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Chemistry

Disolución dinámica de polarización nuclear Instrumentación para el tiempo real enzimática reacción de la tasa mediciones realizadas por RMN

Published: February 23, 2016 doi: 10.3791/53548
Automatic Translation
1, 1, 2, 3, 3, 1
1LCBPT - UMR8601, Institut de Chimie, Université Paris Descartes, 2Institute of Physics of Biological Systems, EPFL, 3PARCC - INSERM U970, Université Paris Descartes

Abstract

La principal limitación de las investigaciones basados ​​en RMN es baja sensibilidad. Esto incita para largos tiempos de adquisición, evitando así que las mediciones de RMN en tiempo real de las transformaciones metabólicas. Hiperpolarización mediante la disolución DNP elude parte de la sensibilidad emite gracias a la gran magnetización nuclear fuera de equilibrio resultante de la transferencia de espín polarización de electrones al núcleo. La señal de RMN de alta obtenida puede ser utilizada para controlar las reacciones químicas en tiempo real. La desventaja de hiperpolarizado NMR reside en la ventana de tiempo limitado disponible para la adquisición de señales, que es generalmente del orden de la constante de tiempo de relajación longitudinal de espín nuclear, T 1, o, en casos favorables, en el orden de la constante de tiempo de relajación asociado con el singlete de estado de los núcleos acoplados, T LLS. La captación celular de moléculas endógenas y las tasas metabólicas puede proporcionar información esencial sobre el desarrollo tumoral y la respuesta al fármaco. Nurosos estudios de RMN hiperpolarizados anteriores han demostrado la relevancia de piruvato como sustrato metabólico para monitorizar la actividad enzimática in vivo. Este trabajo proporciona una descripción detallada de la configuración experimental y métodos necesarios para el estudio de las reacciones enzimáticas, en particular, la tasa de conversión de piruvato a lactato en presencia de lactato deshidrogenasa (LDH), por RMN hiperpolarizado.

Introduction

La polarización nuclear dinámica (DNP), 1,2 una técnica diseñada para mejorar la polarización de espín nuclear, es decir, el desequilibrio entre "arriba" y las poblaciones de espín "abajo" (P = [N ↑ - N ↓] / [N + N ↑ ↓]), fue presentado por primera vez en la década de 1950. Espines nucleares tales como 13 C pueden ser polarizados hasta P = 10 -1 en condiciones favorables, típicamente a una temperatura del orden de 1 K y en un campo magnético de 3,357 T. 3,4 Un gran avance para aplicaciones biológicas se produjo en el principios de los años 2000 con el desarrollo de disolución DNP que consiste en la disolución de muestras polarizado congelado en agua sobrecalentada, manteniendo el alto nivel de polarización nuclear obtenido a baja temperatura. 5 la señal de RMN en estado líquido es mejorada por un factor de 10 3 -10 4 en comparación con comúntérmicamente polarizado condiciones RT RMN. Por lo tanto Disolución DNP proporciona una manera de medir bioquímica velocidades de reacción no invasiva in situ en tiempo real, lo que permite la dinámica de seguimiento por RMN con una resolución temporal de 1 seg o menos 6 -. 10 También se hizo posible detectar analitos en concentraciones muy bajas 11.

Entre las modalidades de formación de imágenes moleculares no invasivas, hiperpolarizado RMN es la única técnica que permite medir simultáneamente un sustrato y sus productos metabólicos, en tiempo real. DNP disolución fue recibido con entusiasmo en diversas áreas científicas que van desde in vitro RMN de MRI clínica 12 y las aplicaciones más prometedoras están relacionados con la supervisión in situ del metabolismo. 13,14 La principal limitación de la disolución DNP es que, después de un tiempo de del orden de cinco veces el tiempo de relajación longitudinal T constante 1, la mejora polarzación se pierde. Por tanto, es necesario el uso de moléculas que llevan espines nucleares exhiben relativamente larga T 1. Para prolongar el tiempo útil de la mejora de la polarización, lentamente-relajante estados de espín nuclear, conocidos como estados de larga vida (LLS), puede ser usado 15 -. 17 LLS son insensibles a la intra-par interacción dipolo-dipolo, por lo que su tiempo de relajación característico constante, T LLS, puede ser mucho más largo que T1. 18 Toda una vida magnetización de decenas de minutos y por lo tanto hasta 1 hora se pudo obtener, 19,20 y se han propuesto LLS tanto para la espectroscopia de resonancia magnética (MRS) y la RM. 21

Los principales puntos que deben ser cuidadosamente optimizado para el estudio de las tasas de reacción enzimática por hiperpolarizado RMN son las siguientes: (i) maximizar la polarización en estado sólido y (ii) reducir al mínimo la pérdida de polarización durante la transferencia de la solución de la hiperpolarizadopolarizador al espectrómetro de RMN. En este artículo se describe la adaptación de un aparato y un sistema de inyección de DNP disolución a medida para estudiar las reacciones enzimáticas. Las características y el rendimiento de la instalación se demostrará con el sustrato hiperpolarizado bien conocido y ampliamente utilizado [1- 13 C] piruvato. Las principales razones de esta elección son, en primer lugar, su forma natural a largo 13C tiempo de relajación longitudinal (T1> 50 seg a campos magnéticos elevados y temperaturas superiores a 293 K), que permite reacciones de seguimiento durante varios minutos, y, en segundo lugar, su papel central en cáncer de metabolismo. 13,14 Utilizando la disolución DNP RMN y un sistema de inyección desarrollada a medida, la oxidación de piruvato catalizada por la lactato deshidrogenasa (LDH) se puede controlar en presencia de un grupo inicial de lactato sin marcar 9,22 o sin lactato no marcado añadido , como se muestra aquí. Se ha demostrado que la señal de lactato [1- 13 C] mide en vivo (incluyendo en las células) después de la inyección de piruvato hiperpolarizado [1- 13 C] se debe principalmente a un cambio de etiqueta rápida entre piruvato y lactato en lugar de a la producción de lactato. 6

Nosotros presentamos en este documento la producción en tiempo real de lactato [1- 13 C] a partir de piruvato hiperpolarizado [1- 13 C] se inyecta en un tubo de RMN que contiene LDH pero inicialmente no lactato.

Descripción del sistema
Hay dos partes principales en una configuración de disolución DNP (Figura 1): El polarizador DNP y el espectrómetro de RMN. El elemento principal del polarizador DNP es un criostato para el enfriamiento de la muestra a alrededor de 1 K en un baño de helio bombeado. El criostato se inserta en un imán superconductor 3,35 T y tiene una geometría que garantiza la entrega de la muestra de polarización en el isocentro del imán (Figura 1). En el interior del criostato, la muestra (a) está rodeado por una bobina RMN (b), para medir la polarización buildup, contenida en una cavidad de microondas overmoded (c). Toda la muestra se mantiene a baja temperatura en un baño de helio bombeado (d) y se irradió con microondas a través de la guía de ondas. Todo el sistema está gestionado por un software hecho a medida (Figura 2D).

El hardware y el equipo criogénico necesario para realizar el DNP y la posterior disolución siguen siendo un reto tecnológico. Un nuevo criostato DNP 23,24 fue desarrollado y probado para determinar sus actuaciones y criogénicos y optimizado para su rápido enfriamiento, helio atraco tiempo y el consumo total de helio mínima durante la operación.

El criostato consta de dos partes. La primera parte del criostato es el dewar de aislamiento (Figura 2A) que se puede separar más o menos en la parte superior la parte (a) de la cola, o el espacio de muestra (b), y la cámara de vacío exterior (OVC) mantienen a alto vacío y el alojamiento del pantallas de radiación (c). La segunda parte del criostato es el principalsert (Figura 2B), colocado en el dewar de aislamiento, en donde se controlan todos los reglamentos de flujo. El helio líquido procedente del dewar de almacenamiento externo a través de la línea de transferencia (a), se encuentra en la primera fase condensada en el separador (b), una cámara intermedia utiliza tanto para mantener la parte superior de la criostato frío y para eliminar el helio se evaporó durante la transferencia. La presión del separador es bajado por bombeo a través de un capilar (c) envuelto alrededor de la parte superior de la criostato; el flujo de helio frío en este capilar se utiliza para enfriar los deflectores (d) y las pantallas de radiación en el dewar de aislamiento (OVC). La muestra se coloca y polarizada en el espacio de muestra. El espacio de muestra está conectado al separador a través de otro capilar (e), envuelto alrededor de la cola del inserto principal criostato. Este capilar puede ser abierta o cerrada a través de una válvula de aguja accionada manualmente desde el exterior.

Para lograr la baja temperatura utilizada durante el pr DNPoceso, helio líquido debe ser recogido en el espacio muestral criostato y su presión baja a la gama mbar. Las operaciones necesarias para la operación del criostato se realizan a través de un sistema de bombeo más bien compleja con tres conjuntos de bombas, supervisados ​​y operados en diferentes puntos con los instrumentos electrónicos y electromecánicos (Figura 2C). La OVC criostato necesita ser bombeado a alto vacío por el primer sistema de bombeo. Este sistema se compone de una bomba turbo molecular respaldada por una bomba rotatoria (a). El helio líquido se transfiere desde el dewar de almacenamiento (b) a través de la línea de transferencia de criostato de entrada al separador de criostato. El separador tiene una salida conectada al segundo conjunto de bombeo. Este conjunto se compone de una bomba de membrana / h 35 m 3 (c). Esta línea permite eliminar el gas de helio hervida durante el traslado desde el Dewar y durante el enfriamiento separador. El helio líquido recogido en el separador puede ser transferido al espacio de muestra a través de la tapaIllary tubos descritos anteriormente. Para transferir helio líquido desde el separador al espacio de la muestra y, posteriormente, a la menor presión de espacio de muestra a mbar gama, un tercer sistema de bombeo compuesto por una de 250 m 3 / hr Raíces bomba de respaldo de un hr bomba de 65 m3 / rotatorio (d) está conectado al criostato a través de una válvula de mariposa manual (e).

Todas las operaciones del sistema de vacío son controlados y regulados por un producto a medida electroneumática (f). Este dispositivo controla las conexiones de línea de vacío entre el separador de criostato (g) y el espacio de muestra (h) puntos de venta, el segundo sistemas de bombeo / terceros (c, d), una botella de helio comprimido (i) y el exterior. La comunicación entre (f) y el exterior pasa a través de una válvula de una vía (j). El dispositivo electro-neumático (f), así como todos los parámetros del sistema y el hardware de disolución son controlados y operados por un dispositivo USB interfaz electrónica a la medida con un PC común. Finalmente todo el sistema, a través de la electrónicadispositivo, es administrado por software independiente o hechos a medida (Figura 2D), donde se ponen en marcha las operaciones relevantes a través de una interfaz de software utilizando los botones.

Para gestionar la muestra y medir la señal de RMN acumulación en el estado sólido se utilizan una serie de inserciones (Figura 3A). Para preparar el criostato para la polarización, colocar el inserto muestra principal (a), en el criostato. El inserto muestra principal está provisto de una bobina de RMN (b) colocado dentro de una cavidad de microondas chapado en oro overmoded. Pre-congelación de la solución que contiene substrato a ser polarizada (solución de polarización) a temperatura de nitrógeno líquido en un recipiente de muestra adecuada y colocarlo en la parte inferior final del soporte de la muestra de fibra de vidrio (c). Deslice el soporte de la muestra en el inserto muestra principal para alcanzar el isocentro del imán. Inserte la guía de ondas chapado en oro (d) en el soporte de la muestra. La guía de ondas permite que el horno de microondas generada a partir de una fuente externa de microondas para viajar con pérdidas mínimas to la muestra.

El software hecho a medida para la gestión de criostato maneja de forma automática, al hacer clic en el botón correspondiente interfaz, diferentes operaciones como tiempo de reutilización (la temperatura del criostato se baja cercana a la temperatura del helio líquido), relleno (el criostato está lleno de helio líquido a un nivel predeterminado ), una etapa adicional de enfriamiento a T ≈ 1 K (el baño de helio líquido se bombea a alcanzar la temperatura más baja posible), presurización (el criostato se presuriza ligeramente por encima de la presión ambiente a P = 10 a 30 mbar para permitir la apertura criostato sin riesgos de contaminación del criostato por el aire) y disolución (procedimiento automático para disolver la muestra DNP y pasar la solución resultante a la hiperpolarizado lugar de medición, es decir, el espectrómetro de NMR).

La polarización se lleva a cabo la irradiación de la muestra con microondas a 94 GHz (en un campo de polarización B 0 T DNP, donde T es el tiempo de DNP acumulación de polarización. T DNP es del mismo orden de magnitud que el tiempo de relajación longitudinal de los núcleos de destino en estado sólido en el campo y temperatura dada. En todos nuestros experimentos la muestra se polarizó durante más de 5 T DNP.

Al final del tiempo de polarización, la muestra tiene que ser disuelto en una solución a TA con el fin de ser utilizado para la medición de la actividad enzimática. Durante el proceso de disolución, 5 ml de sobrecalentado D 2 O de la caldera de la inserción de la disolución (Figura 3B) son empujadas por el gas de helio comprimido (P = 6-8 bar) para llegar a la muestra mejorada-DNP y disolverla. La solución resultante hiperpolarizado es empujado fuera del inserto de disolución por el gas de helio comprimido, a través de la salida de disolución de inserción (Figura 3C-b 23 El tiempo necesario para la transferencia de muestra desde el polarizador DNP al sitio espectrómetro de RMN es de aproximadamente 3 seg.

El proceso de disolución se realiza utilizando un inserto de disolución (Figura 3B). El inserto de la disolución se compone de un conjunto electrónico-neumático (a), un palo de fibra de carbono (b) que contiene tubos de conexión entre la caldera en el conjunto neumático y el armario recipiente de la muestra (c), que permite el acoplamiento a prueba de fugas con la muestra contenedor, y de vuelta a la salida. El conjunto de electro-neumático (Figura 3C) se utiliza para producir y conducir sobrecalentado D 2 O a través de la palanca de fibra de carbono para el recipiente de muestra y, a continuación para extraer la solución hiperpolarizado del criostato. El conjunto de electro-neumático se compone de válvulas neumáticas (A) que controlan las conexiones entre el cohelio mpressed (P = 6-8 bar) línea (b), la caldera (c) en el que el D 2 O se inyecta a través de la válvula (d), y la salida (e) a través de la barra de fibra de carbono (f). El sistema se completa con un G presión, un termómetro y un hilo resistivo de calentamiento en la caldera (c), un gatillo (h) y una caja de conexión (i) que se utiliza para interconectar el sistema con el dispositivo de gestión electrónica.

El criostato DNP y el espectrómetro de RMN están conectados por una línea de transferencia, es decir, un tubo de PTFE de 2 mm de diámetro interior dentro de la cual la solución hiperpolarizado es empujado por helio a presión (P = 6-8 bar) cuando se activa la disolución.

La secuencia disolución se compone de las siguientes operaciones: en los primeros 300 mseg, sobrecalentado D 2 O es empujado al recipiente de la muestra con el fin de fundir y disolver la solución congelada hiperpolarizado. Después, la solución hiperpolarizado se extrae del criostato por medio de pressurized (P = 6-8 bar) de gas helio y empujado a través del tubo de PTFE diámetro interno 2 mm (Figura 3C-e) a la zona de medición, donde la inyección se lleva a cabo con cualquiera de los procedimientos descritos en la etapa 6.2.1 o Paso 6.2 0.2.

El segundo componente de la disolución de configuración DNP NMR es el espectrómetro de RMN. En la configuración que se describe en este documento, el espectrómetro de RMN funciona a un campo B0 = 11,7 Tesla. Una sonda de RMN 5 mm se utiliza para medir la señal hiperpolarizado después de la disolución. El espectrómetro de RMN es operado a través de la consola de RMN, que se utiliza para las mediciones de RMN, tanto de estado sólido y el líquido por el estado, y la firma de software XWINNMR-proporcionada. Una medición típica se compone de un pulso duro de bajo ángulo de flip (ya sea calibrado, para liquidstate o no calibrado, para las mediciones de estado sólido), seguido de adquisiciones de señal.

Las mediciones de la polarización de la señal térmica de estado sólido y derivadas SI-DNPgnal acumulación se realizó a través de la bobina a medida 13 C en el sitio del polarizador DNP (Figura 3AB) acoplado al espectrómetro de RMN. En esta situación particular, el espectrómetro de RMN no realiza de bloqueo de señal. Cuando las mediciones de estado sólido se llevan a cabo, para evitar perturbaciones significativas a la polarización, el retardo de tiempo entre las adquisiciones debe ser lo suficientemente largo, más o menos largo que 0,5 T DNP.

La mejora en estado sólido se define como Equation4 dónde Equation5 es la señal hiperpolarizado (obtenido en el Paso 3.3) y Equation6 es la señal de estado sólido (obtenido en el equilibrio térmico a la temperatura del helio líquido bombeado en el paso 3.2) (Figura 4A). Este parámetro drecisa la polarización máxima disponible para los experimentos de RMN, antes de pérdidas inevitables durante la transferencia de la solución hiperpolarizado. La medición se realiza con una simple secuencia de pulsos-adquieren mediante un impulso de ángulo bajo flip no calibrado. calibración de pulso se omite comúnmente para mediciones Solidstate.

Un procedimiento análogo se puede utilizar para determinar la mejora de la señal hiperpolarizado en el estado líquido. En este caso, la muestra se coloca en el tubo del espectrómetro antes de la inyección (paso 6.2) se compone de 500 l de D 2 O. Después de la disolución e inyección, hay dos parámetros importantes para vigilar. El primero es la mejora hiperpolarizado en el sitio de espectrómetro de RMN, Equation7 (Figura 4B), donde Equation8 es la señal justo después de la inyección de la hiper solución polarizada (obtenido en el paso 7.1) y Equation9 es la señal de polarización térmica (obtenido en la Etapa 7.2). El segundo es el tiempo de relajación longitudinal, T 1 (Figura 4B, recuadro), asociado con el sustrato y cada producto metabólico (obtenido por medio de señales de ajuste exponencial obtenido en la etapa 7.1). Estos dos parámetros definen la concentración mínima sustrato necesario para obtener una relación suficiente de señal a ruido (SNR) y la ventana de tiempo disponible para la medición de las transformaciones metabólicas. La relación entre la polarización de estado sólido Equation10 y la polarización liquidstate Equation11 da una estimación de las pérdidas de polarización debido a la relajación durante la transferencia solución hiperpolarizado. Un valoration12 "src =" / files / ftp_upload / 53548 / 53548equation12.jpg "width =" 80 "/> debe ser observado en ausencia de pérdidas por relajación.

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Protocol

NOTA: Todos los análisis de los datos se realizó utilizando el software comercial.

1. Preparar la solución polarizante

  1. Preparar 2 ml de una piruvato de sodio 1,12 M 13 C marcado con (Na + [CH 3 -CO- 13 COO] -, sustrato) solución dopa con 33 mM de radical TEMPOL (4-hidroxi-2,2,6,6 tetrametil-1-oxilo, agente polarizador) 4 en 2: 1 D 2 O / d 6 etanol durante 13 observaciones C. PRECAUCIÓN: Precauciones de manipulación deben ser tomadas debido a la naturaleza inflamable de d6 etanol.
  2. Compruebe que la concentración de radicales es óptima en términos de polarización conseguido.
    1. Cambiar ligeramente la concentración de radicales de la solución en el punto 1.1 (por ejemplo, a 30 mM o 35 mM).
    2. Determinar iterativamente la mejora de estado sólido (ver paso 3) y encontrar la concentración radical que conduce a la mejora máxima.

2. Polarization

  1. Bajar la temperatura del criostato DNP a través del procedimiento de reutilización. Haga clic en el botón 'Enfriamiento' en la interfaz de software criostato (Figura 2D).
  2. Recoger el helio líquido en el criostato DNP a través del proceso de llenado. Haga clic en el botón de 'Relleno' en la interfaz de software criostato (Figura 2D).
  3. Coloque 300 l de la solución de polarización optimizado del Paso 1.1 en el recipiente de la muestra proporcionado con el polarizador de DNP. Congelar el recipiente de la muestra con la muestra en el interior por inmersión suavemente en un baño de nitrógeno líquido.
  4. Eliminar el nitrógeno líquido que pueda estar presente en el recipiente de la muestra después de que el procedimiento de congelación (Paso 2.3) mediante la extracción del recipiente de la muestra del baño de nitrógeno líquido y girando al revés.
    NOTA: Este paso es crucial para obtener una disolución completa de la muestra (véase el paso 5).
  5. Insertar la muestra en el criostato.
    NOTA: Este Step, compuesto por los siguientes sub-etapa, debe realizarse rápidamente (es decir, en menos de 10-20 segundos) para evitar que la muestra de la fundición.
    1. Insertar el recipiente de la muestra en el soporte de la muestra. Inserte el soporte de la muestra en el inserto principal criostato. Insertar la guía de ondas microondas en el soporte de la muestra.
  6. Bajar la temperatura del criostato iniciando el procedimiento de 1 K refrigeración. Haga clic en el botón '1K de enfriamiento "en la interfaz de software criostato (Figura 2D).
  7. Encienda la fuente de microondas en e irradiar la muestra. Haga clic en el botón "MW-ON 'en la interfaz de software criostato (Figura 2D).

3. Las mediciones de RMN de estado sólido

  1. Desconectar el cable coaxial del canal de detección de la consola de RMN de la bobina espectrómetro girando en sentido antihorario el conector de 90 ° y tirando de él. Enchufe el cable coaxial del canal de detección para el conector coaxial del criostatobobina RMN. Inserte el conector macho del cable de la consola de RMN en el conector hembra de la bobina RMN criostato, prestando atención a la orientación del pasador; presione firmemente y gire el conector hacia la derecha 90 °.
  2. Medir la señal térmica NMR en el estado sólido en el sitio de criostato usando una secuencia de pulso-acquire sencilla con pulsos flip-ángulo bajo sin calibrar repetidas en un intervalo de T = 5 min. Después de configurar la medición, escriba en la línea de comandos del software 'ZG' y pulse la tecla "Intro" del teclado. Consulte el manual de operación del espectrómetro de RMN para más detalles sobre el funcionamiento del espectrómetro y la configuración de la medición.
  3. Medir la señal de RMN mejorada con DNP. Repetir las operaciones de paso de 3,2 después de iniciar el proceso de DNP como se describe en la Sección 2.
  4. Desconectar el cable de canal de detección coaxial consola NMR de la bobina RMN criostato girando en sentido antihorario el conector de 90 ° y tirando de él. Conecte el cable coaxial de la detecanal cción al conector coaxial de la bobina espectrómetro. Inserte el conector macho del cable de la consola de RMN en el conector hembra de la bobina espectrómetro, prestando atención a la orientación del pasador; presione firmemente y gire el conector hacia la derecha 90 °.

4. Optimizar la homogeneidad del campo del imán principal ( 'Nivelación')

  1. Colocar en el espectrómetro de un tubo que contiene 500 l de mezcla producida en los experimentos anteriores (es decir, después de la etapa 6.2).
  2. Realizar RMN espectrómetro de acuñamiento mediante la variación de la corriente en las bobinas de gradiente cuñas en busca de la máxima 'bloquear' la señal de deuterio. Seleccione la bobina de calce correspondiente pulsando el botón correspondiente en la consola de RMN.
    1. Gire la perilla en la consola de RMN para determinar el sentido de giro que aumenta la señal de bloqueo. Continúe girando hasta que la señal alcanza un máximo. Seleccione otra bobina cuñas y repetir la maximización de la ONUhasta un máximo local para todas las bobinas de compensación magnética se encuentra. Consulte el manual de operación del espectrómetro de RMN para más detalles. Al final, retire la muestra utilizada para el bloqueo.

5. Disolución

  1. Inserte 5 ml de D 2 O en la caldera de disolución de inserción. Presurizar y calentar la D 2 O por medio del hilo resistivo hasta que se alcanza T ≈ 180-200 ° C. Haga clic en el botón "Preparar Calentador 'en la interfaz de software criostato (Figura 2D).
  2. Después de la terminación del procedimiento de ejemplo de polarización (por ejemplo, después 3 T DNP), presurizar el criostato ligeramente por encima de la presión ambiente. Haga clic en el botón 'Operaciones SS' en la interfaz de software criostato (Figura 2D). Retire la guía de microondas de la inserción de la disolución.
  3. Deslizar el inserto de la disolución (Figura 3B) hacia abajo en el soporte de muestra (Figura 3A-C). El inserto de la disolución tiene que llegar a la parte inferior del soporte de la muestra y debe ser empujado firmemente para realizar una conexión estanca con el recipiente de la muestra con el fin de evitar fugas D 2 O en el criostato.
  4. Apretar el gatillo hardware (Figura 3C-h) para comenzar la secuencia de disolución, una secuencia temporizada predeterminada de operaciones de válvulas neumáticas.

6. inyección

  1. Antes de la disolución lugar un tubo de RMN de 5 mm, que contiene 500 l de muestra (por ejemplo, D 2 O durante Equation13 la medición en el paso 7 o LDH solución de la etapa 8 para las mediciones de la actividad enzimática en el Paso 9), en el isocentro del espectrómetro 11.74 T NMR (ver paso 4).
  2. Justo después de la disolución (Paso 5), mezclar 500 l de solución hiperpolarizado con la muestra colocada en el espectrómetro de RMN en el paso 6.1.
    1. Inyección Manual: recoger el hiperpolarizadosolución al final de un tubo de transferencia de largo 2,5 m en un vaso de precipitados de vidrio colocado cerca del imán espectrómetro de RMN. inyectar manualmente 500 l de solución hiperpolarizado en el tubo de la muestra de RMN a través de un sistema capilar por encargo.
    2. inyección automática: antes de que el proceso de disolución, conecte el tubo de transferencia a un dispositivo de inyección por encargo automatizado que separa la solución hiperpolarizado del gas helio utilizado para la transferencia. El dispositivo de entrega automáticamente a 500 l de solución hiperpolarizado en el tubo de muestra.

La medición de RMN 7. Líquido-Estado

  1. Después de la disolución, medir la señal hiperpolarizado RMN de la muestra en el espectrómetro por una serie de 10 secuencias de pulsos a adquirir ángulo ° flip espaciadas por 1,5 segundos para seguir la progresión de la magnetización del sustrato (A) y el producto (B). Después de configurar la medición, escriba en la línea de comandos del software 'ZG' y pulse el botón & #39, Enter "del teclado. Consulte el manual de operación del espectrómetro de RMN para más detalles sobre el funcionamiento del espectrómetro y la configuración de la medición.
  2. Una vez que la magnetización es totalmente relajado (es decir, después de T = 10 T 1), medir la señal térmica NMR por una serie de 90 ° de ángulo de flip-pulso adquirir secuencias espaciadas por T = 3 T 1 ≈ 3 min. Después de configurar la medición, escriba en la línea de comandos del software 'ZG' y pulse la tecla "Intro" del teclado. Consulte el manual de operación del espectrómetro de RMN para más detalles sobre el funcionamiento del espectrómetro y la configuración de la medición.

8. Preparación de muestras que contienen la enzima (específico para la Transformación-piruvato a lactato)

  1. Preparar el tampón de reacción con la siguiente receta: 50 mM reducido de nicotinamida adenina dinucleótido (NADH), ácido etilendiaminotetraacético 1 mM (EDTA), ditiotreitol 0,1 mM (DTT) en tampón fosfato 0,1 M, pH =7.0.
  2. Preparar una solución de LDH de músculo de conejo 1 U / ml preparada recientemente en tampón de reacción con 20 g de albúmina / ml de suero bovino, BSA.
  3. Mezclar 478 l de tampón de reacción (Paso 8.1), 20 l D2O para permitir la estabilización del campo espectrómetro ( 'bloqueo') y una solución de LDH 2 l (Paso 7.2).
  4. Coloque el volumen de la solución 500 l preparado en el Paso 8.3 en un tubo de RMN de 5 mm y colocar el tubo en el espectrómetro de RMN 500 MHz.

9. Completar enzimática reacción de la tasa Procedimiento de medición

  1. Preparar la muestra de polarización (Paso 1) y polarizar él (Paso 2).
  2. Realizar cuñas en el espectrómetro (Paso 4) y preparar la muestra enzimática (Paso 8).
  3. Realizar la disolución (Paso 5) y la inyección (Paso 6).
  4. Medir una serie de señales de la muestra hiperpolarizado con 10 ° de ángulo flip legumbres adquisiciones separados por 1,5 segundos (paso 7). Este paso permite la medición de la hiperpolarizadodecaimiento de la señal y la acumulación de señal de metabolitos.

10. montaje

  1. Para cada espectro adquirido en el paso 9.4, identificar los picos correspondientes al sustrato (A) y el producto (B), respectivamente, e integrarlos (determinar el área de los picos). Las integrales picos dan el curso temporal de magnetización señales (M (A, B) (t), véase la ecuación 2).
  2. Usando la solución de la ecuación (2), determinar el valor de F = (R A + k eff ) Desde un simple ajuste exponencial de la señal de sustrato integrado en el paso 10.1.
  3. Utilizando el valor de F = (A + R k eff ) Determinado en el paso 10.2, determinar k eff y R B a partir de un ajuste de la señal de producto M B (t) con la función obtenida mediante la integración de la ecuación (2). Consulte la sección de resultados Representante (Enzymatic actividad y mediciones metabólicas) para obtener detalles sobre la corrección de modelado de reacción, adaptación y rf.

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Representative Results

ganancias de señal de RMN utilizando DNP disolución
El efecto DNP consiste en la transferencia de la alta polarización de espines de los electrones no apareados, típicamente de moléculas de radicales estables, a los núcleos de RMN-activos, bajo irradiación con microondas de la muestra. Los radicales libres más usadas son de TAM (OXO63) y TEMPOL. 4 procedimientos de polarización utilizando TEMPOL pueden ser optimizados por "polarización cruzada '. 25

Optimización de la concentración del radical estable con el fin de obtener el máximo polarización nuclear en estado sólido es crucial para el éxito de la técnica. Se encontró que la concentración óptima TEMPOL ser 33 mM en las condiciones experimentales de este estudio. Esta polarización del sustrato elegido es suficiente para seguir su conversión enzimática en tiempo real.

El campo magnético de la polarizer instalado en París Descartes es 0 B = 3,35 T y los componentes de este sistema se han descrito anteriormente (Figuras 1 - 3). El diseño criostato garantiza que la posición final de la muestra coincide con el isocentro del imán. El campo magnético del polarizador era en rampa y calzar el uso de las bobinas de superconductor de cuña solamente, con el criostato en su lugar. El protón-line anchura final de una muestra de agua 1 x 0,5 x 0,5 cm fue de 23 KHz. Evaluamos Equation14 y Equation13 de piruvato [1 13 C]. Para ello, es necesario determinar primero la señal mejorada con DNP 13C Equation5 en el estado sólido en el sitio de polarizador antes de la disolución (Figura 4A). Después de la disolución, se midió la [1-Señal de piruvato hiperpolarizado 13 C] Equation8 y su descomposición en el sitio espectrómetro. La señal de estado líquido se midió en una disolución de prueba con 500 l de D 2 O como muestra en el espectrómetro de RMN. Esto nos permitió determinar la potenciación de PND de estado sólido (Figura 4B, recuadro), el nivel de polarización RMN en estado líquido (Figura 4B) y las pérdidas de polarización durante la transferencia. La relación entre las señales de medida en el paso 3.3 y 3.2 Paso definen la mejora de estado sólido, Equation14 . La relación entre la primera señal de medida en el paso 7.1 y la señal procedente de la Etapa 7.2 define la mejora hiperpolarizado en estado líquido, Equation13 .

Los datos de la Etapa 3, summarized en la Figura 4A y la Figura 4A (recuadro), muestran que la técnica permite polarizar 13 C en [1- 13 C] piruvato hasta Equation14 = 22 ± 5, correspondiente a una polarización 13 C Equation10 = 1,5 ± 0,3%.

Este nivel de polarización es más de mil veces la polarización térmica de carbón en condiciones de MRS comunes (por ejemplo, 11,74 T y 300 K). Los datos de la Etapa 7, que se resumen en la figura 4B y la figura 4B (recuadro), permiten determinar el estado líquido-13C hiperpolarización de piruvato [1- 13 C], Equation11 = 1 ± 0,2%. La mejora obtenida en el estado sólido para piruvato fuesuficiente para el propósito del experimento, a pesar de las mejoras más altos se han demostrado usando diferentes radicales. 5 El tiempo de datos del curso encajan de la Etapa 7.1 da una medida de la constante de tiempo de relajación. El tiempo de relajación longitudinal de piruvato en la mezcla de compuesto de solución mejorada 500 l DNP y 500 l D 2 O, era T 1 = 75 ± 5 segundos después de la corrección rf (véase la ecuación (3)).

La actividad enzimática y las mediciones metabólicas
Disolución de detección DNP RMN de 13 C sustrato marcado con (A) se puede utilizar para seguir en la dinámica de conversión enzimática en tiempo real y observar la formación de producto (B):

ecuación1

Inmediatamente después de la inyección de sustrato hiperpolarizado (A),la señal de producto (B) es nulo. Entonces, la conversión enzimática (1) comienza a producir (B). La magnetización de los núcleos 13 C no se ve afectado por los diferentes desplazamientos químicos y el cambio químico de las moléculas. Sin embargo, el nuevo entorno puede dar lugar a diferentes velocidades de relajación longitudinales para el 13 C en B. El curso temporal de la señal producto puede separarse cualitativamente en tres pasos: en un principio, la conversión enzimática transformación de A en B produce un aumento de la señal B; después de un cierto tiempo, dependiendo de las condiciones experimentales, las pérdidas de magnetización debido a la relajación, equilibrar este aumento y la señal de B alcanza un máximo; Por último, a veces más largos, la señal de B decae debido a la relajación longitudinal. En la hipótesis de la saturación de la enzima, descuidar de nuevo la conversión y teniendo en cuenta la relajación magnética, la magnetización de las dos especies moleculares (A y B) durante la conversión enzimática puede ser descrita por una COUPLED sistema de ecuaciones diferenciales: 22

Equation2

donde M (A, B) (t) son magnetizaciones de especies moleculares A y B, respectivamente, k eff es la constante de velocidad de conversión eficaz para la transferencia de señal por la reacción enzimática y R (A, B) son las aparentes constantes de velocidad de relajación longitudinal de núcleos observados en la especie molecular a y B, respectivamente, R (a, B) representan tanto la pura relajación magnetización longitudinal y el efecto de la pulsación de RF.:

Equation3

donde T 1, (A, B) es la relajación longitudinalconstante de tiempo del núcleo en el entorno molecular local de especies moleculares A y B, respectivamente. θ y τ son el ángulo de rf flip y el retardo entre dos adquisiciones de señal, respectivamente.

En este estudio, el sustrato A y el producto B eran [1- 13 C] piruvato y [1- 13 C] lactato, respectivamente, y el objetivo era medir [1- 13 C] la producción de lactato por LDH bajo condiciones donde no (isotópicamente no marcado) lactato estaba presente en la solución en el comienzo del experimento. La medición consiste en una serie de 13 C espectros registrados con una secuencia pulseacquire sencilla a T = 21 ° C. Un impulso de ángulo de 10 ° flip calibrado fue utilizado para las excitaciones secuenciales (paso 9). La demora entre dos impulsos sucesivos fue τ = 1,5 seg. La secuencia de adquisición de RMN se inició unas pocas decenas de segundos antes de que el solut hiperpolarizadoinyección de iones. La concentración del sustrato piruvato en el tubo de la muestra después de la inyección fue de 25 a 35 mM. En el paso 10, el lactato a una velocidad de conversión de piruvato a una concentración de LDH de 10 -3 U / ml se midió. La señal grabada a partir de lactato y piruvato encaja bien el modelo de la ecuación (2) (línea punteada en la Figura 5) y dió k eff = 0,9 ± 0,1 x 10 -3 s -1 (Figura 5). Este valor está de acuerdo con la velocidad de reacción inicial determinada por la [Lac] relación / [Pyr] en el tiempo 0 seg (Figura 5, recuadro).

Figura 1
Figura 1. Esquema del aparato experimental. El polarizador (izquierda) consiste en una cavidad de microondas (c) situada dentro de un criostato (d) se coloca en una amplia-Bore 3,35 T imán superconductor. Una bobina de RMN medida (b) que rodea tque muestra (a) se utiliza para el control de la polarización de espín nuclear in situ. La temperatura del baño de helio se mantiene a 1,12 ± 0,03 K mientras que la muestra se irradia a la frecuencia de microondas ν mw = 94 GHz. El sistema permite la medición de RMN que se realizó en la muestra de estado sólido durante la polarización. La muestra polarizada se disuelve en agua sobrecalentada y empujó con gas helio comprimido a través de la línea de transferencia en el tubo de muestra previamente colocado dentro de un espectrómetro de RMN adyacente (a la derecha). Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2
Figura 2. Criostato y sistema de aspiración esquemas. (A) criostato dewar de aislamiento; (B) grito ÖSTAT inserto principal; (C) las conexiones del sistema de vacío; (D) captura de pantalla de la interfaz de software de gestión con botones que se utilizan para realizar operaciones específicas descritas en el paso 2 y el paso 5 de la sección de protocolo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figura 3
Figura 3. La manipulación de la muestra y la disolución. Insertos de manipulación de muestras (A); (B) de inserción de disolución; (C) Detalle de las conexiones de electro-neumática de inserción disolución. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

"> Figura 4
Figura 4. acumulación de polarización de estado sólido y señales Disolución DNP hiperpolarizado señal de decadencia.. RMN polarización de la señal acumulación de estado sólido de una solución de piruvato de sodio 1,12 M [1- 13 C] durante una polarización DNP (A) (cruces, equipado con una función exponencial S (t) = A x exp (-t / T b) + B de la constante de tiempo T b = 270 seg) y la relajación (círculos, s (t) = A · exp (t / T b) + B, T = 840 ss 1 seg); (A, recuadro) comparación entre las señales de magnetización DNPenhanced y polarizados térmicamente (escalado hasta 10 veces) en el estado sólido (ε ss = 22 ± 5, correspondiente a una polarización de estado sólido P SS = 1,5 ± 0,3%); (B) comparación entre la primera espectro registrado después de la disolución y la averaespectro GED (ampliado 100 veces) obtenido de la térmicamente polarizado 13 C gira a RT usando 1.024 transitorios (ε = 1000 ± 200). El proceso de disolución se llevó 3,3 seg y la inyección automática de 2 segundos con una pérdida de señal estimado de 40%. Para los experimentos realizados transferencia de la muestra mediante inyección manual, pérdidas adicionales debido al retraso de la inyección ya se estimaron en 30%; (B, recuadro) señal de la decadencia de piruvato hiperpolarizado después de la disolución en ausencia de LDH (T1 = 75 ± 5 seg). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 5
Figura 5. LDH actividad y el metabolismo de las células cancerosas resultados. La acumulación de [1- 13 C] señal de lactato debido a Enzymatic conversión a una concentración de LDH de 10 -3 U / ml seguido de caída de la señal debido a la relajación longitudinal de 13 C magnetización. La línea roja muestra el ajuste con el modelo descrito en la ecuación (2) que comprende los efectos de la relajación y la conversión enzimática. (Recuadro) proporción entre lactato [1- 13 C] y [1 -13 C] concentración de piruvato con una extrapolación de la velocidad de reacción en el tiempo t = 0 (línea roja). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

Los puntos críticos de la disolución experimento DNP RMN son: (i) el nivel de polarización conseguido por el sustrato, que determina la concentración de producto más baja necesaria para los experimentos, así como el número de adquisiciones de señal que se pueden realizar y (ii) los tiempos de vida de magnetización, en comparación con la duración de la transferencia entre la polarización y los sitios de detección y de la tasa de transformación de sustrato. El sistema de inyección de la configuración de DNP disolución descrita en este documento permite la transferencia de la muestra en tan poco como 3 a 4 seg. A pesar de que la transferencia no fue tan rápida como en el método propuesto por S. Bowen y C. Hilty, 26 pérdidas de polarización para piruvato fueron limitadas debido a la relajación longitudinal moderada en el campo bajo. [1- 13 C] piruvato, con su larga T nuclear carboxílico 1, permite medir el flujo a través de la LDH en concentraciones tan bajas como 10 -3 U / ml.

los alta relación señal-ruido obtenido usando la disolución DNP sugiere que uno podría ser sensibles incluso a menor [1- 13 C] concentraciones de piruvato, y menores tasas de conversión enzimática. El nivel de polarización conseguido ofrece más de 200 experimentos con una proporción significativa de señal a ruido para ser adquiridos en el espectrómetro de RMN en estado líquido utilizando un bajo ángulo de inclinación alfa = 10 °. Esto deja espacio para la optimización tanto en términos de tiempos de repetición y ángulos de tirón. Para la acumulación de polarización en el estado sólido algunas moléculas se polarizan bien con algunos agentes polarizantes (TEMPO, OXO63) 4 y otros no, por razones que aún no se entienden completamente. ensayos experimentales son la única manera de determinar si la etapa de polarización es exitoso. Para mejorar el nivel de polarización, se puede explorar el uso de diferentes especies de radicales 4 y la aplicación de diferentes técnicas que dependen de la "polarización cruzada '. 25

ONTENIDO "> mayor optimización de las concentraciones de radicales y del sustrato, así como la composición del disolvente en la muestra DNP puede ser juzgado para mejorar la polarización. La técnica se limita a moléculas en las que un núcleo o un grupo de núcleos capaces de mantener la polarización después de la disolución puede ser identificado. la polarización puede ser sostenida, ya sea como un desequilibrio entre estados propios mono-nuclear en los campos magnéticos altos o en forma de LLS deslocalizada en dos o más núcleos acoplados. para la primera opción, el núcleo de la sonda tiene que ser distante de otros núcleos con alto giromagnéticas, tales como protones. Si no se encuentra una posición tal, naturalmente, el enriquecimiento en los núcleos RMN-activo en los puntos aislados en la molécula o la sustitución de protones en las proximidades de núcleos activos por deuterones, para reducir la fuerza de dipolo magnético, son necesarias . para obtener LLS, un análisis teórico de los acoplamientos magnéticos dentro de los grupos de los núcleos puede llevarse a cabo 27,28 a fin de encontrar medios óptimos para suppla polarización ORT. Esta estrategia ha demostrado tener éxito en pequeñas moléculas tales como aminoácidos 29 y se puede aplicar a otras moléculas implicadas en los ciclos metabólicos de interés. Para preservar mejor la magnetización durante el experimento, la combinación de la disolución DNP con excitación de LLS promete extender el intervalo de tiempo de medición para otras reacciones enzimáticas. 20

El experimento DNP-NMR aquí descrito está adaptado para la medición del metabolismo del piruvato en las células cancerosas. 6 La medición en tiempo real de la actividad enzimática por disolución DNP mejorada RMN puede ayudar a los esfuerzos actuales en el diagnóstico de cáncer por un aumento de-DNP MRI, que ya se utiliza en el . clínica 12 La especificidad molecular de mejorada-DNP NMR lo convierte en un método de elección para distinguir entre dianas moleculares y los productos de sus transformaciones. Mejoras futuras se centrarán en la evaluación de otros marcadores moleculares para transformaciones metabólicas 30

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Disclosures

Los autores declaran que no han competencia de los intereses financieros

Acknowledgments

Los autores agradecen al Dr. JJ van der Klink para la asistencia en la elección y el montaje de los equipos, así como el Dr. F. Kateb y el Dr. G. Bertho útil para los debates. CA fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencia de Suiza (subvención PPOOP2_157547). Reconocemos la financiación de Paris Sorbonne Cité (RMN @ Com, DIM Analytics, Ville de París, la Fundación de la Investigación Médica (FRM ING20130526708), y el Parteneriat Hubert Curien Brancusi 32662QK. Nuestro equipo es parte de los programas Equipex Paris-en-RESONANCIA y CACSICE.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
DNP polarizer Vanderklink s.a.r.l (Switzerland) /// Cryostat and electronic equipment for sample polarization
Vacuum system components Edwards vacuum (France) Various

- turbomolecular pumping setup

- membrane pumping setup

- high capacity roots pumping system

- vacuum fittings and components
DNP 3.35T Magnet Bruker (France)
500 MHz NMR Spectrometer Bruker (France)
Origin 8.0 OriginLab (US) Data analysis software
Chemicals
SODIUM PYRUVATE-1-13C, 99 ATOM % 13C Sigma Aldrich (France) 490709
ETHANOL-D6, ANHYDROUS, 99.5 ATOM % D Sigma Aldrich (France) 186414
 4-Hydroxy-TEMPO 97% Sigma Aldrich (France) 176141
Deuterium oxide Sigma Aldrich (France) 151882
reduced nicotinamide adenine dinucleotide (NADH) Sigma Aldrich (France)
ethylene-diaminetetraacetic acid (EDTA) Sigma Aldrich (France)
dithiothreitol (DTT) Sigma Aldrich (France)
phosphate buffer, pH = 7.0 Sigma Aldrich (France)
LDH enzyme in  Sigma Aldrich (France) L-2500
bovine serum albumin, BSA Sigma Aldrich (France)

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References

  1. Overhauser, A. W. Polarization of Nuclei in Metals. Phys. Rev. 92 (2), 411-415 (1953).
  2. Abragam, A., Goldman, M. Principles of dynamic nuclear polarisation. Rep. Prog. Phys. 41 (3), 395 (1978).
  3. Wolber, J., Ellner, F., et al. Generating highly polarized nuclear spins in solution using dynamic nuclear polarization. Nuc. Inst. Met. Phys. Res. Sec. A. 526 (1-2), 173-181 (2004).
  4. Cheng, T., Capozzi, A., Takado, Y., Balzan, R., Comment, A. Over 35% liquid-state 13C polarization obtained via dissolution dynamic nuclear polarization at 7 T and 1 K using ubiquitous nitroxyl radicals. PCCP. 15 (48), 20819-20822 (2013).
  5. Ardenkjaer-Larsen, J. H., Fridlund, B., et al. Increase in signal-to-noise ratio of > 10,000 times in liquid-state NMR. PNAS. 100 (18), 10158-10163 (2003).
  6. Day, S. E., Kettunen, M. I., et al. Detecting tumor response to treatment using hyperpolarized 13C magnetic resonance imaging and spectroscopy. Nat. Med. 13 (11), 1382-1387 (2007).
  7. Keshari, K. R., Wilson, D. M., et al. Hyperpolarized [2-13C]-Fructose: A Hemiketal DNP Substrate for In Vivo Metabolic Imaging. JACS. 131 (48), 17591-17596 (2009).
  8. Zeng, H., Lee, Y., Hilty, C. Quantitative Rate Determination by Dynamic Nuclear Polarization Enhanced NMR of a Diels−Alder Reaction. An. Chem. 82 (21), 8897-8902 (2010).
  9. Harrison, C., Yang, C., et al. Comparison of kinetic models for analysis of pyruvate-to-lactate exchange by hyperpolarized 13C NMR. NMR in Biom. 25 (11), 1286-1294 (2012).
  10. Allouche-Arnon, H., Gamliel, A., Sosna, J., Gomori, J. M., Katz-Brull, R. In vitro visualization of betaine aldehyde synthesis and oxidation using hyperpolarized magnetic resonance spectroscopy. Chem. Comm. 49 (63), 7076-7078 (2013).
  11. Lerche, M. H., Meier, S., et al. Quantitative dynamic nuclear polarization-NMR on blood plasma for assays of drug metabolism. NMR in Biom. 24 (1), 96-103 (2011).
  12. Nelson, S. J., Kurhanewicz, J., et al. Metabolic Imaging of Patients with Prostate Cancer Using Hyperpolarized [1-13C]Pyruvate. Sci. Trans. Med. 5 (198), 198ra108 (2013).
  13. Kurhanewicz, J., Vigneron, D. B., et al. Analysis of Cancer Metabolism by Imaging Hyperpolarized Nuclei: Prospects for Translation to Clinical Research. Neoplasia. 13 (2), 81-97 (2011).
  14. Comment, A., Merritt, M. E. Hyperpolarized Magnetic Resonance as a Sensitive Detector of Metabolic Function. Biochem. 53 (47), 7333-7357 (2014).
  15. Carravetta, M., Johannessen, O. G., Levitt, M. H. Beyond the T-1 limit: Singlet nuclear spin states in low magnetic fields. PRL. 92 (15), 153003 (2004).
  16. Carravetta, M., Levitt, M. H. Theory of long-lived nuclear spin states in solution nuclear magnetic resonance. I. Singlet states in low magnetic field. J. Chem. Phys. 122 (21), 214505 (2005).
  17. Vasos, P. R., Comment, A., et al. Long-lived states to sustain hyperpolarized magnetization. PNAS. 106 (44), 18469-18473 (2009).
  18. Claytor, K., Theis, T., Feng, Y., Warren, W. Measuring long-lived 13C2 state lifetimes at natural abundance. JMR. 239, 81-86 (2014).
  19. Pileio, G., Carravetta, M., Hughes, E., Levitt, M. H. The long-lived nuclear singlet state of N-15-nitrous oxide in solution. JACS. 130 (38), 12582-12583 (2008).
  20. Stevanato, G., Hill-Cousins, J. T., et al. A Nuclear Singlet Lifetime of More than One Hour in Room-Temperature Solution. Ange. Chem. Int. Ed. 54 (12), 3740-3743 (2015).
  21. Ghosh, R. K., Kadlecek, S. J., et al. Measurements of the Persistent Singlet State of N(2)O in Blood and Other Solvents-Potential as a Magnetic Tracer. MRM. 66 (4), 1177-1180 (2011).
  22. Harris, T., Eliyahu, G., Frydman, L., Degani, H. Kinetics of hyperpolarized 13C1-pyruvate transport and metabolism in living human breast cancer cells. PNAS. 106 (43), 18131-18136 (2009).
  23. Comment, A., van den Brandt, B., et al. Design and performance of a DNP prepolarizer coupled to a rodent MRI scanner. Conc. Mag. Res. B. 31 (4), 255-269 (2007).
  24. Balzan, R. Methods for Molecular Magnetic Resonance Imaging and Magnetic Resonance Spectroscopy using Hyperpolarized Nuclei. 5966, EPFL - EDPY. Available from: http://infoscience.epfl.ch/record/190351/files/EPFL_TH5966.pdf 1-140 (2013).
  25. Bornet, A., Melzi, R., et al. Boosting Dissolution Dynamic Nuclear Polarization by Cross Polarization. JPC Letters. 4 (1), 111-114 (2013).
  26. Bowen, S., Hilty, C. Rapid sample injection for hyperpolarized NMR spectroscopy. PCCP. 12 (22), 5766-5770 (2010).
  27. Cavadini, S., Vasos, P. R. Singlet states open the way to longer time-scales in the measurement of diffusion by NMR spectroscopy. Conc. Mag. Res. A. 32 (1), 68-78 (2008).
  28. Ahuja, P., Sarkar, R., Vasos, P. R., Bodenhausen, G. Long-lived States in Multiple-Spin Systems. Chem. Phys. Chem. 10 (13), 2217-2220 (2009).
  29. Ahuja, P., Sarkar, R., Jannin, S., Vasos, P. R., Bodenhausen, G. Proton hyperpolarisation preserved in long-lived states. Chem. Comm. 46 (43), 8192-8194 (2010).
  30. Sarkar, R., Comment, A., et al. Proton NMR of 15N-Choline Metabolites Enhanced by Dynamic Nuclear Polarization. JACS. 131 (44), 16014-16015 (2009).

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Balzan, R., Fernandes, L., Comment, A., Pidial, L., Tavitian, B., Vasos, P. R. Dissolution Dynamic Nuclear Polarization Instrumentation for Real-time Enzymatic Reaction Rate Measurements by NMR. J. Vis. Exp. (108), e53548, doi:10.3791/53548 (2016).

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