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Un modelo de rata de la fibrilación ventricular y Reanimación por Convencional cerrado pecho Técnica

Published: April 26, 2015 doi: 10.3791/52413
Automatic Translation
1, 1, 1
1Resuscitation Institute, Rosalind Franklin University of Medicine and Science

Introduction

Cerca de 360,000 personas en los Estados Unidos 1 y muchos más en todo el mundo 2 sufren un episodio de paro cardiaco repentino cada año. Los intentos de restaurar la vida no requieren ser prevenidas sólo que la actividad cardiaca ser restablecido, pero que los daños en órganos vitales, reducen al mínimo, o se invierte. Las técnicas de reanimación cardiopulmonar actuales arrojan una tasa de resucitación inicial de aproximadamente 30%; Sin embargo, la supervivencia al alta hospitalaria es sólo el 5% 1. La disfunción miocárdica, disfunción neurológica, la inflamación sistémica, enfermedades intercurrentes, o una combinación de los mismos darse cuenta después de la reanimación de la gran proporción de los pacientes que mueren a pesar del retorno inicial de la circulación. Por lo tanto, una mayor comprensión de la fisiopatología y la novela de reanimación enfoques subyacentes se necesitan con urgencia para aumentar la velocidad de la reanimación inicial y posterior supervivencia con la función del órgano intacto.

Modo Animalls de arresto cardiaco tienen un papel crítico en el desarrollo de nuevas terapias de reanimación, proporcionando conocimientos sobre la fisiopatología de un paro cardíaco y la reanimación y ofrecer medios prácticos para conceptualizar y probar nuevas intervenciones antes de que puedan ser probados en humanos 3. El modelo de rata de tórax cerrado la reanimación cardiopulmonar (RCP) se describe aquí ha jugado un papel importante. El modelo fue desarrollado en 1988 por Irene von Planta - investigador en el momento - y sus colaboradores 4 en el laboratorio del fallecido profesor Max Harry Weil MD, Ph.D. en la Universidad de Ciencias de la Salud (rebautizada Rosalind Franklin de la Universidad de Medicina y Ciencia en 2004) y se ha utilizado ampliamente en el campo de la reanimación predominantemente por los becarios del profesor Weil y sus aprendices.

El modelo simula un episodio de parada cardíaca súbita con reanimación intentada por técnicas de RCP convencionales y por lo tanto incluye induction de fibrilación ventricular (VF) mediante la entrega de una corriente eléctrica al endocardio ventricular derecha y el suministro de CPR tórax cerrado por un dispositivo de pistón accionado neumáticamente mientras que concomitantemente la entrega de ventilación de presión positiva con gas enriquecido en oxígeno. La terminación de VF se logra mediante la entrega transtorácica de choques eléctricos. El modelo de rata establece un equilibrio entre los modelos desarrollados en los animales grandes (por ejemplo, cerdos) y modelos desarrollados en los animales más pequeños (por ejemplo, ratones) que permite la exploración de nuevos conceptos de investigación en una forma bien estandarizado, reproducible y eficiente con acceso a una robusta inventario de mediciones pertinentes. El modelo es particularmente útil en las primeras etapas de la investigación para explorar nuevos conceptos y examinar los efectos de los factores de confusión antes de la realización de estudios en modelos animales más grandes que son más costosas, pero de mayor impacto de la traducción.

Una búsqueda en Medline para todos los artículos revisados ​​por pares de informes comomodelo de rata imilar tener VF como el mecanismo de un paro cardíaco y algún tipo de reanimación tórax cerrado reveló un total de 69 estudios originales adicionales utilizando el modelo desde que se publicó por primera vez en 1988 4. Las áreas de investigación incluyen aspectos fisiopatológicos de reanimación 5-17, factores que influyen en los resultados de 18 a 30, el papel de las intervenciones farmacológicas que examinan agentes vasopresores 31-43, agentes tampón 44, 45 agentes inotrópicos, agentes destinados a infarto o protección cerebral 46-70, y también los efectos de las células madre mesenquimales 71-73.

El modelo y el protocolo descrito en este artículo está siendo usado actualmente en el Instituto de reanimación. Sin embargo, hay múltiples oportunidades para "personalizar" el modelo basado en las capacidades disponibles a los investigadores individuales y los objetivos de los estudios.

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Protocol

NOTA: El protocolo fue aprobado por el Comité de Cuidado y Uso de Animales institucional a Rosalind Franklin de la Universidad de Medicina y Ciencia. Todos los procedimientos fueron realizados de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio publicados por el Consejo Nacional de Investigación.

1. Configuración Experimental y Anestesia

  1. Realizar calibraciones de las diversas señales que se capturaron utilizando un sistema de adquisición de datos (las presiones, la temperatura, el desplazamiento del pistón, el electrocardiograma [ECG], capnografía, etc.).
  2. Esterilizar instrumentos y catéteres (por ejemplo, en un autoclave para instrumentos y esterilizador de óxido de etileno para catéteres) y operar vestida y con una máscara, gorro y guantes estériles si el experimento consiste en una cirugía de supervivencia. Limpiar los instrumentos quirúrgicos y catéteres pero no hay necesidad de ser estéril para cirugía no supervivencia.
  3. Preparar los catéteres describen a continuación y representan en internetfigura 1 para una rata con un peso entre 0,45 kg y 0,55 kg.
    1. Marcar un catéter 2F termopar de tipo T, tamaño 0,6 mm OD (2F), a los 3, 5, y 8 cm de la punta con un marcador permanente, para el avance en la aorta torácica. Utilice este catéter para medir la temperatura y el gasto cardíaco.
    2. Corte el tubo de polietileno, tamaño 0,46 mm y 0,91 mm ID OD (PE25) ≈ 25 cm de longitud, uno para el avance en la aorta torácica y otro para el avance hacia la aurícula derecha.
    3. Cortar el extremo de cada punta del catéter PE25 a ser insertado en el recipiente en un ángulo de 90 °.
      NOTA: consejos biselados a 45 ° de ángulo pueden causar perforación del vaso cuando se utilizan tubos de PE. Sin embargo, la punta biselada se puede recortar hacia abajo con papel de lija para reducir su nitidez.
    4. Adjuntar un adaptador luer hembra trozo de calibre 26 al extremo proximal de cada catéter PE25.
    5. Marque el catéter aórtico a los 3, 5, y 8 cm y el catéter de la aurícula derecha a los 3, 5, 8, 10 y 12 cm de la punta. Utilice el aoRTIC catéter para medir la presión aórtica y para el muestreo de sangre. Utilice el catéter de la aurícula derecha para medir la presión de la aurícula derecha.
    6. Adjuntar cada adaptador luer stub a un transductor de presión equipado con una llave de paso de 3 vías.
    7. Cortar la punta de un catéter venoso de poliuretano 3F pediátrica, el tamaño de 0,6 mm de ID y 1,0 mm OD (3F), en un ángulo de 45 ° para el avance en la aurícula derecha.
    8. Marque el catéter yugular externa 3F a 4 cm de la punta. Utilice este catéter para avanzar un alambre de guía en el ventrículo derecho para la inducción eléctrica de VF con la consiguiente posibilidad de utilizarlo para la administración de fármacos y el muestreo de sangre. Coloque una llave de paso de 3 vías para el catéter.
      NOTA: Las marcas hechas en los catéteres son de carácter orientativo del cirujano como los catéteres están avanzadas. La marca en 3 cm en los catéteres avanzar a través de los vasos femorales alertas el cirujano de un área de la resistencia potencial resultante de los vasos a partir de la curva hacia la región torácica. El 8 cm marks en el catéter y el catéter aórtico termopar indican la punta es en la aorta torácica descendente. La marca de 12 cm en el catéter de la aurícula derecha indica que la punta está en la aurícula derecha. Marcas provisionales son guías como los catéteres están avanzadas. La marca de 4 cm en el catéter yugular externa derecha indica que la punta está en la aurícula derecha.
    9. Primer cada catéter con solución salina que contiene 10 UI / ml de heparina (para garantizar su permeabilidad) y gire las llaves de paso correspondientes a la posición cerrada.
    10. Cortar una cánula 5F fluorado de etileno propileno, tamaño ID 1,1 mm y 1,6 mm OD (5F) montado sobre un estilete, para ser ≈ 8 cm de longitud, creando una punta roma. Utilice esta cánula para el avance en la tráquea colocando su punta ≈ 2 cm de la carina para la ventilación con presión positiva durante y después de la resucitación cardiaca.
      NOTA: El estilete de metal de la cánula debe ser dobladas en un ángulo de 145 ° ≈ 3 cm de la punta para ayudar en el avance hacia la tráquea.
  4. Preparar la rata para la instrumentación quirúrgica.
    1. Anestesiar la rata mediante inyección intraperitoneal de pentobarbital sódico (45 mg / kg). Si es necesario, administrar dosis adicionales (10 mg / kg) por vía intravenosa cada 30 minutos (después de establecer el acceso vascular) para mantener un plano quirúrgico de anestesia.
      NOTA: La mayoría de los estudios han utilizado machos reproductores retirado ratas Sprague-Dawley.
    2. Clip del pelo de las áreas quirúrgicas y las zonas donde se entregan las descargas eléctricas; que incluyen la zona dorsal torácica, la ingle izquierda y derecha, el cuello, y la superficie anterior del tórax.
    3. Administrar 0,02 mg / kg (1 ml / kg) por vía subcutánea buprenorfina para la analgesia.
    4. Fijar la rata en una posición supina sobre una tabla quirúrgica con cinta adhesiva la parte delantera y las extremidades traseras en un ángulo de 45 ° de la línea media.
    5. Áreas de incisión Scrub con matorrales betadine seguido de 70% de etanol 3 veces.
    6. Aplique una capa fina de pomada oftálmica antibacteriano para las córneas.
    7. Inserte un ≈ termistor rectal 4 cm en el recto y asegurar el termistor a la junta quirúrgica.
    8. Mantener la temperatura central corporal entre 36,5 ° C y 37,5 ° C usando una lámpara incandescente de calentamiento durante todo el experimento.
    9. Agujas Place ECG subcutáneamente en el miembro superior derecho, dejaron miembro superior, y la extremidad posterior derecha, y registrar el ECG durante todo el experimento.

2. vasculares canulaciones

2.1) Izquierda arteria femoral para avanzar el catéter de termopar de tipo T en la aorta torácica descendente

  1. Hacer una incisión de 2 cm en la zona inguinal izquierda en un ángulo de 90 ° en relación con su arboleda.
  2. Exponer los vasos femorales y el nervio mediante disección roma del tejido conectivo circundante usando un par de pinzas hemostáticas.
  3. Exponer la vaina vascular alrededor de los vasos utilizando un fórceps curvos micro disección.
    NOTA: Evite perforar la embarcación a la nerve.
  4. Viaje con pinza de disección micro debajo de la arteria femoral, vena y nervio y apoyarlos en un ángulo de 90 ° con respecto a los vasos. Con los dos vasos y el nervio apoyado, comenzará la separación de la arteria del nervio y la vena utilizando otro par de curvas forceps micro disección.
    NOTA: La separación se realiza desde abajo y paralela a los vasos para minimizar el riesgo de lesión de los vasos y nervios.
  5. Vuelva a colocar las pinzas de apoyo; liberando el nervio para apoyar sólo la vena y la arteria.
  6. Pase un fórceps entre la arteria y la vena y separar a una longitud de ≈ 1 cm.
  7. Suelte la vena aislada de las pinzas de apoyo suavemente, y siguen siendo el apoyo a la arteria.
  8. Inserte dos 3-0 trenzadas ligaduras no absorbibles de seda y una posición distal y uno proximal ≈ 1 cm.
  9. Apriete firmemente la ligadura distal mientras que la arteria aún se admite el uso de nudo & # de un cirujano160; seguido por dos nudos simples. Apriete la ligadura proximal con un nudo de cirujano suelta.
  10. Hacer una pequeña incisión en el vaso usando un par de tijeras de disección micro cerca de la ligadura distal en un ángulo de 60 ° con relación al recipiente de corte de aproximadamente ¼ de su área de la sección transversal.
    NOTA: Una pequeña gota de sangre que salen de las señales de corte se llegó a la luz.
  11. Gotear solución salina heparinizada en el recipiente para permitir la inserción suave del catéter.
    NOTA: una a dos gotas de solución de lidocaína al 1% también se puede utilizar para prevenir el espasmo del vaso.
  12. Inserte una aguja de calibre 22 - cuya punta ha sido doblada a medida en un ángulo de 70 ° y embotado con papel de lija (es decir, introductor) - en la abertura del vaso mientras tira suavemente la ligadura distal con las pinzas hemostáticas para estabilizar el buque.
  13. Levante el introductor suavemente para exponer el lumen y guiar el catéter termopar tipo T bajo el introductor, la eliminaciónuna vez se ha insertado la punta del catéter.
  14. Mantenga el catéter en su lugar con una mano mientras que acomoda otra parte en una posición cómoda para avanzar el catéter.
  15. Cierre las pinzas de soporte y moverlos distal como el catéter se avanza.
    NOTA: Si alguna resistencia se conoció mientras se avanza el catéter; detener, retroceder e insertar en un ángulo alternativo.
  16. Avance el catéter hasta la marca de 8 cm para colocar la punta dentro de la aorta torácica descendente.
  17. Asegurar el catéter al recipiente apretando la ligadura proximal y la adición de dos nudos individuales adicionales.
    NOTA: nudos seguros suficientemente apretados para evitar el sangrado alrededor del catéter y el desplazamiento involuntario; sin embargo, lo suficientemente floja para permitir movimiento de vaivén, si es necesario para el reposicionamiento.
  18. Retire las pinzas y las pinzas hemostáticas suavemente.

2.2) vena femoral izquierda para hacer avanzar el catéter PE25 en la aurícula derecha

  1. Ascensor tél arteria femoral ya una cánula con el catéter termopar tipo T tirando suavemente hacia arriba en la ligadura y la exposición de la vena femoral adyacente.
  2. Viaja bajo la vena utilizando pinzas y abrirlos para apuntalar la vena.
  3. Siga los pasos 2.1.8 través 2.1.18 pero avanzar el catéter PE25 (en lugar del tipo T termopar) hasta la marca de 12 cm para colocar la punta cerca de la aurícula derecha.
  4. Verifique la sangre puede ser retirada a través del catéter para confirmar su posición sin obstáculos intraluminal y lavar el catéter con 0,2 ml de solución salina heparinizada.
  5. Cerrar la incisión quirúrgica con el nudo de un solo cirujano.

2.3) de la arteria femoral derecha para avanzar el catéter PE25 en la aorta torácica descendente

  1. Siga los pasos 2.1.1 al 2.1.18, pero el avance del catéter PE25 a la marca de 8 cm para colocar la punta dentro de la aorta torácica descendente.
  2. Repita los pasos 2.2.4 y 2.2.5.

2.4) vena yugular externa derecha para hacer avanzar el catéter venoso pediátrico 3F de poliuretano en la aurícula derecha

  1. Haz un 1,5 cm de largo incisión comenzando en la base del cuello, 1 cm a la derecha de la tráquea, terminando justo debajo de la tiroides.
    NOTA: Evite herir o exponer la glándula tiroides.
  2. Diseccionar suavemente el tejido conectivo que rodea usando un par de pinzas hemostáticas para exponer la vena yugular externa.
  3. Viaja bajo la vena utilizando pinzas y abrirlos para apuntalar la vena.
  4. Repita los pasos 2.1.8 través 2.1.18 para cateterización de la vena, pero el avance del catéter 3F a la marca de 4 cm posicionando la punta en la aurícula derecha.
  5. Repita el paso 2.2.4.
  6. Tapar el catéter con la llave de paso de 3 vías y gire a la posición cerrada.

3. La intubación traqueal

3.1) La exposición traqueal

  1. Ampliar la incisión en el cuello realizado previamente hacia la línea media usando pinzas hemostáticas.
  2. Diss ect con pinzas y pinzas utilizando la técnica contundente la parte esternohioideo, esternotiroideo y mastoides de los músculos cleidocephalic para exponer la tráquea y manténgalo exponen mediante un esparcidor de tejido.

3.2) La intubación traqueal

  1. Tire de la lengüeta para estirar la vía aérea. Avanzar el catéter 5F (es decir, la cánula traqueal) montado sobre el estilete. Sostenga firmemente la cánula mientras se avanza con la punta hacia arriba y avanzar tratando de entrar en la vía aérea superior, las cuerdas vocales y la tráquea.
  2. Trans-visualizar la cánula traqueal a medida que avanza para la orientación en la posición correcta.
  3. Retire el estilete de la cánula y conectar un adaptador de infrarrojos del analizador de CO 2 al extremo distal de la cánula.
  4. Confirme la intubación traqueal exitosa al reconocer la forma de onda de capnografía característica, es decir, el CO 2 de la vía aérea durante la espiración aumentando y disminuyendo durante la inspiración.
ove_title "> 4. Confirmación de Estabilidad Línea Base

  1. Complete la instrumentación quirúrgica y la conexión de los catéteres, cánulas diversos, y derivaciones a través de sus correspondientes transductores y acondicionadores de señal a un sistema de adquisición de datos y confirmar la estabilidad hemodinámica basado en la producción y la presión arterial meaurements cardíacos y estabilidad metabólica (aconsejable) mediante la medición de la sangre gases y los niveles de lactato.
    NOTA: El gasto cardíaco se mide por análisis informático de la curva de termodilución registrada en la aorta torácica descendente a través del termopar 200 después de la inyección en bolo l de NaCl al 0,9% a temperatura ambiente en la aurícula derecha.
  2. Definir los valores de referencia de línea de base específicas para los distintos parámetros de interés; que puede variar depende de la cepa de rata, sexo y peso. Los valores basales y de referencia posterior a la reanimación de un experimento representativo que usa el modelo de rata descrito en este documento se enumeran en la Tabla 1.

5. Protocolo Experimental

5.1) La inducción de fibrilación ventricular (VF)

  1. Inserte una aguja por vía subcutánea en la pared abdominal de la rata conectado al polo negativo de un 60 Hz, corriente (AC) generador (de 0 a 12 mA) alterna. Evitar el avance de la aguja más allá del tejido subcutáneo en la cavidad abdominal para evitar la lesión inadvertida a los órganos internos.
  2. Una un extremo de un precurvado 0,38 mm OD y 40 cm de alambre de guía largo (a través de un conector de cable) al polo positivo del generador de AC. Asegúrese de que la polaridad no se invierte; de lo contrario VF no puede ser inducida.
  3. Retire la llave de paso de 3 vías del catéter de poliuretano 3F insertado en la vena yugular externa derecha y avanzar en la punta más blanda de la guía de aproximadamente 7 cm que buscan ingresar al ventrículo derecho mientras se monitoriza el ECG y la presión aórtica.
    NOTA: La correcta colocación de la aguja guía será sugerido por ventr ectópicolatidos CONCRETAS observaron en el ECG y la presión aórtica.
  4. Encienda el generador de corriente alterna de 60 Hz y aumentar gradualmente la corriente, mientras que el control de la presión aórtica.
    NOTA: Una corriente de 2,0 mA es típicamente suficiente para inducir VF pero varía depende de la ubicación del cable de guía en relación con el ventrículo derecho. Los ajustes menores a la localización de la punta pueden ser requeridos para inducir la FV en los niveles actuales inferiores.
  5. Confirmar la inducción de VF mediante la documentación de (1) el cese de las pulsaciones de la aorta y la decadencia exponencial de la presión aórtica a ≈ 20 mm Hg dentro ≈ 5 segundos y (2) aparición de la actividad eléctrica desorganizada en el ECG, como se muestra en la Figura 2.
  6. Mantener la corriente ininterrumpida durante 3 minutos reducción de la intensidad después de la primera minutos a aproximadamente la mitad del nivel requerido para inducir VF.
  7. Girar la corriente después de 3 min y documento que VF continúa sin la necesidad de aplicar actual.
    NOTA: Pequeños corazones desfibrilan espontáneamentedada una longitud de circuito corto por el que el borde delantero de la parte delantera fibrilatoria alcanza su extremo posterior en período refractario que impide la reentrada. Sólo después de un período de isquemia miocárdica;. Es decir, 3 min, lo suficiente para reducir la velocidad de conducción para permitir la reentrada es que VF se convierte en auto-sostenida, como se muestra en la Figura 2.
  8. Retire el cable guía, vuelva a tapar el catéter yugular con la llave de paso de 3 vías, retire la aguja de tierra, y permitir VF para continuar de forma espontánea durante la duración deseo del protocolo antes de iniciar las intervenciones de reanimación (es decir, 4-15 min basada en criterios públicos estudios).

5.2) Las compresiones torácicas y ventilación con presión positiva

NOTA: El compresor torácico aparece en esta publicación es un dispositivo de pistón a medida de accionamiento neumático y electrónicamente controlada. El ventilador es un dispositivo comercialmente disponible.

  1. Utilice el tiempo de la FV no tratada por las acciones descritas below; a pesar de que se pueden realizar antes de la inducción de VF.
  2. Marque el pecho a 2,8 cm y 4,2 cm desde la base de la apófisis xifoides. La zona óptima para iniciar las compresiones torácicas se encuentra típicamente entre estas dos marcas.
  3. Aplique el gel conductor para una paleta de desfibrilación y deslícela debajo de pecho de la rata, asegurando la paleta a la junta quirúrgica.
  4. Coloque el pistón del compresor torácico entre las dos marcas en el pecho tocando ligeramente el pecho.
  5. Ajuste el compresor para entregar 200 compresiones por minuto y establecer el desplazamiento inicial de pistón a 0 mm.
    NOTA: La tasa de compresión es apropiada para un animal pequeño con una frecuencia cardíaca espontánea de 350 min -1 pero puede variarse según la tasa de compresión óptimo para el modelo de rata no se ha definido.
  6. Ajuste el ventilador a 25 min -1 entrega de un volumen corriente de 6 ml / kg y una fracción de oxígeno inspirado (FiO 2) de 1,0 sin sincronización a pecho compresión.
  7. Conecte el tubo del ventilador (que termina en un adaptador en la conexión de la inspiración y espiración extremidades) para el abandono de la cánula traqueal interpuesto el adaptador del analizador de CO 2 por infrarrojos.
  8. Encienda el ventilador y comenzar la compresión del pecho, aumentando gradualmente la profundidad de compresión de 0 mm a 10 mm durante el primer minuto. Mueva ligeramente el pistón lateralmente y rostrocaudal tratando de encontrar una posición que produce el máximo de la presión diastólica aórtica (es decir, la presión entre las compresiones) para una profundidad de compresión dada.
    NOTA: El aumento gradual de la profundidad de compresión es única para el Instituto de reanimación; mayoría de los investigadores comienzan con la profundidad de compresión máxima.
  9. Continuar el aumento de la profundidad de compresión durante el segundo minuto hasta que se logre un objetivo de la presión diastólica aórtica.
    NOTA: Un blanco aórtica presión diastólica de 24 mm Hg o mayor produce una presión de perfusión coronaria de 20 mm Hg o más después de restar elpresión diastólica de la aurícula derecha; correspondiente al umbral resuscitability para este modelo de rata 4. El objetivo de la presión diastólica aórtica - que puede superar el umbral resuscitability - tiene que ser decidido por el investigador basado en el objetivo del estudio. Sin embargo, no es aconsejable superar una profundidad de compresión de 17 mm para evitar daños a la pared torácica y los órganos intratorácicos.
  10. Mantener las compresiones torácicas durante la duración deseada antes de intentar la desfibrilación.
    NOTA: Seis minutos de la compresión del pecho parece ser el mínimo necesario para crear condiciones favorables para la desfibrilación de miocardio con éxito 26. Sin embargo, con el aumento de la duración, la eficacia hemodinámica de pecho disminución de compresión y la mayoría de los estudios utilizan una duración que va del 6 al 10 min.

5.3) La desfibrilación

  1. Utilice un desfibrilador disponible en el mercado de forma de onda bifásica, con capacidad de desfibrilación interna con una partidaenergía entregada de 5 J, equipado con paletas a medida para la rata.
  2. Aplicar gel conductor a la paleta de desfibrilación.
  3. Cargue el desfibrilador inmediatamente antes de completar la duración predeterminada de las compresiones torácicas.
  4. Interrumpir la compresión del pecho y verifique el corazón permanece en VF examinar el ECG.
  5. Entregar hasta dos choques eléctricos de 5 J cada una a través de la pared torácica 5 segundos aparte si la FV está presente y observar el regreso de un ECG eléctricamente organizada con pulsos de aorta y una presión aórtica media ≥25 mm Hg.
  6. Reanudar las compresiones torácicas durante otros 30 segundos o 60 segundos (contingentes en el protocolo específico) si la presión aórtica media es <25 mm Hg, independientemente del ritmo eléctrico.
  7. Repita los pasos de 5.3.4 a 5.3.6 para un máximo de 5 veces contingentes en el protocolo específico, pero la escalada de la energía de desfibrilación a 7 J si las iniciales 5 J shocks no logran terminar la FV. La Figura 3 representa el pro desfibrilaciónprotocolo utilizado en el Instituto de reanimación y la Figura 4 representa un experimento representativo durante la fase de desfibrilación.
  8. Entregar choques eléctricos sólo cuando VF está presente; de lo contrario reanudar la compresión del pecho sin precedentes choques eléctricos y asume el corazón está en actividad eléctrica sin pulso o asistolia.
  9. Determinar el resultado de la resucitación en la terminación de los ciclos de desfibrilación de compresión (Figura 3).

5.4) post-resucitación

  1. Aumentar la tasa de ventilación de 25 min -1 a 60 min -1 después del retorno de la circulación espontánea y baje la FiO 2 de 1,0 a 0,5 después de 15 minutos de la circulación espontánea.
  2. Entregar una descarga eléctrica en la misma energía del último choque si la FV se repite. Sin embargo, VF típicamente invierte de forma espontánea a ritmo sinusal dentro de unos pocos segundos.
    NOTA: recurrencia VF puede ocurrir como parte de las arritmias de reperfusión en brevetras el retorno de la circulación espontánea, pero rara vez más allá de 15 minutos.
  3. Observe el animal de acuerdo con el protocolo post-resucitación específico decidido por el investigador; típicamente 180 a 240 min en experimentos agudos sin recuperación de la anestesia antes de la eutanasia. La línea de tiempo de un experimento típico aguda se muestra en la Figura 5.
  4. Realizar la necropsia en experimentos agudos para documentar la posición de los catéteres y lesiones en órganos internos que pueden hacer que un experimento válido.
  5. Retire todos los catéteres, ligar los vasos, y cerrar las heridas con grapas metálicas y seguir los pasos que se indican a continuación en experimentos de supervivencia.
  6. Extubar el animal siempre y cuando sea capaz de respirar espontáneamente.
  7. Volver al animal a una jaula limpia después de la recuperación de la anestesia demuestra autoadrizará completa y sin ayuda de decúbito dorsal.
  8. Inject calentó 0,9% de NaCl (1 ml / 100 g de peso corporal) por vía intraperitoneal para reducir el riesgo de hipotermia y dehydration.
  9. Administrar una dosis subcutánea de meloxicam (2 mg / kg) por vía subcutánea 4 horas después de la dosis de analgesia seguido de un / kg dosis subcutánea 1 mg una vez al día hasta por 72 hr.
  10. Casa al animal solo con el enriquecimiento para un máximo de 48 horas para la recuperación segura y utilizar el procedimiento operativo estándar institucional para el cuidado postoperatorio y seguimiento.

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Representative Results

El modelo de rata descrito aquí se utilizó recientemente para comparar los efectos de dos inhibidores de la sarcolema de sodio-hidrógeno intercambiador de isoforma 1 (NHE-1) sobre la función miocárdica y hemodinámica durante la compresión del pecho y post-resucitación 61. Se informó anteriormente que los inhibidores de NHE-1 atenúan la lesión por reperfusión miocárdica mediante la limitación citosólica sodio inducida y la sobrecarga de calcio mitocondrial, y por lo tanto ayudan a preservar la distensibilidad del ventrículo izquierdo durante la compresión del pecho y atenúan post-resucitación disfunción miocárdica 12. En este estudio, la NHE-1 inhibidor de cariporide (1 mg / kg), que había sido investigado ampliamente en el pasado, se comparó con el compuesto más nuevo AVE4454B (1 mg / kg) y el control del vehículo en tres grupos de 10 ratas cada uno, todos sujetos a 10 min de VF no tratada seguido de 8 min de la compresión del pecho antes de entregar los choques eléctricos. De cualquier control de compuesto o vehículo fue al azar para la administración enla aurícula derecha inmediatamente antes de iniciar la compresión del pecho con los investigadores ciegos a la asignación. Los efectos de los inhibidores de NHE-1 se analizaron individualmente y combinados (es decir, contra el control). Como se muestra en la Figura 6, NHE-1 inhibición activar la consecución de una presión diastólica aórtica predefinido (entre 26 mm Hg y 28 mm Hg) con menos profundidad de compresión compatible con la preservación de la distensibilidad ventricular izquierda. Cuando se indiza la presión de perfusión coronaria para la profundidad de compresión (relación / Profundidad CPP) - un índice de distensibilidad ventricular izquierda - sólo ratas tratadas con cariporide alcanzado significación estadística. Post-reanimación, ambos compuestos mejoró la disfunción miocárdica y este efecto se asoció con una mayor supervivencia como se muestra en la Figura 7. Se concluyó basada en este estudio que cariporide es más eficaz que AVE4454B para la reanimación de un paro cardiaco en este modelo de rata.


Figura 1: Rata Instrumentación. Versión esquemática del modelo de rata de VF y resucitación-tórax cerrado que ilustra las diversas instrumentaciones y dispositivos utilizados en el modelo para inducir VF y realizar la resucitación cardiaca. AC corriente alterna =, ECG = electrocardiograma.

Figura 2
Figura 2: Inducción Representante de la fibrilación ventricular. Experimento que representa el ECG y la presión aórtica en la línea base 6 min antes de la inducción de VF, en el inicio de la 60 Hz alterna actual de entrega para inducir VF, y después de encender la corriente de 3 min más tarde. La entrega actual normalmente enmascara la forma de onda VF superposición de una forma de onda de 60 Hz, que ya no se ve después de apagar las current, documentación sostenida FV.

Figura 3
Figura 3: Protocolo de desfibrilación. Algoritmo utilizado para guiar cuando para entregar descargas eléctricas y cuando para reanudar la compresión del pecho (CC), basado en el ritmo cardíaco eléctrica y el nivel medio de presión aórtica (MAP). VF = fibrilación ventricular, DESCARGAS = entrega de choques eléctricos. Los posibles resultados de la resucitación incluyen: (1) ROSC, el retorno de la circulación espontánea se define como un mapa ≥40 mm Hg duración> 5 min; (2) ROCA, retorno de la actividad cardiaca se define como un ritmo organizado con una presión de pulso aórtica ≥5 mm Hg pero MAPA <40 mm Hg; (3) FV refractaria, definida como la persistencia de VF al finalizar el ciclo de 5º; (4) PEA, actividad eléctrica sin pulso se define como una actividad eléctrica cardíaca organizado con una presión de pulso aórtica <5 mmHg; y (5) la asistolia, que se define como la ausencia de actividad cardiaca eléctrica y mecánica.

Figura 4
Figura 4: Protocolo Desfibrilación Representante. Experimento que representa el ECG, la presión aórtica, y el desplazamiento del pistón (profundidad) al final de la compresión del pecho y un ciclo adicional. Se muestran los efectos de la compresión del pecho (CC) sobre la presión aórtica, mientras que el corazón está en VF seguido de una pausa en la compresión de pecho para administrar la descarga eléctrica inicial. El choque terminó VF pero dio lugar a una débil actividad cardiaca incapaz de mantener una presión aórtica media ≥25 mm Hg que provocó la reanudación de la compresión del pecho, esta vez dando un pulsátil significa aórtica presión> 25 mm Hg, que aumentó rápidamente a> 40 mm Hg en consonancia con retorno de la circulación espontánea (ROSC).


Figura 5: Cronograma Experimental. Cronología de un típico experimento de ratas aguda mostrando intervenciones y mediciones. Ao = aórtica, BG = gases en sangre, Co-Ox = co-oximetría, ECG = electrocardiograma, la FIO 2 = fracción de oxígeno inspirado, Lac = lactato, RA = aurícula derecha.

Figura 6
Figura 6: Efecto de NHE-1 inhibidores sobre Eficiencia CPR. La profundidad de compresión torácica (profundidad) y la relación entre la presión de perfusión coronaria y la profundidad de compresión (CPP / Profundidad) comparar la solución de control (C) con AVE4454B (AVE) y cariporide (PCR) antes de la compresión en el pecho. NHEI = AVE y grupos de PCR combinados. Los gráficos de líneas muestran la profundidad y CPP / Profundidad en toda la compresión del pecho comparando NHEI (o) con los controles (●). Los números en braquetas denotan ratas restantes en fibrilación ventricular. Los gráficos de barras muestran las mismas variables en el último minuto de la compresión del pecho. Los valores son medias ± SEM. † p <0,01, ‡ p <0,001 vs control por parte de la prueba t de Student, p <0,01, p <0,001 vs control mediante ANOVA de una vía utilizando el test de Holm-Sidak para comparaciones múltiples, p <0,05 versus control por ANOVA de una vía utilizando el test de Dunn para comparaciones múltiples (Esta cifra ha sido modificado desde Radhakrishnan et al. 61).

Figura 7
Figura 7: Efecto de la NHE-1 Inhibidores sobre la supervivencia. Las curvas de Kaplan-Meier en ratas que recibieron este fármaco (CRP), AVE4454B (AVE), o solución de control del vehículo. Muestran a la izquierda son las curvas de supervivencia para todas las ratas y en sólo aquellos que tenían retu la derecharn de la circulación espontánea (ROSC). Gráficos superiores muestran la supervivencia de la intervenciones individuales y gráficos de fondo la supervivencia de los grupos AVE y PCR combinados (NHEI) p <0,01 versus control por análisis Gehan-Breslow mediante el test de Holm-Sidak para comparaciones múltiples.; † p = 0,01 versus control por análisis Gehan-Breslow (Esta cifra ha sido modificado desde Radhakrishnan et al. 61).

Variables Base Post-Reanimación
-5 Minutos 60 min 120 min 180 min
Temperatura (° C) 36,9 ± 0,3 [12] 36,9 ± 0,4 [6] 37,0 ± 0,6 [5]
HR (min -1) 379 ± 30 334 ± 27 346 ± 21 370 ± 35
Gasto cardíaco (ml / min) 87 ± 13 48 ± 11 33 ± 11 30 ± 10
Índice cardiaco (ml / kg ∙ min -1) 175 ± 28 93 ± 22 65 ± 20 58 ± 19
Presión Ao Sysolic (mmHg) 162 ± 15 108 ± 19 107 ± 24 102 ± 20
Presión Ao diastólica (mmHg) 130 ± 13 84 ± 13 86 ± 21 82 ± 16
Presión Ao Media (mmHg) 141 ± 13 92 ± 15 93 ± 22 89 ± 17
Presión RA Media (mmHg) 0 ± 1 2 ± 1 2 ± 2 1 ± 2
Final de la espiración de CO 2 (mmHg) 37 ± 10 34 ± 14 24 ± 16 24 ± 17
pH, Aorta (unidad) 7.40 ± 0.04 7,28 ± 0,11 7.36 ± 0.10 7.34 ± 0.08
Lactato, Aorta (mmol / L) 0.56 ± 0.32 5,68 ± 2,64 3,24 ± 1,63 3,38 ± 2,15
PO 2, Aorta (mmHg) 84 ± 8 178 ± 18 206 ± 9 206 ± 25
PCO 2, Aorta (mmHg) 40 ± 6 30 ± 11 29 ± 9 24 ± 10

Tabla 1: Hemodinámica Representante y valores metabólicos. Los valores basales se obtuvieron en 12 machos reproductores retirado ratas Sprague-Dawley después de la finalización de la instrumentación quirúrgica y antes de la inducción de fibrilación ventricular. Los valores subsiguientes se obtuvieron a los 60, 120, y 180 minutos después de la reanimación. Los números entre paréntesis indican las ratas que se mantuvieron con vida en el intervalo post-resucitación. Los datos se muestran como media ± DE. Ao = aórtica, HR = frecuencia cardíaca, RA = aurícula derecha.

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Discussion

Pasos críticos en el protocolo

Hay pasos críticos en el protocolo. Cuando dominado, la preparación y el protocolo, intervenir describen como sucintamente a continuación. La preparación quirúrgica es rápida, avanzando rápidamente a través de catéteres de pequeñas incisiones de disparo mínima o ninguna espasmo de vaso y el posicionamiento de las puntas de catéter como se pretende, seguido de intubación traqueal con éxito después de una sola o unas pocas intento (s); por lo tanto, completando la preparación en ≈ 90 min de la dosis inicial de pentobarbital a la inducción de VF con las mediciones de referencia dentro de los valores de referencia (Tabla 1). VF es inducida eléctricamente en cada caso conduce a sostenido de forma espontánea VF después de 3 min de estimulación eléctrica ininterrumpida en> 95% de los casos. Durante la compresión del pecho, una presión diastólica aórtica ≥24 mm Hg y la final de la espiración de CO 2 ≥10 mm Hg se genera sin exceder una profundidad de compresión de 17 mmprofundidad y sin lesionar órganos intratorácicos. Implementación de un protocolo de desfibrilación (por ejemplo, como se muestra en la Figura 3) se produce con facilidad y con <5 seg interrupciones en la compresión del pecho. Por último, el retorno de la circulación espontánea se produce en> 60% de los experimentos con el presente protocolo o similares que conducen a post-resucitación disfunción miocárdica con 240 min supervivencia> 40% y alteraciones metabólicas que indican que el déficit de oxígeno sistémica que se produce durante el paro cardiaco e invierte en la fase posterior a la reanimación en los sobrevivientes, como se muestra en la Tabla 1.

Modificaciones y solución de problemas

El modelo es muy versátil, permitiendo adaptaciones relativamente simples para cumplir objetivos específicos de investigación. Recientemente, se prefiere el uso de tubo de tamaño PE25 sobre la tubería tamaño PE50, que se ha utilizado en el pasado por otros investigadores, y se encontró que es más fácil para avanzaren la posición correcta sin comprometer la fidelidad de las mediciones de la presión. El ventrículo izquierdo puede sido cateterizó de una arteria carótida para evaluar la función ventricular izquierda 34,61 o inyectar microesferas para medir el flujo sanguíneo a los órganos regionales 6,55. La tráquea puede ser una cánula directamente a través de la traqueostomía en lugar de la vía oral - más desafiante - técnica que aparece en este artículo, sobre todo en experimentos agudos sin recuperación de la anestesia. Se han descrito otros métodos para inducir VF incluyendo la estimulación transcutánea epicardio eléctrica 74, la entrega de corriente a la entrada de la vena cava superior en el corazón 75, y la estimulación eléctrica del esófago utilizando un electrodo de estimulación 76. El método de compresión del pecho se puede variar a partir de compresión a la profundidad máxima, el uso de restricciones laterales, comprimiendo en otras tarifas y ciclos de trabajo, y también mediante el uso de INSTEA técnica manuald de un dispositivo de pistón. La ventilación también puede ser variada; la descripción original utiliza una frecuencia ventilatoria de 100 min -1 sincronizada 1: 2 a compresiones mientras que el presente modelo utiliza una frecuencia respiratoria de 25 min -1 no sincronizado a compresiones; en consonancia con las demandas ventilatorias reducidos de RCP 77 y las recomendaciones clínicas actuales contra deteniéndose compresiones después de haber establecido una vía aérea segura. La ventilación también puede ser pasivo y promovido por la compresión del pecho proporciona la vía aérea es patente 20 o obviado mientras que la administración de oxígeno directamente en la tráquea 25. Si un experimento requiere eliminación de grandes cantidades de sangre en relación con el volumen de sangre del animal [BV (ml) = 0,06 x peso corporal (g) + 0,77] 78; por ejemplo, para la recogida de sangre para determinar el flujo de sangre órgano con microesferas de 6,55 o para la medición repetitiva de analitos de sangre, la sangre puede ser transfundido de una rata donante de la misma colony 6,55. Técnicas analíticas actuales, sin embargo, permiten la determinación de múltiples analitos en muestras pequeñas y administración de cantidades equivalentes de solución salina normal u otra solución intravascular aceptado compensa las pequeñas pérdidas de sangre. El modelo también puede ser usado para estudiar la asfixia como el mecanismo de detención 9, que normalmente se lleva a cabo mediante la inducción de bloqueo neuromuscular y la oclusión de la vía aérea.

Limitaciones de la técnica

El modelo carece de enfermedad de la arteria coronaria subyacente y es técnicamente difícil inducir de forma aguda oclusión de la arteria coronaria; condiciones más comúnmente asociados con paro cardiaco repentino en los seres humanos. La necesidad de mantener la corriente para inducir VF no es ideal y plantea preocupaciones de posibles lesiones en el miocardio. Lesión térmica efecto menor en el sitio de suministro de corriente se reconoció en el estudio original, y señaló que podría ser minimizado mediante la reducción de laactual al requisito mínimo durante el intervalo de 3 minutos necesario para inducida autosostenida VF 4. Además, la corriente eléctrica provoca inintencionadamente contracción del músculo esquelético, lo que podría contribuir a la producción de ácido láctico. La fisiología ciclo del calcio del corazón de rata en comparación con otros mamíferos es menos dependiente en el intercambiador de sodio-calcio 79, y la interpretación de las terapias relacionadas deben considerar este aspecto de la fisiología cardiaca de rata. La tasa de compresión y ventilación superior a la utilizada en los seres humanos que impide la extrapolación directa de los resultados relacionados. Los efectos de la anestesia 80 incluyendo efectos protectores celulares 81 deben ser consideradas al interpretar los resultados, aunque no está claro que los resultados Ofuscación pentobarbital en comparación con los anestésicos inhalados que tienen efectos cardioprotectores 81. La mayoría de los estudios publicados en la literatura se han realizado en ratas machos destinados a minimizar los posibles expefactores de confusión rimental derivadas de diferentes momentos dentro del ciclo estral. Se requiere trabajo adicional para evaluar los efectos del género sobre la fisiología de reanimación y los resultados. Otra limitación importante es la reducción de la disponibilidad de las ratas genéticamente modificados relativos a ratones tener que recurrir a la ingeniería genética personalizar o manipulación dirigida de genes de animales adultos mediante la introducción de material genético (por ejemplo, vectores virales y oligonucleótidos antisentido).

Importancia de la técnica con respecto a los métodos existentes / alternativos

El modelo es el más adecuado para explorar nuevos conceptos, nuevas intervenciones, y para desafiar los paradigmas existentes, como parte de una estrategia de traslación más grande que eventualmente incluye estudios centrados en modelos animales más grandes, como los cerdos, antes de los ensayos en humanos. Los estudios en animales más pequeños (por ejemplo, ratones) son complicados por dificultades en la inducción de la FV, instrumentat quirúrgica limitadaion, y el volumen de sangre pequeño que impide el análisis de sangre repetitivo.

Las futuras aplicaciones o direcciones después de dominar esta técnica

El modelo de rata fue desarrollado originalmente para simular diversos aspectos de la RCP humano después de un paro cardíaco repentino. Como se destaca en la introducción, el modelo ha sido utilizado por los investigadores para abordar varios aspectos de la resucitación cardiaca, incluyendo su fisiología, determinante convencional de los resultados, y sobre todo los efectos de las intervenciones terapéuticas establecidas y novedosas como referencia en este artículo. El Instituto de Resucitación pretende que el lector se inspiró y utilizar el modelo para hacer frente a las muchas preguntas en la investigación de resucitación que necesitan mayor exploración dados los decepcionantes resultados con métodos de reanimación actuales.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sodium pentobarbital Sigma Aldrich P3761 http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en&region=US
Rectal thermistor BIOPAC Systems, INC TSD202A http://www.biopac.com/fast-response-thermistor
Needle electrode biopolar concentric 25 mm TP BIOPAC Systems, INC EL451 http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm
PE25 polyethylene tubing  Solomon Scientific BPE-T25 http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing
26GA female luer stub adapter Access Technologies LSA-26 http://www.norfolkaccess.com/needles.html
Stopcocks with luer connections; 3-way; male lock, non-sterile Cole-Parmer UX-30600-02 http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way
_male_lock_stopcocks
_10_pack_Non_sterile/EW-30600-23
TruWave disposable pressure transducer Edwards Lifesciences PX600I  http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1
Type-T thermocouple Physitemp Instruments IT-18 http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html
Central venous pediatric catheter  Cook Medical  C-PUM-301J https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds
Abbocath-T subclavian I.V. catheter (14 g x 5 1/2") Hospira 453527 http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427
Novametrix Medical Systems, Infrared CO2 monitor Soma Technology, Inc. 7100 CO2SMO  http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_
7100.asp
Harvard Model 683 small animal ventilator Harvard Apparatus 555282 http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_
HAI_ProductDetail_N_37322_37323
Double-flexible tipped wire guides Cook Medical  C-DOC-15-40-0-2 https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds
High accuracy AC LVDT displacement sensor Omega Engineering LD320-25 http://www.omega.com/pptst/LD320.html
HeartStart XL defibrillator/monitor Phillips Medical Systems M4735A http://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/
Graefe micro dissection forceps 4 inches Roboz  RS-5135 http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135
Graefe micro dissection forceps 4 inches with teeth Roboz  RS-5157 http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157
Extra fine micro dissection scissors 4 inches Roboz  RS-5882 http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp
Heiss tissue retractor Fine Science Tools  17011-10 http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&CategoryId=134&
lang=en-US
Crile curve tip hemostats Fine Science Tools  13005-14 http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372
Visistat skin stapler  Teleflex Incorporated 528135 http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936
Braided silk suture, 3-0 Harvard Apparatus 517706 http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_
HAI_ProductDetail_N_37916_37936
Betadine solution Butler Schein 3660 https://www.henryscheinvet.com/
Sterile saline, 250 ml bags Fisher 50-700-069 http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&storeId=10652
Heparin sodium injection, USP Fresenius Kabi 504201 http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html
Loxicom (meloxicam) Butler Schein 045-321 https://www.henryscheinvet.com/
Thermodilution cardiac output computer for small animals N/A N/A Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Analog-to-digital data acquisition and analysis system N/A N/A Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Pneumatically-driven and electronically controlled piston device for chest compression in small animals N/A N/A Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine
60 Hz alternating current generator N/A N/A Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine

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Lamoureux, L., Radhakrishnan, J., Gazmuri, R. J. A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique. J. Vis. Exp. (98), e52413, doi:10.3791/52413 (2015).

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