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Immunology and Infection

In Vitro génération de cellules dendritiques plasmacytoïdes murin de Common lymphoïde progéniteurs utilisant le système de chargeur AC-6

doi: 10.3791/53211 Published: November 23, 2015

Abstract

Les cellules dendritiques plasmacytoïdes (pDC) sont de type I puissant interféron (IFN-I) des cellules productrices qui sont activés en réponse à une infection ou au cours des réactions inflammatoires. Malheureusement, l'étude de la fonction PDC est entravé par leur faible fréquence dans les organes lymphoïdes et les méthodes existantes pour vitro génération DC favorise principalement la production des CDC sur les pDC. Ici, nous présentons une approche unique pour générer efficacement des pDC de progéniteurs lymphoïdes communs (cLPS) in vitro. Plus précisément, le protocole décrit les détails comment purifier CLPs de la moelle osseuse et de générer des pDC par co-culture avec AC-6 cellules nourricières gamma-irradiées en présence de ligand Flt3. Une caractéristique unique de ce système de culture est que les PLC migrent au-dessous des cellules AC-6 et deviennent des cellules de la zone formant pavées, une étape cruciale pour l'expansion pDC. PED morphologiquement distinctes, à savoir PDC et les CDC, ont été générés après environ deux semaines avec une composition de 70-90% pDC dans des conditions optimales. En règle générale, le nombre de pDC générés par ce procédé est d'environ 100 fois du nombre de têtes de série PLC. Par conséquent, cela est un nouveau système avec lequel pour générer vigoureusement le grand nombre de pDC nécessaires pour faciliter d'autres études sur le développement et la fonction de ces cellules.

Introduction

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Les cellules dendritiques (CD) sont des cellules présentatrices d'antigène professionnelles qui jouent un rôle important dans le contrôle des réponses immunitaires 1. Alors que les PED sont hétérogènes, ils peuvent être classés en deux populations, les CD classique (CDCS) et DCS plasmacytoïdes (pDC) 2,3. En plus des organes lymphoïdes, CDCS et pDC sont également présents dans les tissus y compris les poumons, l'intestin et de la peau 2. La morphologie du CDCS et pDCs diffère, avec CDCS présentant projections de dendrites-like et la forme des PDC comme étant des cellules plus de plasma. En outre, le marqueur DC de la souris commune, CD11c, est plus fortement exprimé sur CDCS que sur les pDC. En outre, CDC peut encore être divisé en CD11b + CD24 - CDCS et CD11b - CD24 + CDCS, qui expriment toutes deux des niveaux plus élevés de CMH de classe II et molécules costimulatrices que font pDCs 2. PDCs matures, d'autre part il a été démontré, pour exprimer sélectivement Siglec-H et BST2 4. Functionally, CDCS sont meilleures cellules présentatrices d'antigène que sont pDCs; Toutefois, pDCs peuvent produire une grande quantité d'interféron de type I lors de l'infection par le virus ou la stimulation inflammatoire 5.

Les deux CDCS et pDC sont de courte durée, et par conséquent, doivent être constamment reconstituées à partir de progéniteurs dans la moelle osseuse (BM) 6,7. Le transfert adoptif de progéniteurs myéloïdes communs (CMPS) et les progéniteurs lymphoïdes communs (cLPS) dans des souris mortellement irradié démontre que CDCS et pDCs peuvent être générés à partir de deux lignées 8-10. Cependant, il existe un sous-ensemble de pDC qui expriment RAG1 / 2 et possédant des segments réarrangés DJ au locus IgH 11,12. Ces cellules partagent aussi des similitudes moléculaires avec des lymphocytes B, y compris l'expression du marqueur de B220, récepteurs de l'acide détection nucléiques (TLR7 / TLR9), et les facteurs de transcription (SPIB et BCL11A) 13, dispose de tous croit être les signatures de la lignée lymphoïde. Par conséquent, CLPs peut être un bon choix pour la production in vitro de la lignée de pDC parce similitude.

Bien que la fréquence des deux CDCS et pDC chez les humains et les souris est très faible 6, les DC, en particulier CDCS, peut être produite in vitro à partir de progéniteurs BM ou en présence de cytokines, telles que GM-CSF ou le ligand Flt3 11,14 (FL ) en utilisant des systèmes sans cellules nourricières 11,15,16. Malheureusement, il est impossible de produire un grand nombre de pDC in vitro utilisant FL 11,15,16. Auparavant, nous avons démontré que les pDC peuvent être générées de manière efficace in vitro de PLC au moyen du système d'alimentation AC-17 6. L'avantage d'utiliser la lignée cellulaire stromale AC-6 dans le système de culture est que cela permet un contact cellule-cellule et sécrétion de cytokines qui favorisent la production d'un grand nombre de pDC à partir de PLC. Bien que la production de ce système est très robuste, la réplication attentif des procédures décrites ci-dessous est nécessaire in Afin d'assurer la production efficace des PDC.

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Protocol

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/ 6 souris de type sauvage C57BL ont été achetées au Laboratoire national Animal Center (NLAC), Taiwan. Toutes les souris ont été élevées et maintenues dans des conditions exemptes d'agents pathogènes spécifiques. Protocoles et des procédures d'utilisation des animaux ont été examinés et approuvés par le soin et l'utilisation des animaux dans les institutions Comité National Taiwan University College of Medicine (Numéro de permis: 20120075). En outre, les chercheurs ont fait tous les efforts pour réduire le potentiel de la douleur, de la souffrance ou de la détresse chez les animaux tout en effectuant des expériences. Toutes les procédures décrites ont été effectuées à la température ambiante, tout en portant des gants.

1. Préparation de l'AC-6 cellules nourricières

Remarque: L'AC-6.21 (AC-6 en court) ligne de cellules stromales 18 (fourni par I. Weissman, l'Université de Stanford) doit être maintenue dans un milieu RPMI complété avec du sérum fœtal bovin inactivé à la chaleur 15% (FBS). Pour servir de cellules nourricières, AC-6 cellules sont γ-irradié avec 3000 rad (30 Gy) un jour avant la co-culture pour empêcher leur prolifération. Remarque èmeAC-6 cellules ont tendance à perdre leur capacité de différenciation de soutien si surpeuplé gauche lors de l'entretien, ou si leur numéro de passage est de plus de 20.

  1. Laver AC-6 cellules une fois avec 1 ml de solution saline tamponnée au phosphate de Dulbecco (DPBS) et retirer DPBS par aspiration. Traiter AC-6 cellules avec 0,8 ml de solution de trypsine (0,05% de trypsine et 0,5 mM d'EDTA dans du DPBS) pour 3-5 minutes à 37 ° C, 5% de CO 2, puis arrêter la réaction par dilution avec 10 volumes de milieu de culture à faire suspension cellulaire unique.
  2. Semences AC-6 dans des cellules 5.9x10 4 cellules / puits dans des plaques à 12 puits et incuber à 37 ° C, 5% CO 2 H / N.
    Note: La densité de l'AC-6 cellules est très important car une densité inférieure favorisera génération CDC. Ensemencement à une densité de 5.9x10 4 cellules / puits permettront AC-6 pour atteindre la confluence le lendemain, ce qui est optimal pour la dérivation des PDC du CLP.
  3. Irradier AC-6 cellules à 3000 rad (30 Gy) en utilisant γ-irradiation.
    Note: La dose utilisée pour irradier AC-6 est optimisé pour empêcher les cellules de proliférer et de les garder viable assez longtemps pour fournir les cytokines et contact cellule-cellule nécessaire à la différenciation des PED de CLPs encore.
  4. Aspirer le milieu et le remplacer avec 1 ml de RPMI complet (RPMI avec 10% de FBS inactivé à la chaleur, 50 pg / ml de gentamycine et 50 uM de β-mercaptoéthanol).

2. Isolat de cellules BM de souris

  1. Sacrifiez souris par asphyxie au CO2 et dislocation cervicale. Placez les souris sur une plaque de dissection et stériliser avec 70% d'éthanol. Faire une incision au milieu de l'abdomen et enlevez la peau de la partie distale de la souris, y compris la peau qui recouvre les extrémités inférieures.
  2. Disséquer les souris dans une hotte semi-stérile. Pour libérer le fémur et le tibia, le fémur le clip ci-dessus et ci-dessous tibias l'articulation du genou. Détachez les muscles des os à l'aide de ciseaux et placer les os dans une boîte de Pétri de 6 cm contenant 5 ml RPMI complet.
  3. Déplacer vers une hotte de culture stérile. Remplir une seringue de 3 ml relié à une aiguille 27G avec RPMI complet. Coupez les deux extrémités des os à l'aide de ciseaux, et insérer l'aiguille de 27G pour rincer la moelle des os en injectant doucement RPMI complet une fois à chaque extrémité.
  4. Préparer une suspension cellulaire unique par pipetage doux les cellules de haut en bas 3-5 fois dans la boîte de culture en utilisant la seringue sans aiguille.
  5. Centrifuger les cellules pendant 5 minutes à 500 xg et décanter le surnageant.
  6. Lyse des globules rouges avec une ml de tampon ACK (150 mM de NH 4 Cl, 10 mM de KHCO3, EDTA 0,1 mM) l'incubation pendant 1 min et arrêt de la réaction par dilution avec 10 volumes de milieu RPMI complet. Laisser les cellules reposer pendant 5 min pour sédimenter bas amas de cellules mortes et les débris de tissu par gravité.
    Note: Ne pas se tenir plus de 5 minutes que cela se traduira par la perte de cellules due à régler de cellules viables.
  7. Lentement décantation surnageant contenant les cellules à un nouveau tube de débris laissantderrière dans le tube d'origine.
  8. Centrifuger pendant 5 min à 500 g pour sédimenter les cellules, puis retirer et jeter le surnageant.
  9. Reprendre cellules totales BM (typiquement 4-6 x 10 7 BM cellules sont obtenues à partir d'une souris) dans 100 pi de tampon FACS (1x PBS + 2% de FBS + EDTA 1 mM).

3. Analyse FACS et le tri des PLC

  1. Ajouter anti-CD16 / 32 (clone hybridome 2.4G2 supernant, 50 ul / réaction ou 2.1 ug / réaction) dans des cellules dans un tampon FACS (étape 2.9) pendant 1-2 min afin de bloquer les récepteurs Fc.
    Remarque: anti-CD16 / 32 est également appelé bloc Fc, qui est ajouté pour empêcher une liaison non spécifique d'anticorps à des cellules exprimant des récepteurs Fc, y compris les granulocytes, les monocytes et les lymphocytes B.
  2. Cellules simultanément tacher avec les anticorps fluorescents suivants marqués par un colorant (pour 4x10 7 cellules) pendant 15 min sur la glace, en évitant la lumière ambiante. Anticorps: marqueurs de la lignée PE-conjugués (0,2 ug chacun) y compris anti-CD3 (17A2), anti-CD8 (53 à 6,7), anti-B220 (RA3-6B2), anti-CD19 (eBio1D3), anti-CD11b (M1 / 70), anti-Gr-1 (RB6-8C5), anti- Thy1.1 (HIS51), anti-NK1.1 (PK136), anti-Ter119 (TER-119) et anti-MHC-II (NIMR-4), 0,2 ug anti-c-Kit PerCP-Cy5.5- (2B8), 1 ug anti-Sca-1-FITC (D7), 0,4 ug anti-de M-CSFR-APC (AFS98), et 0,2 ug anti-IL-7Rα-PE-Cy7 (A7R34).
  3. Laver les cellules avec 3 ml de tampon FACS, et centrifuger pendant 5 min à 500 x g.
  4. Remettre les cellules dans 300 pi de tampon FACS et les cellules de filtre à travers un tamis cellulaire de 40 pm.
  5. Laver le tube avec un tampon supplémentaire de 100 pi FACS pour récupérer toutes les cellules restantes et filtrer dans un FACS stériles tri tube en utilisant le même tamis cellulaire.
  6. Effectuer une analyse de cytométrie de flux immédiatement après la coloration en utilisant des filtres et des tensions appropriées pour la détection du signal. Utilisez 488 nm laser pour détecter les anticorps FITC, PerCP-Cy5.5 marqués, 561 nm laser pour détecter la PE- et des anticorps PE-Cy7-labelded et 633 nm lasER pour détecter l'anticorps marqué APC.
  7. Trier PLC en fonction des marqueurs suivants lin c-kit - Sca-1 int int M-CSFR IL-7Rα - + (comme dans l'étape 3.2 tachée) en utilisant un trieur de cellules. Recueillir les cellules triées dans un tube de 15 ml contenant 8 ml de RPMI complet comme un coussin.
  8. Notez le nombre absolu de cellules triées comme indiqué par le trieur de cellules à la fin de la course. Typiquement, 5x10 4 PLC peuvent être obtenus à partir de la BM de souris une.

4. coculture CLP et AC-6

  1. Centrifuger les cellules triées de l'étape 3.7 pendant 10 min à 500 g, éliminer le surnageant et remettre le culot cellulaire avec assez de RPMI complet pour obtenir une densité cellulaire d'environ 5x10 4 cellules / ml. Seed 500 cellules / puits dans la plaque de 12 puits contenant des cellules nourricières préparés à l'étape 1.4.
  2. Ajouter 100 ng / ml FL 19 (hu-Flt3L-Ig généré en interne en utilisant un système d'expression fournie par M. Manz, UniversiHôpital ty Zürich, Suisse) et incuber à 37 ° C, 5% de CO 2 avec un contrôle visuel périodique de développement continu sous un microscope.
    Remarque: disponible dans le commerce FL humaine recombinante ou la souris FL peuvent être utilisés comme un substitut pour hu-Flt3L-Ig pour soutenir le développement continu.
  3. Recueillir les cellules dans le surnageant à 12 jours et laver les puits une fois avec 0,5 ml de milieu RPMI compléter combinant les surnageants résultants. Ajouter 0,5 ml de milieu frais et débris les cellules adhérentes avec un racleur de cellules.
  4. Moissonneuse le milieu contenant les cellules à partir des deux parties et centrifuger pendant 5 min à 500 x g.
  5. Cellules surnageant et remettre Décanter dans un tampon FACS de 50 pi. Ajouter 50 ul anti-CD16 / 32 surnageant d'hybridome et incuber pendant 1-2 min pour bloquer les récepteurs Fc.
  6. Énumérer et colorer toutes les cellules avec les anticorps suivants (0,05 ug chacun) anti-CD11c-APC (N418), anti-CD11b FITC-et anti-B220-PE.
  7. Lavez et centrifuger les cellules que décrired à l'étape 3.3.
  8. Reprendre les cellules dans 100 pi de tampon FACS, porte sur CD11c + et d'analyser pour CDCS (CD11c + CD11b + B220 -) et pDC (CD11c + CD11b - B220 +) 17.

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Representative Results

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Un total de 7 4-6x10 cellules BM sont généralement isolé de fémurs et tibias d'un 6-8 sem-vieux, de type sauvage C57BL / 6 souris. Pour trier CLP, cellules totales BM sont colorées avec des anticorps PE-conjugué contre des marqueurs de la lignée (CD3, CD8, B220, CD19, CD11b, GR-1, Thy1.1, NK1.1, Ter119, et CMH-II), Anti -c-Kit-PerCP / Cy5.5, anti-Sca-1-FITC, anti-de M-CSFR et APC-anti-IL-7Rα-PE / Cy7, analysées et triées avec un trieur de cellules. La stratégie de tri pour CLP est représenté sur la Figure 1. Typiquement, 5x10 4 PLC sont obtenus à partir d'une souris C57BL / 6. Pour obtenir plus de PLC, les cellules BM de 3-4 souris peuvent être combinés et le protocole ajustés en conséquence avant le tri.

Suite à la co-culture de 500 CLP avec 5.9x10 6 AC-6 cellules nourricières, les cellules de la région formant pavées (CMCE) commencent à apparaître par jour 3-4. Le jour 8, les pDC forme ronde apparaissent et suspendre au-dessus du CAFC (figure 2A). Le nombre de pDC culmine autour day 12-14 à quel point pDCs commencent à subir une apoptose suivant leur plein développement, et les chiffres commencent à diminuer progressivement. CDC colonies apparaissent plus tard colonies PDC au jour 6-8, et la morphologie des CDC sont plus grandes, broche-like, et adhérent (figure 2B).

Typiquement, 5-6x10 4 cellules peuvent être générées à partir de 500 CLP après 2 semaines de co-culture. Après coloration des cellules avec un anticorps anti-CD11c-APC, anti-CD11b FITC et anti-B220-PE, l'analyse par écoulement montre cytométrie en ce que le pourcentage de pDC (CD11c + CD11b - B220 +) et CDC (CD11c + CD11b + B220 - ) est de 91% et 6%, respectivement (figure 3). Par conséquent, avec ce procédé peut être étendu pDC autant que 100 fois.

Figure 1
Figure 1. stratégies d'ouverture de porte pour les PLC. Des cellules BM isolated d'une souris ont été colorées avec des anticorps marquées par fluorescence et analysés pour les PLC, qui ont été définis comme lin - c-Kit int Sca-1 int M-CSFR -. IL-7Rα + S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure .

Figure 2
Figure 2. Morphologie des colonies CDC et PDC dans CLP-AC-6 cocultures 500. CLP ont été co-cultivées avec AC-6 cellules nourricières gamma-irradiées en présence de 100 ng / ml FL. (A) colonies pDC au jour 8, 10 , et 12, et (B) colonies CDC au jour 8, 12, et 16 ont été photographiées en microscopie optique à 200 x (barre d'échelle 50 pm). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une largVersion er de ce chiffre.

Figure 3
Figure 3. Débit analyse cytométrique des PDC CLP-dérivés et les CDC. Cinq cents CLP et AC-6 cellules nourricières gamma-irradiées (5.9x10 4 / ml) ont été co-cultivées in vitro pendant 12 jours en présence de FL (100 ng / ml ). Les cellules ont été colorées avec anti-CD11c-APC, anti-CD11b FITC-et anti-B220-PE et analysées par cytométrie en flux. Les cellules ont d'abord été déclenchés sur CD11c + et ensuite analysés pour CDCS (CD11c + CD11b + B220 -) et pDC (CD11c + CD11b - B220 +). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Discussion

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Ici, nous décrivons un système in vitro en culture pour la génération robuste des pays en développement, et en particulier les pDC, à partir d'un petit nombre de CLP. Le caractère unique de ce système de culture est due à l'utilisation de l'AC-6, les cellules d'une lignée cellulaire stromale, en tant que dispositifs d'alimentation. Cette approche a été montré pour fournir non seulement les cytokines, telles que IL-7, SCF, M-CSF et FL 20, mais aussi le contact cellule-cellule 21 nécessaire pour soutenir le développement continu. AC-6 cellules ont déjà été utilisés pour faciliter l'étude de vitro développement dans DC de plusieurs progéniteurs 8,16,22. Nous avons trouvé qu'il est essentiel pour ensemencer une densité optimale des cellules nourricières AC-6 pour soutenir la différenciation efficace des PDC de PLC. Plus précisément, l'ensemencement 5.9x10 4 y-irradiées AC-6 cellules dans des plaques à 12 puits à une confluence de résultats, le lendemain, ce qui est propice au développement de pDC. Une densité cellulaire AC-6 inférieur (3.9x10 4 / puits dans une plaque de 12 puits) tend à soutenir CDC développement 24. Par conséquent, il est recommandé de première graine plusieurs concentrations de AC-6 cellules afin d'optimiser les conditions lorsque l'on élargit le système de culture 23. En outre, il est également important que les cellules AC-6 soient scrupuleusement maintenus, y compris une attention particulière à nombre de passages, et de ne jamais autorisés à atteindre la confluence. Si laissé surpeuplées ou si leur numéro de passage est supérieur à 20, ces cellules ont tendance à perdre la capacité de soutenir l'hématopoïèse in vitro. En outre, la concentration de FL affecte également le développement continu. Plus précisément, à faibles doses (25-50 ng / ml) CDCS sont préférentiellement développés, tandis que des doses élevées (100-200 ng / mL) pDC sont principalement générés 24. En plus de AC-6 densité de cellules et dosage FL, une sélection rigoureuse d'un lot de FBS qui soutient efficacement le développement continu dans ce système de culture est essentielle pour la réussite de la procédure.

Alors que CDCS et pDCs -derived in vitro peuvent être DIStinguished par leurs marqueurs de surface, à savoir CD11c + CD11b + B220 - et CD11c + CD11b - B220 +, respectivement, leurs morphologies sont également perceptibles par microscopie. CDCS sont plus grandes, en forme de fuseau et sont adhérentes, tandis que les pDC sont plus petits, de forme ronde et se développent en suspension (Figure 2). La cinétique de différenciation DC diffère également, avec pDCs apparaissant plus tôt et plus tard, les CDC. En outre, le processus de développement PDC est fortement influencée par la densité cellulaire AC-6 avec une plus grande densité AC-6 accélérer le processus de développement. Il convient de noter que les pDC commencent à mourir suite à un développement complet et, par conséquent, le rapport de CDC par rapport pDC dans ce système de culture augmente progressivement à des points de temps ultérieurs. Par conséquent, une surveillance périodique du développement continu par microscopie et cytométrie de flux est fortement recommandé afin de déterminer quand pDCs commencent à subir l'apoptose.

Il faut noter que la describProcédé ed peut également être appliquée à d'autres progéniteurs courant continu, tels que lecteurs de disques compacts; Cependant, la principale population continue générée à partir de ces cellules sont CDCS 17, même à haute densité AC-6 ou doses FL. Le faible potentiel PDC PDC est compatible avec les rapports de différents groupes en utilisant soit CDP-alimentation 11 ou 16 systèmes, deux différents systèmes de culture in vitro sans chargeur. Ces résultats suggèrent que le système opérationnel AC-6 peut refléter fidèlement le potentiel de différenciation de progéniteurs différentes.

Les pDC générés à partir de ce système de culture sont CD11c + CD11b - B220 +. En outre, ils expriment des niveaux relativement élevés de Tcf4 (encode E2-2) et Rag1, deux gènes PDC-spécifiques, mais des niveaux inférieurs de Id2, un gène spécifique CDC, que ne le font CDCS 17. Même si ces pDCs manquent Siglec-H et BST2, marqueurs considérés comme caractéristiques des PDC murins, ils sont encore capables de produire des niveaux plus élevés d'IFN-I quefaire CDCS et upregulate CD86 lorsqu'ils sont infectés par le virus de la stomatite vésiculaire (VSV) 24. Ceci suggère que ces pDC, bien incomplètement différenciées, sont encore fonctionnels. Par ailleurs, nous avons déjà utilisé cette méthode avec succès pour délimiter un rôle synergique de l'IFN-I et FL dans le développement de pDC CLP 17, confirmant que cette technique est précieuse pour l'étude du développement continu.

En conclusion, nous présentons ici, une méthode simple, mais efficace pour générer pDCs à partir d'un petit nombre de PLC en utilisant le système de co-culture chargeur AC-6, ce qui peut faciliter les études de développement ou fonctionnelles des PDC.

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Acknowledgments

Nous sommes reconnaissants à MM. Markus Manz et Irving Weissman pour fournir des réactifs. Nous reconnaissons également le service fourni par la cytométrie en flux et l'analyse cellulaire tri de base Fonds de la première et deuxième laboratoire de base à la National Taiwan University College de l'hôpital de médecine et NTU, respectivement. Ce travail a été soutenu par le Ministère de la Science et de la Technologie, Taiwan (MOST 102-2320-B-002-030-MY3) et les Instituts nationaux de recherche en santé, Taiwan (INDH-EX102-10256SI et INDH-EX103-10256SI).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Anti-mouse Ly6g/Ly6c (PE), clone RB6-8C5 Biolegend 108408 linage marker
Anti-mouse NK1.1 (PE), clone PK136 Biolegend 108708 linage marker
Anti-mouse  CD11b (PE), cloneM1/70 Biolegend 101208 linage marker
Anti-mouse CD19 (PE), clone eBio1D3 Biolegend 115508 linage marker
Anti-mouse B220 (PE), clone RA3-6B2 Biolegend 103208 linage marker/FACS
Anti-mouse CD3 (PE), clone 17A2 Biolegend 100308 linage marker
Anti-mouse CD8a (PE), clone 53-6.7 Biolegend 100707 linage marker
Anti-mouse MHC-II (PE), clone NIMR-4 Biolegend 107608 linage marker
Anti-mouse Ter119 (PE), clone TER-119 Biolegend 116208 linage marker
Anti-mouse Thy1.1 (PE), clone HIS51 eBioscience 12-0900-83 linage marker
Anti-mouse M-CSFR (APC), clone AFS98 Biolegend 135510 FACS
Anti-mouse c-Kit (PerCP/Cy5.5), clone 2B8 Biolegend 105824 FACS
Anti-mouse Sca-1 (FITC), clone D7 Biolegend 108106 FACS
Anti-mouse IL-7Ra (PE/Cy7), clone A7R34 Biolegend 135014 FACS
Anti-mouse CD11c (PerCP/Cy5.5), clone N418 Biolegend 117328 FACS
Anti-mouse CD11b (FITC), clone M1/70 Biolegend 101206 FACS
FACSAria III BD Biosciences Cell sorter
FACS sorting tube  BD Biosciences 352054
FlowJo FlowJo LLC Flow analysis sofrware

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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<em>In Vitro</em> génération de cellules dendritiques plasmacytoïdes murin de Common lymphoïde progéniteurs utilisant le système de chargeur AC-6
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Chang, S., Pai, L. M., Lee, C. K. In Vitro Generation of Murine Plasmacytoid Dendritic Cells from Common Lymphoid Progenitors using the AC-6 Feeder System. J. Vis. Exp. (105), e53211, doi:10.3791/53211 (2015).More

Chang, S., Pai, L. M., Lee, C. K. In Vitro Generation of Murine Plasmacytoid Dendritic Cells from Common Lymphoid Progenitors using the AC-6 Feeder System. J. Vis. Exp. (105), e53211, doi:10.3791/53211 (2015).

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