Summary
Ein Protokoll für die Synthese und Charakterisierung von Diffusionsbewegung von zyklischen Polymeren auf der Einzelmolekülebene vorgestellt.
Protocol
1. Synthese von mono- und bifunktionelle Poly (THF)
- Monofunktionellen Poly (THF)
- Flamme trocknen ein 2-Hals 100-ml-Rundkolben. Vakuum und füllt den Kolben mit Stickstoff (3 Zyklen).
- Hinzufügen destilliertem Tetrahydrofuran (THF) (50 ml) in den Kolben. Setzen Sie den Kolben in einem Wasserbad bei 20 ° C und die Temperatur ins Gleichgewicht.
- Hinzufügen Methyltriflat (0,5 mmol) in den Kolben mit einer Spritze. Rühren Sie die Mischung 5-10 min bei 20 ° C.
- Hinzufügen N -phenyl pyrrolidin (4-6 equiv.) In den Kolben mit einer Spritze. Rühren Sie die Mischung für 30-60 min.
- Entfernen Sie vollständig das Lösungsmittel unter vermindertem Druck (ca. 100 Torr). Löse den Rückstand in 3-5 ml Aceton. Fügen Sie die Acetonlösung in 300-500 ml n - Hexan. Filtern Sie den Niederschlag und trocknet ihn unter vermindertem Druck.
- Bifunktionelle poly (THF)
- Flamme trocknen ein 2-Hals 100-ml-Rundkolben. Vaumpumpe und füllen Sie den Kolben mit Stickstoff (3 Zyklen).
- Destilliertes THF (50 ml) in den Kolben. Setzen Sie den Kolben in einem Wasserbad bei 20 ° C und die Temperatur ins Gleichgewicht.
- Hinzufügen Trifluormethansulfonsäureanhydrid (0,3 mmol) in den Kolben mit einer Spritze. Rühren Sie die Mischung 5-10 min bei 20 ° C.
- Hinzufügen N -phenyl pyrrolidin (4-6 equiv.) In den Kolben mit einer Spritze. Rühren Sie die Mischung für 30-60 min.
- Entfernen Sie vollständig das Lösungsmittel unter vermindertem Druck (ca. 100 Torr). Löse den Rückstand in 3-5 ml Aceton. Fügen Sie die Acetonlösung auf 300-500 ml n - Hexan. Filtern Sie den Niederschlag und trocknet ihn unter vermindertem Druck.
2. Synthese von Perylendiimid-4 enthalten einarmigen Star und 8-förmigen dicyclic Poly (THF)
- Bewaffnete Stern Poly (THF)
- Ionenaustausch
- Auflösen Perylendiimid tetracarboxylat Natriumsalz in Wasser (10 mg / ml, 150 ml). Sich auflösenmonofunktionelle Poly (THF) in Aceton (160 mg / ml, 4 ml). Fügen Sie die Acetonlösung tropfenweise in die kräftig gerührt wässriger Lösung. Sammeln des gebildeten Niederschlag durch Filtration.
- Das obige Verfahren mit der gewonnene Niederschlag (2.1.1.1) viermal.
- Kovalente Fixierung
- Man löst den erhaltenen Niederschlag in Toluol (5 mg / ml). Ösophagealem Lösung für 4 Stunden.
- Entfernen Sie vollständig das Lösungsmittel unter vermindertem Druck (ca. 100 Torr). Filter mit dem Rückstand durch einen Pfropfen aus Kieselgel mit n - Hexan / Aceton (2/1 vol / vol). Fügen Sie die Lösung in eisgekühltes Wasser (300-500 ml), um das Produkt auszufällen. Sammle den Niederschlag durch Filtration.
- Ionenaustausch
- Dicyclische 8-förmigen Poly (THF)
- Ionenaustausch
- Auflösen Perylendiimid tetracarboxylat Natriumsalz in Wasser (6 mg / ml, 50 ml). Auflösen bifunktionellen poly (THF) (0,5 g) In 30 bis 50 ml Aceton. Fügen Sie die Acetonlösung tropfenweise in die kräftig gerührte wässrige Lösung bei 0 ° C. Sammeln des gebildeten Niederschlag durch Filtration.
- Das obige Verfahren mit der gewonnene Niederschlag (2.2.1.1).
- Kovalente Fixierung
- Man löst den erhaltenen Niederschlag in Toluol (0,05 g / L). Ösophagealem Lösung für 4 Stunden.
- Entfernen Sie vollständig das Lösungsmittel unter vermindertem Druck (ca. 100 Torr). In Toluol, um teilweise den Rückstand aufzulösen. Re-ausfällen in 300-500 ml n - Hexan.
- Filtern der gebildete Niederschlag durch einen Pfropfen aus Kieselgel mit n - Hexan / Aceton (2/1 vol / vol). Re-ausfällen in 300-500 ml Wasser.
- Reinige den gebildeten Niederschlag durch Säulenchromatographie unter Verwendung eines 18 Polystyrolgelsäulen. Weiteren Reinigung des Rohprodukts durch präparative Gelpermeationschromatographie (GPC) 19 mit einem Eluenten von CHCl 3 zu remOve Nebenprodukte durch den Brechungsindex (RI) und UV-Detektoren überwacht wird.
- Ionenaustausch
3. Einzelmolekül-Fluoreszenz-Imaging Experiment
- Probenvorbereitung
- Reinigung von Mikroskopdeckgläser
- Platz Nr 1.5 24 x 24 mm Mikroskop Abdeckung gleitet in einem Färbeküvette.
- 1 M Kaliumhydrid-Lösung (100 ml) in den Topf und beschallen für 15 min. Gießen Sie die Kalilauge durch Abgießen ab und spülen Sie die Deckgläser mit ultrareinem Wasser für mehrere Male. In spektroskopischer Qualität Ethanol (100 ml) in den Topf und beschallen für 15 min.
- Gießen Sie das Ethanol durch Abgießen und spülen Sie die Deckgläser mit ultrareinem Wasser für die mehrmals ab. Nach dem Gießen der ultrareinem Wasser durch Abgießen, wiederholen Sie den Schritt 3.1.1.2 ab.
- In ultrareinem Wasser in das Gefäß und beschallen für 15 min. Spülen Sie die Deckgläser mit ultrareinem Wasser für mehrere Male. Nehmen Sie die Deckgläser aus dem Glas heraus durch eine Kunststoff-Pinzette und trocknen Sie sie entweder durch trockene Luft oder trockenem Stickstoff.
- Herstellung von Polymerschmelze Proben 14,15
- Füge 100 & mgr; l nicht markiertes linearen Poly (THF) in einer Glasflasche und erhitzen Sie es auf eine Temperatur oberhalb des Schmelzpunktes (ca. 25 ° C) mit einem Fön.
- Man löst das Fluorophor eingebaut Polymer (linear, 4-armed Stern, zyklisch, oder 8-förmigen dicyclic synthetisiert in 2.1 und 2.2) in Chloroform (1 ml, 10 -6 M). 1 & mgr; l der Lösung zu den 100 ul der Schmelze der nicht-markierten linearen Poly (THF).
- Nach gründlichem der Probe mit einer Pipettenspitze Mischen verdunsten Chloroform, indem die Probe unter Verwendung eines Trockners erhitzt.
ANMERKUNG: Dies stellt eine Schmelze des nicht-markierten linearen Poly (THF) , das 10 -8 M der Fluorophor eingebaut Polymere. - Nehmen 10 ul der Probe unter Verwendung einer Mikropipette und dRop es auf einem gereinigten Deckglas. Setzen Sie eine andere gereinigte Deckglas auf die Probe und Sandwich die Probe zwischen den beiden Deckgläsern.
- Drücken Sie die Probe vorsichtig mit einem Kunststoff-Pinzette.
- Reinigung von Mikroskopdeckgläser
- Weitfeld - Fluoreszenz - Imaging - Setup 15
- Einführung eines Anregungslasers (488 nm) in den hinteren Anschluss des inversen Mikroskops
- Legen Sie eine Anregung Bandfilter und Polarisator in den Strahlengang.
- Erweitern des Strahls auf etwa 1 cm im Durchmesser von einem Strahlaufweiter.
- Legen Sie eine Viertelwellenplatte in den Strahlengang. Stellen Sie die optische Achse der Wellenplatte bei 45 Grad gegenüber derjenigen des Polarisators. Alternativ legen Sie eine Berek-Kompensator und stellen die optische Verzögerung / 4 & lgr;.
- Legen Sie eine Membran im Anregungsstrahlengang der Strahlgröße einzustellen.
- Vor der Einführung des Laserstrahls in den hinteren Anschluss des invertierten optischen microscope, legen Sie eine Fokussierlinse (plan-konvexe Linse, Brennweite ≈ 300 mm) an einer Stelle, wo der Laserstrahl aus der Objektivlinse kollimiert wird.
- Nach Reflektieren des Laserstrahls einen dichroitischen Spiegel auf einem Filterwürfel angebracht verwenden, führen den Laserstrahl auf die Probe durch eine hohe numerische Apertur (NA) Objektivlinse (zB NA 1,3, 100 - facher Vergrößerung, Eintauchen in Öl).
- Bringen Sie eine objektive Heizung auf die Objektivlinse und die Temperatur auf 30 ° C.
- Montieren der Probe auf der Stufe des invertierten Mikroskops
- Lassen Sie einen Tropfen Immersionsöl auf die Objektivlinse und montieren Sie die Probe auf dem Mikroskop Zustand.
- Sicherzustellen, daß die Probendicke von etwa 10 um durch Überprüfen der axialen Position der unteren und oberen Oberfläche der Probe erhalten wird.
- Stellen Sie den Fokus des Mikroskops auf wenige Mikrometer über der Bodenfläche der Probe.
- Setzen Sie einen Polarisator in den gebündelten Laserstrahl aus der Objektivlinse.
- Aufzeichnen der Intensität des Lasers durch den Polarisator übertragen wird, indem ein Leistungsmesser nach dem Polarisator eingefügt. Notieren Sie sich die übertragene Laserleistung bei unterschiedlichen Polarisationswinkeln durch den Polarisator drehen.
- Wenn die übertragene Laserleistung bei allen Polarisationswinkel nicht konstant ist, drehen Sie leicht die Viertelwellenplatte oder Berek-Kompensator im Anregungsstrahlengang eingebracht.
- Wiederholen Sie Schritt 3.2.5.2 und 3.2.5.3 bis zum konstanten übertragen Laserleistung auf allen Polarisationswinkeln erhalten. Sicherzustellen, dass das zirkular polarisierte Licht an der Probe erhalten.
- Richten Sie die EM (Elektronenvervielfachungs) -charge Coupled Device (CCD) Kamera
- Bringen Sie den EM-CCD-Kamera an den Seitenanschluss des Mikroskops und verbinden Sie es mit ter Bildaufnahme-Software.
- Falls erforderlich, synchronisieren Sie die Kamera Belichtung mit einem mechanischen Verschluss oder akustooptischen im Anregungsstrahlengang eingefügt abstimmbaren Filter durch den Transistor-Transistor-Logik sendet (TTL) von der EM-CCD-Kamera erzeugten Signale an die Geräte. Alternativ synchronisieren die Kamerabelichtung durch Senden der TTL-Signale, die durch die EM-CCD-Kamera an den Laser an dem Laserausgang.
HINWEIS: Die letztere Möglichkeit ist nur dann anwendbar, wenn ein Festkörper-Laserleistung, dessen Ausgang durch die Eingangs Transistor-Transistor-Logik moduliert werden kann (TTL) Signale für das Experiment verwendet. - Tragen Sie eine EM-Verstärkung (typischerweise etwa 300) an der CCD-Kamera mit einer Software die Steuerung der Kamera, um eine hohe Qualität Fluoreszenzbild des einzelnen Fluorophore zu erhalten.
- Legen Sie eine Region of Interest (ROI) (in der Regel 128 x 128 Pixel in der Mitte des Sichtfeldes) unter Verwendung von Software, um die Kamera zu steuern.
ANMERKUNG: Dies ermöglicht die imaging Experimente an den Bildraten von 100 bis 200 Hz in dem Rahmenübertragungsmodus, der zur Sichtbarmachung der Bewegung der Fluorophor inkorporiert Polymerketten in der Schmelzprobe erforderlich ist.
- Einführung eines Anregungslasers (488 nm) in den hinteren Anschluss des inversen Mikroskops
- Das Ausführen des Experiments
- Optimierung der Versuchsbedingungen
- Stellen Sie den Beleuchtungsbereich der Probe auf etwa 20 um Durchmesser der Membran im Anregungsstrahlengang eingebracht werden.
- Stellen Sie die Anregungslaserleistung an der Probe auf 4 - 8 mW durch manuell im Anregungsstrahlengang eine geeignete Neutraldichtefilter (ND) eingefügt auswählen.
ANMERKUNG: Dies stellt die mittlere Laserleistung von 1 bis 2 kW cm -2 an der Probe. - Nehmen Fluoreszenzbilder der Probe an den Bildraten von 100 bis 200 Hz. Wenn die Fluoreszenzintensität der einzelnen Fluorophor eingebaut Polymere erhalten zu niedrig ist, schrittweise Erhöhung der Anregungsleistung th mite ND-Filter bis etwa 100 mW bei der Probe zu erreichen.
- Wenn die Qualität des Fluoreszenzbildes Einzelmolekül noch nicht zufrieden stellend ist, überprüfen Sie die Fluoreszenz Verunreinigungen in der Probe durch Fluoreszenz-Aufnahme von Bildern von einer reinen Schmelze des nicht-markierten Poly (THF). Im Falle einer hohen Fluoreszenzhintergrund beobachtet wird, verwenden verschiedene nicht-markierten Poly (THF).
- Wenn die Dichte des Fluoreszenzfleck von dem Fluorophor-inkorporiert Polymere in der Schmelze erhalten ist zu hoch, um sie räumlich zu isolieren (dies führt zu Fehlern in der Analyse der diffusiven Bewegung), verringern die Konzentration der Fluorophor inkorporiert Polymeren in der Probe, bis räumlich werden isolierte Flecken beobachtet.
- Wenn die Dichte des Fluoreszenzfleck von dem Fluorophor-Polymere eingearbeitet in die erhaltene Schmelze zu niedrig ist (dies führt zu einem geringen Durchsatz des Abbildungsexperiment), erhöhen die Konzentration der Fluorophor-Polymere eingearbeitet in die Probe bis zu einer appropriate Dichte des Fluoreszenz Stelle erreicht ist.
- Wenn die Fluoreszenzbilder von den Fluorophor eingebaut Polymere in der Schmelze erhalten verwischt werden, erhöhen Sie die Bildraten der Bilderfassung.
HINWEIS: Diese oft eine kleinere ROI erfordert, in der Regel 64 x 64 Pixel.
- Optimierung der Versuchsbedingungen
- Bildaufnahme
- Sobald die Versuchsbedingungen optimiert sind, lassen eine Stunde lang auf dem Mikroskoptisch montiert, die Probe so, dass die Probe Gleichgewichtsbedingungen erreicht.
- Nehmen Sie 500 - 1000 Fluoreszenzbildsequenzen der Fluorophor eingebaut Polymere im Schmelzzustand bei einer 100 - 200 Hz Bildrate. Wenn die Standard-Dateiformat TIFF nicht ist, konvertieren alle Bildsequenzen in das TIFF-Format.
4. Analyse der Diffusionsbewegung
- Mittlere quadratische Verschiebung (MSD) Analyse
- Zuschneiden der Fluoreszenzbildsequenzen in der Weisedass jede Bildsequenz eine einzelne und gut fokussierte Diffundieren Fluorophor eingebaut Polymer unter Verwendung von Bildverarbeitungssoftware, wie ImageJ enthält.
- Wenn die beschnittenen Bildsequenzen mehr als 10 Frames enthalten, teilen Sie die Bildsequenzen in mehrere Sequenzen, so dass jede Folge von 10 Bildern besteht.
- Bestimmen die Positionen der Moleküle in jeder Bildsequenzen genau durch zweidimensionale Gaußsche Anpassung der Bilder.
- Bestimmung der Diffusionskoeffizient (D) der einzelnen Moleküle durch mean-squared Verschiebung (MSD) Analyse der Diffusions Trajektorien (dh zeitabhängigen Positionen des Moleküls) unter Verwendung einer Gleichung 20
wobei x i und y i die Positionen des Moleküls in dem Bildrahmen i, und n mit dem Zeitablauf von & Delta; t - Rahmen die Rahmennummer i. - Zeichnen Sie die Diffusionskoeffizienten inein Frequenz Histogramm.
HINWEIS: In der Regel wird das Histogramm von mehr als 100 Molekülen aufgebaut.
- Kumulative Verteilungsfunktion (CDF) Analyse
HINWEIS: Eine CDF, P (r 2, i Δ t) entspricht der kumulative Wahrscheinlichkeit der Streumoleküle innerhalb eines Radius r vom Ursprung nach einer gewissen Zeitverzögerung zu finden i t & delta.- Berechnen Sie die eckigen Verschiebung, die während der Zeit der 1Δt nacheilt, 2Δt, ····, iΔt für alle Diffusions Trajektorien in 4.1.3 erhalten.
HINWEIS: Diese Berechnungen insgesamt m geben i eckigen Verschiebungen für die Zeit der iΔt nacheilt. - Berechnen Zahlen der eckigen Verschiebungen (l i) innerhalb von insgesamt m i Datensatzes, die kleiner als r 2 an verschiedenen r 2 -Werte (0 <r2 <∞). Normierte l i vs r 2 Plots entsprechen der CDF, P (r 2, iΔt).
- Berechnen Sie die eckigen Verschiebung, die während der Zeit der 1Δt nacheilt, 2Δt, ····, iΔt für alle Diffusions Trajektorien in 4.1.3 erhalten.
- Analyse von CDF mit unterschiedlichen Diffusionsmodelle
Hinweis: Die erhaltenen CDF durch unterschiedliche Diffusionsmodelle montiert; homogene Diffusionsmodell wird mehrere Diffusionsmodus , in dem die D Verteilung durch eine Gauß'sche (single Gaußschen Modell) beschrieben ist, und mehrere Diffusionsmodus , in dem die Verteilung D durch mehrere Gaussian (multiple Gaußschen Modell) beschrieben.- Im homogenen Diffusionsmodell, bestimmen einen mittleren D durch die CDF Einpassen einer Gleichung 21 unter Verwendung von
HINWEIS: Jede Abweichung von der Gleichung legt nahe, die heterogene Diffusion des Moleküls. - Im einzelnen Gaußschen Modell bestimmen , die Wahrscheinlichkeitsverteilung von D beschrieben durch eine Gauß (f (D)) durch die CDF Beschlag 15 unter Verwendung
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wobei A, W und D 0 die Amplitude, Breite und Mitte der Gaußschen. - In dem Doppel Gauß - Modell, bestimmen die Wahrscheinlichkeitsverteilung der j - ten Komponente des D beschrieben durch eine Gauß (f (D)) durch die CDF Beschlag 14 unter Verwendung von
wobei A j der Anteil jedes Diffusionskomponente und α j, w j und D j 0 sind die Amplitude, Breite und Mitte der j - ten Komponente des Gaußschen.
- Im homogenen Diffusionsmodell, bestimmen einen mittleren D durch die CDF Einpassen einer Gleichung 21 unter Verwendung von
- Die Berechnung der theoretischen Wahrscheinlichkeit distriteilung der Diffusionskoeffizient
HINWEIS: Die Wahrscheinlichkeitsverteilungen von D auftritt aufgrund der statistischen Fehler (p (D) d D) für die unterschiedlichen Diffusionsmodellen berechnet; homogene Diffusionsmodell wird mehrere Diffusionsmodus , in dem die D Verteilung durch eine Gauß'sche (single Gaußschen Modell) beschrieben ist, und mehrere Diffusionsmodus , in dem die Verteilung D durch mehrere Gaussian (multiple Gaußschen Modell) beschrieben.- Im homogenen Diffusionsmodell, die Berechnung der statistischen Wahrscheinlichkeitsverteilung von D eine Gleichung 22 unter Verwendung
wobei N die Anzahl der Datenpunkte in einer Diffusions Trajektorie (N = 10, siehe 4.1.2) ist, 0 D ist die mittlere Diffusionskoeffizienten (von der CDF - Analyse bestimmt, siehe 4.2.3.1) und D ist die experimentell erhaltene Diffusionskoeffizient für eine einzelne Bahn. - In demeinzelne Gauß - Diffusionsmodell, die Berechnung der statistischen Wahrscheinlichkeitsverteilung von D unter Verwendung einer Gleichung 15
wobei f (D) von dem CDF - Analyse (siehe 4.2.3.2) bestimmt Wahrscheinlichkeitsverteilung von D darstellt, und D 0 die mittlere Diffusionskoeffizienten (von der CDF - Analyse bestimmt, siehe 4.2.3.2). - In der Doppel Gaussian Diffusionsmodell, die Berechnung der statistischen Wahrscheinlichkeitsverteilung von D unter Verwendung einer Gleichung 14
wobei f (D j) von dem CDF - Analyse Wahrscheinlichkeitsverteilung der j - ten Komponente des D (D j) bestimmt bezeichnet (siehe 4.2.3.3) und D 0j ist die mittlere Diffusionskoeffizient des j - ten Komponente (der CDF bestimmt Analyse siehe 4.2.3.3).
- Im homogenen Diffusionsmodell, die Berechnung der statistischen Wahrscheinlichkeitsverteilung von D eine Gleichung 22 unter Verwendung
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Representative Results
Die Perylendiimid-4 enthalten einarmigen Stern und 8-förmigen dicyclic Poly (THF) s wurden unter Verwendung der elektrostatische Selbstorganisation und kovalente Fixierung synthetisiert (ESA-CF) Prozess (Abbildung 1, Abbildung 2). Zeitraffer-Einzelmolekül - Fluoreszenzbilder wurden für die 4-armed (Abbildung 3a) gemessen und 8-förmigen (Abbildung 3b) Polymere. Die Zeitraffer-Fluoreszenzbilder (Abbildung 3) zeigen räumlich getrennt hell und scharf Flecken durch den Einbau des stark fluoreszierenden Perylendiimid Fluorophor 23 in den Ketten. Frequenz - Histogramme des Diffusionskoeffizienten wurden für die 4-armed (4a) berechnet und 8-förmigen (4b) Polymere , die durch die mittlere quadratische Verschiebung (MSD) Analyse der Zeitraffer-Bilder. Die Berechnungen von MSD Plots und CDF verwenden Routinen in MATLAB geschrieben durchgeführt. Der Beschlagder CDFs aus den Experimenten erhalten wird, durchgeführt, Datenverarbeitungssoftware wie Origin Pro. Die Frequenzhistogramme des Diffusionskoeffizienten von der MSD - Analyse bestimmt anzuzeigen breite Verteilungen (Abbildung 4) , die aus sowohl den statistischen Fehler der Analyse und der Heterogenität der Diffusion. Die Frequenz Histogramme zeigen deutliche Abweichungen vom homogenen Diffusionsmodell (grüne Linie in Abbildung 4), die heterogene Diffusion der Polymermoleküle zeigt. 14 Kumulative Verteilungsfunktionen (CDF) für die 4-armed (5a) berechnet wurden , und 8-förmige (5b) Polymere und durch die einzige Gauß'sche (5a) versehen und Doppel Gaussian (5b) modelliert. Die statistischen Wahrscheinlichkeitsverteilungen des Diffusionskoeffizienten wurden für die 4-armigen (4a) berechnet und 8-förmig (Figur 4b) pol Polymere durch die einzelne Gauß-oder Doppel Gauß-Modelle. Die einzige (5a) und Doppel (5b) Gaußsche Modelle passen auf die experimentell gut erhaltenen CDF. Diese Ergebnisse zeigen, daß die Diffusion des 4-armed Polymer durch die breite Verteilung des Diffusionskoeffizienten beschrieben, während der 8-förmigen Polymer zeigt zwei unterschiedliche Diffusionsmodus.
Abbildung 1. Syntheseweg von Perylendiimid-inkorporiert Poly (THF) s. Syntheseweg von (a) 4-armed Sternpolymere und (b) 8-förmigen dicyclic Polymere. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
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Abbildung 2. Charakterisierung der synthetisierten Polymere. NMR - Spektren von (a) 4-armed Sternpolymere und (b) 8-förmigen dicyclic Polymere. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 3 (Filme). Einzelmolekül - Fluoreszenz - Bildgebung des Perylendiimid-inkorporiert Poly (THF) s. Zeitraffer-Fluoreszenzbilder von (a) 4-armed Sternpolymere und (b) 8-förmigen dicyclic Polymere in der Schmelze von nicht markierten linearen Poly (THF ). Maßstabsbalken = 5 & mgr; m. Bitte klicken Sie hier Filme zu sehen (a) und3 / Figure_3b_submit.mov "target =" _ blank "> (b).
Abbildung 4. MSD - Analyse des Perylendiimid-inkorporiert Poly (THF) s in der Schmelze diffundieren. Frequenz Histogramme des Diffusionskoeffizienten bestimmt für einzelne (a) 4-armed Sternpolymere und (b) 8-förmigen dicyclic Polymere in der Schmelze von linearen Poly (THF) nicht markiert. Die durchgezogenen Linien zeigen theoretisch Wahrscheinlichkeitsverteilungen des Diffusionskoeffizienten berechnet, basierend auf den drei unterschiedlichen Diffusionsmodellen; homogenen Diffusionsmodell (grüne Linien, siehe 4.3.1), einzelne Gauß - Modell (Redlining, siehe 4.3.2) und Doppel - Gauß - Modell (blaue Linie, siehe 4.3.3). 14 Bitte hier klicken , um eine größere Version davon zu sehen Zahl.
Abbildung 5. CDF Analyse der Perylendiimid-eingebaut Poly (THF) s in der Schmelze diffundieren Experimentell erhaltene kumulative Verteilungsfunktionen (iΔt = 7,5 bis 75 ms). In Form von 1-P für (a) 4-armed Sternpolymere und (b) 8-förmigen dicyclische Polymeren in der Schmelze der nicht-markierten linearen Poly (THF). Eine gestrichelte Linien zeigen Armaturen mit (a) Gleichungen in 4.2.3.2 und (b) Gleichungen in 4.2.3.3. 14 Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
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Discussion
Die 4-armed und 8 förmige Polymere wurden über die ESA-CF - Protokoll (1) hergestellt, die ein kritischer Schritt für die Synthese ist. 12,24 mono- und bifunktionelle lineare Poly (THF) s mit N -phenylpiperidinium Endgruppen waren nach dem vorstehenden Verfahren synthetisiert. 11 der Ionenaustausch wurde durch Umfällung aus einer Aceton - Lösung eines Polymervorläufers mit Triflat Gegenanionen in eine wässrige Lösung , die eine überschüssige Menge an carboxylat durchgeführt.
Die kovalente Umwandlung des Ionenaustauschprodukt für die 4-armigen Stern-Polymeren wurde in Toluol (4,9 g / L) durch Rückfluss für 4 Stunden durchgeführt. Wenn die Umwandlung nicht ausreichend ist, verlängern die Reaktionszeit. Das kovalent gebundene Produkt wurde durch Kieselgel-Säulenchromatographie mit Aceton / n - Hexan und Umfällen in Wasser erhalten. Das 1 H - NMR der 4-armed Polymeren ist in 2a gezeigt. This ESA-CF Verfahren ermöglicht die effektive Synthese von zyklischen Polymeren. Jedoch wird dieses Protokoll auf Polymere beschränkt, die cyclische Onium-Endgruppen aufweisen.
Für den 8-förmigen Polymerprodukt wurde die Reaktion in Toluol in Verdünnung (0,2 g / l) unter Rückfluß 4 h und führte zur Bildung eines großen Teils einer unlöslichen Fraktion durchgeführt wird, vermutlich aufgrund der intermolekularen Produkten umgesetzt. Eine lösliche Anteil wurde in n - Hexan, unterworfen , um Silicagel-Säulenchromatographie mit Aceton / n - Hexan, umgefällt und in Wasser erneut ausgefällt. Das erhaltene Rohprodukt wurde einer Säulenchromatographie mit Grßenausschluß beads unterworfen und GPC recyclen Isolierung des 8-förmigen Polymerprodukt zu ermöglichen. Das 1 H - NMR der 8-förmigen Polymeren ist in 2b gezeigt. Das ESA-CF-Protokoll kann auf weitere komplexe topologische Polymere anwendbar.
Die hohe Qualität der Fluoreszenzbilder sind Essential für die genaue Analyse der diffusiven Bewegung der Moleküle. Die Fluoreszenzbilder signifikant verschlechtert werden, wenn 1) Fluoreszenz Verunreinigungen in der Probe vorhanden sind, 2) die Fluoreszenzquantenausbeute eines eingebauten Fluorophor niedrig ist, und 3) die Bildfrequenz des Bilderzeugungs langsamer ist als die Diffusionsbewegung der Polymermoleküle. Einstellen der Temperatur unterhalb der Raumtemperatur (20 ° C) oder oberhalb 37 ° C einen Brechungsindex-Fehlanpassung verursachen, die auch die Qualität der aufgezeichneten Fluoreszenzbilder verschlechtert. ein engeres Band Emissionsbandfilter auf einem Filterwürfel verbessert die Qualität des Fluoreszenzbildes einmal montiert werden. Da die Belichtungszeit der EM-CCD-Kamera im Abbildungs Experiment verwendet üblicherweise Millisekunden begrenzt ist, kann die Diffusionsbewegung schneller als dieser Zeitskala durch dieses Verfahren nicht erfasst werden.
Die Bewertung der Wirkung der statistischen Fehler in der MSD-Analyse ist der kritische Schritt for die Charakterisierung der heterogenen Diffusion. Der statistische Fehler sorgfältig durch Berechnung der Wahrscheinlichkeitsverteilung des Diffusionskoeffizienten ausgewertet werden soll , die homogene Diffusionsmodell 22 vor der Diskussion der heterogenen Diffusions verwenden. Die heterogene Diffusion sollte auch sorgfältig von der CDF-Analyse ausgewertet werden. Wenn die CDF deutliche Abweichungen vom homogenen Diffusionsmodell zeigen (dh Single-exponentielle abklingenden Kurve), deutet dies auf das Vorhandensein von mehreren Diffundieren Komponenten. Die quantitative Charakterisierung von heterogenen Diffusion erfordert kombinierte MSD, CDF und Wahrscheinlichkeitsverteilung analysiert. 14,15
Polymer Dynamik, einschließlich Diffusionsbewegung, wurde als Ensemble-Mittelwerte in den herkömmlichen Verfahren, wie NMR, Lichtstreuung 7, 8 und Viskositätsmessungen. 9 beschrieben Tatsächlich ist die heterogene durch die singl ergab Diffusionsbewegunge-Molekül Abbildungs 16 ist oft sehr schwierig , im Ensemble gemittelten Methoden zu erfassen. Die inhärente Heterogenität von Polymeren Berücksichtigung 25-27 Das Verfahren in diesem Protokoll angegeben ist nicht auf die Charakterisierung von topologische Polymere beschränkt, sondern ist auf alle Arten von Polymeren , die unter verschränkter Bedingungen anwendbar. 28 Ferner ist die Vorgehensweise in diesem Protokoll gemeldet werden feststellen , eine breite Anwendung in der Analyse der heterogenen Diffusion in komplexen Systemen, wie beispielsweise molekularen Diffusion durch mesoporöse Materialien. 29
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Materials | |||
| THF | Godo | ||
| Wakosil C-300 | Wako Pure Chemical Industries | ||
| Acetone | Godo | ||
| Toluene | Godo | ||
| n-Hexane | Godo | ||
| CHCl3 | Kanto Chemical | ||
| Bio-Beads S-X1 | Bio-Rad | ||
| Methyl triflate | Nacalai Tesque | ||
| Triflic anhydride | Nacalai Tesque | ||
| Potassium Hydroxide | Wako Pure Chemical Industries | ||
| Ethanol | Wako Pure Chemical Industries | ||
| Poly(tetrahydrofuran) | Aldrich | ||
| Chloroform | Wako Pure Chemical Industries | ||
| Immersion oil | Cargille | Type 37 / Type A | |
| Equipment | |||
| 2-Neck 100-ml round-bottom flask | |||
| Flask | |||
| Beaker | |||
| Funnel | |||
| Filter paper | Whatman | ||
| Reflux condenser | |||
| Syringe | |||
| Water bath | |||
| Magnetic stirrer | |||
| Rotary evaporator | |||
| Microscope cover slips (24 x 24 mm, No. 1) | Matsunami Glass | CO22241 | |
| Staining jar | AS ONE Corporation | 1-7934-01 | |
| Ultrasonic cleaner | VWR International | 142-0047 | |
| Inverted microscope | Olympus | IX71 | |
| Ar-Kr ion laser | Coherent | Innova 70C | |
| Berek compensator | Newport | 5540 | |
| Excitation filter | Semrock | LL01-488-12.5 | |
| Dichloric mirror | Omega optical | 500DRLP | |
| Emission filter | Semrock | BLP01-488R-25 | |
| Lens and mirror | Thorlabs | ||
| EM-CCD camera | Andor Technology | iXon | |
| Objective lens (100X, N.A. = 1.3) | Olympus | UPLFLN 100XOP | |
| Objective heater | Bioptechs | ||
| Preparative GPC | Japan Analytical Industry | LC-908 |
References
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