Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Bioengineering

Bau von Defined Menschen Engineered Herzgewebe zur Untersuchung Mechanismen der Herzzelltherapie

doi: 10.3791/53447 Published: March 1, 2016

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Cardiac Tissue Engineering hat in den letzten zehn Jahren mit mehreren Gruppen Veröffentlichung der Ergebnisse der voll funktionsfähig, schlagen Gewebe aus beiden murine Kardiomyozyten 1-6 und in jüngster Zeit , die menschliche Stammzellen gewonnenen Herzmuskelzellen 7-12 stark vorangetrieben . Das Herzgewebe Engineering - Bereich wird von zwei primären und im wesentlichen unabhängig Ziele angetrieben: 1) exogene Transplantate zu entwickeln , die in Ermangelung Herzen transplantiert werden kann , um die Funktion zu verbessern 4-6; und 2) In - vitro - Modelle zu entwickeln , für das Studium der Physiologie und Krankheit, oder als Screening - Tools für die therapeutische Entwicklung 2,7.

Dreidimensionale (3-D) Zellkultur als Basis für das nächste Generation Screening-Tools zu entwickeln, wie die 3-D-Matrix eine natürliche Herzmikroumgebung als herkömmliche 2-D-Monolayer-Zellkultur widerspiegelt; in der Tat sind einige Aspekte der Zellbiologie grundverschieden in 2-D vs. 3-D Kulturen 13,14 9 oder Kollagen 7,8,10) streng kontrolliert wird , wird die Eingangszelle Zusammensetzung weniger gut definiert, mit der gesamten Mischung von Zellen aus einer gerichteten Herzdifferenzierung entweder embryonale Stammzellen (ESC 7,9) oder induzierte pluripotente Stammzellen (iPS 10,12) zu den Geweben aufgenommen werden. Abhängig von der spezifischen Zelllinie und die Effizienz der Differenzierung Protokoll verwendet, kann der resultierende Prozentsatz der Kardiomyozyten reichen von weniger als 25% auf über 90%, die spezifische cardiomyocyte Phänotyp (dh ventricular-, atrial- oder Schrittmacher-like) kann auch variieren, auch die nicht-Kardiomyozyten Fraktion 15,16 und verändern die Reife des differenzierten Herz m sehr heterogen seinyocytes 17.

Aktuelle Herzgewebe Engineering - Arbeiten wurde versucht , die Eingangs Population von Zellen zu steuern, entweder mit einem Herz-Reporter humanen embryonalen Stammzelllinie 8 oder Zelloberflächenmarker 18 verwendet wird , um die Kardiomyozyten - Komponente der Differenzierung zu isolieren. Während zunächst ein Gewebe von nur Kardiomyozyten bestehen würde die ideal zu sein scheinen, ist dies in der Tat nicht der Fall; zusammengesetzt hECTs nicht nur aus Kardiomyozyten in funktionelle Gewebe zu verdichten, wobei einige Gruppen ein 3 zu finden: 1 - Verhältnis von Kardiomyozyten: Fibroblasten 8 die höchste Zuckungskraftmessungen erzeugen. verschiedene Zellselektionsmethoden, einschließlich Oberflächenmarker für lebende Zellsortierung durch Verwendung ist es möglich, hECTs mit definierten Zellpopulationen zu schaffen. Während der Marker nicht-kardialen Stromazellen seit einiger Zeit zur Verfügung haben, wie beispielsweise die putative Fibroblasten - Marker CD90 19,20, Oberflächenmarker von kardialen Myozyten waren schwierigerzu identifizieren. SIRPα gehörte zu den ersten Marker Herzoberfläche für den menschlichen Kardiomyozyten identifiziert 18 und wurde für die Herz-Linie sehr selektiv erwiesen. Vor kurzem haben wir festgestellt , dass zwei Sortieranlage für SIRPα + und CD90 - -Zellen nahezu reinen Kardiomyozyten mit der CD90 + -Population ergibt einen Fibroblasten-ähnlichen Phänotyp (Josowitz, nicht veröffentlichte Beobachtungen) aufweist. Auf der Basis dieser gesammelten Erkenntnisse, berichten hier schaffen wir hECTs unter Verwendung eines 3: 1 - Kombination von SIRPα + / CD90 - Kardiomyozyten und CD90 + Fibroblasten.

Die Fähigkeit, eine vollständig definierte menschliche Herzgewebe zu konstruieren ist nicht nur für robuste Screening-Tools zu schaffen, sondern auch für die Entwicklung von Modellsystemen Schwellen zell- und Gen-basierten Herztherapien zu untersuchen. Insbesondere zahlreiche Zelltherapien für Herzversagen, unter Verwendung von Zelltypen , einschließlich mesenchymalen Stammzellen (MSC) 21 22 und Knochenmark mononukleären Zellen 23-25, wurden in klinischen Studien getestet. Während viele der ersten Ergebnisse haben 21,23,25 waren vielversprechend, verringert sich die anfängliche Nutzen oft im Laufe der Zeit von 26 bis 29. Ein ähnlicher Trend wurde in murine engineered Herzgewebe berichtet worden, die durch MSC - Supplementierung einen signifikanten funktionellen Nutzen anzuzeigen, der Vorteil wird jedoch nicht während einer Langzeitkultur 1 aufrechterhalten. die suboptimale Leistung Basiswert ist unser begrenztes Wissen über die Mechanismen, Zelltherapien regeln. Ein tieferes Verständnis davon, wie therapeutischen Zellen ihre positiven Einfluss ausüben, sowie mögliche negative Auswirkungen von myocyte-nonmyocyte Wechselwirkungen, würde die Entwicklung verbesserter Therapien ermöglichen klinisch signifikante und anhaltende Vorteile, mit minimalen Nebenwirkungen bei Patienten mit Herzinsuffizienz führt.

Hier beschreiben wir die Verwendung von definierten hECTs zu interrogate Mechanismen der zellbasierte Therapie. Die gesteuerte Gewebezusammensetzung ist wichtig, spezifische Faktoren zu identifizieren, Kardiomyozyten Leistung zu beeinträchtigen. Direkt hECTs mit dem therapeutischen Zelltyp von Interesse (zB MSCs) ergänzt werden , können die Auswirkungen auf die Kardiomyozyten - Leistung zeigen, wie wir in der Ratte ECTs 1 unter Beweis gestellt haben.

Die folgenden Mehrschritt-Protokoll beginnt mit gerichtetem kardiale Stammzelldifferenzierung, gefolgt von der Herstellung des Mehr Gewebe-Bioreaktor, und mit einer Beschreibung der Gewebekonstruktion und funktionelle Analyse abzuschließen. Unsere Experimente ausgeführt, um die NIH-zugelassenen H7 mit humanen embryonalen Stammzellen (hES) Zeile. Allerdings haben die folgenden Protokolle auch eine zusätzliche hESC Linie und drei induzierten pluripotenten Stammzellen (hiPSC) Linien mit ähnlichen Ergebnissen getestet werden. Wir haben herausgefunden, dass die Effizienz in Kardiomyozytendifferenzierung und Erfolg in Hect Herstellungszelllinie abhängig sein kann, vor allem for hiPSC Linien von einzelnen Patienten abgeleitet. Durch Anschluss an dieses Protokoll, zwei 6-Well-Platten sind mit insgesamt 1,68 Millionen hESCs (140.000 Zellen pro Vertiefung) plattiert, die etwa 2,5 Millionen Myozyten nach Differenzierung für 20 Tage ergibt und Sortieren, genug sechs definierte Gewebe zu machen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Hinweis: Führen Sie alle Zellmanipulationen unter aseptischen Bedingungen einen HEPA-gefilterte Klasse II biologischen Sicherheitsschrank mit und alle Lösungen zu sterilisieren, indem sie durch einen 0,2 um Filter gefiltert wird. Führen Gewebekonstruktion und Funktionstests in entweder denselben oder aseptischen Bedingungen einer laminaren Strömungshaube.

1. Seeding von H7 hESCs in Vorbereitung auf die Herzdifferenzierung

  1. (Tag 1) Vorbereiten der Basalmembranmatrix
    1. Auftauen 150 ul aliquote Menge von hESC qualifizierte Basalmembranmatrix auf Eis über Nacht bei 4 ° C.
  2. (Tag 0-4) Beschichtung von hES auf beschichteten Platten
    1. Verdünnen Sie die aufgetauten Matrix in 12 ml eiskaltem DMEM / F12 und gut mischen.
    2. 1 ml des DMEM / F12-Matrix-Lösung in jede Vertiefung einer 6-Well-Gewebekultur-behandelte Schale. Jedes Aliquot der Matrix kann coat zwei 6-Well-Platten.
    3. Inkubieren der beschichteten Platten bei Raumtemperatur für mindestens 1 Std.
      Hinweis:Unserer Erfahrung beschichteten Schalen mit Paraffin versiegelt kann für bis zu 10 Tage vor der Verwendung bei 4 ° C in Matrixlösung gelagert werden.
    4. Bei ca. 75% Konfluenz distanzieren die H7 hESCs von der 10-cm-Schale mit 6 ml der nicht-enzymatische Dissoziation Reagenz. Nach 5 min, kratzen sanft die Zellen von der Kulturoberfläche eine Wegwerfzellschaber und übertragen die Zellsuspension in ein steriles 15 ml Zentrifugenröhrchen verwendet.
    5. Entfernen Sie 0,5 ml der Dissoziation Lösung mit den Zellen aus dem 15-ml-Tube und in ein neues steriles 15-ml-Röhrchen (Abfahrt 5,5 ml der Dissoziation Reagenz, um die hESCs distanziere) für Stammzelllinie Ausbreitung.
    6. Pellet die 0,5 ml Zellen bei 300 xg für 5 min bei 20 ° C. Entfernen Sie den Überstand und vorsichtig resuspendieren in 8 ml pluripotente Stammzellmedium , das 1% Penicillin-Streptomycin übertragen dann auf eine neue, überzogen, 10 cm Gewebekulturschale und aufrechtzuerhalten 37 ° C und 5% CO 2 , um die Stammzelllinie beibehalten.
      Hinweis: Bewahren Sie pluripotente Stammzellmedien auf Eis während der Medienwechsel.
    7. Inzwischen fügen 5,5 ul 10 mM ROCK-Inhibitor Y-27632 auf den verbleibenden 5,5 ml der Dissoziationslösung und weiter bei Raumtemperatur für weitere 5-10 min inkubiert. Vorsichtig mischen die Zellen mit einem 5 ml serologische Pipette. Weiter zu brüten, bis eine Einzelzellsuspension erreicht wird, dann die Zellen für 5 min bei Raumtemperatur bei 300 g pelletieren.
    8. Resuspendieren der Zellen in 5 ml von pluripotenten Stammzellmedien und führen eine Hämozytometer einer Zellzahl verwendet.
    9. Samen jeder Vertiefung der 6-Well-Platte bei einer Dichte von 140.000 Zellen pro Vertiefung. Samen zwei Platten mit 6 Vertiefungen insgesamt sechs definierten Geweben zu schaffen. Entsorgen Sie alle verbleibenden Zellen nach der Plattierung.
    10. Füllen Sie die gut zu 1 ml mit pluripotenten Stammzellmedien und Inkubation bei 37 ° C, 5% CO 2. Vierundzwanzig Stunden später, entfernen Sie die Medien und 2 ml frisches Medium pluripotente Stammzelle hinzufügen zu jeder Vertiefung (Abbildung 1A
    11. Schauen Sie sich die Mündung der jeden Tag Platten und beginnen , die Differenzierung , sobald die Zellen erreichen etwa 75% Konfluenz (1B - D).

2. (Tag 4-24) Differenzierung von humanen embryonalen Stammzellen zu Kardiomyozyten 30,31

  1. (Tag 4-7, Differenzierung Tag 0-3) Mesoderm Induction
    1. Bereiten RPMI Differenzierungsmedium I (Tabelle 1) durch die Kombination von 500 ml RPMI 1640 mit 10 ml B27 Supplement (ohne Insulin) und 5 ml Penicillin-Streptomycin - Stammlösung (10.000 IU / ml Penicillin; 10.000 & mgr; g / ml Streptomycin). Aliquot auf Eis in 50-ml-Röhrchen und lagern bei 4 ° C.
    2. (Tag 4, Differenzierung Tag 0) Bereiten Sie Mesoderm Induktionsmedien um 2,4 ul des kleinen Moleküls GSK3-Inhibitor CHIR99021 Zugabe (10 mM Lager, 6 & mgr; M Endkonzentration) zu 12 ml RPMI Differenzierung Medien I. aus jeder Vertiefung pluripotente Stammzellmedien entfernen einnd ersetzen mit 2 ml der Mesoderm Induktionsmedien pro Vertiefung. Bringen Sie die Platte in den Inkubator.
      Anmerkung: Signifikante Zelltod typischerweise mit der Zugabe von CHIR99021 (1E) auftritt. Die Monoschicht wird sich erholen, aber es ist wichtig, dass die toten Zellen entfernt mit dem DMEM / F12 Spülung zu spülen.
    3. (Tag 5, Differenzierung Tag 1) Bereiten Sie frische Mesoderm Induktionsmedien wie oben beschrieben. Entfernen Sie die alten Medien aus jeder Vertiefung und spülen Sie einmal mit 1 ml DMEM / F12 pro Vertiefung. 2 ml frisch Mesoderm Induktionsmedien in jede Vertiefung.
      Hinweis: Spülen Sie jeden Tag von Tag 0-10 stark erhöht Ausbeute und Reinheit der Kardiomyozyten.
    4. (Tag 6, Differenzierung Tag 2) Entfernen Sie die Herz-Induktionsmedien und spülen Sie einmal mit 1 ml DMEM / F12 pro Vertiefung. Ersetzen Sie die Spülung mit 2 ml RPMI Differenzierung Medien I (keine kleinen Moleküle zugegeben, aber immer noch mit der B27 (ohne Insulin) zu ergänzen) und zurück in den Inkubator.
  2. (Tag 7-13, Differenzierung Day 3-10) Cardiac Mesoderm Induction
    1. (Tag 7, Differenzierung Tag 3) Bereiten Sie Herz-Mesoderm Induktionsmedien durch Zugabe von 6 ul des kleinen Moleküls Wnt-Inhibitor IWR-1 (10 mM Lager, 5 uM final) zu 12 ml RPMI Differenzierung Medien I.
    2. Entfernen Sie die Medien aus jeder Vertiefung gründlich einmal mit 1 ml DMEM / F12 pro Vertiefung und ersetzen mit 2 ml Herz-Mesoderm Induktionsmedien pro Vertiefung.
    3. (Tag 8, Differenzierung Tag 4) Bereiten Sie weitere 12 ml Herz-Mesoderm Induktionsmedien wie oben beschrieben. Entfernen Sie die Medien am Tag vor, spülen Sie einmal mit 1 ml DMEM / F12 pro Vertiefung und ersetzen mit 2 ml frischem Herz Mesoderm Differenzierung Medien pro Vertiefung und zurück in den Inkubator gegeben.
    4. (Tag 9-10, Differenzierung Tag 5-6) an beiden Tagen, entfernen Sie die Herz Mesoderm Induktionsmedien und spülen Sie jede Vertiefung mit 1 ml DMEM / F12.
    5. 2 ml frischem RPMI Differenzierung Medien I (keine kleinen Moleküle zugegeben, aber immer noch mit der B27 (ohne Insulin) zu ergänzen)zu jeder Vertiefung und zurück in den Inkubator der Platte.
  3. (Tag 11-24, Differenzierung Tag 7-20) hES-abgeleitete Kardiomyozyten-Organisation / Ausreifung
    1. Bereiten Sie die RPMI Differenzierung Medien II (Tabelle 1) durch die Kombination von 500 ml RPMI 1640 mit 10 ml B27 - Ergänzung (mit Insulin) und 5 ml Penicillin-Streptomycin - Stammlösung. Aliquot auf Eis in 50-ml-Röhrchen und lagern bei 4 ° C.
    2. (Tag 11, Differenzierung Tag 7) Entfernen Sie RPMI Differenzierung Medien (ohne Insulin) aus jeder Vertiefung und spülen mit 1 ml DMEM / F12. Ersetzen mit 2 ml des neuen RPMI Differenzierung Medien II (mit Insulin) in jede Vertiefung und zurück in den Inkubator.
      Hinweis: Die spontane Schlagen sollte zunächst zwischen den Tagen 7 und 10 beobachtet werden, wenn Schläge während dieser Zeit nicht beobachtet wird, es in der Regel schlechte Differenzierung Effizienz angibt. Das Protokoll kann bis zum Tag 15 in dem Bemühen fortgesetzt werden Schläge zu beobachten, aber wenn keine Schläge für Tag beobachtet 15 ist es am besten zu stKunst eine neue Differenzierung.
    3. (Tag 12-24, Differenzierung Tag 8-20) Jeden Tag, entfernen Sie die alte Differenzierung Medien und ersetzen mit 2 ml frischem RPMI Differenzierung Medien II pro Well Zellreifung und Organisation der Schläge einschichtigen (1F, Video 1 zu ermöglichen , ).
      Hinweis: Je nach dem Rest Zelltod kann es erforderlich sein, mit 1 ml DMEM / F12 durch Differenzierung Tag 10 zu spülen.

3. (Tag 24, Differenzierung Tag 20) Isolierung von Herzmuskelzellen und Fibroblasten-ähnliche Zellen

  1. Dissoziieren Zellen aus der Monoschicht
    1. Entfernen Differenzierung Medien und spülen Sie einmal mit 1 ml PBS.
    2. Dissoziieren die Monoschichten mit 1 ml der enzymatischen Dissoziation Lösung (0,04% Trypsin / 0,03% EDTA) zu jeder Vertiefung.
    3. Bewegen Sie Platte in Inkubator für 10 min. Inzwischen fügen Sie 12 ul ROCK-Inhibitor bis 6 ml Trypsin Neutralisierungslösung.
    4. Gently 1 ml der Trypsin Neutralisierungslösung die ROCK-Inhibitor in jede Vertiefung der Platte mit dem Trypsin-Lösung zu neutralisieren.
    5. Mit einer sterilen Transferpipette, die jeweils sanft gut mischen die Zellhaufen auseinander zu brechen.
    6. Übertragen Sie alle 12 ml der 6-Well-Platte in ein 15 ml Zentrifugenröhrchen.
      Hinweis: Da zwei Platten mit 6 Vertiefungen in diesem Protokoll verwendet werden, werden zwei 15-ml-Röhrchen benötigt werden.
    7. Transfer 3 ml PBS zu einer Vertiefung der Platte, und übertragen dann nacheinander die gleichen 3 ml zu jeder nachfolgenden auch alle restlichen Zellen in der Schale zu sammeln. Übertragen Sie die restlichen 3 ml aus dem letzten gut in die gleiche 15 ml Zentrifugenröhrchen, die Zellen enthält.
    8. Pellet bei 300 xg für 5 min bei 4 ° C.
  2. Vorbereitung der Zellen für Live Cell Sorting durch FACS
    1. Bereiten Sie die Färbepuffer durch Zugabe von 5 ml Fetal Bovine Serum auf 45 ml PBS auf Eis mit 50 & mgr; l von ROCK-Inhibitor.
    2. Entfernen Sie den Überstand aus der Zelle pellassen (in 3.1.8) und resuspendieren in 1,2 ml Färbepuffer.
    3. Übertragung von 200 & mgr; l der Zellsuspension auf eine neue, vorgekühlte 50 ml-Zentrifugenröhrchen auf Eis. Dies wird die negative Färbung Kontrolle.
    4. Übertragen die restlichen 1 ml der Zellsuspension auf eine neue, vorgekühlte 50 ml-Zentrifugenröhrchen auf Eis und mit 2 & mgr; l SIRPα-PE / Cy7 (1: 500 Verdünnung) und 4 ul CD90-FITC (1: 250 Verdünnung) . Vorsichtig mischen die Zellsuspension mit einer Transferpipette und zurück auf das Eis.
    5. Inkubieren sowohl der negativen Kontrolle und der Probe, auf einer Wippe shaker auf Eis bei 4 ° C für 1 Stunde.
    6. Präparieren Probensammelröhrchen durch Zugabe von 3 ml RPMI-Medium (mit Insulin) mit zwei 15 ml-Zentrifugenröhrchen. In 3 ul ROCK-Inhibitor in jedes Röhrchen und lagern auf dem Eis.
    7. Pellet die gefärbten Zellen bei 300 g für 5 min bei 4 ° C und spülen Sie zweimal mit mindestens 10 ml eiskaltem PBS pro Spülung.
    8. 1 & mgr; l DAPI (1 ug / ml) zu 5 ml Färbepuffer. Sanftresuspendieren Probepellet mit 1-3 ml des DAPI haltigen Färbepuffers einen Transfer-Pipette.
    9. Hinzufügen, 500 & mgr; l Färbepuffer (ohne DAPI hinzugefügt) zu der Negativkontrolle.
    10. Filter vorsichtig sowohl die negative Kontrolle und Probe durch ein 40 & mgr; m Zellsieb Zellklumpen zu entfernen und übertragen FACS-Röhrchen auf Eis zu Polystyrol. Unmittelbar bringen Proben der Zellsortierer.
    11. Ähnlich wie bei etablierten Lebendzellsortierverfahren 18, verwenden Sie die negative Kontrolle , die Tore zu setzen, wählen Sie für lebende Zellen (DAPI negativ) und sammeln sowohl die FITC + (dh CD90 + Fibroblasten) und PE / Cy7 + (dh SIRPα + Kardiomyozyten ) Populationen unabhängig bei 20 psi (Abbildung 2).
      Hinweis: Nachdem die Tore Einstellung kann die negative Kontrolle in 4% PFA fixiert werden, um die Differenzierung Effizienz bestimmen, indem für die kardiale Troponin-T-Färbung.
      Hinweis: Einige Forscher bevorzugen eine zu verwendenIsotyp-Kontrolle statt ungefärbten Kontrolle, die Tore zu setzen, um für nicht-spezifische Antikörperbindung zu kompensieren. Eine so genannte Fluoreszenz minus eins (FMO) Kontrolle ist eine weitere Möglichkeit. Aufgrund der klaren bimodale Verteilung des FITC, DAPI und PE-Cy7 Signale, gated wir von der positiven Bevölkerung, konservativ weit in die positive Tor, das möglicherweise schließt einige echte positive, sondern hilft keine Fehlalarme zu minimieren Ziel.
  3. Zell reaggregation in Vorbereitung für Tissue Engineering
    1. Nach der Zellsortier, Pellet- beide Sammelröhrchen und Resuspendieren in 1 ml DMEM 10% Neugeborenen-Rinderserum, 1% Penicillin-Streptomycin und 0,2% Amphotericin B ( "NBS media").
    2. Rekombinieren die SIRPα + und CD90 + Zellen in einem Verhältnis 3: 1 und die Platte der kombinierten Zellen in einem nicht-Gewebekultur behandelt Petrischale mit einer Dichte von 2 Millionen Zellen pro 60 cm 2 (10 - cm - Schale). 10 ml NBS Medien und 101; l ROCK-Inhibitor Y-27632.
    3. Legen Zellsuspension in der Gewebekultur-Inkubator 48 Stunden Zelle reaggregation in kleine Cluster zu ermöglichen.

4. Human Cardiac Tissue Engineering

  1. Fabrizieren des Multi-Gewebe Bioreactor
    Hinweis: Um die Abbildungen in 3A, CAD - Dateien mit detaillierten Bioreaktor Design Pläne ergänzen sind auf Anfrage bei den Autoren.
    1. Maschine der PDMS-Vorlagenform durch Bohren von sechs gleichmäßig beabstandeten Löchern von 0,5 mm Durchmesser in eine 9 x 33 x 3,25 mm Quaders aus Polytetrafluorethylen.
    2. Unter Verwendung eines Schaftfräsers, Maschine mit einem Rahmen aus Polysulfon den Maßen 25 x 35 x 11 mm 3. Der Zweck des Rahmens ist, die PDMS-Beiträge zu halten (aus der obigen Guss konstruiert) in Ausrichtung mit den Vertiefungen in der Grundplatte.
    3. Verwendung einer 1-mm endmill, Maschine 6 Vertiefungen (6 x 1 x 1 mm 3), 4 mm voneinander entfernt in einen 20 x 40 x 5 mm 3 Stück schwarzes polyTetrafluorethylen die Grundplatte zu bilden.
    4. Mischen Sie die elastomere Base und Härter für Polydimethylsiloxan (PDMS) in einem 10: 1 w / w-Verhältnis und zu der benutzerdefinierten Polytetrafluorethylen Form (Schritt 4.1.1) zwei Reihen von sechs Kraftmess Beiträge zu erstellen, und Inkubation über Nacht und unter Vakuum bei 80 ° C. Nach dem Aushärten sanft die PDMS aus der Master-Form zu entfernen und markieren Sie sorgfältig die Spitzen jeder Säule mit einem schwarzen Permanent-Marker für verbesserten Kontrast und automatisierte Echtzeit-Tracking Post Ablenkung.
      Hinweis: Polytetrafluorethylene ziemlich weich ist und leicht beschädigt werden können. Seien Sie vorsichtig, wenn die Master-Form vor der Reinigung des Gießens PDMS Langlebigkeit des Systems und konsistente PDMS Post Geometrie zu gewährleisten. Ein 0,5-mm-Draht kann verwendet werden, um die Löcher für die Pfosten nach jedem Gebrauch gereinigt werden, aber darauf achten, das Innere der Löcher nicht kratzen.
      Hinweis: Eine Alternative ist zum Entgasen der PDMS unter Vakuum für mehrere Stunden bei Raumtemperatur, dann lassen Sie die Mischung Heilung bei Umgebungsdruck.Dies kann zu weniger Restgasblasenbildung in den PDMS während des Härtungsprozesses führen.
    5. Sterilisieren alle Komponenten in einem Dampfautoklaven.
      Hinweis: Die PDMS Masterform (Schritt 4.1.1) und Polysulfon Rahmen (Schritt 4.1.2) sind beide wieder verwendbar. Die PDMS-Beiträge von der Besetzung (Schritt 4.1.4) erstellt ist auch wiederverwendbar, aber nur für ca. 10 Anwendungen. Es können jedoch mehr PDMS Stellen geschaffen werden, wie die Masterform benötigt werden.
  2. Sammeln Sie neu zusammengefügt Herzzellen
    1. Entfernen Sie die neu zusammengefügt Zellen aus dem Inkubator und übertragen alle 10 ml des reaggregation Medien zu einem 50 ml-Zentrifugenröhrchen.
    2. Spülen Sie die Platte mit 3 ml PBS und übertragen die Spülung auf den gleichen 50 ml Zentrifugenröhrchen, enthaltend das reaggregation Medien.
    3. 3 ml 0,04% Trypsin / 0,03% EDTA auf die 10 cm-Schale und zurück zum Inkubator für 5 min.
    4. Nach 5 min untersuchen bei 10-facher Vergrößerung, die Platte mit einer invertierten Verbindung Mikroskop komplette Zelle dissocia, um sicherzustellen,tion von der Schale. Wenn einige Rest Cluster noch gebunden sind, leicht bewegen die Platte die Klumpen zu lösen. Wenn die Cluster verbunden bleiben, kehren in den Inkubator für eine weitere 2-3 min. Sie brüten nicht länger als zehn Minuten oder signifikante Zelltod auftreten können.
    5. Sobald alle Zellen abgelöst, 3 ml Trypsin Neutralisierungslösung. Vorsichtig mischen die Neutralisierungslösung mit dem Trypsin-Zell-Lösung und Transfer in die 50-ml-Zentrifugenröhrchen, das die reaggregation Medien und spülen Sie einmal mit PBS.
    6. Spülen Sie die gesamte Schale mit 5 ml PBS und übertragen auf den gleichen 50-ml-Röhrchen mit den Zellen.
    7. Pelletieren Sie die Zellen bei 300 · g für 5 min bei Raumtemperatur.
    8. Entfernen Sie den Überstand und das Pellet in 1 ml NBS Medien übertragen, dann in ein 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen.
    9. Pellet bei 300 g für 5 Minuten bei Raumtemperatur und entfernen Sie den Überstand. Die Herzzellen (CD90 + Stromazellen und SIRPα + MYOCytes) sind jetzt für die Gewebekonstruktion bereit.
  3. (Optional) sammeln Supplemental Zellen von Interesse
    Hinweis: Zusätzlich zu den definierten Geweben , die nur SIRPα + Kardiomyozyten und CD90 + Fibroblasten-ähnliche Zellen, ist es möglich, zusätzliche Zellen von Interesse hinzufügen , um ihre Wirkung auf die Gewebefunktion zu befragen. Beispielsweise Ratten - MSCs wurden 1 die Funktion von Ratten - engineered Herzgewebe gezeigt , zu verbessern. Die folgenden optionalen Schritt wird die Sammlung von zusätzlichen Zellen für das definierte System.
    1. Sammeln Sie die zusätzlichen Zelltyp von Interesse (zB mesenchymale Stammzellen) unter Verwendung von 0,25% Trypsin / 0,1% EDTA.
    2. Pelletieren Sie die Zellen bei 300 · g für 5 min bei Raumtemperatur, dann Resuspendieren in 5 ml einer geeigneten Zellkulturmedien für den Zelltyp von Interesse. Zum Beispiel für MSCs verwenden DMEM mit 20% fötalem Rinderserum, 1% Penicillin-Streptomycin und 0,2% Amphotericin-B zur Kultur der cells.
    3. Durchführen einer Zellzahl unter Verwendung eines Hämozytometers, dann die Zellen pelletieren wieder bei 300 xg für 5 min bei Raumtemperatur.
    4. Entfernen des Überstands, Resuspendieren in 1 ml Zellkulturmedium und in ein 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen.
    5. Pelletieren Sie die Zellen bei 300 · g für 5 min bei Raumtemperatur.
    6. Entfernen Sie den Überstand. Die zusätzlichen Zellen sind nun bereit für die Gewebekonstruktion.
      Hinweis: Wenn der zusätzliche Zellen bei einer Konzentration von 10% der Gesamtzellzahl in dem Gewebe hinzugefügt werden, dann für die definierten Geweben, diese 50.000 zusätzliche Zellen pro Gewebe erfordern , da jedes Gewebe 500.000 Herzzellen enthält (beide CD90 + Stromazellen und SIRPα + Myozyten).
  4. Erstellen Sie die Menschen Engineered Herzgewebe
    Hinweis: Bewahren Sie alle Lösungen auf Eis und die Zellen bei Raumtemperatur. Alle Bände unten aufgeführt sind pro Gewebe. Typischerweise können etwa sechs Gewebe konstruiert werden aus zwei 6-Well-plAtes von Herz Differenzierungen.
    1. Verdünnte 60,0 ul der 5 mg / ml Kollagen Lager zu 3,125 mg / ml mit 1,5 ul 1 M NaOH, 9,6 ul 10 fach PBS und 24,9 ul sterilem ultrareinem deionisiertem Wasser.
      Critical Schritt: Vermeiden Sie die Einführung von Luftblasen zu jeder Lösung während der Herstellung als Luftblasen richtigen Gewebebildung stören wird.
    2. Hinzufügen, 12.0 & mgr; l sowohl von 10x MEM und 0,2 N HEPES pH 9 zu dem verdünnten Kollagenmischung das Kollagen Mischung zu schaffen. Both Lösungen auf der Seite des 15 ml-Zentrifugenröhrchen, um die Einführung von Luftblasen in die Kollagenmischung zu vermeiden.
    3. Fügen Sie die Basalmembranmatrix bis zu einer endgültigen Konzentration von 0,9 mg / ml an das Kollagen-Mix und auf Eis halten das endgültige Gewebe-Mix zu erstellen. Die Endkonzentration an Kollagen sollte 2 mg / ml sein.
    4. Hinzufügen 500,000 der neu zusammengefügt Zellen an der Gewebemischung (Myozyten + Fibroblastenkonzentration 20 Millionen / ml) und fülle auf ein Endvolumen von 25 & mgr; l proGewebe entweder mit zellfreien NBS Medien oder 50.000 Zellen der zusätzlichen Zelltyp von Interesse (zB hMSCs) und gut mischen eine gleichmäßige Zellsuspension zu bilden.
      Anmerkung: Die Anzahl der Zellen ergänzt werden aus für verschiedene Anwendungen variieren. Hier 10% Supplementierung verwendet wird.
    5. Mit Sorgfalt, pipettieren 25 ul der Zellsuspension in jede der sechs Bohrungen in den Bioreaktor Grundplatte, ohne die Einführung von Luftblasen in das Bohrloch.
    6. Schieben Sie zwei Reihen der PDMS-Kraftsensoren auf beiden Seiten des Polysulfon-Rahmen, 6 bilden Paare von gegenüberliegenden Pfosten, invertieren dann den Rahmen auf der Oberseite der Grundplatte, so dass ein Paar Pfosten jeder tritt auch mit dem Zellsuspension.
      Hinweis: Das Polysulfon Rahmenansätze in Ausrichtung der PDMS zu unterstützen, umfasst.
    7. Sorgfältig den Bioreaktor zu platzieren, die Grundplatte nach unten, in eine 60-mm-Schale, dann die Schale innerhalb einer 10-cm-Schale ohne Deckel legen, legen Sie die 10 cm Abdeckung auf der Oberseite, und bewegen Montage des gesamten BioreaktorsDem Kultur Inkubator Gewebe, wartet zwei Stunden auf dem Gewebe zu gelieren.
    8. Nach 2 Stunden, in den Bioreaktor aus dem Inkubator entfernen und 14 ml NBS Medien auf die gesamte Baugruppe, ausreichend zur Deckung der Grundplatte hinzuzufügen. Zurück in den Inkubator, und ändern Sie die Hälfte der täglich Medien.
    9. Achtundvierzig Stunden später, vorsichtig die Bodenplatte entfernen, indem Sie sanft auf jeder Seite der Grundplatte aus dem Rahmen ein paar Millimeter zu einem Zeitpunkt, zu bewegen, um die Medien zu ändern, kehren dann in den Bioreaktor, Gewebe nach unten, zu den Medien.
    10. Weiter Hälfte der NBS Kulturmedien ändert jeden Tag.
      Hinweis: Spontane Kontraktionen des Gewebes kann bereits 3 Tage nach der Gewebekonstruktion beobachtet werden, meßbar twitch Kräfte zu erzeugen bereits Tag 5 bis 7.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Kardiomyozyten, eine leicht modifizierte Version der Boheler und Lian Differenzierung Methoden 30,31 verwendet zu erhalten. Es ist zwingend notwendig, dass die Differenzierung beginnt, während der log-Phase des Zellwachstums, aber auch, dass die Ausgangspopulation ausreichend konfluenten eine brauchbare Anzahl von Zellen nach dem Sortieren (ca. 75% ist optimal) zu erhalten. Typischerweise für H7 hESCs, in wesentlicher 8 Medien und 5% CO 2 -Inkubator pro Well einer 6-Well - Platte bei einer Dichte von 140.000 hESCs Plattieren bei 37 ° C gehalten liefert ausreichend konfluente Kulturen nach 4 Tagen der Differenzierung zu beginnen, wie veranschaulicht in 1A - D. Da Insulin 32 Herz Spezifikation während des Differenzierungsprozesses hemmt, Insulin freie Medien (Differenzierung Medien I, Tabelle 1) für die ersten 10 Tage der Differenzierung verwendet. Sobald die Differenzierung über die Anwendung der GSK3-Inhibitors CHIR99021 initiiert,signifikante Zelltod auftreten wird (Abbildung 1E). Als Folge ist es wichtig, jeden Tag, um die Medien zu ändern. Am 2. Tag der Differenzierung werden die Zellen aus CHIR99021 entfernt und in Differenzierungsmedium ruhte I (ohne kleine Moleküle hinzugefügt) für 24 Std. Nach dem 24 - Stunden - Rest in Differenzierungsmedium werden die Zellen mit IWR-1 behandelt für 48 Stunden, nach denen sie beginnen sich selbst zu organisieren in Cluster (Abbildung 1F) , die so früh wie sieben Tagen nach Beginn der Differenzierung schlagen. Da Herz-Spezifikation nach der Anwendung von IWR-1 aufgetreten ist, wird das Medium zu Medium gewechselt enthält Insulin (Differenzierung Medien II, Tabelle 1). Mit 18 Tagen der Differenzierung haben die Kolonien des Schlagens Zellen verbunden und teilweise von der Zelloberfläche abgelöst und bildet robust "Stege" überall in der Schale (Video Abbildung 1) zu schlagen.

Am Tag 20 wird die Schläge einschichtigen sanft distanzierte viein enzymatischer Verfahren einzelne Zellen für lebende fluoreszierende assoziiert Zellsortierung (FACS) zu erhalten. Verwendung des Differenzierungs oben beschriebenen Verfahren ernten wir konservativ etwa 65% der Bevölkerung als SIRPα + und 10% CD90 + (Abbildung 2). Im Allgemeinen 1-2 Millionen SIRPα + Zellen pro 6-Well - Platte erhalten.

Nach reaggregation für 48 Stunden in einem 3: 1 - Verhältnis von SIRPα +: CD90 + Zellen werden die definierten Zellaggregate mit einem Kollagen-basierten Hydrogel gemischt und pipettiert in schmale Vertiefungen in der Grundplatte des Mehr Gewebe - Bioreaktor. Typischerweise vor der Entfernung aus der Schale, werden kleine Gruppen von 5-10 Zellen auf der Oberfläche der Schale zu schlagen gesehen werden. Der definierte Gewebe Bioreaktor besteht aus drei Komponenten: einer Masterform, die PDMS-Beiträge zu werfen; ein Rahmen zwei PDMS-Racks von Stellen zu halten; und eine schwarze Polytetrafluoräthylen Grundplatte mit sechs Vertiefungen für die Gewebemischung (Abbure 3A). Das gesamte Gewebe Bauprozess wird auf Eis und unter aseptischen Bedingungen durchgeführt. Nach Zugabe der Flüssig Zell-Matrix - Mischungen in die Vertiefungen in der Grundplatte werden die PDMS - Beiträge zum Polysulfon Rahmen befestigt, und dann invertiert , so daß die Pfosten mit den Vertiefungen in der Grundplatte (3B) auszurichten. Nach 48 Stunden Inkubation sollte die Gewebe ausreichend kompaktiert sein, daß die Grundplatte entfernt werden kann. Die Grundplatte ist am einfachsten abgelöst durch das gesamte System aus den Medien zu extrahieren und sanft überschüssige Medien aus dem Bereich zwischen dem PDMS und Grundplatte zu entfernen. Wenn alle der Medien nicht entfernt wird, die Oberflächenspannung der verbleibenden Flüssigkeit kann das Gewebe aus den Pfosten ziehen. Sobald das Medium entfernt wird, drücken Sie vorsichtig die Bodenplatte wieder gegen den Pfosten PDMS zu helfen, das Gewebe von der Grundplatte lösen. Dann nach und nach die Grundplatte schieben, indem Sie vorsichtig Bewegen einer Seite nach oben ein paar Millimeter, dann die andere Seite nach oben die gleiche Menge aus. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis der baseplate entfernt wird , mit allen 6 hECTs ihren jeweiligen PDMS Eckstützen (4A) befestigt ist . die Grundplatte entfernen sollte nicht mehr als eine Minute. Ersetzen, das System in den Zellkulturmedien, invertiert, so daß alle Gewebe durch die Zellkulturmedium bedeckt sind.

Etwa einen Tag nach der Grundplatte, schwache lokalisierte Kontraktionen entfernt haben, sollten in den definierten hECTs unter Hellfeldmikroskopie zu beobachten sein. Nach 7 Tagen wurden die Gewebe gereift und verdichtet (4B-C) mit ausgerichteten Sarkomeren (4D). Die Gewebe ablenken sichtbar die PDMS - Beiträge mit einem Durchschnitt von 5-15 & mgr; N der Kraft (4E). Zuckungskraftmessungen für die definierten engineered Herzgewebe durch Echtzeit-Verfolgung der Post Abwinkelung mit einer Hochgeschwindigkeitskamera und benutzerdefinierte Datenerfassungs-Software gemessen werden kann, und das Aufbringen der Post Ablenkung Strahlbiegetheorie nach der Bestimmung derElastizitätsmodul der Silicon Pfosten einen Kraftwandler verwenden, wie zuvor näher erläutert. 1,7 Aufrechterhaltung der Sterilität während der Datenerfassung gewährleistet die Fähigkeit , Veränderungen in der Gewebefunktion über der Zeit zu messen. Wir haben funktionelle Gewebe für mehrere Wochen aufrechterhalten wird , wie detaillierter an anderer Stelle 1 erläutert. Unsere vorläufigen Ergebnisse zeigen eine wesentliche Verbesserung der Hect Kontraktionskraft , wenn Gewebe mit 10% humanen mesenchymalen Stammzellen sowohl bei 1 Hz und 2 Hz Stimulationsfrequenzen (4F) ergänzt werden.

Abbildung 1
Abbildung 1: Repräsentative Bilder von H7 hESCs während der Expansion und Herzdifferenzierungsprozess. Die Expansionsphase sollte vor 4 Tagen, mit einem Wachstum der Kolonien von 24 (A), 48 (B), 72 (C erweitert dauern (D). Nach 96 h des Wachstums wird die Differenzierung begonnen, während der ersten 48 Stunden der Behandlung CHIR99021 (E) in wesentlichen Zelltod führt. Nach zwei Tagen der IWR-1 - Behandlung tritt Reorganisation (F) Cluster von Zellen zu bilden , die so früh wie Tag 7. Weitere Organisation in eine kräftig schlagen "web" von Tag tritt schlagen 7 bis Tag 20, wenn die Monoschichten für dissoziiert Erstellen von technisch Herzgewebe.

Video Abb . 1: Repräsentative Herz einschichtigen nach 17 Tagen der Differenzierung . Bitte klicken Sie hier um dieses Video anzusehen spontane Schlag innerhalb der Monoschicht in der Regel wird zunächst zwischen Tag 7 und Tag beobachtet 10 und um 17 Tagen nach der Differenzierung der einschichtigen hat miteinander verbundene "Stegen gebildet "schlagen, dass robust.

Name Zusammensetzung Differenzierung Tage gebraucht
Differenzierung Medien I RPMI 1640
B27 Supplement (minus Insulin)
Penicillin-Streptomycin
D0-D1 (mit CHIR99021)
D2
D3-D5 (mit IWR-1)
D5-D7
Differenzierung Medien II RPMI 1640
B27 Supplement (mit Insulin)
Penicillin-Streptomycin
D7-D20

Tabelle 1: Zusammensetzung der Differenzierung Medias.

Figur 2
Abbildung 2: Repräsentative Lebendzellsortiering Ergebnisse Zwei Proben wurden hergestellt:. eine ungefärbte Kontrolle und eine gefärbten Kontrolle unter Verwendung von 1: 500 Verdünnung des SIRPα-PE / Cy7 Antikörper und 1: 250 Verdünnung des CD90-FITC - Antikörper. Nach der Färbung wurden die Zellen bei 20 psi in Sortierpuffer, bestehend aus PBS, 10% Neugeborenen-Rinderserum, 10 uM ROCK-Inhibitor Y-27632, und 1 & mgr; g / ml DAPI sortiert. Beide Zellpopulationen wurden in der Vorwärts- und Seitenstreuprofile gated Schutt (A, blaue Linie) auszuschließen dann einzelne Zellen durch Vergleichen der Pulsbreite und Höhe (Pulsweitenanalyse) sowohl in der Vorwärtsstreuung (B, blaue Linie) ausgewählt wurden und Seitenstreukanäle (C, blaue Linie). Bevölkerung (D, blaue Linie) - Als nächstes wurden lebende Zellen durch Verknüpfung des DAPI ausgewählt. Die endgültige Zellpopulationen für die Sammlung wurden durch Untersuchung der FITC und PE-Cy7 Expressionsniveaus der lebenden Populationen bestimmt. Die ungefärbten Steuerung (E, links) wurde verwendet , umschaffen das entsprechende Tor für die FITC + (CD90) und SIRPα-PE / Cy7 + (Kardiomyozyten) Bevölkerung in der gefärbten Probe (E, rechts) zu wählen. Die FITC und SIRPα-PE / Cy7 + poplations wurden in getrennten 15 ml Zentrifugenröhrchen gesammelt.

Figur 3
Fig . 3: Schematische Darstellung des Mehr Gewebe - Bioreaktor und dem Herzgewebe - Engineering - Prozess Konstruktion des Mehrgewebe Bioreaktor erfordert drei Komponenten (A): 1) eine Polytetrafluorethylen - Vorlagenform 9 x 33 x 5 mm 3, mit 6 gleichmäßig beabstandeten Löchern 0,5 mm im Durchmesser; 2) ein 25 x 35 x 11 mm 3 Polysulfon Rahmen der PDMS - Beiträge während der Gewebekonstruktion und Kultur zu halten; und 3) eine 20 x 40 x 5 mm 3 schwarz Polytetrafluoräthylen Grundplatte mit 6 Vertiefungen von 6 x 1 x 1 mm 3 Dimensionen, Spaced 4 mm Abstand entlang seiner Länge. So erstellen menschliche engineered Herzgewebe (B) werden die PDMS Beiträge von PDMS Softlithographie unter Verwendung des Polytetrafluoräthylen Masterform hergestellt, von denen zwei werden dann auf den Registerkarten des Polysulfon Rahmen gepresst 6 zu bilden Paare von Kraftmess Cantilever Beiträge. Die Gewebelösung wird in die Vertiefungen in der schwarzen Polytetrafluoräthylen Grundplatte pipettiert. Der Rahmen und die Beiträge werden dann umgedreht und auf der Grundplatte Polytetrafluoräthylen ausgerichtet, so dass ein Paar Pfosten jede Vertiefung tritt in die Gewebemischung enthält. Nach 48 Stunden ist die Bodenplatte entfernt und die definierte Gewebe kultiviert auf den Pfosten, in NBS Medien invertiert bleiben.

Abbildung 4
Abbildung 4:. Repräsentative Bilder und funktionelle Messungen von definierten menschlichen engineered Herzgewebe Die Multi-Gewebe Bioreactoder System hält sechs Gewebe parallel (A, Pfeilspitzen). Definierte Gewebe sind selbstorganisierende innerhalb von sieben Tagen nach dem Gewebe Schöpfung (Draufsicht, B und schräge Seitenansicht, C). (D). Teil eines definierten Hect gefärbt für Troponin-T (cTnT). (E) Repräsentative Zucken Verfolgung zeigt rohe Kraft über die Zeit während 1 Hz - Stimulation durch elektrische Feldstimulation. (F) Twitch während der Stimulation mit 1 Hz (0-2 sec) und 2 Hz (2-4 sec) Tempo, mit Pfeil Tracing Markierung Frequenzänderung für beide unsupplementierten definierten hECTs ( durchgezogene Linie) und Gewebe mit 10% hMSCs ergänzt (gepunktete Linie).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Der Bau der definierten menschlichen engineered Herzgewebe (Hect) können bieten eine konsistente und zuverlässige Modell der menschlichen Kardiomyozyten-Funktion. Critically alle zellulären und extrazellulären Komponenten im System sind bekannt und können nach Wunsch manipuliert werden, wodurch die confounding Einfluss anderer Zelltypen unbekannten Entfernung von dem Differenzierungsprozess resultieren. Um einen schnellen Zellwachstum und hohe Ausbeute auszubalancieren, ist es bevorzugt, dass die Differenzierung beginnt bei 75% Konfluenz der hESCs, idealerweise 4 Tage nach dem Ausplattieren. Zusätzlich wird während der Verwendung von ROCK-Inhibitor Y-27632 sowohl die Zelle Dissoziation und Reaggregation nach dem Sortieren stark verbessert die Lebensfähigkeit der Zellen. Die Anwesenheit von spontanen Schlagen von Myozyten während des Differenzierungsprozesses ist ein wichtiger Indikator für die Effizienz und die Gesundheit der Differenzierung. Wenn spontane Schlag nicht beobachtet wird diese schlechte Differenzierung Effizienz zeigen kann, entweder aufgrund ineffektiver Reagenzien oder Verlustder Pluripotenz der Stammzellen.

Bei der Gewebekonstruktion müssen die PDMS Pfosten auszurichten richtig mit den Kanälen in der Grundplatte wohlgeformte Gewebe zu schaffen, das zur Messung kontraktile Funktion lange genug dauern. Um die Einfachheit der Einrichtung Ausrichtung zu verbessern und zu stärken Bildung Gewebe um den Pfosten, wo sie Brechen anfällig sind, ist es möglich, zusätzliche Breite hinzuzufügen (etwa ein Pfostendurchmesser an jeder Seite des Pfostens) an den Enden der Kanäle, wie gezeigt, durch die "Hundeknochen" Kanäle in 3A -förmigen. Ohne die richtige Ausrichtung der Schutzeinrichtung wird entweder das Gewebe von den Pfosten lösen kurz nach Kultur oder in der gut bleiben, wenn die Grundplatte entfernt wird. Wenn eine wohlgeformte Gewebe während der Grundplatte Entfernung abfällt, ist es möglich, das Gewebe an den Pfosten mit einer feinen Pinzette unter einem Binokular vorsichtig wieder anbringen, obwohl es leicht ist, die empfindliche hECTs, wenn eine angemessene Sorgfalt nicht zu beschädigen. </ P>

Eine große Stärke des beschriebenen definierten Systems ist die Möglichkeit, den Beitrag der direkten Zell-Zell-Interaktion Mechanismen der Herzzelltherapien auf der Basis spezifischer Kontrolle der Zellzusammensetzung zu befragen. Die Injektion von Zellen in Tieren ist ungenau und unterliegt einem geringen Rentabilität und Retention 33. Zusätzlich wird die Wirkung der injizierten Zellen auf das Zielgewebe durch Wechselwirkungen mit anderen physiologischen Systemen, wie das Immunsystem kompliziert. Als solches ist der Beitrag zum Verständnis direkten Zell-Zell-Wechselwirkungen in der Herzzelltherapien herausfordernd in Modellorganismen zu adressieren. Daher ist es ein Vorteil der beschriebenen Methode, dass Zell-Zell-Wechselwirkungen in einer biomimetischen dreidimensionalen Umgebung analysiert, wesentliche Aspekte der Herz Nische Konservierungs und in Gegenwart der spezifischen Zelltypen von Interesse - nämlich die kardialen Myozyten und Fibroblasten. Die Nützlichkeit der definierten HECT-System ist demonstrATED mit der Ergänzung von 10% hMSCs aus menschlichem Knochenmark abgeleiteten 34,35 und in klinischen Studien zur Zellmischung während der Gewebeerstellung verwendet. Diejenigen Gewebe , die mit den hMSCs ergänzt wurden ausgestellt größere Kontraktionskraft als die unsupplementierten definierten menschlichen Geweben (4F). Da die Gewebeumgebung und die Zusammensetzung kontrolliert wurde, spiegelt die Verbesserung der Gewebefunktion mit MSC-Supplementierung eine inhärente Wirkung von hMSCs auf Kardiomyozyten Funktion. Eine weitere Stärke in das System besteht darin , dass , da die Gewebe kleiner sind als bisher verwendete, 1,7 - Zelle Verwendung effizienter ist, eine wichtige Überlegung bei der gerichteten Differenzierungen von pluripotenten Stammzellen als Zellquelle.

Darüber hinaus Mechanismen der Zelltherapie zu studieren, würde das definiert Hect System die Prüfung von zellulären Grundlagen der kardiovaskulären Zell-Zell-Interaktionen ermöglichen. Perturbation der Biologie der vor der Gewebezellen construction, beispielsweise mit shRNAs würde die Untersuchung der molekularen Mechanismen erlauben Zell-Zell- und Zell-Matrix-Wechselwirkungen regeln. Ein zusätzlicher Vorteil für das Engineering-System Gewebe ist die Bildung von ausgerichteten Myofibrillen fähig funktionelle Kontraktionen. Somit definiert die HECT-System, die Dynamik der Myofibrillen Bildung, cardiomyocyte Entwicklung und die Organisation der Gewebearchitektur können alle durch Modifizierung der Komponenten der extrazellulären Matrix oder molekularen Manipulation der Zellen untersucht werden. Der Mensch und 3-D Natur des Hect Systems erhöht zusätzlich die Übersetzbarkeit der Ergebnisse.

Während das beschriebene System eine leistungsfähige Methode für das Verständnis der grundlegenden Fragen der kardiovaskulären Biologie bietet, ist es nicht ohne Einschränkungen. Zunächst zeigen die gentechnisch veränderten Gewebe einen unreifen Phänotyp, im Einklang mit den veröffentlichten Zuckungskraftmessungen Daten von Neugeborenen myokardialen Proben 7. Während diephänotypische Unreife ein Störfaktor bei der Bewertung der Zellinteraktionsmechanismen sein könnte, gibt es Hinweise darauf , dass erkrankte Kardiomyozyten zu einer fötalen Genprogramm 7,36-38 zurück. Wenn Erkenntnisse aus dem Hect System unter Beweis stellen im Rahmen eines versagenden Herzens relevant zu sein, kann dies für die Prüfung Herz-Therapien von Vorteil sein. Das Protokoll verwendet auch eine hESC qualifizierte Basalmembranmatrix während der Gewebekonstruktion. Die Zusammensetzung dieser Matrix kann von Charge zu Charge variieren, und während definiert Keller Matrix Alternativen verfügbar sind sie noch im Zusammenhang mit hECTs bewertet werden.

Andere Beschränkungen umfassen das Fehlen eines Gefäßsystem und keine Systemebene Wechselwirkungseffekte. Angesichts der Größe der Gewebe werden metabolischen Anforderungen allein durch Diffusion erfüllt, so wird keine vaskuläre System benötigt die Lebensfähigkeit der Zellen zu gewährleisten. Jedoch kann endothelialen Zellsignalisierung ein wichtiger Faktor in spezifischen Zelltherapien sein. Wenn dies der Fall ist, eine bestimmte Anzahl von endothelial Zellen können einfach auf die definierte Zellmischung während die Gewebekonstruktion hinzugefügt werden. Während die Systemebene Wechselwirkungen wichtig für eine vollständige Verständnis der Zellmechanismen bietet das technisch hergestellte Gewebe System einen reduktionistischen Ansatz, das Problem zu vereinfachen, um systematisch den Mechanismus zu adressieren. Komplexität kann auf die definierte Gewebesystem hinzugefügt werden, wie durch die Einführung von Systemen bedingten Effekte benötigt werden, wie beispielsweise Leukozyten, eine Immunantwort zu übernehmen, oder durch benachbarte Gewebetypen Zugabe parakrine Signalisierungs abzufragen.

Als Untersuchungswerkzeug, das definierte menschliche Herzgewebe-System entwickelt, bietet die Vorteile von artspezifischen menschlichen Zellen, biomimetische 3-D Kulturumgebung mit kontrollierter Biokomplexität, unkompliziert und Längs Überwachung der Kontraktionsfunktion, und eine definierte zelluläre und Matrixzusammensetzung. Zukünftige Richtungen für die Hect System umfassen die Manipulation der therapeutischen Zelltyp von Interesse Witzh siRNA oder shRNA vor der Einführung in das Gewebe, um spezifischen molekularen Details der Zell-Zell-Wechselwirkung zu untersuchen. Zusätzlich anstatt hESCs unter Verwendung der Herzzellen zu bilden, ist es möglich, induzierte pluripotenter Stammzellen (iPS) von Patienten mit einer ererbten Mutation in einem Versuch zu verwenden, um Herzkrankheitsmanifestationen in den Geweben engineered modellieren verwandt. So sind unsere Methode der menschlichen engineered Herzgewebe mit definierten Zellpopulationen zu schaffen verspricht neue Wege zu öffnen für die kardiale Zelltherapien untersuchen die Entwicklung neuartiger Therapien für Patienten mit Herzerkrankungen zu beschleunigen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgments

Diese Arbeit wurde durch die NIH (1F30HL118923-01A1) zu TJC, NIH / NHLBI PEN Vertrag HHSN268201000045C auf KDC, das Forschungsstipendium Rat von Hong Kong TRS T13-706 / 11 unterstützt (KDC), NIH (R01 HL113499) zu BDG, die amerikanische heart Association (12PRE12060254) zu RJ und Research Grant Council of HKSAR (TBR, T13-706 / 11) zusätzliche Mittel zu RL wurde TJC von NIH DRB 5T32GM008553-18 zur Verfügung gestellt und als Praktikum auf NIDCR-Interdisziplinäre Ausbildung in Systeme und Entwicklungs Biologie und Geburtsfehler T32HD075735. Die Autoren möchten auch dankbar Arthur Autz an der Zahn Zentrum der City College of New York für die Unterstützung bei der Bearbeitung des Bioreaktors und Mamdouh Eldaly für die technische Unterstützung anerkennen. Wir danken auch Dr. Kenneth Boheler für die Beratung über Herz-Differenzierung und Dr. Joshua Hare für humanen mesenchymalen Stammzellen großzügig bereitstellt.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Cell Culture Company Catalog Number Comments
Amphotericin B Sigma-Aldrich A2411 Prepare a 2.5 mg/ml stock in DMSO and filter-sterilize
B27 with Insulin Life Technologies 17505055
B27 without Insulin Life Technologies A1895601
CHIR99021 Stemgent 04-0004 Create 6 μM stock, then aliquot and store at -20 °C.
Essential 8 Media Life Technologies A1517001
H7 Human Embryonic Stem Cells WiCell WA07
hESC Qualified Matrix, Corning Matrigel Corning 354277 Thaw on ice at 4 °C overnight then aliquot 150 μl into separate tubes and store at -20 °C.
IWR-1 Sigma-Aldrich I0161 Create 10 mM stock and aliquot. Store at -20 °C
Neonatal Calf Serum Life Technologies 16010159
Non-enzymatic Dissociation Reagent: Gentle Cell Dissociation Reagent Stem Cell Technologies 7174
Penicillin-Streptomycin Corning 30-002-CI
RPMI 1640 Life Technologies 11875-093 Keep refrigerated
Y-27632 (ROCK Inhibitor) Stemgent 04-0012 Resuspend to a 10 mM stock concentration, aliquot and store at -20 °C. Avoid freeze thaw cycles.
Cell Sorting Company Catalog Number Comments
4’,6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride (DAPI) Life Technologies D1306
CD90-FITC BioLegend 328107
Enzymatic Dissociation Reagent: Cell Detach Kit I (0.04 % Trypsin/ 0.03% EDTA, Trypsin neutralization solution and Hanks Buffered Salt Solution)  PromoCell C-41200
Fetal Bovine Serum Atlanta Biologics S11250
SIRPα-PE/Cy7 BioLegend 323807
Tissue Construction Company Catalog Number Comments
0.25% Trypsin/0.1% EDTA Fisher Scientific 25-053-CI Optional: For collection of supplemental cells of interest
10x MEM Sigma-Aldrich M0275-100ML
10x PBS Packets Sigma-Aldrich P3813
Collagen, Bovine Type I Life Technologies A10644-01 Keep on ice
DMEM/F12 Life Technologies 11330057
Dulbecco’s Modified Eagles Medium (DMEM), High Glucose Sigma-Aldrich D5648
Polydimethylsiloxane (PDMS) Dow Corning Sylgard 184
Sodium HEPES Sigma-Aldrich H3784
Sodium Hydroxide Sigma-Aldrich 221465
Materials Company Catalog Number Comments
1.5 ml microcentrifuge tubes Fisher Scientific NC0536757
15 ml polyproylene centrifuge tube Corning 352096
5 ml Polystyrene Round-Bottom Tube Corning 352235 With integrated 35 μm cell strainer
50 ml polyproylene centrifuge tube Corning 352070
6-well flat bottom tissue-culture treated plate Corning 353046
Cell Scraper, Disposable Biologix 70-2180
Polysulfone McMaster-Carr
Polytetrafluoroethylene (Teflon) McMaster-Carr
Equipment Company Catalog Number Comments
Dissecting Microscope Olympus SZ-61 Or similar, must have a mount for the high speed camera to attach
Electrical Pacing System Astro-Med, Inc Grass S88X Stimulator
High Speed Camera Pixelink PL-B741U Or similar, but must be capable of 100 frames per second for accurate data acquisition
Plate Temperature Control Used to maintain media temperature during data acqusition.
Custom Materials Company Catalog Number Comments
LabView Post-tracking Program available upon request from the authors

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Serrao, G. W., et al. Myocyte-depleted engineered cardiac tissues support therapeutic potential of mesenchymal stem cells. Tissue Eng. Part A. 18, (13-14), 1322-1333 (2012).
  2. Hansen, A., et al. Development of a drug screening platform based on engineered heart tissue. Circ. Res. 107, (1), 35-44 (2010).
  3. Fink, C., Ergün, S., Kralisch, D., Remmers, U., Weil, J., Eschenhagen, T. Chronic stretch of engineered heart tissue induces hypertrophy and functional improvement. FASEB J. 14, (5), 669-679 (2000).
  4. Yildirim, Y., et al. Development of a biological ventricular assist device: preliminary data from a small animal model. Circulation. 116, Suppl 11. 16-23 (2007).
  5. Sekine, H., et al. Cardiac Cell Sheet Transplantation Improves Damaged Heart Function via Superior Cell Survival in Comparison with Dissociated Cell Injection. Tissue Eng. Part A. 17, (23-24), 2973-2980 (2011).
  6. Lesman, A., et al. Transplantation of a tissue-engineered human vascularized cardiac muscle. Tissue Eng. Part A. 16, (1), 115-125 (2010).
  7. Turnbull, I. C., et al. Advancing functional engineered cardiac tissues toward a preclinical model of human myocardium. FASEB J. 28, (2), 644-654 (2014).
  8. Thavandiran, N., Dubois, N., et al. Design and formulation of functional pluripotent stem cell-derived cardiac microtissues. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 110, (49), 4698-4707 (2013).
  9. Schaaf, S., et al. Human engineered heart tissue as a versatile tool in basic research and preclinical toxicology. PloS One. 6, (10), e26397 (2011).
  10. Tulloch, N. L., et al. Growth of engineered human myocardium with mechanical loading and vascular coculture. Circ. Res. 109, (1), 47-59 (2011).
  11. Nunes, S. S., et al. Biowire: a platform for maturation of human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Nature Methods. 10, (8), 781-787 (2013).
  12. Ma, Z., et al. Three-dimensional filamentous human diseased cardiac tissue model. Biomaterials. 35, (5), 1367-1377 (2014).
  13. Baker, B. M., Chen, C. S. Deconstructing the third dimension: how 3D culture microenvironments alter cellular cues. J. Cell Sci. 125, (13), 3015-3024 (2012).
  14. Pontes Soares, C., Midlej, V., de Oliveira, M. E. W., Benchimol, M., Costa, M. L., Mermelstein, C. 2D and 3D-organized cardiac cells shows differences in cellular morphology, adhesion junctions, presence of myofibrils and protein expression. PloS One. 7, (5), e38147 (2012).
  15. Burridge, P. W., Keller, G., Gold, J. D., Wu, J. C. Production of De Novo Cardiomyocytes: Human Pluripotent Stem Cell Differentiation and Direct Reprogramming. Cell Stem Cell. 10, (1), 16-28 (2012).
  16. Mummery, C. L., Zhang, J., Ng, E. S., Elliott, D. A., Elefanty, A. G., Kamp, T. J. Differentiation of human embryonic stem cells and induced pluripotent stem cells to cardiomyocytes: a methods overview. Circ. Res. 111, (3), 344-358 (2012).
  17. Kim, C., et al. Non-cardiomyocytes influence the electrophysiological maturation of human embryonic stem cell-derived cardiomyocytes during differentiation. Stem Cells Dev. 19, (6), 783-795 (2010).
  18. Dubois, N. C., et al. SIRPA is a specific cell-surface marker for isolating cardiomyocytes derived from human pluripotent stem cells. Nature Biotechnol. 29, (11), 1011-1018 (2011).
  19. Hudon-David, F., Bouzeghrane, F., Couture, P., Thibault, G. Thy-1 expression by cardiac fibroblasts: lack of association with myofibroblast contractile markers. J. Mol. Cell. Cardiol. 42, (5), 991-1000 (2007).
  20. Gago-Lopez, N., et al. THY-1 receptor expression differentiates cardiosphere-derived cells with divergent cardiogenic differentiation potential. Stem Cell Reports. 2, (5), 576-591 (2014).
  21. Hare, J. M., Traverse, J. H., et al. A randomized, double-blind, placebo-controlled, dose-escalation study of intravenous adult human mesenchymal stem cells (prochymal) after acute myocardial infarction. J. Am. Coll. Cardiol. 54, (24), 2277-2286 (2009).
  22. Bolli, R., et al. Cardiac stem cells in patients with ischaemic cardiomyopathy (SCIPIO): initial results of a randomised phase 1 trial. Lancet. 378, (9806), 1847-1857 (2011).
  23. Wollert, K. C., et al. Intracoronary autologous bone-marrow cell transfer after myocardial infarction: the BOOST randomised controlled clinical trial. Lancet. 364, (9429), 141-148 (2004).
  24. Hirsch, A., et al. Intracoronary infusion of autologous mononuclear bone marrow cells or peripheral mononuclear blood cells after primary percutaneous coronary intervention: rationale and design of the HEBE trial--a prospective, multicenter, randomized trial. Am. Heart. J. 152, (3), 434-441 (2006).
  25. Jeevanantham, V., Butler, M., Saad, A., Abdel-Latif, A., Zuba-Surma, E. K., Dawn, B. Adult bone marrow cell therapy improves survival and induces long-term improvement in cardiac parameters: a systematic review and meta-analysis. Circulation. 126, (5), 551-568 (2012).
  26. Meyer, G. P., et al. Intracoronary bone marrow cell transfer after myocardial infarction: 5-year follow-up from the randomized-controlled BOOST trial. Eur. Heart J. 30, (24), 2978-2984 (2009).
  27. Meyer, G. P., et al. Intracoronary bone marrow cell transfer after myocardial infarction: eighteen months' follow-up data from the randomized, controlled BOOST (BOne marrOw transfer to enhance ST-elevation infarct regeneration) trial. Circulation. 113, (10), 1287-1294 (2006).
  28. Hirsch, A., et al. Intracoronary infusion of mononuclear cells from bone marrow or peripheral blood compared with standard therapy in patients after acute myocardial infarction treated by primary percutaneous coronary intervention: results of the randomized controlled HEBE trial. Eur. Heart J. 32, (14), 1736-1747 (2011).
  29. Simari, R. D., et al. Bone marrow mononuclear cell therapy for acute myocardial infarction: a perspective from the cardiovascular cell therapy research network. Circ. Res. 114, (10), 1564-1568 (2014).
  30. Bhattacharya, S., et al. High efficiency differentiation of human pluripotent stem cells to cardiomyocytes and characterization by flow cytometry. J. Vis. Exp. (91), e52010 (2014).
  31. Lian, X., et al. Robust cardiomyocyte differentiation from human pluripotent stem cells via temporal modulation of canonical Wnt signaling. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 109, (27), 1848-1857 (2012).
  32. Burridge, P. W., et al. A universal system for highly efficient cardiac differentiation of human induced pluripotent stem cells that eliminates interline variability. PloS One. 6, (4), e18293 (2011).
  33. Kean, T. J., Lin, P., Caplan, A. I., Dennis, J. E. MSCs: Delivery Routes and Engraftment, Cell-Targeting Strategies, and Immune Modulation. Stem Cells Int. 732742 (2013).
  34. Trachtenberg, B., et al. Rationale and design of the Transendocardial Injection of Autologous Human Cells (bone marrow or mesenchymal) in Chronic Ischemic Left Ventricular Dysfunction and Heart Failure Secondary to Myocardial Infarction (TAC-HFT) trial: A randomized, double-blind, placebo-controlled study of safety and efficacy. Am. Heart J. 161, (3), 487-493 (2011).
  35. Williams, A. R., et al. Intramyocardial stem cell injection in patients with ischemic cardiomyopathy: functional recovery and reverse remodeling. Circ. Res. 108, (7), 792-796 (2011).
  36. Razeghi, P., Young, M. E., Alcorn, J. L., Moravec, C. S., Frazier, O. H., Taegtmeyer, H. Metabolic gene expression in fetal and failing human heart. Circulation. 104, (24), 2923-2931 (2001).
  37. Rajabi, M., Kassiotis, C., Razeghi, P., Taegtmeyer, H. Return to the fetal gene program protects the stressed heart: a strong hypothesis. Heart Fail. Rev. 12, (3-4), 331-343 (2007).
  38. Taegtmeyer, H., Sen, S., Vela, D. Return to the fetal gene program: a suggested metabolic link to gene expression in the heart. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1188, 191-198 (2010).
Bau von Defined Menschen Engineered Herzgewebe zur Untersuchung Mechanismen der Herzzelltherapie
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Cashman, T. J., Josowitz, R., Gelb, B. D., Li, R. A., Dubois, N. C., Costa, K. D. Construction of Defined Human Engineered Cardiac Tissues to Study Mechanisms of Cardiac Cell Therapy. J. Vis. Exp. (109), e53447, doi:10.3791/53447 (2016).More

Cashman, T. J., Josowitz, R., Gelb, B. D., Li, R. A., Dubois, N. C., Costa, K. D. Construction of Defined Human Engineered Cardiac Tissues to Study Mechanisms of Cardiac Cell Therapy. J. Vis. Exp. (109), e53447, doi:10.3791/53447 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter