimentene. Leukocytt rullende hastighet er det viktigste resultatet og måles ved hjelp av National Institutes of Health open-access programvare ImageJ. Oppsummert gir autoperfused micro flyt kammer analysen en optimal fysiologisk miljø for å studere leukocytter endothelial samhandling og tillater forskerne å trekke presise konklusjoner når studere betennelse.
Introduction
Betennelse er kroppens universell reaksjon på skade og er et viktig skritt i både medfødte og adaptive immunsystemet funksjon. Som svar til skade og / eller betennelses stimuli, endotelceller oppregulere spesifikke adhesjonsmolekyler; dette fører til leukocyttfrie bloduttredelse gjennom mikrovaskulær endotelet, primært i postkapillære venuler. Denne prosessen starter med deling av de frittflytende leukocytter i blodet på endotelet. Stabil rullende og fast adhesjon av leukocytter, noe som igjen fører til transmigrasjon og sekresjonen av cytotoksiske midler, følger denne forankre 1,2. Selectins er kjent for å formidle de tidlige trinnene i kaskade 3-5; inte er ansvarlig for de senere trinnene av fast heft og sjele 1,6-8.
En økende mengde bevis tyder på leukocytter og endotelceller adhesjonsmolekyler har viktige roller i dyremodeller av iskemi reperfusjonsskade, Astma, psoriasis, multippel sklerose, og aldersrelatert makuladegenerasjon 9-12. Under disse betingelser er den inflammatoriske responsen irrelevante for å angripe en egen kropp, noe som resulterer i nedbryting av friskt vev. Eksisterende antiinflammatoriske midler (for eksempel ikke-steroide antiinflammatoriske midler, kortikosteroider eller andre cytostatika) bære risikoen for alvorlige bivirkninger med langsiktig bruk 13. Derfor er det av stor interesse å ha de nødvendige verktøy med evnen til å identifisere sykdomsspesifikke molekyler, noe som til syvende og sist kan være målrettet for å ha den ønskede anti-inflammatorisk effekt, mens gjenværende ikke-toksisk 14.
Eksisterende in vitro-metoder som det statiske leukocyttadhesjon assay ble anvendt så tidlig som i 1976 15. Det parallelle strømningskammeret ble først anvendt in vitro i 1987 for å studere leukocytt endotelial-interaksjoner i henhold til strømningsforhold. I disse eksperimentene, stimulert human resn polymorfonukleære leukocytter (PMN) fra venøst blod ble perfusert over et monolag av primære humane umbilikalvene endotelceller (HUVECs). For å kontrollere for hemodynamisk strømningsforhold, ble Harvard Apparatus sprøytepumpen ansatt 16. Alternativt, for å unngå kunstige leukocytter isolert, ble helblod anvendes i kombinasjon med glasskammer belagt med immobiliserte adhesjonsmolekyler 17.
For å unngå leukocytt stimulering og til mechanistically studere deres interaksjon med adhesjonsmolekylene henhold omtrent fysiologiske forhold, en ex vivo autoperfused, ekstrakorporal, arteriovenøs kretsen ble utviklet 16. I denne kretsen, renner blod mellom høyre halspulsåre og venstre ytre halsvene av en levende mus under narkose, slik at samspillet mellom innfødte PBLs innenfor et glass microflow kammer belagt med singel eller co-immobilisert adhesjonsmolekyler. En stor fordel til dette system er evnen til å anvende genetisk modifiserte mus, hvori inflammatoriske veier er direkte eller indirekte manipulert. I tillegg er det muligheten til å lokalisere den isolerte bidraget av leukocytt adhesjonsmolekyler til betennelse, uten ekstern aktivering under strømningsforhold. Anvendelsen av en strømningsregulator ved inngangspunktet til strømningskammeret gir et bredt spekter av eksperimentelle variasjoner av skjærkrefter for å etterligne enten arteriell eller venøs systemer 18-22. Her beskriver vi i stor detalj en protokoll om forberedelse og gjennomføring av ex vivo autoperfused microflow kammer analysen.
Protocol
Alle eksperimenter på dyr ble behandlet i samsvar med Foreningen for forskning i Vision og Ophthalmology erklæringen for bruk av dyr i Ophthalmic og Vision Research, og de retningslinjer og bestemmelser fastsatt av Massachusetts øye og øre Infirmary Animal Care komiteen.
Dagen før forsøket:
1. Utarbeidelse av Tubing for Flow Chamber
- Å forberede vena side, kobler en cm PE10 polyetylenslange til 6 cm silisium rør etterfulgt av 5 cm polyetylen rør. For karotid side, fremstille på samme måte som den jugulare side med tillegg av et T-rør i 6 cm silikonrøret omtrent 1,5 cm fra en polyetylenslange cm (figur 1 A, B). For å sette inn i T-røret, utvider silikonrøret ved hjelp av fin pinsett om nødvendig.
- Koble den ene enden av 10 cm av silikonslanger til trykkgiveren deretter sette inn T-enden av carotis side T-rør inn i den andre enden. Sikre tilkoblingen nettsteder er stramt og lekkasjefritt. Anvende et lite rektangulært stykke parafilm over det sted hvor røret passer sammen, hvis nødvendig, for å forhindre lekkasje (figur 1C).
2. Coating Chamber
- Klargjør endotelial overflatebelegg protein (f.eks, P selektin, intercellulært adhesjonsmolekyl-1 (ICAM-1), vascular cell adhesion protein-1 (VCAM-1)) i 0,1% BSA. Som en retningslinje, 1 ug protein i 200 ul BSA er nok til å belegge 4-5 kamre. Anvendelse av en 1 ml sprøyte som er koblet til en 25 G nål, tilfører hvert kammer (0,04 x 0,4 x 50 mm) med endotelial overflatebelegg protein. Lagre de belagte kamre i en 15 ml rør ved 4 ° C over natten.
Dagen for forsøket:
3. Klar Chamber
- Fjern de belagte kammere fra 4 ° C og koble vena og carotis rør til hver side. Forsegle connections ved forsiktig å strekke et lite rektangulært stykke parafilm over det sted hvor røret oppfyller kammeret. Ved hjelp av en sprøyte, fyller kammeret og slange med 0,1% BSA (sjekk for lekkasje). Inkuber i 45 min.
- Forberede en 35 mm petriskål for å holde kammeret ved å kutte hakk på hver side av fatet. Stabiliser kammer i hakkene; deretter bruke en liten dråpe silikon for å feste kammeret til parabolen på tann stedet. Sørg for at kammeret er nivået ved å se under mikroskopet. La silikon tørke i minst 15 min.
- Fyll en 60 ml låsing sprøyte med heparin og koble til trykkgiver. Koble trykkgiveren til carotis rør i følgende rekkefølge: Svinger, silisium rør og T-rør.
- Bruke en 1 cm PE50 mellom silikonrøret er koblet til transduseren og T-røret for å sikre forbindelsen. Pasning karotidarterien silikonrøret gjennom trykkklemmen (figur 1D). Kjør 100USP heparin through slangen og kammer til det ikke er luftbobler.
4. Sette opp programvaren
- For å forberede programvaren, slår på datamaskinen, mikroskop, og åpen lab enhet. Dobbeltklikk på Leica søknad suite (LAS) (eller tilsvarende) og forberede en mappe for å lagre videoen: bla → erverve → film → definere sekvens av klipp (klipp = 15, innspillingstid = 30 sek, og intervaller = 15 sek) deretter klikker du på "+" tegn for å bekrefte.
- For å ta opp flyten press åpne LabChart (eller tilsvarende) fil og koordinere filnavnet til opptaksmappen i trinn 4.1, ovenfor.
5. Kirurgisk prosedyre
- Bedøve en 8-10 uker gamle mus ved anvendelse av en kombinasjon av ketamin (60 mg / kg) og xylazin (6 mg / kg) injisert intra-peritonealt (IP). Bekrefte at dyp sedasjon oppnås innen 5-10 min med tap av pedal tilbaketrekking refleks. Hvis det er nødvendig, isofluranlevert via ansiktsmaske kan gis etter behov.
- Mens under narkose, plasserer en oppvarming pad under buret og satt til 37 ° C for å opprettholde kroppstemperaturen. Når riktig anestesi er bekreftet, plasserer du muse i en ventral posisjon og frakk øynene med bacitracin salve for å hindre okulær tørrhet.
- Deretter barbere håret på innsnitt området ved hjelp av et barberblad og rengjør området med alkohol.
- Når fullt bedøvet feste dyret med tape holde musen i en ventral stilling. Utsette nakken med saks og fjerne skjoldbruskkjertelen til å avsløre luftrøret og fartøy (Figur 2A).
- Rengjør halspulsåren til den er fullt eksponert tar seg ikke å skade vagus nerve (figur 2B). Brett et stykke sutur og passerer svingen under halspulsåren deretter kuttet på svingen så det er nå to stykker av sutur under carotis. Loop hver sutur i knop (ikke strammeknop).
- Gjenta samme prosedyre for å avsløre den venstre halspulsåren (figur 2C), forbereder sting på samme måte (figur 2D).
- Koble slangen til mus vaskulatur.
- Heparinisere mus ved injisering av 1 ml heparin IP.
- Stram øvre sutur på halspulsåren. Plassere fartøyet klemmen så lavt som det kan gå på halspulsåren (figur 3A). Bruk pinsett til å holde arterien ved den øvre sutur og foreta et lite snitt, omtrent 1/8 av omkretsen av arterien ved hjelp av microscissors (figur 3B).
- Pasning karotidarterien røret gjennom den andre knuten i den øvre sutur og inn i innsnitt gjort i arterien. Feste den nedre sutur slik at arterien er forseglet rundt slangen (flere knop bør gjøres for å sikre en tett forsegling, figur 3C).
- Gjenta fremgangsmåten for innsetting av vena jugularis rør (fartøyetklemmen er ikke nødvendig for jugular siden, figur 3D).
- Teste flyten ved å slippe fartøyet klemmen. Hvis det ikke er noen lekkasjer flytte musen til mikroskopet og koble carotis rør og halsvenen til kammeret rør (se vedlagt video for demonstrasjon av kirurgisk prosedyre).
6. Opptak Rolling Velocity
- Åpne halsklemme for å fylle kammeret, slik at en krets med musesirkulasjonssystemet. Tillate blodet å sirkulere i 3-5 min, slik at strømningsforholdene stabiliserer seg. Under ventetid på 3-5 minutter, juster mikroskop scenen slik at kammeret er nivået fra den ene enden til den andre med mikroskopet objektiv og sin kant er parallelt med innspilling av video-vinduet på skjermen.
- Fyll den modifiserte petriskål inneholdende glasskammer med vann og deretter senke 10X objektiv nedsenking i vann i formen, slik at cellene som strømmer gjennom kammeret er synlig.Lysintensiteten kan måtte justeres for å gi tilstrekkelig visning av cellene. Generelt en lavere intensitet er bedre.
- Juster klemme på slangen slik at svingeren leser en jevn 30 mm Hg, korrelere til et medium fysiologisk flyt press, eller som ønsket.
- Trykk "start" for å starte opptaket både video og trykket med det første tidsforløp nær halsenden og beveger seg mot strømmen mot halsenden til fullført.
MERK: Flere beleggingsbetingelsene bruke forskjellige adhesjonsmolekyler kan studeres i samme mus ved hjelp av flere kamre. Bare ett kammer blir registrert på en gang.- Når opptaket er ferdig, lukk ventilen på inngangen området, stopper blodstrømmen. Fjern kammeret og montere en ny kammer (belagt med et annet adhesjonsmolekyl) til kretsen ved hjelp av fin pinsett i den ene hånden og rillede tang på den annen side. Fortsette opptaket for den nye kammer som skissert i trinnene06.01 til 06.04.
- Avlive alle mus av CO 2-kvelning, etterfulgt av en ryggmarg forskyvning ved slutten av forsøket. Fremgangsmåten er terminal, således, ble musene avlivet ved en ryggmarg forskyvning ved slutten av forsøket.
7. tolke resultatene
- Å analysere de registrerte dataene bruke "M TrackJ" plugin for ImageJ programvare 23.
- Konvertere filen til gråtoner etter Velg fil → import → AVI → konvertere til gråtoner.
- Standardisere rammer fra Select → image → eiendom → skriv ramme intervaller (i) → global. Beregne ramme intervaller ved å dele totalt video varighet (vanligvis 30 sek) med antall rammer i en video (vist i øvre hjørne av bilde J videovinduet).
- Måle strømmen av hver leukocytt etter Velg plugin → M TrackJ → Legg til spor → velg en leukocytt→ Spor det med hver ramme for 15-20 sek → Slå sammen.
- Gjenta trinn 7.4 for alle leukocytter i visningen.
- Bestem middelverdien rullende hastighet av leukocytter etter Velg tiltaket → to kolonner vises → Kopier alt av M TrakJ: Låter inn i et regneark. Kolonnen merket "bety V" er leukocytt rullende målt i piksler / sekund. Konvertere til mikrometer / sek ved å dividere med 2/3.
- Å analysere trykkdataene høydepunkt og eksport i et regneark og utføre følgende regnestykke: AP (mm Hg) og t (dyne / cm 2) for en sammenligning mellom hver forsøksgruppe. Når beregnet, kopiere dataene til prisme programvare for grafisk fremstilling.
Representative Results
Under hvert opptak bare samspill leukocytter er tydelig på kammeret. Resultatene fra et representativt eksperiment kan sees i figur 4. De hvite pilene peker til individuelle leukocytter som ble fanget opp av adhesjonsmolekylet av interesse og ruller langs kammeret blant annet frittflytende seg i blodstrømmen. En vanlig gjenstand utenfor kammeret kan sees med de store mørke kuler i alle bildene. De mørke kuler hjelpe leseren sette pris på leukocytt bevegelse i forhold til et fast punkt. Leukocytter avansement over en periode på 22 sek kan sees i forhold til kulene. Grafen i samme figur viser en endelig plott av data der Tx1 reduserer valsehastigheten (et skift til venstre) og Tx2 øker hastigheten (et skift til høyre) i forhold til kontroll.
0 "/>
Figur 1: Fremstilling av rør for strømningskammeret. (A) Nødvendig verktøy for slanger og kammer montering (micro glass kammer 0,4 x 0,04 x 50 mm, polyetylen rør PE10, polyetylen rør PE60, silisium tubing 002, Y tube, T tube, 35 mm petriskål, fin pinsett, fine saks, rørholder, vaskulær klemme, 7-0 silkesutur. (B) Fremstilling av halsarterien og halsvenen rør for re-dirigere museblodstrømmen gjennom den belagte kammeret. (C) som forbinder karotidarterien slangen til trykktransduseren. (D) Pass slangen fra giveren gjennom klemmen for å justere hastigheten på blodstrømmen. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2:. Utsette halspulsåren og halspulsåren (A) Skjær forsiktig nakken for å avdekke luftrøret (B) Rengjør riktig halspulsåren, slik at et stykke av sutur kan sendes under fartøyet (stiplet gul. linje skisserer halspulsåren). (C) Rens venstre halsvene, slik at et stykke av sutur kan føres under fartøyets (stiplet linje gul skisserer vena jugularis). (D) Fordel løst knyttet suturer på de øvre og nedre regioner av halspulsåren og halspulsåren (piler angitt øvre og nedre regioner av skipene). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3: Koble slangen til than halspulsåren og halspulsåren. (A) Stram øvre knute på carotis og plasser klemme under nedre knute. (B) Bruke microscissors, lage et lite snitt i carotis, ca 1/8 omkretsen (stiplet gul sirkel indikerer snittet). ( C) Før produksjonsrøret inn i carotis og sikres med minst to suturer (grønn stiplet linje viser røret og den gule stiplede linje halspulsåren). (d) På samme måte sette røret i hals (grønn stiplet linje viser røret og gul stiplet linje halsvenen). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 4: Representant tid løpet av leukocytter rullende gjennom flyten chamBER (Scale bar = 100 mikrometer) (hvite pilspisser påpeke rullende leukocytter). graf viser representative resultater etter eksport til en grafisk program (Tx1 og Tx2 er eksperimentelle behandlingsgrupper og CTR er kontrollgruppen). TX1 representerer en behandling hvor leukocytter bremse som fører til en reduksjon i leukocytter valsehastighet og en venstreforskyvning av grafen sammenlignet med den ubehandlede gruppe (CTR), mens Tx2 fører til en rett skift reflekterer en økning i leukocytter valsehastighet. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Discussion
Prosessen med leukocytt rekruttering er et viktig skritt i den inflammatoriske respons; det innebærer migrasjon av leukocytter fra sirkulasjonssystemet mot målvev, der de er i stand til å utøve sin effektorfunksjon. Leukocytt-rekruttering er integrert i en rekke inflammatoriske tilstander så som aterosklerotisk plakk, myokardinfarkt, ischemi / reperfusjon, og transplantasjonskirurgi 1, så vel som flere CNS-relaterte nevroinflammatoriske tilstander 10-12,20,24,25. Vurderer mangfoldet av sykdomstilstander som leukocytter rekrutterings spenn, gir den autoperfused microflow kammeret et uunnværlig verktøy slik at etterforsker muligheten til å studere Leukocyttmigrering dynamikk.
I løpet av de siste tiårene, har en rekke in vitro blitt utviklet for å studere dynamikken i leukocytt celle adhesjon 26. Dessverre er alle disse analysene krever utvinning avleukocytter fra blodet, innføre mekanisk aktivering. Å komme nærmere in vivo miljøet, ble tilpasninger gjort for å samle hele blodprøver og kontrollere hemodynamisk strømningsforhold 16,17. Her strekker vi de foregående fremskritt i feltet ved å knytte en belagt kammeret til mus sirkulasjonssystemet. Vi er i stand til å regulere strømmen av blod til et fysiologisk område og studere dynamikken i leukocytt rulle. Den belagt kammer gir oss muligheten til å studere leukocytter interaksjon med spesifikke adhesjonsmolekyler. Siden systemet fungerer som en enhet som drives av et levende mus, nærmere etterligner det naturlige miljøet, slik at vi kan studere leukocytt-endotelial interaksjoner i en rekke immunologiske musemodeller. I tillegg gir dette systemet oss å dra nytte av de mange genetiske musemodeller tilgjengelig. Mens systemet ikke helt replikere in vivo miljøet, det gir en plattform for å studere spesific elementer av leukocytter i henhold til fysiologiske forhold, en prestasjon som ikke tidligere har vært mulig. Selv om dette tar oss et skritt nærmere en mer fysiologisk miljø er det begrensninger i systemet. Det betyr ikke helt gjenskape den komplekse 3D-matrise av blodkar, slik at vi bare er i stand til å vurdere visse elementer av leukocytter interaksjoner som er begrenset til kammeret belegg. I tillegg bør det utvises stor forsiktighet for å sikre et lukket system til musen sirkulasjon ved å følge alle trinnene som er nevnt i protokollen. Innføring av luftbobler vil i stor grad påvirke nøyaktigheten og reproduserbarheten av forsøkene.
Mens vi beskriver bruken av Autoperfused Microflow kammer for vurdering av leukocytt-rulle dynamikk prosedyren har potensiale til å bli tilpasset av forskere for å studere en rekke sykdommer. For eksempel kreftceller metastaserer ved å uttrykke mange av de vanlige griner som deles av leukocytter. Studying sine rullende dynamikk i en innstilling som nærmere etterligner en in vivo miljø kan bidra i vår kunnskap, og muligens prediksjon, av invasiv natur av visse kreftceller. En mulig tilnærming kan være å kombinere en merkingsteknikk for kreftceller, slik som GFP 27, sammen med strømningskammeret assay for å spore rullende dynamikken i kreftceller som uttrykker GFP. Gitt fleksibiliteten til belegging av kammeret med en rekke stoffer, og koble flere kamre til den samme musen vil det være interessant å se hvordan denne fremgangsmåten er modifisert for bruk i andre laboratorier i kombinasjon med genetisk modifiserte mus og sykdomsmodeller. Teknikken vi beskriver her bare berører et mye bredere anvendelsespotensial som kun er begrenset av kreativiteten til etterforskeren.
Acknowledgments
Forskning rapportert i denne publikasjonen ble støttet av National Eye Institute of National Institutes of Health i henhold til tildelings tall: R01EY022084 / S1 (KMC), T32EY007145 (HS) og P30EY014104. Innholdet er utelukkende ansvaret til forfatterne og representerer ikke nødvendigvis de offisielle visningene av National Institutes of Health. Ekstra støtte ble gitt av Massachusetts Lions Eye Research Fund (KMC) og en Special Scholar Award fra forskning for å hindre blindhet (til KMC).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Micro glass chamber 0.4 x 0.04 x 50 mm | VitroCom | 2540-050 | |
| Polyethylene tubing PE 10 | Fisher Scientific | 427400 | |
| Polyethylene tubing PE 60 | Fisher Scientific | 427416 | |
| Silicone tubing 002 | Fisher Scientific | 11-189-15A | |
| Y tube | Value Plastics | Y210-6 | |
| T tube | value plastics | T410-6 | |
| Silicone gel | Hardware store - Home Depo | ||
| 35 mm Petri dish | Corning | 430165 | |
| Parafilm | Pechiney Plastic Packaging | PM996 | |
| Fine forceps | FST | 11253-25 | |
| Fine scissors | FST | 15000-08 | |
| Tube holder | FST | 00608-11 | |
| Clamp applicator | FST | 18057-14 | |
| Vascular clamp | FST | 18055-04 | |
| 6-0 silk sutures | George Tiemann & Co | 160-1215-6/0 | |
| 25 x 1 G needles | BD | 305125 | |
| 30 x 1/2 G needles | BD | 305106 | |
| Heparin 100 USP units/ml | Hospital pharmacy |
References
- Barreiro, O., Sanchez-Madrid, F. Molecular basis of leukocyte-endothelium interactions during the inflammatory response. Revista Espanola de Cardiologia. 62, 552-562 (2009).
- Muller, W. A. Leukocyte-endothelial-cell interactions in leukocyte transmigration and the inflammatory response. Trends in Immunology. 24, 327-334 (2003).
- Alon, R., Ley, K. Cells on the run: shear-regulated integrin activation in leukocyte rolling and arrest on endothelial cells. Current Opinion in Cell Biology. 20, 525-532 (2008).
- Mehta, P., Cummings, R. D., McEver, R. P. Affinity and kinetic analysis of P-selectin binding to P-selectin glycoprotein ligand-1. The Journal of Biological Chemistry. 273, 32506-32513 (1998).
- Nicholson, M. W., Barclay, A. N., Singer, M. S., Rosen, S. D., vander Merwe, P. A. Affinity and kinetic analysis of L-selectin (CD62L) binding to glycosylation-dependent cell-adhesion molecule-1. The Journal of Biological Chemistry. 273, 763-770 (1998).
- Sandig, M., Negrou, E., Rogers, K. A. Changes in the distribution of LFA-1, catenins, and F-actin during transendothelial migration of monocytes in culture. Journal of Cell Science. 110 (22), 2807-2818 (1997).
- Shaw, S. K., et al. Coordinated redistribution of leukocyte LFA-1 and endothelial cell ICAM-1 accompany neutrophil transmigration. The Journal of Experimental Medicine. 200, 1571-1580 (2004).
- Woodfin, A., et al. JAM-A mediates neutrophil transmigration in a stimulus-specific manner in vivo: evidence for sequential roles for JAM-A and PECAM-1 in neutrophil transmigration. Blood. 110, 1848-1856 (2007).
- Blankenberg, S., Barbaux, S., Tiret, L. Adhesion molecules and atherosclerosis. Atherosclerosis. 170, 191-203 (2003).
- Parmeggiani, F., et al. Mechanism of inflammation in age-related macular degeneration. Mediators of Inflammation. 2012, 546786 (2012).
- Ding, X., Patel, M., Chan, C. C. Molecular pathology of age-related macular degeneration. Progress in Retinal and Eye Research. 28, 1-18 (2009).
- Xu, H., Chen, M., Forrester, J. V. Para-inflammation in the aging retina. Progress in Retinal and Eye Research. 28, 348-368 (2009).
- Peterson, K., et al. Drug Class Review: Nonsteroidal Antiinflammatory Drugs (NSAIDs): Final Update 4 Report. Drug Class Reviews. , Oregon Health & Science University. Portland, OR. (2010).
- Ulbrich, H., Eriksson, E. E., Lindbom, L. Leukocyte and endothelial cell adhesion molecules as targets for therapeutic interventions in inflammatory disease. Trends in Pharmacological Sciences. 24, 640-647 (2003).
- Stamper, H. B., Woodruff, J. J. Lymphocyte homing into lymph nodes: in vitro demonstration of the selective affinity of recirculating lymphocytes for high-endothelial venules. The Journal of Experimental Medicine. 144, 828-833 (1976).
- Lawrence, M. B., McIntire, L. V., Eskin, S. G. Effect of flow on polymorphonuclear leukocyte/endothelial cell adhesion. Blood. 70, 1284-1290 (1987).
- Abbitt, K. B., Nash, G. B. Characteristics of leucocyte adhesion directly observed in flowing whole blood in vitro. British Journal of Haematology. 112, 55-63 (2001).
- Smith, M. L., Sperandio, M., Galkina, E. V., Ley, K. Autoperfused mouse flow chamber reveals synergistic neutrophil accumulation through P-selectin and E-selectin. Journal of Leukocyte Biology. 76, 985-993 (2004).
- Yuan, J., Melder, R. J., Jain, R. K., Munn, L. L. Lateral view flow system for studies of cell adhesion and deformation under flow conditions. BioTechniques. 30, 388-394 (2001).
- Moalem, G., et al. Autoimmune T cells protect neurons from secondary degeneration after central nervous system axotomy. Nature Medicine. 5, 49-55 (1999).
- Hafezi-Moghadam, A., Thomas, K. L., Cornelssen, C. A novel mouse-driven ex vivo flow chamber for the study of leukocyte and platelet function. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 286, 876-892 (2004).
- Almulki, L., et al. Surprising up-regulation of P-selectin glycoprotein ligand-1 (PSGL-1) in endotoxin-induced uveitis. FASEB Journal: Official Publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 23, 929-939 (2009).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9, 676-682 (2012).
- Rapalino, O., et al. Implantation of stimulated homologous macrophages results in partial recovery of paraplegic rats. Nature Medicine. 4, 814-821 (1998).
- Yoles, E., et al. Protective autoimmunity is a physiological response to CNS trauma. The Journal of Neuroscience : the Official Journal of the Society for Neuroscience. 21, 3740-3748 (2001).
- Buchanan, M. R., Vazquez, M. J., Gimbrone, M. A. Arachidonic acid metabolism and the adhesion of human polymorphonuclear leukocytes to cultured vascular endothelial cells. Blood. 62, 889-895 (1983).
- Connor, K. M., et al. Manganese superoxide dismutase enhances the invasive and migratory activity of tumor cells. Cancer Res. 67, 10260-10267 (2007).
