Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Immunology and Infection

Неинвазивным и технически неинтенсивное метод индукции и Фенотипирование экспериментальной бактериальной пневмонии у мышей

doi: 10.3791/54508 Published: September 28, 2016

Summary

Существует несколько методов, были описаны в литературе для моделирования бактериальной пневмонии у мышей. Здесь мы опишем неинвазивный, недорогой, быстрый метод для индукции пневмонии с помощью аспирации (т.е. ингаляции) бактериального инокулюма пипеткой в ротоглотки. Downstream методы оценки легочной врожденного иммунного ответа также подробно.

Abstract

Несмотря на то, внебольничная пневмония остается серьезной проблемой общественного здравоохранения, мышиные модели бактериальной пневмонии в последнее время способствовали значительные доклинические успехи в нашем понимании основного клеточного и молекулярного патогенеза. В естественных условиях мышиные модели захвата интегрированной физиологии и устойчивость ответа хозяина обороны в манера не выявлены альтернативные, упрощенные подходы естественных условиях экс. Существует несколько методов, были описаны в литературе для внутрилегочного инокуляции бактерий у мышей, в том числе аэрозолизация, интраназального, пероральной интубации пункции под «слепой» и визуализированных условий, а также чрескожного эндотрахеальную канюлю. Все методы имеют относительные преимущества и недостатки. Здесь мы опишем подробно неинвазивный, технически неинтенсивное, недорогой и быстрый способ доставки трахею бактерий , которые включает в себя стремление (то есть, ингаляции) с помощью мышиинфекционного инокулята пипеткой в ​​ротоглотки в то время как под общим наркозом. Этот метод может быть использован для легочной доставки широкого спектра не-едких биологических и химических агентов, и сравнительно легко узнать, даже для лабораторий с минимальным предшествующего опыта с легочным процедурами. В дополнение к описанию метода аспирационной пневмонии, мы также обеспечиваем процедуры шаг за шагом будут анализироваться последующем в естественных условиях легочной врожденной иммунной реакции мыши, в частности, методы количественной оценки бактериального клиренса и клеточный иммунный ответ инфицированного дыхательные пути. Такой комплексный и простой подход к оценке пневмонии позволяет быстро и надежной оценки влияния генетических и экологических манипуляций при легочном врожденного иммунитета.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Внебольничная пневмония остается ведущей причиной смерти от инфекции в США, с небольшим общим изменением показателей смертности за последние 40 лет , несмотря на улучшение вакцинации и антибиотиков стратегий 1,2. Несмотря на отсутствие заметного прогресса на уровне общественного здравоохранения, в последние годы драматические успехи были достигнуты в нашем понимании молекулярном и клеточном патогенеза пневмонии, причем многие из этих шагов вперед стало возможным за счет использования мышиных моделях легочной инфекции. Генетический трактабильность мыши, подобие мышиного и иммунной системы человека, а также широкий спектр мышиных ориентированных на иммунологических реагентов, которые стали коммерчески доступными были вместе способствовали быстрому прогрессу области.

мышиных моделях бактериальной пневмонии, описанной в литературе, как правило, на которые ссылается один из четырех технических маршрутов для патогена прививки: I) аэрозолизацию; б) ВВЕДЕНИАнасаль доставки; III) пероральной доставки; и IV) хирургический интратрахеальное инъекции (т.е., трахеотомия) 3. Все маршруты инфекции имеют свои преимущества и недостатки 3. В частности, относительно воздействия верхних дыхательных путей, потенциал для примесью oronasal флоры, требования к общей анестезии, изменчивость посевного материала, подаваемого в дистальной легкого, распределение долевой поставляемых патогенов, требований технических знаний, а также процедурный заболеваемости широко различаются эти подходы.

Широко используемые методы пероральные инфекции включают эндотрахеальную (трансларингеальной) катетеризацию либо через «слепого» (не визуализируется) подхода, или под прямой визуализации гортани 3-5. Оба метода, в то время как надежные, требуют существенной подготовки, а также несут риск травмы верхних дыхательных путей. В настоящем докладе мы опишем технически неинтенсивное, неинвазивный, недорогой и быстрый метод пероральной инфекции, шНастоящим бактерии (Klebsiella пневмонии в приведенном примере) пипеткой в ротоглотки наркозом мыши доставляются в легкие с помощью аспирации (т.е., ингаляции). Мы и другие успешно 6-9 использовали технику аспирационной пневмонии. Этот универсальный и легко узнали способ легкого доставки может быть продлен до поставки многих дополнительных не-едких веществ в легкие, в том числе цитокинов и других белков, патоген-ассоциированных молекул (например, липополисахаридными), клетки (например, усыновитель передачи), и токсины (например, блеомицин). В дополнение к обсуждению важных технических соображений, мы также описывают комплексный количественный подход к оценке последующего ответа хозяина к пневмонии, в том числе вниз по течению измерения бактериального клиренса (т.е. колониеобразующих единица [КОЕ] Количественное в легких и периферических органах) и лейкоцитарного накопление в воздушном пространстве.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Все эксперименты проводились в соответствии с Законом об охране животных и политики по гуманной уходу и использованию лабораторных животных США общественной службы здравоохранения после рассмотрения по уходу и использованию животных комитета NIEHS.

1. Получение К. Пневмококк Культура

Внимание: Выполните все шаги в уровне биологической безопасности 2 (BSL2) капюшон или другой BSL2 назначенный район и отказаться от отходов согласно требованиям BSL2 института.

  1. Для роста подвески К. Пневмококк, оттаивать глицерина запас бактерий и прививают рабочую культуру путем переноса 1 мл К. Пневмококк запас до 50 мл трипсинизированном соевого бульона (ТСБ) в 500 мл или больше колбу.
  2. Сделать запасы глицерина путем добавления 900 мкл культивируют лог-фазы К. Пневмококк к 100 мкл стерильного глицерина и замораживанием при -20 ° С или -80 ° С. Для длительного хранения, рекомендуется -80 ° C.
  3. Культура бактерий из SТЭП 1.1 встряхивая колбу в течение ночи (14 - 18 ч) при температуре 37 ° С при 200-225 rpm.In для того, чтобы способствовать росту лог-фазы, развести 1-5 мл этой ночной культуры в колбу, содержащую 50 мл TSB утром и поместить обратно при 37 ° C при встряхивании в течение ~ 2,5 ч.
  4. Передача 1 мл К. Пневмококк культура от последнего шага в 1,5 мл трубки и спина при 7500 мкг в течение 2 мин. Белый осадок должен быть виден. Удалить супернатант, не нарушая гранул, осторожно ресуспендируют бактерии с пипеткой в ​​1 мл стерильного физиологического раствора, и снова закрутить при 7500 мкг в течение 2 мин.
    1. Выполните это мыть шаг 2x, в результате чего до окончательного, промытый осадок в 1 мл стерильного физиологического раствора.
  5. Выполните лог-накрест серийные разведения этой аккуратной посевного материала. Например, добавьте 400 мкл посевного материала в 3,6 мл стерильного физиологического раствора последовательно , чтобы сделать серию 10 -1 -10 -9 разбавления.
  6. Определить OD 600 промытого K. Пневмококк путем размещения 1 мл1:10 и 1: 100 разбавление в одноразовые кюветы и измерения OD 600, маскировка первый стерильным физиологическим раствором. Мера дубликатов для обеспечения точности. OD 600 1,0 примерно соответствует 4-7 × 10 8 КОЕ / мл. Заметим, что соотношение между наружным диаметром и КОЕ / мл, не может быть линейным.
    1. Используйте OD 600 из разведений для расчета концентрации К. Пневмококк, применяя OD: преобразование КОЕ / мл выше, и факторинг в разведении.
  7. С помощью К. Концентрация Пневмококк , для получения желаемой дозы инокулята КОЕ в <объеме 100 мкл для доставки на мышах (см ниже).
  8. Также пластина 100 мкл 10 -6 -10 -9 разведений и 100 мкл стерильного физиологического раствора на отдельные трипсиновый соевый агар (ТСА) пластин при комнатной температуре. Инкубируют при 37 ° С в течение ночи и перечислить бактериальные колонии для расчета точной концентрации, которая была использована в эксперименте, и для контроля за загрязнением.
    Примечание: Фактическая концентрация бактериальной конечной посевного материала может составлять ± 500 КОЕ / мл, что предсказанный оптической плотности. Экспериментаторы идеале должен подтвердить OD 600: КОЕ / мл отношения в экспериментальных исследованиях перед использованием в естественных условиях у мышей, эмпирически перенастройки OD 600: КОЕ / мл конверсию на основе их личного опыта.

2. Мышиные Интратрахеального (она) аспирация К. Пневмококк из ротоглотки

  1. Убедитесь в том, что у мышей однозначно определены хвост знака, татуировки или другого одобренного идентификатора.
  2. Оформи дозирование посевного материала бактерий с использованием P200 пипетки перед извлечением мышей из изофлуран, чтобы ускорить процедуру. Для достижения наилучших результатов вместе с ним стремление, использовать объем <100 мкл, чтобы предотвратить переполнение. При этом использовать 2000 КОЕ / 50 мкл К. Пневмококк.
  3. Обезболить мышей в прозрачной камере с изофлуран газа (например, 2% изофлуран при скорости потока 1 л / мин) или в соответствии с Institutional руководящих принципов. Число мышей обезболить вместе определяется уровнем комфорта экспериментатора, как правило, 1-2 за один раз. Соблюдайте дыхание и подтвердить уровень анестезии, как только глубоких вдохов видны и 2-3 сек можно пересчитать между вдохами.
    Примечание: Если есть опасения по поводу возможных искажающих эффектов летучих (ингаляционных) анестетиков, анестезия может быть достигнуто вместо того, чтобы с интраперитонеальной инъекции кетамина / ксилазина. С помощью метода, описанного выше, глубокой анестезии длится всего несколько минут. При более длительной анестезии индуцируется, глазная мазь следует использовать, чтобы предотвратить глазную высыхание.
  4. После того, как мышь под наркозом, поместите его в положении лежа на спине в положении полулежа, подвешенного на верхних резцов из резиновой ленты , натянутой между колышками на наклонной доске из плексигласа (рисунок 1).
  5. Осторожно потяните язычок мыши на стороне с парой тупых не-ребристых щипцов и депозитной дозы в ротовую полость с P200 pipettе. Проявлять большую осторожность, чтобы избежать вызывать травмы либо языка или ротоглотки.
  6. Удерживая язык убирается, мягко закупорить нос пальцем в перчатке, пока мышь не вдыхает. Продолжить, чтобы покрыть нос, пока мышь не примет два или больше ингаляций, и жидкость не видна в полости рта. Покрытие нос помогает гарантировать, что мышь будет вдыхать бактерии в легкие, как мыши являются облигатными бризеры нос.
  7. Отключив мышь от инокуляции доски и вернуться к своей клетке, помещая мышь на спине, чтобы предотвратить постельное белье или от мусора блокирование ноздрей в то время как мыши восстанавливается после анестезии.
  8. После того, как все мыши были дозированного и пробудились от наркоза, домовые мыши в кабине / комнате , содержащие только мышей , которые были питателем с К. Пневмококк. Монитор мышей ежедневно, в том числе веса тела , если выход за пределы 48 ч после заражения.
  9. Используйте ежедневный затор и / или дополнительного тепла, если позволяет мышам выйти за пределы 48ч.

3. БАЛ (БАЛ) Сбор и анализ

  1. Эвтаназии мышей на институциональных руководящих принципов. При этом используют смертельную инъекцию 150 мг / кг пентобарбитала натрия или эквивалентной дозы коммерческого раствора эвтаназии с последующим кровопусканием, так как это позволяет избежать возможных осложнений в легких , связанных с СО 2 вдоха и цервикальной дислокации.
  2. Позиция мыши на спине и стерилизовать мышь путем распыления меха с 70% этанола особенно на груди и области шеи.
  3. Сделать продольного разреза чуть ниже грудины, затем, удерживая грудины с пинцетом, юзеры диафрагма, что позволяет легкое упасть обратно в грудную полость. Нарезать через грудной полости по обе стороны от сосудистую сеть и затем вверх через шею, подвергая трахеи.
  4. По мере того как трахея окружена продольными мышцами с обеих сторон, аккуратно прорезать середину и толкать ткань к сторонам, аэто позволяет избежать резки окружающую сосудистую сеть, которая могла бы ввести кровь в трахею. Если сосудистую систему порезал, очистить окрестности с марлей до доступа к трахеи просвет.
  5. С помощью хирургических ножниц или иглы надрезать трахеи примерно на четверть пути вниз от головки и вставить канюлю, присоединенную к 1 мл шприц предварительно загруженной с 1 мл 1х фосфатно-буферном солевом растворе (PBS) в каудальном направлении в трахею. Если с помощью мыши, <8-недельного возраста или женщин, уменьшить объем lavaging 600-800 мкл.
  6. Нажмите громкость в легкое медленно, позволяя все лопасти, чтобы раздуть, а затем потяните объем обратно с шприц, повторяя 3 раза. Если PBS выходит из ноздрей канюля не были вытеснены достаточно далеко в трахею или инфляция происходит слишком быстро. В качестве альтернативы, если легкие не надувать хорошо, канюля была отодвинута слишком далеко, так что снимать немного.
  7. Собрать объединенные типы недвижимости в 15 мл пробирку на льду.
  8. Вращениевоздушное пространство промывную жидкость при 1200 х г в течение 5 мин, собирают супернатант в 1,5 мл пробирку и замораживают при температуре -80 ° С. В дальнейшем используют надосадочную жидкость (то есть, БАЛ) для измерения белка, цитокины, а также для различных других биохимических анализов. Осадок представляет собой клетки из бронхоальвеолярного пространства.
  9. Если эритроциты (эритроцитов) очевидны в осадок клеток на основе цвета, лизируют с 1 мл ACK буфера для лизиса в течение 1 мин с последующим добавлением 5 мл 1x PBS, чтобы остановить реакцию лизиса и разбавить буфер. Обращайтесь со всеми пробами одинаково, либо лечение или нет с ACK буфера для лизиса.
  10. Спин клетки при 1200 мкг в течение 5 мин, декантируют супернатант, и довести клетки в 1 мл 1x PBS.
  11. Вихревые и подсчета клеток на гемоцитометра для подсчета общего количества клеток воздушном пространстве.
  12. На основе плотности клеток добавляют примерно 80-150 мкл (~ 80 мкл для зараженной мыши и ~ 150 за наивный мышь) в слайд-камеру на цитоспина центрифуге. Спин клетокs на предметные стекла микроскопа для последующего окрашивания клеток для определения дифференциальной популяции.
  13. Разрешить клетки высохнуть на слайды в течение ночи. Пятно клетки с тримарана пятна (например, Хема 3 [смотри таблицу]) путем погружения слайды 7 раз в фиксаторе, 9 раз в пятно 1 и 7 раз в пятно 2 (без полоскания между пятнами) и дайте высохнуть. После того, как пятно высохнет, покровное слайды и вручную рассчитывать дифференциалы под микроскопом. Как правило, нейтрофилы и моноциты / макрофаги легко отличить по их размеру и морфологии ядра.

4. Определение бактериальной нагрузки в легких и периферических тканях

  1. Перед началом: подготовить разведения пробирки с 900 мкл 1x PBS для легкого и селезенки и 90 мкл 1x PBS для крови. Этикетка пластины для культивирования бактерий и установить при комнатной температуре; Поэтому, как только ткань была собрана время будет сведено к минимуму между гомогенизацией и обшивкой для роста бактерий.
    Примечание: В связи с гетерогенной deposiции бактерий в легких, которые могут возникнуть при аспирации, рекомендуется, чтобы отдельные мышей можно использовать для анализа либо общей клеточности воздушной трассы или полного (двустороннего) легкого бактериальной нагрузки.
  2. Эвтаназии мышь, как на шаге 3.1, а затем собирают кровь из левого желудочка, помещая в гепаринизированной трубки, чтобы избежать свертывания крови. Удалить все долей легких и места, в 15 мл пробирку, содержащую 5 мл 1x PBS с последующим удалением селезенки и размещения в 2 мл 1x PBS. Поместите пробирки на лед. Позаботьтесь, чтобы очистить инструменты с этанолом между каждой ткани / мышь.
  3. Однородный ткани на льду, предпочтительно с одноразовыми гомогенизаторов, которые можно изменять между каждым образцом. Одноразовые наконечники гомогенизатор может быть автоклавного для повторного использования между экспериментами.
  4. После того, как ткань была гомогенизируют, выполнять серийные разведения и пластины. Пластинчатые образцы данной ткани / разбавления в двух экземплярах на одной пластине TSA, нарисовав разделительную линию на пластике. Обшивка и дипредложения люция приведены ниже (во всех случаях, 10 мкл образца наносили на пластину), и основаны на 24 ч после инфицирования аутопсии в. При анализе образцов 48-72 ч, в то большее количество разведений, возможно, потребуется, чтобы быть покрыты за счет увеличения бактериальной нагрузки в более поздние моменты времени.
    1. Для получения крови - разбавить в соотношении 1:10, добавляя 10 мкл крови в 90 мкл стерильного 1x PBS. Тарелка аккуратным и 1:10 разбавленные образцы в двух экземплярах. После того, как кровь была гальваническим, спина остатки крови при 9300 х г в течение 10 мин для извлечения плазмы для измерения цитокинов и хемокинов.
    2. Для Lung - развести в соотношении 1:10 - 1: 100 путем добавления 100 мкл гомогенизированной легких в 900 мкл стерильного 1x PBS последовательно. Тарелка аккуратно гомогенат и все разведений в двух экземплярах.
    3. Для Селезенка - разбавить 1: 10-1: 100 путем добавления 100 мкл гомогенизированной селезенки в 900 мкл стерильного 1x PBS последовательно. Тарелка аккуратно гомогенат и оба разведений в двух экземплярах.
  5. Разрешить распространение образцов немного высохнуть. Обратить TSA пластины и место в статическом 37 ° C инкубаторе в течение ночи.
  6. Определить количество бактерий колонизаторов путем усреднения бактериальных колоний с обеих сторон пластины и из каждого разведения. Фактор в начальных разведениях 5 мл для легкого и 2 мл для селезенки, чтобы определить общее количество КОЕ ткани.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

C57BL / 6 заражали 2000 КОЕ К. Пневмококк 43816 (серотип 2) с помощью ротоглотки аспирации в легкие. При этой дозе у мышей , как правило , начинают показывать клинических симптомов 12-24 ч после инфекции , включая летаргии, взъерошенными меха, и потеря веса на 5-10% (рисунок 2 , а ). В течение 48-72 ч после инфицирования, многие из мышей показывают симптомы болезни и заболеваемости, которые, как правило, предшествует в среднем на 20% потери веса и приводит к сгорбленной позах с пониженной активности и снижению чувствительности к стимуляции. Исследования более длительного периода времени может потребоваться более низкие дозы K. Пневмококк. Заражение 500 КОЕ К. Пневмококк приводит к более умеренной болезни достигает пика 3-5 d после инфицирования, которая характеризуется потерей веса на 10-15% с восстановление и увеличение массы тела , начиная с 5-6 дня (рис 2В). Масса тела часто предсказывает выживание, с потерей веса на 20% редкихLY связано с восстановлением.

В конечном итоге успех реакции организма хозяина может быть лучше всего свидетельствует исследования выживаемости, в котором мышей контролируются в течение 10-14 дней, и эвтаназии (за институционально утвержденных руководящих принципов) на наличие признаков moribundity, таких как минимальное реагирование на тактильной стимуляции и / или потеря веса > 20%. Исследование выживших крыс часто наиболее эффективными , если будет стремиться к достижению , заражающих прививочный материал, который аппроксимирует 50% летальности (то есть ЛД50 дозы) в контрольной группе (фиг.2с). Доза ЛД50 позволяет для обнаружения и сравнительно повышенной и пониженной выживаемости в экспериментальной группе. Дифференциальный выживание может быть инокулят-зависимой, поэтому несколько доз инфекции иногда может быть необходимо, чтобы обнаружить измененное защиту хозяина фенотип.

Инфекции нижних дыхательных путей с К. Пневмококк характеризуется прочном притоком Лойкеocytes в дыхательные пути. Иммунных клеток перечисление и дифференциации путем окрашивания осадку клеток BAL показывает увеличение дыхательных путей иммунных клеток в пределах 6h после инфицирования (рис 3А). Клеточность пики на 24 ч, с нейтрофилы является преобладающим иммунных клеток в дыхательных путях (рис 3A-B). Оба пола мышей C57BL / 6 демонстрируют эквивалентные дыхательные пути лейкоцитоз в ответ на К. Пневмококк через 24 часа и через 48 часов после инфицирования (Цифры 3C-D).

Бактериальная пневмония вызывает локальное (внутрилегочная) и системных провоспалительных медиаторов, включая цитокины и хемокины. Местные уровни цитокина / хемокинов могут быть обнаружены в БАЛ с обычным методом ELISA или с использованием мультиплексной системы цитокина. Цитокины , включая IL-6, RANTES, TNF & alpha ; , G-CSF, и другие являются детектируемый как на 24 ч и 48 ч после инфицирования К. Пневмококк и обеспечить понимание Луняг микросреда и его набор иммунных клеток (рисунок 4).

Коллекция легких, крови и периферических тканей (ов), таких как селезенка позволяет количественному тканевой бактериальной нагрузки, обеспечивая понимание как местного, легочного клиренса микробов, а также внелёгочными распространения бактерий. Серийное разведение и культивирование легкого демонстрирует расширение микробной нагрузки между 24 ч и 48 ч после инфицирования (рис 5А). Аналогичные результаты отмечены в крови и селезенке (фиг.5В - C). Следует отметить, что бимодальное бактериальная нагрузка может быть отмечено в крови и селезенки через 24 часа после инфицирования, с некоторыми мышей, имеющих высококачественную бактериальный распространение, и других, даже в условиях высокой степени бактериальной нагрузки в легких, показывая нет обнаруживаемых бактерий в крови или селезенки. K. Пневмококк бактериальной нагрузки у мышей C57BL / 6 не Gendэр конкретным, так как мужчины и женщины демонстрируют эквивалентную нагрузку в различных тканях после инокуляции (рис 5D-F).

Рисунок 1
Рисунок 1:. Процедура совет по аспирационной пневмонии у мышей Исследование мышей позиционируются, головой вверх и обратно на борт (т.е. в положении полулежа), приостановлено резцами из резинкой натянутой между двумя колышками крепится к оргстекла или аналогичной плате.

фигура 2
Рисунок 2: Оценка снижения веса и Болезненность После легочной аспирации К. Пневмококк. мышей C57BL / 6 (Н = 10-20 в состоянии) инфицировали аспирацией К. Пневмококк 43816 (серотип 2). (A) Ежедневные веса, индексированный веса предварительно инфекции, от мышей, инфицированных 2000 КОЕ. В этом исследовании нет мышей не выжила прошедшие сутки 6. (В) Инфицирование 500 результатов КОЕ в ежедневной потере веса через 4 -й день после заражения с переходом к увеличению веса , начиная с 5 -й день кривые (C) Выживание от 150 КОЕ, 500 КОЕ, и блок 2000 колониеобразующих (CFU) инфекций, указывая, что 500 КОЕ приближается к ЛД50. Данные в панели A и B представляют собой среднее ± SEM. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 3
Рисунок 3: Инфекция К. Пневмококк Результаты в зависящих от времени Airway лейкоцитоз. C57BL / 6 мышей получали внутрилегочного инфекцию с 2000 КОЕ К. пневмонияе. (А) подсчета общего количества лейкоцитов (WBC), нейтрофилов (ПМН) и макрофагов (МФ) в воздушном пространстве жидкости в различные моменты времени после заражения. (B) После окрашивания, ПЯЛ и макрофаги могут быть легко идентифицированы с помощью ядерной морфологии и размера в цитоспиновых полях и подсчитывали. (C - D) инфекции у мужчин и женщин приводит одинаковое число набираемых воспалительных клеток через 24 ч и 48 ч после инфицирования. Данные вытекают из 6-25 / мышей в состоянии и представляют собой среднее ± SEM. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 4
Рисунок 4: цитокины и хемокины наводятся в воздушном пространстве в ответ на бактериальную инфекцию C57BL / 6 мышей были даны intrapulmon.ичных инфекция с 2000 КОЕ К. Пневмококк. ЖБАЛ цитокинов и хемокинов были количественно с помощью мультиплексного анализа через 24 ч и 48 ч после инфицирования. Данные вытекают из 5-15 мышей / состояния и представляют собой среднее ± SEM. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 5
Рис . 5: Временная зависимость Расширение Бактериальный нагрузки в легких и периферических тканей во время Пневмония C57BL / 6 мышей получали внутрилегочного инфекцию с 2000 КОЕ К. Пневмококк. (А) легких паренхиматозные бактериальной нагрузка была измерена путем высева серийных разведений гомогената легких на АСП 24 ч и 48 ч после инфекции. (В) Кровоток и (С) селезеночной бактериальная нагрузка были аналогичным образом количественно. ( F) Бактериальная нагрузка в различных тканях эквивалентно у самцов и самок мышей после индукции воспаления легких. Данные получают из 10 мышей / состояния и представляют собой среднее ± SEM. Нулевые значения в панели B, C, E и F были присвоено значение 0,1 , чтобы разрешить изображение в виде графика на логарифмической шкале. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Мышиные модели бактериальной пневмонии, в партнерстве с генной ориентации и в естественных условиях биологических и фармакологических вмешательств, обеспечили критические идеи в легочную хозяина защитной реакции. Большие успехи были достигнуты , в частности , в нашем понимании хемокинов и молекул адгезии , которые регулируют рекрутирование нейтрофилов к пораженным воздушного пространства 10,11. В естественных условиях модели пневмонии, в отличие от клеточных или альтернативных подходов, также обеспечили понимание ключевых эндокринных коммуникации , которые происходят между зараженным легких и других органов, таких как печень (ответной реакции острой фазы) 12 и надпочечники (стресс глюкокортикоиды) 13. Наконец, критический и клинически весьма актуальна точка , которая выявляется с помощью моделей в естественных условиях пневмонии является то , что успешное разминирование патоген не равносильно успеху хозяина. Во многих случаях, overexuberant иммунный ответ может привести к смерти хозяинаиз - за чрезмерной травмы прохожий легких, даже в условиях успешного патогена зазора 8,14. С учетом этого, параллельные измерения зазора патогена и иммунного ответа, как правило, наиболее информативными, и выживаемость исследования могут в конечном счете, потребуется, чтобы выявить интегрированную сопротивляемости хозяина.

Здесь мы описали простой и неинвазивный метод для доставки бактерий к мышиным легких с помощью аспирации. По сравнению с аэрозолизация, этот метод несет более низкий потенциальный риск для органов дыхания облучения персонала исследования, обеспечивает более концентрированном поставки посевного материала глубоко в легкие, а также позволяет избежать возможных вмешивающихся по глазным и верхних дыхательных путей иммунного ответа. Интраназально прививка также несет в себе потенциально вмешивающихся озабоченность инфекцией верхних дыхательных путей, в том числе возможность локально инвазивной инфекции центральной нервной системы 4, а также сообщалось, приведет к высокой переменной инокулята в легких5. По сравнению с интубации трахеи либо через пероральное или чрескожной маршрут, этот метод требует минимального обучения, является более быстрым (~ 1 мин на мышь), и, по крайней мере , по сравнению с последним способом, имеет более низкую заболеваемость. Потенциальные недостатки ротоглотки метода аспирации - некоторые из которых разделяют другие методы - включают в себя требования к общей анестезии, вероятность неоднородными (то есть, асимметричный и гетерогенную) доставки патоген, преобладающее инфекции нижних долей 15, а также неспособность направить патоген в одностороннем к одному легкого. В связи с неоднородным распределением в легких после аспирации (данные не показаны) - результат , который встречается со всеми , кроме аэрозолизация 15 методов легочной инфекции - мы , как правило , не выполняют односторонних анализов легких на зараженных мышей. Оба легкие либо лаваж вместе, чтобы оценить иммунный ответ, или вскрывали вместе объединенном бактериальной кванттации и / или молекулярного анализа (например, экспрессия генов, миелопероксидазы анализ, цитокина ELISA). Особо важные шаги протокола являются шагом 1,8 -confirming 600 - OD: КОЕ / мл отношения до заражения в естественных условиях , а также подтверждая концентрацию инокулята через покрытия в каждом эксперименте; а также шаг 3.6 - обеспечение нетравматических промывание воздушной трассы с хорошей отдачей объема в шприц.

Несмотря на то, ко-инфекции с оральной флорой (т.е. полимикробную пневмония) является теоретической проблемой, мы не сталкивались с полиморфных колоний бактерий в легких гомогенатах инфицированных мышей К. Пневмококк или S. Пневмококк. Для исследователей обеспокоены этой возможности, тем не менее, как контрольные мыши могут быть подвержены безнаддувного транспортного средства (то есть буфер), если это необходимо. Хотя некоторые загрязнения просвет желудка (через глотание остаточных непридыхательных бактерий) возможно остроумиеч метод, который мы описали, мы никогда не сталкивались с желудочно-кишечные клинические признаки или изменения на грубой патологии. Кроме того, эта возможность является общим для аэрозолизация и интраназальных методов, и даже может произойти после кашля в трахею методом модифицирования.

Некоторые методологические проблемы являются универсальными для всех моделей пневмонии. Контрольные и экспериментальные мыши группы должны быть соответствующего возраста в идеале в течение 2-3 недель друг от друга. Хотя мы не нашли явных гендерных различий в патогена зазоре или воспаления дыхательных путей в K. Пневмококк модель, мыши должны быть гендерно соответствием, а значительные различия между мужчинами и женщинами в врожденного иммунного ответа было зарегистрировано 16. Особое внимание к происхождению контрольных мышей должны быть заполнены. управления однопометница, как правило, предпочтительнее коммерчески приобретенных контроля как неполное беккроссировании, микробиомом связанные с различиями в популяциях клеток иммунной системы, а также другие epigenetIC различия все возможные искажающие факторы , которые могут повлиять на иммунный ответ 17,18. Особое внимание следует уделять конкретным серотипа и культивированием история инфицированного бактерии как существенные различия в вирулентности могут быть видны. Основываясь на нашем опыте с К. Пневмококк, мы рекомендуем провести начальные экспериментальные исследования с использованием ряда заражать инокулята (например, 500-2000 КОЕ) как заболеваемость / смертность специфических бактериальных доз , описанных в литературе - даже с той же бактериальной серотипа и мыши штамма - не может переводить хорошо к собственной лаборатории, вероятно, из-за различных технических несоответствий. Межгрупповые различия между контрольной и экспериментальной мышей при воспалительных и принимающих результатов обороны могут быть инокулят-зависимыми. В связи с материально-техническим реалиям животноводства и кадрового обеспечения, мы часто проводят эксперименты с 5-6 мышей на экспериментальной группе. Хотя это иногда обеспечивает адекватную статистическую мощность для CFU и подсчета клеток результаты, мы видим, что нам часто нужно повторить исследование такого размера один или несколько раз для того, чтобы достичь достаточной мощности.

Для некоторых мышей в данном эксперименте, не обнаруживается рост бактерий в крови и селезенки не могут встретиться 24 часа после заражения (рисунок 5). Мы интерпретируем это, чтобы указать, что 24 часа в сутки, может быть рядом с кинетической порога для распространения выявляемой внелёгочными. Если наблюдается низкий / незаметного роста в крови / селезенки, легких КОЕ от той же мыши всегда должны быть исследованы , чтобы рассмотреть возможность технической ошибки (то есть очень низкая / незаметного инфекция легких , возможно , указывает на ошибку в дозировке мыши).

В заключение ротоглотки способ доставки стремление к бактериальной пневмонии у мышей является надежным методом, который относительно легко получить из стоимости, обучения и оборудования точки зрения, а реально даже для лабораторий без обширного опытав легочных процедур. Метод легко соединяется с ниже по течению микробиологических и иммунологических анализах по защитной реакции хозяина, и к тому же может быть использован в качестве способа доставки легких для широкого круга пользователей, едких воздействий.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Klebsiella pneumoniae, serotype 2 ATCC 43816
Tryptic soy broth Becton Dickenson 211825
Excel Safelet IV Catheters, 18 G x 1 1/4" Claflin Medical Equipment MEDC-031122
Hema 3 Solution 1 Fisher 23-122-937
Hema 3 Solution 2 Fisher 23-122-952
Hema 3 Fixative Fisher 23-122-929
27½ gauge tuberculin syringes Fisher 14-826-87
Lithium heparin plasma collectors Fisher 2675187
L-shaped disposable spreaders Lab Scientific DSC
1x PBS, pH 7.4 prepared in-house n/a Distilled water (5 L), NaCl (40 g), KCl (1 g), Na2HPO4 (5.75 g), KH2PO4 (1 g)   
ACK lysis buffer prepared in-house n/a NH4Cl (4.145 g), KHCO3 (0.5 g), EDTA (18.6 mg), bring up to 500 ml with distilled water and pH to 7.4

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Mizgerd, J. P. Acute lower respiratory tract infection. N Engl J Med. 358, (7), 716-727 (2008).
  2. Waterer, G. W., Rello, J., Wunderink, R. G. Management of community-acquired pneumonia in adults. Am J Respir Crit Care Med. 183, (2), 157-164 (2011).
  3. Mizgerd, J. P., Skerrett, S. J. Animal models of human pneumonia. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 294, (3), L387-L398 (2008).
  4. Revelli, D. A., Boylan, J. A., Gherardini, F. C. A non-invasive intratracheal inoculation method for the study of pulmonary melioidosis. Front Cell Infect Microbiol. 2, 164 (2012).
  5. Morales-Nebreda, L., et al. Intratracheal administration of influenza virus is superior to intranasal administration as a model of acute lung injury. J Virol Methods. 209, 116-120 (2014).
  6. Aujla, S. J., et al. IL-22 mediates mucosal host defense against Gram-negative bacterial pneumonia. Nat Med. 14, (3), 275-281 (2008).
  7. Chen, K., et al. Th17 cells mediate clade-specific, serotype-independent mucosal immunity. Immunity. 35, (6), 997-1009 (2011).
  8. Draper, D. W., et al. ATP-binding cassette transporter G1 deficiency dysregulates host defense in the lung. Am J Respir Crit Care Med. 182, (3), 404-412 (2010).
  9. Robinson, K. M., et al. Influenza A exacerbates Staphylococcus aureus pneumonia by attenuating IL-1beta production in mice. J Immunol. 191, (10), 5153-5159 (2013).
  10. Mizgerd, J. P. Molecular mechanisms of neutrophil recruitment elicited by bacteria in the lungs. Semin Immunol. 14, (2), 123-132 (2002).
  11. Balamayooran, G., Batra, S., Fessler, M. B., Happel, K. I., Jeyaseelan, S. Mechanisms of neutrophil accumulation in the lungs against bacteria. Am J Respir Cell Mol Biol. 43, (1), 5-16 (2010).
  12. Quinton, L. J., et al. Hepatocyte-specific mutation of both NF-kappaB RelA and STAT3 abrogates the acute phase response in mice. J Clin Invest. 122, (5), 1758-1763 (2012).
  13. Gowdy, K. M., et al. Key role for scavenger receptor B-I in the integrative physiology of host defense during bacterial pneumonia. Mucosal Immunol. 8, (3), 559-571 (2015).
  14. Madenspacher, J. H., et al. p53 Integrates host defense and cell fate during bacterial pneumonia. J Exp Med. 210, (5), 891-904 (2013).
  15. Brain, J. D., Knudson, D. E., Sorokin, S. P., Davis, M. A. Pulmonary distribution of particles given by intratracheal instillation or by aerosol inhalation. Environ Res. 11, (1), 13-33 (1976).
  16. Card, J. W., et al. Gender differences in murine airway responsiveness and lipopolysaccharide-induced inflammation. J Immunol. 177, (1), 621-630 (2006).
  17. Ivanov, I. I., et al. Induction of intestinal Th17 cells by segmented filamentous bacteria. Cell. 139, (3), 485-498 (2009).
  18. Hooper, L. V., Littman, D. R., Macpherson, A. J. Interactions between the microbiota and the immune system. Science. 336, (6086), 1268-1273 (2012).
Неинвазивным и технически неинтенсивное метод индукции и Фенотипирование экспериментальной бактериальной пневмонии у мышей
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Madenspacher, J. H., Fessler, M. B. A Non-invasive and Technically Non-intensive Method for Induction and Phenotyping of Experimental Bacterial Pneumonia in Mice. J. Vis. Exp. (115), e54508, doi:10.3791/54508 (2016).More

Madenspacher, J. H., Fessler, M. B. A Non-invasive and Technically Non-intensive Method for Induction and Phenotyping of Experimental Bacterial Pneumonia in Mice. J. Vis. Exp. (115), e54508, doi:10.3791/54508 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter