Abstract
Innervation joue un rôle clé dans le développement, l'homéostasie et la régénération des organes et des tissus. Cependant, les mécanismes sous-jacents de ces phénomènes ne sont pas encore bien compris. En particulier, le rôle dans le développement de l'innervation de la dent et la régénération est négligée.
Plusieurs études in vivo ont fourni des informations importantes sur les motifs de l'innervation des tissus dentaires au cours des processus de développement et de réparation de divers modèles animaux. Cependant, la plupart de ces approches ne sont pas optimales pour mettre en évidence la base moléculaire des interactions entre les fibres nerveuses et les organes et tissus cibles.
Co-cultures constituent une méthode utile pour étudier et manipuler les interactions entre les fibres nerveuses et des dents dans un environnement contrôlé et isolé. Au cours des dernières décennies, les co-cultures classiques en utilisant le même milieu de culture ont été effectués pendant des périodes très courtes (par exemple, deux jours)pour étudier les effets attractives ou répulsives de développer des tissus buccaux et dentaires sur les fibres nerveuses sensorielles. Cependant, l'extension de la période de culture est nécessaire pour étudier les effets de l'innervation sur la morphogenèse de la dent et cytodifférenciation.
systèmes microfluidiques permettent des co-cultures de neurones et de différents types de cellules dans leur milieu de culture approprié. Nous avons montré récemment que les ganglions trigéminés (TG) et les dents sont en mesure de survivre pendant une longue période de temps lorsqu'ils sont co-cultivées dans des dispositifs microfluidiques, et qu'ils maintiennent dans ces conditions, le même schéma d'innervation ils montrent que in vivo.
Sur cette base, nous décrivons comment isoler et de co-culture et le développement de ganglions dents germes trijumeau dans le protocole de co-culture microfluidique décrit un moyen simple et flexible pour la co-culture ganglions / nerfs et les tissus cibles et d'étudier les rôles de molécules spécifiques sur ces interactions dans un controlled et environnement isolé.
Introduction
Innervation joue un rôle clé dans le développement, l'homéostasie et la régénération des organes et des tissus 1,2. En outre, l'innervation est impliquée dans la régulation de la prolifération des cellules souches, la mobilisation et la différenciation 3-5. En effet, des études récentes réalisées dans les tissus du complexe orofaciale ont montré que les nerfs parasympathiques sont nécessaires pour la fonction épithéliale de cellules souches au cours du développement et de la régénération glandes salivaires 6,7. De même, il a été démontré que l'innervation est nécessaire pour le développement et l'entretien des papilles 8-11. Ainsi, il est important d'analyser le rôle de l'innervation encore négligées dans le développement d'autres organes et tissus oro-faciales importants tels que des dents.
En dépit de la richesse de l'innervation dents d'adulte, et contrairement à tous les autres organes et tissus du corps, developing dents commencent à être innervée au stade de la post-natales premiers. Les dents se développent en raison des interactions séquentielles et réciproques entre l'ectoderme oral et crânienne neuronal mésenchyme de la crête dérivés. Ces interactions donnent lieu à adamantoblastes épithéliales dérivées et les odontoblastes mésenchymateuses dérivées qui sont responsables de la formation de l'émail et de la dentine, 12 respectivement. Les nerfs sensoriels du ganglion de Gasser et les nerfs sympathiques du ganglion cervical supérieur innervent les dents d'adultes de 13 à 15. Au cours de l'embryogenèse, les fibres nerveuses émanant du projet de ganglions de Gasser vers les germes dentaires développement et progressivement entourer eux, mais ils ne pénètrent pas dans la papille mésenchyme dentaire 13. Les fibres nerveuses pénètrent dans la pulpe dentaire mésenchyme à des stades de développement plus avancés qui sont en corrélation avec la différenciation des odontoblastes et la matrice de la dentine dépôt 16. Pulpe dentaire innervation est complETED peu de temps après l'éruption des dents dans la cavité buccale 13. Des études antérieures ont révélé que divers sémaphorines et neurotrophines sont impliqués dans la régulation de l'innervation cours odontogenèse 16-19. Des études antérieures ont clairement démontré que l'innervation est une condition préalable à la formation des dents chez les poissons 20. Des études plus récentes ont montré que l'homéostasie des cellules souches mésenchymateuses dentaire dans incisives de souris est réglementée par les nerfs sensoriels via la sécrétion de sonic hedgehog (Shh) 21. Néanmoins, le rôle de l'innervation de la dent initiation, le développement et la régénération est encore très controversée chez les mammifères 22 - 24.
Une pléthore d'études in vivo ont fourni des informations importantes sur les motifs de l'innervation des tissus dentaires au cours des processus de développement et de réparation de divers modèles animaux 13,25,26. Cependant, la plupart de ces Approdes maux ne sont pas optimales pour mettre en évidence la base moléculaire des interactions entre les fibres nerveuses et les organes et tissus cibles. Co-cultures constituent une méthode utile pour étudier et manipuler les interactions entre les fibres nerveuses et des dents dans un environnement contrôlé et isolé de 26 à 29. Dans le même temps, la co-culture est soumise à diverses adaptations techniques. Par exemple, les nerfs et les tissus dentaires spécifiques (par exemple, la pulpe dentaire, follicule dentaire, l'épithélium dentaire) nécessitent souvent différents milieux de culture afin de garantir la survie des tissus pendant de longues périodes de temps 30-32.
Dans les dernières décennies, les co-cultures conventionnelles utilisant le même milieu de culture ont été effectués pour des périodes très courtes (par exemple, deux jours) pour étudier les effets attractives ou répulsives de développer des tissus buccaux et dentaires sur les fibres nerveuses sensorielles 27-29.Cependant, l'extension de la période de culture est nécessaire pour étudier les effets de l'innervation sur la morphogenèse de la dent et cytodifférenciation, et d'étudier la dynamique de fibres nerveuses de branchement dans les organes cibles. Par conséquent, les co-cultures non-contigus serait plus approprié de réaliser des études sur des tissus interactions neuronales-dentaire.
systèmes microfluidiques permettent des co-cultures de neurones et de différents types de cellules dans leur milieu de culture approprié. Dans ces dispositifs, les tissus dentaires et les neurones sont séparés dans des compartiments différents, tout en permettant la croissance des axones dans les corps cellulaires neuronaux à travers des microcanaux vers le compartiment contenant leur tissu cible 33. Les dispositifs microfluidiques ont déjà été utilisées pour étudier les interactions entre les neurones et les microglies 34,35, ainsi que des cellules à des interactions cellulaires dans le cancer et la néovascularisation 35. En outre, ces systèmes ont été utilisés pour étudier les interactions entre dorsal ganglions de la racine et les ostéoblastes 36.
Nous avons démontré récemment que les ganglions de Gasser (TG) et les dents sont capables de survivre pendant de longues périodes de temps en cas de co-cultivées dans des dispositifs microfluidiques 37. De plus, nous avons démontré que les dents de différents stades de développement de maintenir dans ces conditions in vitro les mêmes effets répulsifs ou attractifs sur innervation trijumeau qu'ils montrent in vivo 37. Ce protocole fournit des informations sur un moyen simple, puissant et flexible de co-culture ganglions / nerfs et les tissus cibles et d'étudier les rôles des molécules spécifiques sur ces interactions dans un environnement contrôlé et isolé.
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Protocol
Toutes les souris ont été maintenues et gérées selon la loi sur la protection des animaux en Suisse et en conformité avec les règlements de l'office vétérinaire cantonal, Zurich.
1. Préparation de dissection Matériau, Culture Media, dispositifs microfluidiques
- Forceps autoclave micro-dissection et ciseaux (121 ° C, le temps de stérilisation: 20 min) et de les stocker dans un récipient stérile.
- Stériliser lamelles de verre (24 mm x 24 mm) en les incubant dans HCl 1 M pendant 24 heures sur un agitateur orbital à 37 ° C. Laver trois fois avec eux stérile, H 2 O distillée et trois fois avec de l'éthanol à 99%. Sec, puis les lamelles à 37 ° C ou sous une hotte à flux stérile. Enfin, l'autoclave ou exposer les lamelles à la lumière UV (30 min) pour compléter la stérilisation. Lamelles peuvent ensuite être stockés dans de l'éthanol 70%.
- Retirer soigneusement l'isolement périphériques AXIS Axon du package à l'aide de pinces stériles et les placer dans une boîte de Pétri stérile. En utilisant une biopsie poinçon stérile (ø: 1mm) créer un trou par échantillon pour être cultivées (figure 1) en correspondance des chambres de culture.
NOTE: Ne perforer trop près des microsillons, car ils pourraient être endommagés par la pression appliquée. - Stériliser les Dispositifs d'isolement AXIS Axon en les immergeant dans de l'éthanol 70%. Sèches puis AXIS Axon Dispositifs d'isolement et lamelles complètement sous une hotte à flux stérile. Attendre un minimum de 3 heures avant de procéder.
NOTE: séchage incomplet entraînera l'assemblage défectueux des dispositifs microfluidiques. - Placez chaque lamelle dans une boîte de Pétri de 35 mm ou dans un puits dans une plaque à 6 puits.
- Placez le périphérique Isolation AXIS Axon sur la lamelle et appuyez doucement mais fermement avec une pince à bouts recourbés afin de permettre la pleine adhésion entre le dispositif d'isolement et de la lamelle de verre.
- Dans chaque chambre de culture, H 2 pipette 150 ul de poly-D-lysine (0,1 mg / ml dans stérile distillée,O). Placez les dispositifs microfluidiques sous vide pendant 5 minutes, afin d'éliminer tout l'air des chambres de culture.
- Si de l'air peut encore être vu dans les chambres, re-pipette la solution de poly-D-lysine dans les chambres.
- Incuber les appareils avec O poly-D-lysine / N à 37 ° C.
- Laver les chambres à trois temps avec stérile, H 2 O. distillée
- Remplissez chambres avec 150 ul solution de travail laminine (Sigma-Aldrich, 5 ug / ml, dans du PBS ou un milieu sans sérum), et incuber O / N à 37 ° C.
- Préparer 50 ml de milieu pour les cultures de ganglions de Gasser 37, composé comme suit: 48 ml Neurobasal moyenne, 1 ml B-27, 100 U / ml de pénicilline / streptomycine, 2 mM de L-glutamine, 5 ng / ml de facteur de croissance des nerfs (NGF) , 12:25 cytosine arabinoside.
- Préparer 50 ml de milieu pour les cultures dent germinales 37, composé comme suit: 40 ml de DMEM-F12, 10 ml de sérum fœtal bovin (FBS, concentration finale: 20%), 100 U / ml de pénicilline / streptomycine, 2 mM de L-glutamine, 150 ug / ml d'acide ascorbique.
2. Génération d'embryon de souris et Dissection
- Déterminer l'âge embryonnaire selon bouchon vaginal (bouchon vaginal: jour de développement embryonnaire 0,5, 0,5 ME) et le confirmer par l'intermédiaire des critères morphologiques. Pour ce protocole, nous utilisons généralement des embryons de souris E14.5-E17.5.
- Nettoyer la zone de dissection et le stéréoscope avec de l'éthanol 70%.
- Sacrifiez la mère enceinte par dislocation cervicale. Bloquer le col de la souris avec la première et la deuxième doigt sur une grille, et tirez avec la décision de la queue.
- Disséquer la peau autour de l'abdomen inférieur, et d'ouvrir l'abdomen avec des ciseaux. Situer l'utérus: au cours de ces derniers stades de la grossesse, l'utérus remplir abondamment la cavité abdominale.
- Disséquer l'utérus et le placer dans un tube rempli de PBS sur la glace. Lorsque sur la glace, le tissu peut être laissé pour plusieurs heures. Jeter le cadavre de la mère selon les directives institutionnelles <li> disséquer les embryons de l'utérus et de les libérer de leurs tissus extra-embryonnaires. Placez les embryons dans PBS sur la glace.
- Décapiter les embryons avec des ciseaux, et séparer la mâchoire inférieure du reste de la tête avec des ciseaux micro-dissection (figure 2A). Retirer précisément la mâchoire inférieure, sans endommager les ganglions de Gasser; comme celles-ci sont localisées à proximité immédiate de la mâchoire inférieure, leur endommagement accidentel est possible. Préserver la mâchoire inférieure et le reste de la tête dans du PBS froid, sur la glace.
- Pour disséquer TG, prendre la tête et placez-le sur une boîte de Pétri en verre de dissection, préalablement rempli avec du PBS froid. Utilisation de la pince, enlever la peau et le crâne. Retirer ensuite le télencéphale et le cervelet en plaçant une pince ci-dessous le télencéphale et un ascenseur; le télencéphale et au cervelet se retourner, en laissant la partie inférieure du crâne exposé.
- Localiser le ganglion trijumeau (représenté sur la figure 2B). Utilisez la pincepour séparer la TG des nerfs trijumeau. Éliminer les restes de les projections du trijumeau utilisant les aiguilles de dissection comme couteaux. Placez le TG disséqué dans une boîte de Pétri remplie de PBS froid et de les garder sur la glace.
- Pour disséquer dents embryonnaires, placer la mâchoire inférieure, préalablement séparée du crâne, sur le verre de dissection boîte de Pétri, rempli avec du PBS froid. En utilisant des aiguilles de dissection comme couteaux, retirez la langue et la peau entourant la mâchoire. Séparer l'hémi-mâchoires gauche et droite en coupant le long de la ligne médiane de la mâchoire. Les germes dentaires sont facilement accessibles, comme le montre la figure 1C. Isoler les germes dentaires en utilisant des aiguilles de dissection et éliminer l'excès de tissus non-dentaires. Placez les germes dentaires disséqués dans une boîte de Pétri remplie de PBS froid et de les garder sur la glace.
3. microfluidiques Co-cultures
- Après dissection, retirez la laminine des dispositifs microfluidiques. Remplir les chambres avec 200 ul de la respective médias.
- Avec des pinces, transférer doucement les germes TG et dents disséqués dans les trous créés par poinçonnage (figure 1D). Assurez-vous que les germes dentaires ne flottent pas et qu'ils coulent jusqu'à ce qu'ils touchent les lamelles.
- Culture des échantillons dans l'incubateur à 37 ° C, 5% CO 2.
- Changer le milieu de culture toutes les 48 heures. Ne pas vider les chambres complètement, et ne pas pipeter directement dans les chambres de culture. Vidange complète de chambres se traduirait par la formation de bulles d'air à l'intérieur des chambres; pipetage directe dans la chambre de causer des dommages axonale. Pour éviter ces problèmes, éliminer le milieu pointant la pipette vers le côté externe des puits; de même, la pipette sur du milieu frais du côté des puits situés à l'opposé des chambres.
- Pendant la période de culture, co-cultures peuvent être facilement visualisés par microscopie time-lapse. Co-cultures peuvent être maintenues pendant plus de 10 jours.
- Après la pério de cultured, laver les chambres en pipetant 150 pi de PBS dans un puits par chambre, et en laissant PBS circuler à travers les chambres à trois reprises.
- Retirez le PBS et fixer les échantillons par pipetage 150 pi de paraformaldéhyde 4% (dans du PBS) dans un puits par chambre; incuber à température ambiante pendant 15 min.
- Laver les chambres deux fois avec PBS comme décrit dans 3.6.
- Procéder à une analyse plus approfondie.
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Representative Results
Ces résultats montrent que les ganglions trigéminés isolés peuvent se développer dans un compartiment du dispositif microfluidique et, en outre, que le développement des germes dentaires isolées est maintenue pendant une longue période de temps dans l'autre compartiment du dispositif microfluidique. Des milieux de culture différents sont utilisés dans les deux compartiments, et les micro-rainures entre les deux compartiments permettre l'extension de l'axone du ganglion trijumeau vers les germes dentaires en développement. La figure 3 représente une visualisation des neurofilaments par immunofluorescence 37, dans une co-culture d'une souris ganglion de Gasser embryonnaire et la souris incisive embryonnaire dans le système de co-culture microfluidique décrit. Incisives souris ne sont pas innervés au cours du développement in vivo;. Constante, les axones du ganglion de Gasser sont abrogés par le germe de la dent en développement à la culture pour autant que 10 jours figure 3A montre un aperçu de la chambre axonale dans ce système de co-culture. Figure 3B et 3C montrent grossissements progressistes des neurites dans les chambres axonales et les micro-bosquets. germes de la dent (ou des co-cultures organes ou de tissus) peuvent être facilement retirés des dispositifs microfluidiques et analysés séparément, par exemple, pour traiter des colorations histologiques ou pour l'analyse de l'expression génique.
Figure 1. Vues de montée dispositif de co-culture microfluidique (A) ci-dessus; . Les chambres de culture (cc) (B) partiellement latérale sont mis en évidence en rouge (éosine) et bleu (bleu de toluidine); microsillons (mg) peuvent être considérés comme une ligne blanche entre les chambres de culture. Ganglions et co-cultivées organes / tissus sont placés dans la chambre de culture approprié par l'intermédiaire des perforations (pH) dans le dispositif. Les médias sont ajoutés et supprimés via les puits (mw). Cible "https://www.jove.com/files/ftp_upload/53114/53114fig1large.jpg" = "_ blank"> S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. (A) de la vue latérale d'une tête d'embryon de souris (jour de développement embryonnaire E14.5). La ligne noire indique l'endroit où la mâchoire inférieure doit être coupée afin de préserver l'intégrité des deux ganglions et des dents germes trijumeau. Tête (B) Souris embryon (E14.5) après le retrait de la mâchoire inférieure, le crâne et le télencéphale. Les flèches noires indiquent les ganglions de Gasser (TG). (C) La mâchoire inférieure de l'embryon de souris (E14.5) après le retrait de la langue. Les flèches noires indiquent la localisation des différents germes dentaires (Inc: incisives; FM: premières molaires). (D) de la représentation schématique du dispositif de co-culture microfluidique.p_upload / 53114 / 53114fig3large.jpg "target =" _ blank "> S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3. Co-culture de ganglion de Gasser et incisive germe à partir d'embryons de souris E15.5 de type sauvage. (A) Vue d'ensemble de la chambre axonale (neurofilamentaire, DAPI). Barre d'échelle: 300 um. (B) de grossissement supérieur des microsillons et neurites croissance axonale dans la chambre (neurofilament, DAPI; superposition d'images fluorescentes et fond clair). Barre d'échelle: 150 um. (C) un grossissement supérieur illustrant la croissance des axones dans les micro-rainures (neurofilaments). Barre d'échelle:. 75 pm S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
Précédente dans des études in vitro de la dent innervation étaient basées sur des co-cultures conventionnelles de ganglions de Gasser et les tissus dentaires ou des cellules 26,28,29. Ces études ont été menées pour étudier principalement les effets attractifs de ces cellules ou de tissus sur axones sensoriels 38. Bien amener des avancées significatives dans le domaine, plusieurs questions techniques ont été soulevées. germes de dents commencent à dégénérer après quelques jours de culture 37. Basé sur ces observations, les neurones et les dents qui poussent dans les mêmes conditions de culture entravent toute analyse éventuelle de molécules impliquées dans la diaphonie entre ces deux tissus. Des conditions de culture optimales sont nécessaires pour préserver le profil moléculaire physiologique des ganglions de Gasser et les tissus dentaires.
systèmes microfluidiques ont été utilisés jusqu'à présent pour la co-culture les neurones et les différents types de cellules dans les médias optimisés 34,36. Ce système microfluidique peut représenter plus de foipleinement la situation in vivo, où les corps cellulaires neuronaux, terminaisons axonales et tissus cibles sont généralement exposés à des micro-environnements différents cellulaire et moléculaire. Plus récemment, des dispositifs microfluidiques ont été utilisées pour la co-culture toute ganglions de la racine dorsale et les ostéoblastes 36. Nous avons récemment démontré que les ganglions et les dents du trijumeau sont capables de survivre pendant de longues périodes de temps en cas de co-cultivées dans des dispositifs microfluidiques 37. De plus, nous avons démontré que les dents de différents stades de développement de maintenir dans ces conditions in vitro les mêmes effets répulsifs ou attractifs sur innervation trijumeau qu'ils présentaient in vivo 37.
Le protocole décrit nécessite de la pratique et de la dextérité manuelle, en particulier pour la microdissection des ganglions et des dents germes trijumeau. Les ganglions de Gasser sont facilement déchirés lors de la dissection. Par conséquent, nous conseillons l'utilisation d'aiguilles de dissection à la place de la force de dissectionps, afin de retirer le tissu entourant les noyaux. De même, une attention particulière devrait être prise tout en disséquant germes dentaires, afin d'éviter d'endommager l'épithélium de la dent tout en le séparant des tissus mésenchymateuses environnantes. En outre, au cours du premier jour de co-culture, un soin particulier doit être apporté à la manipulation de l'incubateur, comme une vibration excessive peut nuire trijumeau ganglion adhésion à la lamelle de culture. Au cours de la période de co-culture, les médias doivent être enlevés et ajoutés à la pipette dans les puits, sur le côté opposé aux chambres de culture. Aspirant ou pipetage médias à proximité des chambres de culture entraînerait des lésions axonales.
Le protocole décrit peut être modifié pour étudier l'innervation de plusieurs organes embryonnaires et les tissus embryonnaires ou postnatale et types de cellules. systèmes microfluidiques pourraient représenter une plate-forme appropriée pour permettre à de plus longues périodes de culture pour l'étude des interactions entre les neurones et croissante teee. En outre, la séparation de la neuronal du compartiment dentaire permet d'analyser les effets de la localisation de la protéine spécifique et la quantification 33,37. Des anticorps de blocage ou des protéines recombinantes peuvent également être ajoutés aux compartiments séparés des dispositifs microfluidiques pour analyser leurs effets sur les tissus neuronaux et dentaires. Par exemple, le traitement de ganglions trigéminés avec NGF favorise leur survie et permet l'excroissance neuronale. Cependant, dans ce travail NGF exogène est absent du compartiment dent de germe, où les signaux de dents dérivés sont le seul responsable de l'attraction ou de répulsion neuronale. De même, d'autres molécules, des anticorps recombinants ou des médicaments peuvent être utilisés pour manipuler le système dans des conditions contrôlées.
Les principales limitations du protocole présenté résident dans le coût relativement élevé de dispositifs microfluidiques commerciales et la essentiellement 2D mis en place du système de co-culture. En fait, bien que des organes entiers peuvent être la cultured, les deux organes et les axones se développent dans des conditions de culture 2D adhérentes sur une lamelle de verre; la personnalisation du système serait nécessaire pour obtenir un tridimensionnelle, représentation réaliste de l'innervation.
En conclusion, des dispositifs microfluidiques sont optimales pour étudier le rôle de l'innervation dans le développement ou la régénération des organes et permettent l'étude des interactions entre les tissus neuronaux et cible dans des conditions optimales de culture.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| AXIS Axon Isolation Devices | Millipore | AX15010-TC | Microchannels of different lenght are available |
| Laminin | Sigma Aldrich | L2020 | |
| Neurobasal | Gibco | 21103-049 | |
| B27 | Gibco | 17504 | |
| Recombinant Mouse beta-NGF | R&D Systems | 1156-NG-100 | Human and Rat beta-NGF (R&D Systems) are equivalent |
| DMEM-F12 | Gibco | 11320-033 |
References
- Pagella, P., Jiménez-Rojo, L., Mitsiadis, T. A. Roles of innervation in developing and regenerating orofacial tissues. Cellular and molecular life sciences : CMLS. 71, 2241-2251 (2014).
- Kumar, A., Brockes, J. P. Nerve dependence in tissue, organ, and appendage regeneration. Trends in neurosciences. 35 (11), 691-699 (2012).
- Brownell, I., Guevara, E., Bai, C. B., Loomis, C. A., Joyner, A. L. Nerve-derived sonic hedgehog defines a niche for hair follicle stem cells capable of becoming epidermal stem cells. Cell stem cell. 8 (5), 552-565 (2011).
- Katayama, Y., Battista, M., et al. Signals from the sympathetic nervous system regulate hematopoietic stem cell egress from bone marrow. Cell. 124 (2), 407-421 (2006).
- Fitch, S. R., Kimber, G. M., et al. Signaling from the sympathetic nervous system regulates hematopoietic stem cell emergence during embryogenesis. Cell stem cell. 11 (4), 554-566 (2012).
- Knox, S. M., Lombaert, I. M. a, Reed, X., Vitale-Cross, L., Gutkind, J. S., Hoffman, M. P. Parasympathetic innervation maintains epithelial progenitor cells during salivary organogenesis. Science(New York, N.Y.). 329 (5999), 1645-1647 (2010).
- Knox, S. M., Lombaert, I. M. A., et al. Parasympathetic stimulation improves epithelial organ regeneration. Nature communications. 4, 1494 (2013).
- Oakley, B., Witt, M. Building sensory receptors on the tongue. Journal of neurocytology. 33 (6), 631-646 (2004).
- Oakley, B., Brandemihl, A., Cooper, D., Lau, D., Lawton, A., Zhang, C. The morphogenesis of mouse vallate gustatory epithelium and taste buds requires BDNF-dependent taste neurons. Brain research. Developmental brain research. 105 (1), 85-96 (1998).
- Sun, H., Oakley, B. Development of anterior gustatory epithelia in the palate and tongue requires epidermal growth factor receptor. Developmental biology. 242 (1), 31-43 (2002).
- Mistretta, C. M., Goosens, K. a, Farinas, I., Reichardt, L. F. Alterations in size, number, and morphology of gustatory papillae and taste buds in BDNF null mutant mice demonstrate neural dependence of developing taste organs. The Journal of comparative neurology. 409 (1), 13-24 (1999).
- Mitsiadis, T. a, Graf, D. Cell fate determination during tooth development and regeneration. Birth defects research. Part C, Embryo today reviews. 87 (3), 199-211 (2009).
- Mohamed, S. S., Atkinson, M. E. A histological study of the innervation of developing mouse teeth. Journal of anatomy. 136 (Pt 4), 735-749 (1983).
- Luukko, K. Immunohistochemical localization of nerve fibres during development of embryonic rat molar using peripherin and protein gene product 9.5 antibodies. Archives of oral biology. 42 (3), 189-195 (1997).
- Johnsen, D. Innervation of teeth: qualitative, quantitative, and developmental assessment. Journal of dental research. 64, 555-563 (1985).
- Mitsiadis, T. a, Dicou, E., Joffre, A., Magloire, H. Immunohistochemical localization of nerve growth factor (NGF) and NGF receptor (NGF-R) in the developing first molar tooth of the rat. Differentiation; research in biological diversity. 49 (1), 47-61 (1992).
- Mitsiadis, T. a, Luukko, K.
- Moe, K., Sijaona, A., Shrestha, A., Kettunen, P., Taniguchi, M., Luukko, K. Semaphorin 3A controls timing and patterning of the dental pulp innervation. Differentiation; research in biological diversity. 84 (5), 371-379 (2012).
- Kettunen, P., Løes, S., et al. Coordination of trigeminal axon navigation and patterning with tooth organ formation: epithelial-mesenchymal interactions and epithelial Wnt4 and Tgfbeta1 regulate semaphorin 3a expression in the dental mesenchyme. Development (Cambridge, England). 132 (2), 323-334 (2005).
- Tuisku, F., Hildebrand, C. Evidence for a neural influence on tooth germ generation in a polyphyodont species. Developmental biology. 165, 1-9 (1994).
- Zhao, H., Feng, J., et al. Secretion of shh by a neurovascular bundle niche supports mesenchymal stem cell homeostasis in the adult mouse incisor. Cell stem cell. 14 (2), 160-173 (2014).
- Kettunen, P., Kvinnsland, H., Luukko, K. Mouse rudimentary diastema tooth primordia are devoid of peripheral nerve fibers. Anatomy and embryology. 205 (3), 187-191 (2002).
- Lumsend, A., Buchanan, J. An experimental study of timing and topography of early tooth development in the mouse embryo. Archives of oral biology. , 301-311 (1986).
- Kollar, E., Lumsend, A. Tooth morphogenesis: the role of the innervation during induction and pattern formation. Journal de Biologia Buccale. 7 (1), 49-60 (1979).
- Luukko, K., Kettunen, P. Coordination of tooth morphogenesis and neuronal development through tissue interactions: lessons from mouse models. Experimental cell research. 325 (2), 72-77 (2014).
- Lillesaar, C., Eriksson, C., Johansson, C. S., Fried, K., Hildebrand, C. Tooth pulp tissue promotes neurite outgrowth from rat trigeminal ganglia in vitro. Journal of neurocytology. 28 (8), 663-670 (1999).
- Lumsend, A., Davies, A. M. Chemotropic effect of specific target epithelium in the developing mammalian nervous system. Nature. 323 (9), 538-539 (1986).
- Lillesaar, C., Fried, K. Neurites from trigeminal ganglion explants grown in vitro are repelled or attracted by tooth-related tissues depending on developmental stage. Neuroscience. 125 (1), 149-161 (2004).
- Lillesaar, C., Eriksson, C., Fried, K. Rat tooth pulp cells elicit neurite growth from trigeminal neurones and express mRNAs for neurotrophic factors in vitro. Neuroscience letters. 308 (3), 161-164 (2001).
- Petrinovic, M. M., Duncan, C. S., et al. Neuronal Nogo-A regulates neurite fasciculation, branching and extension in the developing nervous system. Development(Cambridge, England). 137 (15), 2539-2550 (2010).
- Otsu, K., Fujiwara, N., Harada, H.
- Mitsiadis, T. a, Drouin, J. Deletion of the Pitx1 genomic locus affects mandibular tooth morphogenesis and expression of the Barx1 and Tbx1 genes. Developmental biology. 313 (2), 887-896 (2008).
- Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. Microfluidic culture platform for neuroscience research. Nature protocols. 1 (4), 2128-2136 (2006).
- Hosmane, S., Tegenge, M. A., et al. Toll/interleukin-1 receptor domain-containing adapter inducing interferon-β mediates microglial phagocytosis of degenerating axons. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 32 (22), 7745-7757 (2012).
- Delamarche, E., Tonna, N., Lovchik, R. D., Bianco, F., Matteoli, M. Pharmacology on microfluidics: multimodal analysis for studying celll-cell interaction. Current opinion in pharmacology. 13 (5), 821-828 (2013).
- Neto, E., Alves, C. J., et al. Sensory neurons and osteoblasts: close partners in a microfluidic environment. Integrative Biology. , (2014).
- Pagella, P., Neto, E., Jiménez-Rojo, L., Lamghari, M., Mitsiadis, T. A. Microfluidics co-culture systems for studying tooth innervation. Frontiers in physiology. 5 (August), (2014).
- Connor, R., Tessier-Lavigne, M. Identification of maxillary factor, a maxillary process-derived chemoattractant for developing trigeminal sensory axons. Neuron. 24, 165-178 (1999).
