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Medicine

Un modèle de rat de la fibrillation ventriculaire et de réanimation par conventionnelle à thorax fermé Technique

doi: 10.3791/52413 Published: April 26, 2015

Introduction

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Près de 360 000 personnes aux États-Unis 1 et beaucoup d'autres dans le monde 2 souffrent d'un épisode d'un arrêt cardiaque chaque année. Les tentatives pour restaurer la vie exigent seulement que l'activité cardiaque être rétabli, mais que les dommages aux organes vitaux ne peut être empêché, minimisés ou inversés. Techniques de réanimation cardio-pulmonaire actuelles donnent un taux de réanimation initiale d'environ 30%; Toutefois, la survie à la sortie de l'hôpital est seulement 5% 1. Dysfonction myocardique, troubles neurologiques, l'inflammation systémique, maladies intercurrentes, ou une combinaison de ceux-ci en se rendant compte post-réanimation pour la grande proportion de patients qui meurent en dépit de rendement initial de circulation. Ainsi, une plus grande compréhension de l'approche de la physiopathologie et nouvelle réanimation sous-jacents sont nécessaires de toute urgence pour augmenter le taux de réanimation initiale et la survie ultérieure avec la fonction des organes intacte.

Mode animalels d'un arrêt cardiaque jouent un rôle essentiel dans le développement de nouvelles thérapies de réanimation en donnant un aperçu sur la physiopathologie de l'arrestation et de réanimation cardiaque et offrant des moyens pratiques de conceptualiser et de tester de nouvelles interventions avant qu'ils peuvent être testés chez l'homme 3. Le modèle de rat de la poitrine fermée réanimation cardiorespiratoire (RCR) décrit ici a joué un rôle important. Le modèle a été développé en 1988 par Irene von Planta - chercheur à l'époque - et ses collaborateurs 4 dans le laboratoire du regretté professeur Harry Max Weil MD, Ph.D. à l'Université de sciences de la santé (renommé Rosalind Franklin Université de médecine et des sciences en 2004) et a été largement utilisé dans le domaine de la réanimation principalement par les boursiers du professeur Weil et leurs stagiaires.

Le modèle simule un épisode d'un arrêt cardiaque avec réanimation tenté par des techniques de RCR conventionnelle et comprend donc INDUCTion de la fibrillation ventriculaire (VF) en délivrant un courant électrique à l'endocarde du ventricule droit et la fourniture de poitrine RCR fermée par un dispositif à piston à commande pneumatique tout en fournissant de manière concomitante ventilation à pression positive avec du gaz enrichi en oxygène. Résiliation du VF est accompli par la livraison transthoracique d'électrocution. Le modèle de rat établit un équilibre entre les modèles développés dans les grands animaux (par exemple, les porcs) et les modèles développés dans des animaux plus petits (par exemple des souris) permettant l'exploration de nouveaux concepts de recherche d'une manière bien standardisé, reproductible et efficace avec accès à une robuste inventaire des mesures pertinentes. Le modèle est particulièrement utile dans les premiers stades de la recherche pour explorer de nouveaux concepts et d'examiner les effets de facteurs de confusion avant de procéder à des études sur des modèles animaux plus grands qui sont plus coûteux, mais d'une plus grande incidence de translation.

Une recherche Medline pour tous les articles évalués par des pairs de rapports,modèle de rat es mesures analogues ayant VF en tant que mécanisme d'arrêt cardiaque et une certaine forme de la poitrine réanimation fermé révélé un total de 69 études originales supplémentaires à l'aide du modèle, car il a été d'abord publié en 1988 4. Les domaines de recherche comprennent les aspects physiopathologiques de réanimation 5-17, facteurs influant sur ​​les résultats de 18 à 30, le rôle des interventions pharmacologiques examinant vasopresseurs 31-43, agents tampons 44, 45 agents inotropes, les agents visant à myocardique ou protection cérébrale 46-70, et aussi les effets de cellules souches mésenchymateuses 71-73.

Le modèle et le protocole décrit dans cet article est actuellement utilisé à l'Institut de réanimation. Pourtant, il existe de multiples occasions de "personnaliser" le modèle basé sur les capacités disponibles pour les chercheurs individuels et les objectifs des études.

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Protocol

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NOTE: Le protocole a été approuvé par le Comité de protection des animaux et l'utilisation institutionnelle au Rosalind Franklin Université de médecine et des sciences. Toutes les procédures étaient en conformité avec le Guide pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire publiées par le Conseil national de recherches.

1. Installation expérimentale et anesthésie

  1. Effectuer des étalonnages des différents signaux à capturer en utilisant un système d'acquisition de données (pressions, température, déplacement du piston, l'électrocardiogramme [ECG], capnographie, etc.).
  2. Stériliser les instruments et les cathéters (par exemple, dans un autoclave pour les instruments et l'oxyde d'éthylène stérilisateur pour cathéters) et exploiter toge et portant un masque, bonnet et gants stériles si l'expérience implique la chirurgie de survie. Nettoyer les instruments chirurgicaux et les cathéters, mais il ne est pas nécessaire d'être stériles pour la chirurgie non-survie.
  3. Préparer les cathéters décrits ci-dessous et représentés dans Figure 1 pour un rat pesant entre 0,45 kg et 0,55 kg.
    1. Mark un thermocouple de type T cathéter 2F, taille 0,6 mm OD (2F), à 3, 5 et 8 cm de la pointe avec un marqueur permanent, pour l'avancement dans l'aorte thoracique. Utilisez ce cathéter pour mesurer la température et le débit cardiaque.
    2. Couper le tube de polyéthylène, taille 0,46 mm et 0,91 mm ID OD (PE25) ≈ 25 cm de longueur, une pour l'avancement dans l'aorte thoracique et un autre pour l'avancement dans l'oreillette droite.
    3. Coupez l'extrémité de chaque extrémité du cathéter PE25 à insérer dans le récipient à un angle de 90 °.
      NOTE: conseils biseautés à 45 ° d'angle peuvent provoquer perforation du vaisseau lors de l'utilisation de tubes PE. Cependant, l'embout biseauté peut être coupé vers le bas avec du papier de verre pour réduire sa netteté.
    4. Joindre un luer femelle adaptateur stub de calibre 26 à l'extrémité proximale de chaque cathéter PE25.
    5. Marquez le cathéter aortique à 3, 5 et 8 cm et le cathéter auriculaire droite à 3, 5, 8, 10 et 12 cm de la pointe. Utilisez le aoArticle premier cathéter pour mesurer la pression aortique et pour le prélèvement sanguin. Utilisez le cathéter auriculaire droit de mesurer la pression auriculaire droite.
    6. Attacher chaque adaptateur luer tampon à un transducteur de pression munie d'un robinet à 3 voies.
    7. Couper l'extrémité d'un cathéter veineux 3F polyuréthane pédiatrique, la taille de 0,6 mm de diamètre et de 1,0 mm OD (3F), à un angle de 45 ° pour l'avancement dans l'oreillette droite.
    8. Marquez le cathéter jugulaire externe 3F à 4 cm de la pointe. Utilisez ce cathéter pour faire avancer un fil de guidage dans le ventricule droit pour l'induction électrique de VF avec l'option à la suite de l'utiliser pour la livraison de la drogue et de l'échantillonnage de sang. Fixer un robinet 3 voies au cathéter.
      NOTE: Les marques faites sur les cathéters sont pour les orientations du chirurgien que les cathéters sont avancés. La marque à 3 cm sur les cathéters avancé à travers les vaisseaux fémoraux alertes le chirurgien d'une zone de résistance potentielle résultant des bateaux commencent à courbe vers le haut vers la région thoracique. Le 8 cm marks sur le cathéter aortique et thermocouple cathéter indiquent la pointe est de l'aorte thoracique descendante. Le 12 cm marque sur le cathéter auriculaire droite indique la pointe est dans l'oreillette droite. Marques intermédiaires sont des guides que les cathéters sont avancés. Le 4 cm marque sur le cathéter jugulaire externe droite indique la pointe est dans l'oreillette droite.
    9. Premier chaque cathéter avec une solution saline contenant 10 UI / ml d'héparine (pour assurer leur perméabilité) et tourner les robinets correspondant à la position fermée.
    10. Coupez un 5F éthylène-propylène fluoré canule, taille 1,1 mm et 1,6 mm ID OD (5F) monté sur un stylet, d'être ≈ 8 cm de longueur créant une pointe émoussée. Utilisez cette canule pour l'avancement dans la trachée placer sa pointe ≈ 2 cm de la carène pour la ventilation à pression positive pendant et après la réanimation cardiaque.
      NOTE: Le stylet de métal de la canule doit être plié à un angle de 145 ° ≈ 3 cm de la pointe pour aider à l'avancement dans la trachée.
  4. Préparer le rat pour l'instrumentation chirurgicale.
    1. Anesthésier le rat par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique (45 mg / kg). Le cas échéant, donner des doses supplémentaires (10 mg / kg) par voie intraveineuse toutes les 30 minutes (après l'établissement de l'accès vasculaire) afin de maintenir un plan de l'anesthésie chirurgicale.
      REMARQUE: La plupart des études ont utilisé éleveur retraite des rats Sprague-Dawley.
    2. Couper les poils des zones et des zones chirurgicales où les chocs électriques seront livrés; qui comprennent la région dorsale du thorax, à l'aine gauche et à droite, le cou et la face antérieure du thorax.
    3. Administrer 0,02 mg / kg (1 ml / kg) par voie sous- cutanée buprénorphine pour l'analgésie.
    4. Fixer le rat dans une position couchée sur une planche chirurgicale en collant le devant et de derrière membres à un angle de 45 ° de la ligne médiane.
    5. Zones d'incision Scrub avec de la bétadine gommage suivis par 70% d'éthanol trois fois.
    6. Appliquer une couche mince de pommade ophtalmique antibactérien pour les cornées.
    7. Insérez une thermistance ≈ rectale 4 cm dans le rectum et sécuriser la thermistance au conseil chirurgicale.
    8. Maintenir la température centrale du corps entre 36,5 ° C et 37,5 ° C en utilisant une lampe à incandescence de chauffage tout au long de l'expérience.
    9. Lieu aiguilles ECG sous-cutanée sur le membre supérieur droit, membre supérieur gauche, et le membre postérieur droit, et d'enregistrer l'ECG pendant toute l'expérience.

2. vasculaires canulations

2.1) l'artère fémorale gauche pour faire avancer le thermocouple de type T cathéter dans l'aorte thoracique descendante

  1. Faire une incision de 2 cm sur la région inguinale gauche à un angle de 90 ° par rapport à son bosquet.
  2. Exposer les vaisseaux fémoraux et le nerf par dissection du tissu conjonctif entourant l'aide d'une paire de pinces hémostatiques.
  3. Exposer la gaine vasculaire autour des vaisseaux aide d'un micro courbes pinces à dissection.
    REMARQUE: éviter la perforation soit navire ou le necrve.
  4. Voyage avec micro pince à dissection sous le artère fémorale, veine, et le nerf et les soutenir à un angle de 90 ° par rapport aux navires. Avec deux navires et le nerf soutenue, commencer la séparation de l'artère du nerf et de la veine en utilisant une autre paire de micro pince à dissection courbes.
    NOTE: La séparation se fait par le bas et parallèlement aux navires pour minimiser les risques de blessure pour les navires et les nerfs.
  5. Repositionner la pince à l'appui; libérer le nerf de soutenir que la veine et l'artère.
  6. Enfiler une pince entre l'artère et la veine et de les séparer à une longueur de 1 cm ≈.
  7. Relâchez la veine isolé de la pince de support doucement, et restent soutenir l'artère seulement.
  8. Insérez deux soie 3-0 ligatures tressés non résorbables et la position distale et une une proximale ≈ 1 cm.
  9. Serrez fermement la ligature distale tandis que l'artère est toujours pris en charge à l'aide du noeud & # d'un chirurgien160, suivie par deux nœuds simples. Serrer la ligature proximale avec le noeud d'un chirurgien lâche.
  10. Faire une petite incision sur le récipient en utilisant une paire de ciseaux de dissection micro proches de la ligature distale à un angle de 60 ° par rapport à la cuve de coupe d'environ ¼ de sa surface de section transversale de la.
    NOTE: Une petite goutte de sang sortant des signaux coupés, la lumière a été atteint.
  11. Goutte à goutte une solution saline héparinisée à bord du navire pour permettre une insertion en douceur du cathéter.
    REMARQUE: Un à deux gouttes de solution de lidocaïne à 1% peut également être utilisé pour prévenir les spasmes des vaisseaux.
  12. Insérez une aiguille de calibre 22 - dont la pointe a été personnalisé pliés à un angle de 70 ° et en utilisant du papier de verre émoussé (c.-à-introducteur) - dans l'ouverture du vaisseau tout en tirant doucement la ligature distale avec les pinces hémostatiques pour stabiliser le navire.
  13. Soulevez doucement l'introducteur pour exposer la lumière et de guider le T-thermocouple de type cathéter dans l'introducteur, en supprimantune fois la pointe du cathéter a été inséré.
  14. Tenez le cathéter en place avec une main tout en tenant compte d'autre part dans une position confortable pour faire avancer le cathéter.
  15. Fermez la pince de soutien et les déplacer distale que le cathéter est avancé.
    NOTE: Si une résistance est atteint tout en faisant progresser le cathéter; arrêter, retirer et insérer un angle alternative.
  16. Avancer le cathéter jusqu'à ce que la marque de 8 cm pour positionner sa pointe dans l'aorte thoracique descendante.
  17. Fixez le cathéter pour le navire en serrant la ligature proximale et l'ajout de deux nœuds simples supplémentaires.
    REMARQUE: noeuds sécurisés assez serrés pour prévenir les saignements autour du cathéter et le déplacement par inadvertance; pourtant, assez lâche pour permettre le mouvement d'avant en arrière si nécessaire pour le repositionnement.
  18. Retirer les pinces et les hémostatiques doucement.

2.2) veine fémorale gauche pour faire avancer le cathéter PE25 dans l'oreillette droite

  1. Ascenseur til artère fémorale déjà canule avec le T-thermocouple de type cathéter en tirant doucement sur la ligature et l'exposition de la veine fémorale adjacente.
  2. Voyage dans la veine en utilisant des pinces et les ouvrir pour soutenir la veine.
  3. Suivez les étapes 2.1.8 travers 2.1.18, mais avancer le cathéter PE25 (au lieu du thermocouple de type T) à la marque de 12 cm de positionner sa pointe près de l'oreillette droite.
  4. Vérifiez sang peut être retirée à travers le cathéter pour confirmer sa position dégagée intraluminal et rincez le cathéter avec 0,2 ml de sérum physiologique hépariné.
  5. Fermer l'incision chirurgicale avec le noeud d'un seul chirurgien.

2.3) l'artère fémorale droite pour faire avancer le cathéter PE25 dans l'aorte thoracique descendante

  1. Suivez les étapes 2.1.1 à 2.1.18, mais avancer le cathéter PE25 à la marque de 8 cm de positionner sa pointe dans l'aorte thoracique descendante.
  2. Répétez les étapes 2.2.4 et 2.2.5.

2.4) veine jugulaire externe droite pour faire avancer la 3F polyuréthane cathéter veineux pédiatrique dans l'oreillette droite

  1. Faire un 1,5 cm longue incision à partir de la base du cou, une cm à droite de la trachée, terminant juste en dessous de la thyroïde.
    REMARQUE: éviter de blesser ou exposer la glande thyroïde.
  2. Disséquer délicatement le tissu conjonctif entourant l'aide d'une paire de pinces hémostatiques pour exposer la veine jugulaire externe.
  3. Voyage dans la veine en utilisant des pinces et les ouvrir pour soutenir la veine.
  4. Répétez les étapes 2.1.8 travers 2.1.18 pour veine cathétérisme, mais avancer le cathéter 3F à la marque de 4 cm positionner sa pointe dans l'oreillette droite.
  5. Répétez l'étape 2.2.4.
  6. Boucher le cathéter avec le robinet à 3 voies et le tourner vers la position fermée.

3. Intubation trachéale

3.1) l'exposition de la trachée

  1. Développer l'incision du cou préalablement effectué vers la ligne médiane à l'aide des pinces hémostatiques.
  2. Diss ect avec des pinces hémostatiques et des pinces en utilisant la technique émoussée la partie sterno, sternothyroid et mastoïdienne des muscles cleidocephalic pour exposer la trachée et maintenez-exposées en utilisant un épandeur de tissu.

3.2) intubation trachéale

  1. Tirez la langue pour étirer les voies respiratoires. Avancer le cathéter 5F (c.-à-canule trachéale) monté sur le stylet. Tenez fermement la canule tout en avançant avec la pointe dirigée vers le haut et l'avance pour entrer aux voies respiratoires supérieures, les cordes vocales, et la trachée.
  2. Trans-visualiser la canule trachéale à mesure qu'il avance pour le guidage en position correcte.
  3. Retirez le stylet et la canule de fixer un analyseur de CO2 adaptateur infrarouge à l'extrémité distale de la canule.
  4. Confirmez succès intubation trachéale en reconnaissant la forme d'onde capnographique caractéristique; ce est à dire, des voies respiratoires CO 2 de plus en plus pendant l'expiration et la diminution pendant l'inspiration.
ove_title "> 4. Confirmation de la stabilité de base

  1. Compléter l'instrumentation chirurgicale et la connexion des cathéters divers, canules et ECG mène via leurs capteurs correspondants et conditionneurs de signaux à un système d'acquisition de données, et de confirmer la stabilité hémodynamique basée sur la production et la pression artérielle meaurements cardiaques et stabilité métabolique (conseillé) en mesurant la tension gaz et les niveaux de lactate.
    NOTE: Le débit cardiaque est mesuré par analyse par ordinateur de la courbe de thermodilution enregistré dans l'aorte thoracique descendante par l'intermédiaire du thermocouple 200 après injection de bolus ul de NaCl à 0,9% à température ambiante dans l'oreillette droite.
  2. Définissez les valeurs de référence de base spécifiques pour les différents paramètres d'intérêt; qui peut varier subordonnée à la souche de rat, le sexe, et le poids. De base et de référence post-réanimation valeurs d'une expérience représentative en utilisant le modèle de rat décrit ici sont énumérées dans le tableau 1.

5. protocole expérimental

5.1) L'induction de la fibrillation ventriculaire (VF)

  1. Insérer une aiguille sous-cutanée dans la paroi abdominale du rat reliée au pôle négatif d'une 60 Hz, alternatif (AC) générateur de courant (0-12 mA). Éviter avancer l'aiguille au-delà du tissu sous-cutané dans la cavité abdominale pour éviter toute blessure accidentelle aux organes internes.
  2. Fixez une extrémité d'un précourbée 0,38 mm OD et 40 cm de long de fil de guidage (via un connecteur de fil) à la borne positive de l'alternateur. Assurez-vous que la polarité ne est pas inversée; autrement VF ne peut être induite.
  3. Retirez le robinet à 3 voies du cathéter en polyuréthane 3F inséré dans la veine jugulaire externe droite et faire avancer la pointe souple du fil de guidage environ 7 cm qui cherchent à entrer dans le ventricule droit, tout en surveillant l'ECG et la pression aortique.
    NOTE: Le placement correct du fil de guidage sera proposé par VentR ectopiquebattements iculier observés dans l'ECG et de la pression aortique.
  4. Allumer le générateur de courant alternatif de 60 Hz et à augmenter progressivement le courant tout en surveillant la pression aortique.
    REMARQUE: Un courant de 2,0 mA est généralement suffisante pour induire une FV mais il varie contingent sur place du fil de guidage par rapport au ventricule droit. Des ajustements mineurs à l'emplacement de la pointe peuvent être nécessaires pour induire une FV aux niveaux actuels inférieurs.
  5. Confirmez induction de VF en documentant (1) la cessation des pulsations aortiques et décroissance exponentielle de la pression aortique à ≈ 20 mm Hg au sein de ≈ 5 secondes et (2) l'apparence de l'activité électrique non syndiqués dans l'ECG, comme le montre la figure 2.
  6. Maintenir le courant sans interruption pendant 3 minutes réduction de l'intensité après la première minute à environ la moitié du niveau requis pour induire une FV.
  7. Tourner le courant OFF après 3 min et document qui VF continue sans la nécessité d'appliquer le courant.
    REMARQUE: Les petits coeurs défibriller spontanémentpour une longueur de court-circuit dans lequel la pointe de l'avant fibrillatoire atteint son extrémité arrière en période réfractaire se oppose à la rentrée. Ce est seulement après une période d'ischémie myocardique;.-À-dire, 3 min, suffisant pour ralentir la conduction est rentrée pour permettre que VF devient auto-entretenue, comme représenté sur la Figure 2.
  8. Retirez le fil de guidage, re-cap cathéter jugulaire avec le robinet à 3 voies, retirez l'aiguille du sol, et laissez VF de continuer spontanément pour la durée du désir du protocole avant de commencer les interventions de réanimation (ce est à dire, 4-15 min à données publiées études).

5.2) Les compressions thoraciques et la ventilation à pression positive

NOTE: Le compresseur de la poitrine en vedette dans cette publication est un dispositif à piston à entraînement pneumatique à commande électronique sur mesure et. Le ventilateur est un dispositif disponible dans le commerce.

  1. Utilisez le temps de non traitée VF pour les actions décrites below; même si elles peuvent être effectuées avant de provoquer VF.
  2. Marquez la poitrine à 2,8 cm et 4,2 cm de la base du processus xiphoïde. La zone optimale pour initier les compressions thoraciques se trouve généralement entre ces deux marques.
  3. Appliquer le gel conducteur pour une pagaie de défibrillation et glissez-le sous la poitrine du rat, caler la pagaie au conseil chirurgicale.
  4. Positionner le piston du compresseur à la poitrine entre les deux marques de poitrine touchant légèrement la poitrine.
  5. Réglez le compresseur pour délivrer 200 compressions par minute et régler le déplacement du piston initiale à 0 mm.
    NOTE: Le taux de compression est approprié pour un petit animal avec une fréquence cardiaque spontanée de 350 min -1 mais il peut varier le taux de compression optimal pour le modèle de rat n'a pas été définie.
  6. Réglez le ventilateur à 25 min -1 délivrer un volume courant de 6 ml / kg et une fraction d'oxygène inspiré (FiO2) de 1,0 désynchronisé la poitrine compression.
  7. Fixer le tube de ventilation (se terminant par un adaptateur en Y de raccordement inspiratoire et expiratoire membres) au départ de la canule trachéale interposé le CO 2 adaptateur analyseur infrarouge.
  8. Allumer le ventilateur et commencer la compression de la poitrine en augmentant progressivement la profondeur de compression de 0 mm à 10 mm au cours de la première minute. Déplacez légèrement le piston latéralement et rostrocaudal cherchant à trouver une position qui donne la pression diastolique aortique plus élevé (ce est à dire, la pression entre les compressions) pour une profondeur de compression donné.
    REMARQUE: L'augmentation progressive de la profondeur de compression est unique à l'Institut de réanimation; la plupart des chercheurs commencent par la profondeur de compression maximale.
  9. Continuez à augmenter la profondeur de compression au cours de la seconde minute jusqu'à une pression diastolique aortique cible est atteint.
    REMARQUE: Une cible pression aortique diastolique de 24 mm Hg ou plus donne une pression de perfusion coronaire de 20 mm Hg ou plus après soustraction de lapression diastolique auriculaire droite; correspondant au seuil de resuscitability pour ce modèle de rat 4. La cible aortique pression diastolique - qui peuvent dépasser le seuil de resuscitability - doit être décidé par l'enquêteur sur la base de l'objectif de l'étude. Pourtant, il ne est pas conseillé de dépasser une profondeur de 17 mm de compression pour éviter les blessures à la paroi de la poitrine et des organes intrathoraciques.
  10. Maintenir les compressions thoraciques pour la durée souhaitée avant de tenter la défibrillation.
    REMARQUE: Six minutes de compression de la poitrine semble être le minimum nécessaire pour créer des conditions favorables pour la défibrillation du myocarde succès 26. Cependant, avec une durée croissante, l'efficacité hémodynamique du déclin de compression de la poitrine et la plupart des études utilisent une durée allant de 6 à 10 min.

5.3) défibrillation

  1. Utilisez une forme d'onde biphasique défibrillateur disponible dans le commerce avec une capacité pour la défibrillation interne avec un départénergie délivrée 5 J, équipé de palettes personnalisées pour le rat.
  2. Appliquer le gel conducteur à la palette de défibrillation.
  3. Chargez immédiatement la défibrillateur avant de remplir la durée prédéterminée des compressions thoraciques.
  4. Interrompre compression thoracique et vérifiez le cœur reste en VF examiner l'ECG.
  5. Fournir jusqu'à deux chocs électriques de 5 J chacun à travers la paroi thoracique 5 secondes d'intervalle, se VF est présent et observer pour le retour d'un ECG organisée électriquement avec des impulsions de l'aorte et une pression aortique moyenne ≥25 mm Hg.
  6. Reprendre les compressions thoraciques pour un autre 30 secondes ou 60 secondes (éventuels sur le protocole spécifique) si la pression aortique moyenne est <25 mm Hg quel que soit le rythme électrique.
  7. Répétez les étapes 5.3.4 à 5.3.6 pour un maximum de 5 fois éventuels sur le protocole spécifique, mais l'escalade de l'énergie de défibrillation à 7 J si les initiales J 5 chocs ne parviennent pas à mettre fin à VF. Figure 3 représente la pro de défibrillationProtocole utilisé à l'Institut de réanimation et la figure 4 représente une expérience représentative pendant la phase de défibrillation.
  8. Délivrer des chocs électriques uniquement lorsque VF est présent; sinon reprendre compression de la poitrine sans précédent chocs électriques et d'assumer le coeur est en activité ou asystolie électrique sans pouls.
  9. Déterminer l'issue de la réanimation à la fin des cycles défibrillation-compression (Figure 3).

5.4) postréanimation

  1. Augmenter le taux de ventilation de 25 min -1 à 60 min -1 après le retour à une circulation spontanée et abaisser la FiO 2 de 1,0 à 0,5 après 15 min de la circulation spontanée.
  2. Délivrer un choc électrique à la même énergie du dernier choc si VF revient. Cependant, typiquement VF inverse spontanément en rythme sinusal dans un peu sec.
    NOTE: VF récidive peut se produire dans le cadre des arythmies de reperfusion peuaprès le retour à une circulation spontanée, mais rarement au-delà de 15 min.
  3. Observez l'animal selon le protocole post-réanimation spécifique décidé par l'enquêteur; généralement de 180 à 240 min dans des expériences aiguës sans récupération de l'anesthésie avant l'euthanasie. Le calendrier d'une expérience aiguë typique est illustré à la figure 5.
  4. Effectuer autopsie dans des expériences aiguës de documenter la position des cathéters et des blessures aux organes internes qui peut rendre une expérience non valide.
  5. Retirez tous les cathéters, ligaturer les vaisseaux, et fermer les plaies avec des clips métalliques et suivez les étapes ci-dessous dans des expériences de survie.
  6. Extuber l'animal à condition qu'il soit capable de respirer spontanément.
  7. Retour de l'animal dans une cage propre après récupération de l'anesthésie en témoigne auto-redressement complet et sans aide de décubitus dorsal.
  8. Inject réchauffé NaCl à 0,9% (1 ml / 100 g de poids corporel) par voie intrapéritonéale pour réduire le risque d'hypothermie et dehydration.
  9. Administrer une dose sous-cutanée de meloxicam (2 mg / kg) par voie sous cutanée quatre heures après la dose d'analgésie suivie d'une dose sous-cutanée de 1 mg / kg une fois par jour pour un maximum de 72 heures.
  10. Maison de l'animal seul avec l'enrichissement jusqu'à 48 heures pour la récupération plus sûr et utiliser la procédure institutionnelle d'exploitation standard pour les soins et le suivi post-opératoire.

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Representative Results

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Le modèle de rat décrit ici a été récemment utilisée pour comparer les effets de deux inhibiteurs de la sarcolemmique sodium-hydrogène échangeur isoforme 1 (NHE-1) sur la fonction myocardique et hémodynamique lors de la compression de la poitrine et post-réanimation 61. Il a été précédemment rapporté que NHE-1 inhibiteurs atténuent les lésions de reperfusion myocardique en limitant cytosolique induite sodium et la surcharge de calcium mitochondrial, et ainsi aider à préserver gauche distensibilité ventriculaire lors de la compression de la poitrine et atténuent post-réanimation dysfonction myocardique 12. Dans cette étude, le NHE-1 inhibiteur cariporide (1 mg / kg), qui a été largement étudié dans le passé, a été comparé avec le composé récent AVE4454B (1 mg / kg) et le contrôle du véhicule dans trois groupes de 10 rats chacun, tous soumis à 10 min de non traitée VF suivie par 8 min de la compression de la poitrine avant de délivrer des chocs électriques. Soit le contrôle composé ou d'un véhicule a été randomisé pour l'administration enl'oreillette droite immédiatement avant de commencer la compression de la poitrine avec les enquêteurs aveugle à la cession. Les effets des inhibiteurs de NHE-1 ont été analysés individuellement et combinés (ie, contre le contrôle). Comme le montre la figure 6, une inhibition de NHE-activé atteindre une pression diastolique aortique prédéfinie (entre 26 mm Hg et 28 mm Hg) avec moins de profondeur de compression tout en préservant le distensibilité ventriculaire gauche. Lorsque la pression de perfusion coronaire a été indexé à la profondeur de la compression (RPC de rapport qualité / Profondeur) - un indice de distensibilité ventriculaire gauche - seuls les rats traités avec cariporide atteint la signification statistique. Post-réanimation, les deux composés dysfonctionnement myocardique améliorée et cet effet a été associé à une plus grande survie comme le montre la figure 7. Il a été conclu sur la base de cette étude que cariporide est plus efficace que AVE4454B pour la réanimation d'un arrêt cardiaque dans ce modèle de rat.


Figure 1: Rat Instrumentation. Rendu schématique du modèle de rat de VF et à thorax fermé réanimation illustrant les différentes instrumentations et dispositifs utilisés dans le modèle pour induire une FV et effectuer la réanimation cardiaque. Courant alternatif = alternatif, ECG = électrocardiogramme.

Figure 2
Figure 2: Induction Représentant d'une fibrillation ventriculaire. Expérience représentant l'ECG et la pression aortique à la ligne de base 6 min avant l'induction VF, au début de la livraison de courant alternatif de 60 Hz à induire une FV, et 3 min après la mise hors courant le plus tard. La livraison actuelle typiquement masques de forme d'onde de la VF superposant une forme d'onde de 60 Hz, ce qui ne est plus vu après avoir éteint les Current, la documentation soutenue VF.

Figure 3
Figure 3: Protocole de défibrillation. L'algorithme utilisé pour guider le moment de délivrer des chocs électriques et pour reprendre quand compression thoracique (CC) sur la base du rythme cardiaque électrique et la pression aortique (MAP) de niveau moyen. VF = fibrillation ventriculaire, CHOC = livraison de chocs électriques. Les résultats possibles de réanimation comprennent: (1) ROSC, le retour à une circulation spontanée définie comme une CARTE ≥40 mm Hg durant> 5 min; (2) ROCA, le retour de l'activité cardiaque défini comme un rythme organisé avec une pression d'impulsion aortique ≥5 mm Hg, mais CARTE <40 mm Hg; (3) VF réfractaire, définie comme la persistance de FV lors de l'achèvement de la 5 ème cycles; (4) PEA, l'activité électrique sans pouls défini comme une activité électrique cardiaque organisée avec une pression d'impulsion aortique <5 mmHg; et (5) l'asystolie, définie comme l'absence d'activité cardiaque électrique et mécanique.

Figure 4
Figure 4: Représentant Protocole défibrillation. Expérience représentant l'ECG, la pression aortique, et le déplacement du piston (profondeur) à la fin de compression de la poitrine et un cycle supplémentaire. Sont représentés les effets de compression de la poitrine (CC) sur la pression aortique tandis que le cœur est en VF suivie d'une pause dans la compression de la poitrine pour délivrer le choc électrique initiale. Le choc résilié VF, mais a abouti à une faible activité cardiaque incapable de maintenir une pression aortique moyenne ≥25 mm Hg incitant reprise de compression de la poitrine, ce qui donne un temps pulsatile signifie aortique pression> 25 mm Hg qui a augmenté rapidement à> 40 mm Hg conformes au rendement la circulation spontanée (ROSC).


Figure 5: Chronologie expérimentale. Chronologie d'une expérience de rat aiguë typique montrant des interventions et des mesures. Ao = aortique, BG = gaz du sang, Co-Ox = co-oxymétrie, ECG = électrocardiogramme, Fio 2 = fraction d'oxygène inspiré, Lac = lactate, RA = oreillette droite.

Figure 6
Figure 6: Effet de NHE-1 inhibiteurs sur la RCP efficacité. La profondeur de la compression thoracique (Profondeur) et le rapport entre la pression de perfusion coronaire et la profondeur de la compression (RPC / Profondeur) comparer la solution de contrôle (C) avec AVE4454B (AVE) et cariporide (CRP) avant la compression de la poitrine. Nhel = AVE et des groupes de CRP combinés. Les graphiques linéaires représentent Profondeur et le RPC / Profondeur long de compressions thoraciques comparant Nhel (o) avec des commandes (●). Les chiffres en braquettes désignent rats restants en fibrillation ventriculaire. Les graphiques à barres représentent les mêmes variables à la dernière minute de compression de la poitrine. Les valeurs sont des moyennes ± SEM. † p <0,01, ‡ p <0,001 vs le contrôle par le test t de Student, p <0,01, p <0,001 vs le contrôle par une analyse de la variance utilisant le test de Holm-Sidak pour les comparaisons multiples; p <0,05 par rapport au témoin par une analyse de la variance utilisant le test de Dunn pour les comparaisons multiples (Ce chiffre a été modifié depuis Radhakrishnan et al. 61).

Figure 7
Figure 7: Effet de NHE-1 inhibiteurs sur la survie. Les courbes de Kaplan-Meier chez les rats qui ont reçu cariporide (CRP), AVE4454B (AVE), ou solution de contrôle du véhicule. Montré Sur la gauche sont des courbes de survie pour tous les rats et sur seulement ceux qui avaient le droit return de la circulation spontanée (ROSC). Graphiques supérieures représentent pour la survie des interventions individuelles et des graphiques de fond survie pour les groupes de AVE et CRP combinées (Nhel) p <0,01 par rapport au témoin par l'analyse Gehan-Breslow utilisant le test de Holm-Sidak pour les comparaisons multiples. † p = 0,01 vs contrôle par analyse Gehan-Breslow (Ce chiffre a été modifié depuis Radhakrishnan et al. 61).

Variables Baseline Post-Réanimation
-5 Min 60 min 120 min 180 min
Température (° C) 36,9 ± 0,3 [12] 36,9 ± 0,4 [6] 37,0 ± 0,6 [5]
HR (min -1) 379 ± 30 334 ± 27 346 ± 21 370 ± 35
Débit cardiaque (ml / min) 87 ± 13 48 ± 11 33 ± 11 30 ± 10
Indice cardiaque (ml / kg de ∙ min -1) 175 ± 28 93 ± 22 65 ± 20 58 ± 19
Ao Sysolic (mmHg) 162 ± 15 108 ± 19 107 ± 24 102 ± 20
Ao pression diastolique (mmHg) 130 ± 13 84 ± 13 86 ± 21 82 ± 16
Pression Ao moyenne (mmHg) 141 ± 13 92 ± 15 93 ± 22 89 ± 17
Pression moyenne RA (mmHg) 0 ± 1 2 ± 1 2 ± 2 1 ± 2
Fin-de-marée de CO 2 (mmHg) 37 ± 10 34 ± 14 24 ± 16 24 ± 17
pH, Aorte (unité) 7,40 ± 0,04 7,28 ± 0,11 7,36 ± 0,10 7,34 ± 0,08
Lactate, l'aorte (mmol / L) 0,56 ± 0,32 5,68 ± 2,64 3,24 ± 1,63 3,38 ± 2,15
PO 2, Aorte (mmHg) 84 ± 8 178 ± 18 206 ± 9 206 ± 25
PCO 2, Aorte (mmHg) 40 ± 6 30 ± 11 29 ± 9 24 ± 10

Tableau 1: hémodynamique Représentant et métaboliques valeurs. Les valeurs de référence ont été obtenus dans 12 mâles reproducteurs retiré rats Sprague-Dawley après l'achèvement de l'instrumentation chirurgicale et avant l'induction de la fibrillation ventriculaire. Les valeurs suivantes ont été obtenues à 60, 120 et 180 minutes post-réanimation. Les chiffres entre parenthèses indiquent les rats qui sont restés en vie dans l'intervalle post-réanimation. Les données sont montrées comme la moyenne ± SD. Ao = aortique, HR = fréquence cardiaque, RA = oreillette droite.

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Discussion

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Étapes critiques dans le protocole

Il ya des étapes critiques dans le protocole. Lorsque maîtrisé, la préparation et le protocole procéder comme succinctement décrits ci-dessous. La préparation chirurgicale est rapide, avançant cathéters rapidement à travers de petites incisions déclenchement spasmes peu ou pas de navire et le positionnement des pointes de cathéter comme prévu, suivi de succès intubation trachéale après une seule ou quelques-uns tentative (s); Ainsi, en remplissant la préparation ≈ 90 min à partir de la dose initiale de pentobarbital à l'induction de la FV avec des mesures de référence à l'intérieur des valeurs de référence (tableau 1). VF est induite électriquement dans tous les cas conduit à VF subi spontanément après 3 min de stimulation électrique ininterrompue dans> 95% des cas. Lors de la compression de la poitrine, une pression diastolique aortique ≥24 mm Hg et en fin d'expiration CO 2 ≥10 mm Hg est généré sans dépasser une profondeur de 17 mm de compressionprofondeur et sans blesser organes intrathoraciques. Mise en oeuvre d'un protocole de défibrillation (par exemple, comme représenté sur la figure 3) se produit facilement et avec <5 secondes dans les interruptions de compression de la poitrine. Enfin, retour à une circulation spontanée se produit dans> 60% des expériences utilisant le présent Protocole ou similaires menant à post-réanimation dysfonction myocardique avec un 240 min survie> 40% et des anomalies métaboliques indicatifs du déficit d'oxygène systémique qui se produit pendant un arrêt cardiaque et inverse dans la phase post-réanimation chez les survivants, comme le montre le tableau 1.

Modifications et dépannage

Le modèle est très polyvalent, permettant des adaptations relativement simples pour atteindre les objectifs de recherche spécifiques. Récemment, l'utilisation d'un tube de PE25 taille a été préférée à un tube de PE50 taille, qui a été utilisée dans le passé par d'autres chercheurs, et était plus facile de faire avancerdans la bonne position sans compromettre la fidélité des mesures de pression. Le ventricule gauche peut été sondé à partir d'une artère carotide pour évaluer la fonction ventriculaire gauche ou d'injecter 34,61 microsphères pour mesurer le sang de couler 6,55 organe régional. La trachée peut être une canule directement via trachéotomie à la place de l'oral - plus difficile - technique présenté dans cet article, en particulier dans des expériences aiguës sans récupération de l'anesthésie. D'autres approches pour induire une FV ont été décrites, y compris la stimulation transcutanée d'épicarde électrique 74, la livraison de courant à l'entrée de la veine cave supérieure dans le coeur 75, et la stimulation électrique de l'oesophage à l'aide d'une électrode de stimulation 76. La méthode de compression de la poitrine peut être modifiée en commençant compression à la profondeur maximale, en utilisant contraintes latérales, comprimer au taux et d'autres cycles de service, et aussi en utilisant la technique manuelle instead d'un dispositif à piston. La ventilation peut également être variée; la description originale a utilisé un taux ventilatoire de 100 min -1 synchronisé 1: 2 à des compressions alors que le modèle actuel utilise un taux ventilatoire de 25 min -1 non synchronisé de compressions; compatible avec les exigences de ventilatoires réduits de CPR 77 et les recommandations cliniques actuelles contre pause pour les compressions après avoir établi une voie aérienne sécurisée. La ventilation peut aussi être passive et promu par compression thoracique fourni les voies aériennes sont 20 ou évité tout administrer de l'oxygène directement dans la trachée 25. Si une expérience requiert l'enlèvement de grandes quantités de sang par rapport au volume sanguin de l'animal [BV (ml) = 0,06 x poids corporel (g) + 0,77] 78, par exemple, pour la collecte de sang pour la détermination organe débit sanguin avec des microsphères 6,55 ou pour la mesure répétitive d'analytes sanguins, le sang peut être transfusé à partir d'un rat donneur de la même colony 6,55. Techniques analytiques actuelles, cependant, permettent de déterminer les analytes multiples dans de petits échantillons et de l'administration de quantités équivalentes de solution saline normale ou une autre solution intravasculaire accepté compense pour les petites pertes de sang. Le modèle peut également être utilisé pour étudier l'asphyxie que le mécanisme d'arrêt 9, qui est typiquement accompli en induisant un blocage neuromusculaire et d'occlusion des voies respiratoires.

Limites de la technique

Le modèle n'a pas de maladie coronarienne sous-jacente et il est techniquement difficile d'induire une occlusion aiguë des artères coronaires; conditions les plus couramment associés à un arrêt cardiaque chez l'homme. La nécessité de maintenir le courant à induire une FV ne est pas idéal et soulève des questions de préjudice potentiel pour le myocarde. Lésion thermique effet mineur sur le site de la prestation actuelle a été reconnu dans l'étude originale, et a noté qu'il pourrait être minimisé en réduisant lacourant à l'exigence minimale pendant l'intervalle de 3 min nécessaire pour induite auto-entretenue VF 4. En outre, le courant électrique déclenche involontairement contraction du muscle squelettique, qui pourrait contribuer à la production d'acide lactique. La physiologie de vélo de calcium du coeur de rat par rapport à d'autres mammifères est moins dépendant de l'échangeur sodium et de calcium 79, et l'interprétation des thérapies liées devraient envisager cet aspect de la physiologie cardiaque de rat. Le taux de compression et de ventilation dépasse celle utilisée chez l'homme se oppose extrapolation directe des résultats connexes. Les effets de l'anesthésie 80 y compris des effets protecteurs cellulaires 81 devrait être considéré comme l'interprétation des résultats, même se il ne est pas clair que les résultats comparés à masquer pentobarbital anesthésiques inhalés qui ont des effets cardioprotecteurs 81. La plupart des études publiées dans la littérature ont été menées chez les rats mâles destinés à minimiser possible expérimentales facteurs de confusion découlant de synchronisation différente dans le cycle oestral. Des travaux complémentaires sont nécessaires pour évaluer les effets du sexe sur la physiologie et la réanimation résultats. Une autre limitation importante est la disponibilité réduite des rats génétiquement modifiées par rapport à des souris ayant recours au génie génétique personnalisés ou manipulation génétique ciblée des animaux adultes par l'introduction de matériel génétique (par exemple, des vecteurs viraux et des oligonucleotides anti-sens).

Importance de la technique par rapport aux méthodes existantes / alternatives

Le modèle est le mieux placé pour explorer de nouveaux concepts, de nouvelles interventions, et de contester les paradigmes existants dans le cadre d'une stratégie plus large qui comprend la traduction éventuellement des études ciblées sur des modèles animaux plus grands, tels que les porcs, avant des essais humains. Des études chez les animaux plus petits (par exemple, souris) sont compliquées par les difficultés dans l'induction de VF, instrumentat chirurgicale limitéeion, et le petit volume de sang qui se oppose à l'analyse du sang répétitif.

Les applications futures ou directions après maîtrise de cette technique

Le modèle de rat a été initialement développé pour simuler divers aspects de la RCR humaine après un arrêt cardiaque soudain. Comme souligné dans l'introduction, le modèle a été utilisé par les enquêteurs pour répondre à plusieurs aspects de la réanimation cardiaque, y compris sa physiologie, déterminant conventionnelle des résultats, et surtout les effets des interventions thérapeutiques établies et nouvelles telles que citées dans cet article. L'Institut de réanimation attend le lecteur à se inspirer et utiliser le modèle pour répondre aux nombreuses questions dans la recherche de réanimation qui ont besoin de plus d'exploration étant donné les résultats décevants avec des méthodes de réanimation actuels.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sodium pentobarbital Sigma Aldrich P3761 http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en&region=US
Rectal thermistor BIOPAC Systems, INC TSD202A http://www.biopac.com/fast-response-thermistor
Needle electrode biopolar concentric 25 mm TP BIOPAC Systems, INC EL451 http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm
PE25 polyethylene tubing  Solomon Scientific BPE-T25 http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing
26GA female luer stub adapter Access Technologies LSA-26 http://www.norfolkaccess.com/needles.html
Stopcocks with luer connections; 3-way; male lock, non-sterile Cole-Parmer UX-30600-02 http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way
_male_lock_stopcocks
_10_pack_Non_sterile/EW-30600-23
TruWave disposable pressure transducer Edwards Lifesciences PX600I  http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1
Type-T thermocouple Physitemp Instruments IT-18 http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html
Central venous pediatric catheter  Cook Medical  C-PUM-301J https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds
Abbocath-T subclavian I.V. catheter (14 g x 5 1/2") Hospira 453527 http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427
Novametrix Medical Systems, Infrared CO2 monitor Soma Technology, Inc. 7100 CO2SMO  http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_
7100.asp
Harvard Model 683 small animal ventilator Harvard Apparatus 555282 http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_
HAI_ProductDetail_N_37322_37323
Double-flexible tipped wire guides Cook Medical  C-DOC-15-40-0-2 https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds
High accuracy AC LVDT displacement sensor Omega Engineering LD320-25 http://www.omega.com/pptst/LD320.html
HeartStart XL defibrillator/monitor Phillips Medical Systems M4735A http://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/
Graefe micro dissection forceps 4 inches Roboz  RS-5135 http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135
Graefe micro dissection forceps 4 inches with teeth Roboz  RS-5157 http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157
Extra fine micro dissection scissors 4 inches Roboz  RS-5882 http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp
Heiss tissue retractor Fine Science Tools  17011-10 http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&CategoryId=134&
lang=en-US
Crile curve tip hemostats Fine Science Tools  13005-14 http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372
Visistat skin stapler  Teleflex Incorporated 528135 http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936
Braided silk suture, 3-0 Harvard Apparatus 517706 http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_
HAI_ProductDetail_N_37916_37936
Betadine solution Butler Schein 3660 https://www.henryscheinvet.com/
Sterile saline, 250 ml bags Fisher 50-700-069 http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&storeId=10652
Heparin sodium injection, USP Fresenius Kabi 504201 http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html
Loxicom (meloxicam) Butler Schein 045-321 https://www.henryscheinvet.com/
Thermodilution cardiac output computer for small animals N/A N/A Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Analog-to-digital data acquisition and analysis system N/A N/A Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Pneumatically-driven and electronically controlled piston device for chest compression in small animals N/A N/A Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine
60 Hz alternating current generator N/A N/A Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine

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Un modèle de rat de la fibrillation ventriculaire et de réanimation par conventionnelle à thorax fermé Technique
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Lamoureux, L., Radhakrishnan, J., Gazmuri, R. J. A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique. J. Vis. Exp. (98), e52413, doi:10.3791/52413 (2015).More

Lamoureux, L., Radhakrishnan, J., Gazmuri, R. J. A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique. J. Vis. Exp. (98), e52413, doi:10.3791/52413 (2015).

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