Introduction
Finite Element (FE) modellazione è una tecnica di ingegneria che può computazionalmente calcolare e mappare la grandezza e la posizione di ceppi che agiscono su una struttura di 1. Il modello consiste della struttura 3D, rappresentato da una maglia di "Elementi finiti", e il risultato finale dell'analisi è governata da una serie di fattori, tra cui la struttura e il numero di elementi della rete, l'entità e la posizione del meccanico carichi e le proprietà del materiale. Le proprietà del materiale descrivono alcuni aspetti del comportamento di un materiale in una determinata tipologia di carico; modulo di Young (E) descrive l'elasticità del materiale mentre il rapporto di Poisson descrive la diminuzione proporzionale alla larghezza di un materiale di sua lunghezza quando un campione viene allungato. FE modellazione può essere usato per calcolare una serie di variabili incluso lo spostamento, lo stress, la pressione e la tensione che agisce sul modello tenendo conto dei dati di ingresso unici sulla struttura '; S forma, la posizione e la grandezza dei carichi e le proprietà dei materiali specifici.
FE modellazione è ampiamente utilizzato in ingegneria 2 e sempre per ortopedici 3 e paleontologici applicazioni 4. Nello sviluppo forze biomeccaniche sono noti per agire come stimolo in molte cellule di attivare risposte cellulari 5-8 ed è utile per prevedere entrambe le posizioni relative e grandezze di stimoli meccanici all'interno sviluppare sistemi di organi, tuttavia, attualmente FE modellazione è stato poco usato per lo sviluppo di zebrafish.
Sia la cartilagine e ossa hanno dimostrato di essere i materiali meccanosensibili. Ad esempio, la compressione in vitro è stato trovato per attivare percorsi condrogeniche, mentre la tensione ha dimostrato di essere necessario per la formazione ossea 9. FE analisi (FEA) è stata sfruttata per modellare ceppi agendo su campioni biologici, compresi quelli che agiscono sugli elementi scheletrici durante l'osso FOrmazioni 10. Altre applicazioni di sviluppo includono il suo uso per prevedere la forma di un giunto dopo che è stato esposto a forze biomeccaniche teorici 11,12 e per mostrare il modello di ceppi presenti durante pulcino ginocchio morfogenesi giunto 8.
Questo protocollo ha lo scopo di condividere l'esperienza di generare superfici 3-dimensionale, maglie e modelli ad elementi finiti dalle immagini confocali al fine di comprendere i meccanismi di tessuti in via di sviluppo. Mostriamo anche modi di validazione dei modelli FE se l'acquisizione di informazioni reale spostamento giunto in vivo. Mentre usiamo mascella zebrafish come esemplare le stesse tecniche possono essere utilizzati su qualsiasi piccola sistema biologico per il quale le informazioni 3D sulla struttura del locomotore può essere ottenuta tramite microscopia confocale o multiphoton.
Protocol
Tutti i passaggi all'interno del protocollo seguono l'Università di cura degli animali di Bristol e le linee guida di assistenza sociale e quelli del Regno Unito Home Office.
1. Visualizzazione muscoloscheletrico Anatomia
NOTA: per visualizzare la forma degli elementi scheletrici, per quantificare muscolare e per identificare l'esatto posizionamento delle inserzioni muscolari, immunostain (punto 1.1) pesci all'età appropriata per miosina scheletrica (che rivela muscolare) e collagene di tipo II (per visualizzare cartilagine). In alternativa, visualizzare l'anatomia muscolo-scheletrico utilizzando linee transgeniche reporter fluorescente, come il collagene A1 giornalista COL2A1: mCherry 13,14 di visualizzare la cartilagine e il lento miosina catena pesante giornalista smyhc: GFP 15 per visualizzare la posizione delle inserzioni muscolari (sezione 1.2).
linee alternative che segnano cartilagine e muscolo potrebbe funzionare altrettanto bene.
- fluorescente Immunostavorazio
- Fix larva superiore 4% paraformaldeide (PFA) in soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) per 1 ora. Lavare in PBS con 0,1% Tween 20 (PBT) e disidratare in metanolo al 50% (MeOH) in PBT e 100% MeOH per 5 min, rispettivamente.
Attenzione: PFA è tossico e deve essere maneggiato secondo il foglio di materiale di sicurezza.
NOTA: Larva può essere immagazzinato in 100% MeOH fino all'utilizzo. - Reidratare larva nel 50% MeOH in PBT per 5 min. Lavare in PBT per 5 min.
- Permeabilize larva a 0,25% tripsina in PBT in ghiaccio per 5-6 min. Lavare a 4x PBT per 5 minuti ciascuna.
- Bloccare per 2-3 ore a 5% di siero in PBT.
- Incubare larva nella diluizione raccomandata di coniglio anti-collagene di tipo 2 e mouse anticorpi anti-miosina in 5% di siero in PBT per 1 ora a temperatura ambiente o per una notte a 4 ° C.
NOTA: L'intervallo di diluizione raccomandata è normalmente sulla scheda tecnica degli anticorpi. Scegli anticorpi che vengono sollevate contro le specie diverse tra loro e che sono anche diffenoleggiare al tessuto. - Lavare 6x larva per 15 minuti in PBT.
- Bloccare per 1-2 ore a 5% di siero in PBT.
- Incubare in anticorpi secondari nel buio. Utilizzare fluorescente anti-topo (550) e anti-coniglio (488) anticorpi secondari ad una diluizione appropriata in 5% di siero e PBT per l'anticorpo specifico.
- Lavare 6X per 10 minuti ciascuno in PBT e immagine su un microscopio confocale 10 volte il più presto possibile.
- Fix larva superiore 4% paraformaldeide (PFA) in soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) per 1 ora. Lavare in PBS con 0,1% Tween 20 (PBT) e disidratare in metanolo al 50% (MeOH) in PBT e 100% MeOH per 5 min, rispettivamente.
- Imaging muscoloscheletrico Geometria
- Montare le larve ventrale su un vetrino in condizioni di scarsa agarosio tiepida 0,3-0,5% punto di fusione (LMP) in soluzione di Danieau 16.
NOTA: i pesci transgenici dovrà essere sedato a 0,02% MS222 (Tricaine metanosolfonato, pH 7) prima del montaggio e durante l'imaging. - Prendete una immagine Pila confocale della regione di interesse utilizzando il 10X lente dell'obiettivo e lo zoom digitale di circa 2,5 volte. Preparare le immagini del canale verde e rosso con il 488 nm e 561 nm Laser rispettivamente. Immagine ad una risoluzione pixel 512 x 512 con un intervallo tra z piani di 1,3 micron e 3 medie linea. Lo stack risultante sarà composta da circa 100 fette z.
- Esportare i dati come una serie tiff. Proiezioni massime degli elementi muscolari e cartilagine da una larva zebrafish 5dpf sono mostrati in Figura 1.
- Montare le larve ventrale su un vetrino in condizioni di scarsa agarosio tiepida 0,3-0,5% punto di fusione (LMP) in soluzione di Danieau 16.
2. Creazione di una superficie 3D
- Scegliere un set di dati rappresentante per ogni punto di tempo a 3, 4 e 5 dpf (scegliere dopo la visualizzazione di campioni multipli).
- Aprire pila tiff 3-dimensionale e selezionare tutti i canali di software di analisi. Fare clic destro sul canale cartilagine e selezionare il filtro immagine e levigante: gaussiana (Figura 2B).
- In vista del progetto tasto destro del mouse sull'immagine filtrata e selezionare 'segmentazione' e poi 'editare nuova etichetta'. Creare una nuova etichetta per ogni materiale, vale a dire, cartilagine e jmisto. Selezionare la regione cartilagine dell'immagine (Figura 2C, il segnale bianco, contorno viola) utilizzando lo strumento bacchetta magica. Utilizzare lo strumento pennello per rimuovere il rumore dagli schemi.
NOTA: Se si utilizza strumento bacchetta magica, clicca su 'Tutte le sezioni. - Selezionare la regione congiunta con lo strumento pennello e assegnare a un componente comune (Figura 2C, blu contorno)
- Smooth più sezioni contemporaneamente selezionando la segmentazione nel menu in alto e le etichette lisce. Fare clic destro sull'immagine e selezionate generare superfici per produrre un rendering 3D di superficie del componente (Figura 2D).
- Fare clic sulla superficie e salvare i dati come file hmascii per l'importazione in software meshing.
3. Calcolo delle forze muscolari per essere utilizzati nel modello FE
- Contare il numero di fibre muscolari da immagini confocale di smyhc: GFP zebrafish transgenico (Figura 1A, punta di freccia, 1C) e misurare il diametroeter delle fibre per calcolare la loro area di sezione trasversale (πr 2).
- Identificare adatto forza per unità di area muscolare dalla letteratura. La forza muscolare massima generata per unità di superficie per i muscoli scheletrici zebrafish larvali (40 nN / micron 2) sono stati utilizzati 17.
- Calcolare le forze per ogni gruppo muscolare anatomica moltiplicando il numero di fibre e la loro area dalla forza per unità di superficie. Vedere la Tabella 1.
4. Generazione di una Mesh
- Importare il modello 3D generato nella sezione 2 (sopra) in un pacchetto software in grado di generare una mesh di elementi finiti.
- Genera A2D maglie della cartilagine e superfici articolari tramite funzione termoretraibile nel menu 2D. Scegli una dimensione di elemento appropriato.
Nota: utilizzare una dimensione elemento tra 1,5-2,5. Se necessario, generare una serie di superficie 2D in modo diverso dimensioni maglie di effettuare l'ottimizzazione mesh 3D (sezione 4.4). - Effettuare controlli di qualità maglia trovati sotto '2D> Strumenti> Controlla gli elementi' pannello per verificare la presenza di elementi duplicati, inserzioni e degli attraversamenti di mesh. Fissare angoli diedri utilizzando la scheda di utilità nella struttura ad albero modello.
- Generare una mesh 3D da maglie di superficie 2D di diverse dimensioni dell'elemento utilizzando il pannello secondario 3D> Tetramesh.
NOTA: Confrontare i risultati di diverse dimensioni di maglia e selezionare il modello FE con la dimensione di maglia più bassa che converge dopo ulteriori simulazioni e non comprometta la definizione caratteristica. L'esempio in figura 3 contiene 1,5 milioni di elementi tetraedrici per le cartilagini mascella inferiore e aveva una dimensione di elemento 2D di 2,0. - Trasformare la rete in modo mascella modello è in scala, come per ogni stack confocale utilizzando la geometria> Distanza pannello secondario.
NOTA: Assicurarsi che la cartilagine e componenti comuni sono collegati nel modello esportando un modello di fusione o utilizzando legami.
5. Finite Element ModEL costruzione
- Utilizzando il software commerciale ad elementi finiti (FE), creare un modello FE. Usando il muscolo 3D e cartilagine etichettati pile confocale generati nella sezione 1 come guida, assegnare nodi che corrispondono ai punti di attacco muscolare. Creare un vettore tra due nodi che rappresentano l'origine e l'inserimento di ciascun muscolo (Figura 3).
- Creare un collezionista carico di tipo 'storia' di applicare un 'carico C' per ogni muscolo. Specificare la grandezza in newton (calcolati in fase 3.3) e assegnare il vettore associato. La figura 3 mostra i punti di fissaggio per il mandibulae adduttore (AM), goniometro hyoideus (PH) e intermandibularis (IM).
NOTA: Per questi muscoli della mascella, massima forza contrattile è distribuita tra l'origine e l'inserimento in modo che solo il 50% di ciascun carico viene applicato in ogni sito. - Assegnare opportune proprietà elastiche del materiale isotropo come determinato dalla letteratura. modulo di Young per la cartilaginee il Interzone in questo modello sono stati 1,1 MPa e 0,25 MPa, rispettivamente, e il rapporto di Poisson è stato 0,25 per entrambi 18,19.
- Creare un collezionista carico di tipo 'di confine' di applicare i vincoli iniziali sul modello. Vai alla scheda Analisi> Vincoli e nel pannello secondario creare, raccogliere i nodi sul modello che si desidera limitare. Selezionare i gradi di libertà (DOF) che il movimento limite del modello per la migliore approssimazione della sua gamma di movimento naturale.
NOTA: Il modello in figura 3 è vincolato in tutti gli assi di moto (DOF: 1, 2, 3 rappresentano x, y, z, rispettivamente) alla ceratohyal per ancorarlo nello spazio in un punto intermedio nel modello e nel assi yez nel punto in cui la palatoquadrate collega al resto del cranio zebrafish (Figura 3, Tabella 1). Il modello deve essere vincolato in tutti e tre DOF in almeno un nodo. - Creare un 'carico passo', per ogni tipo di movimento che si desidera simulate (cioè, apertura, chiusura), sotto il menu di analisi e selezionare tutti i carichi rilevanti (realizzati nella sezione 5.2) e dei vincoli (made in Sezione 5.4) per simulare questo movimento. Seleziona 'Static' dal menu a tendina quando viene visualizzato.
- modello di esportazione comprese le maglie, i carichi, i vincoli e le proprietà del materiale in un formato di file appropriato, in questo formato caso ".inp".
- Modello di carico in software di analisi FE. Creare ed eseguire un lavoro per il modello utilizzando il modulo di lavoro.
- Analizzare l'uscita per lo stress, affaticamento, spostamento, ecc trovato nei risultati scheda e il menu di visualizzazione (figura 4 e 5).
6. Validazione di Jaw Deformazione / Displacement Distanze
- Selezionare 3-6 Tg (Col2a1aBAC: mCherry) zebrafish transgenico.
- Leggermente anestetizzare le larve con 0,02% MS222 fino a che non cessano di rispondere al tatto, ma i loro cuori sono ancora battendo.
- Montarele larve lateralmente (mentre anestetizzato) su vetrini in tiepida 1% LMP agarosio (composto in soluzione di Danieau).
- Rimuovere l'agarosio dalla intorno alla testa e la mandibola con una pinza.
- Lavare soluzione fresca di Danieau (senza MS222) sopra la testa della larva di rimuovere l'anestesia con una pipetta Pasteur fino normali movimenti della bocca riprendere.
- Utilizzare il software di acquisizione di film a prendere campo chiaro video ad alta velocità dei movimenti della bocca. Prendere i film di circa un minuto nella durata al massimo frame rate, o sufficiente per registrare più cicli di apertura della mascella.
- Scegli fotogrammi che mostrano la mascella aperta al suo spostamento massimo. Misurare la distanza tra la punta anteriore della cartilagine di Meckel e la mascella superiore (punta della piastra ethmoid) in micron.
- Calcolare la cilindrata media da più larve di pesci.
- Estrarre i dati di spostamento dal modello. Utilizzare lo spostamento medio calcolato in 6.8 per verificare il comportamento dello spostamento del modello (
Representative Results
Immunocolorazione per il muscolo (Figura 1A) e della cartilagine (Figura 1B) o imaging reporter transgenici (Figura 1C) consente alla struttura 3D della mandibola da visualizzare, insieme alla muscolatura associata. Con immagini ad alta risoluzione è stato possibile costruire un modello che cattura sia la forma tridimensionale della mandibola (Figura 2) e la posizione e la disposizione dei carichi (figura 3). Utilizzando in spostamenti vivo visto attraverso la cattura di video ad alta velocità (Figura 4) abbiamo verificato che la gamma di movimento nel modello era all'interno di una gamma realistica.
I modelli FE volta corsa può essere utilizzato per visualizzare una serie di dati, come ad esempio lo stress (Figura 5A), minima e massima deformazione principale (Figura 5B - K). Questi risultati sono tre-dim ensional in modo che il modello può essere ingrandita a vedere i modelli sottili di dettaglio (Figura 5E, 5I) ruotato per ottenere i pareri (Figura 5F, 5G, 5J, 5K) e in digitale sezionati (Figura 5E ', 5E' ', 5I', 5I '') per mostrare come i modelli di stress, tensione o variazione di pressione in tutto il modello. È anche possibile estrarre dati quantitativi dal modello (non mostrato). Verificando il modello e utilizzando le più accurate proprietà del materiale, carichi e mesh forma il modello FE può essere utilizzato per esplorare la migliore stima dell 'ambiente meccanico viene sperimentato da cellule durante quella finestra di sviluppo. I risultati del modello sono direttamente confrontabili ai cambiamenti nel comportamento cellulare e l'espressione genica 20.
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Figura 1:. Immagini rappresentative degli elementi muscolo-scheletrici del pesce zebra mascella inferiore a 5 dpf pile confocale rappresentativi della mandibola di larve 5dpf tutto mostrato con anteriore in alto (A) immunocolorazione per A4.1025 che colora tutta la miosina scheletrica (B) immunocolorazione per il collagene di tipo II che segna tutta la cartilagine (C) Pila da una larva dal vivo che esprime i giornalisti transgenici COL2A1: mCherry marcatura cartilagine (rosso) e smyhc: GFP lento muscolare (verde). IA: intermandibularis anteriore, PH: goniometro hyoideus, AM: adduttore mandibulae, HI: hyoideus inferiore, HI: hyoideus superiore, CH: sternohyoideus, MC: la cartilagine di Meckel, PQ: Palatoquadrate, CH:. Ceratohyal Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2: generazione di una superficie 3D da dati confocali immagini che mostrano la transizione dai dati confocali in una superficie 3D per la zebrafish mascella inferiore con elevato ingrandimento della regione di giunzione.. (A) i dati confocale prime; (B) Dataset dopo l'applicazione di un filtro gaussiano; (C) contorno filtrata; Di superficie (D) 3D. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 3: maglie rappresentativi mostrano vincoli e vettori di forza maglie rappresentativi per una larva 5 dpf per (A) di chiusura della bocca e.(B) apertura della bocca. Punti bianchi indicano luoghi in cui il modello è vincolata ed in cui le dimensioni (ad esempio, x ed y oppure x, y, z). Linee bianche indicano posizioni muscolari, con il vettore della forza muscolare indicato con frecce bianche. Rosso mostra la cartilagine e giallo il Interzone. Questa cifra è stata modificata dal materiale supplementare precedentemente pubblicato in Brunt et al. 15. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 4:. Test di sensibilità FE-modello che simula lo spostamento della mascella in zebrafish 5dpf per diversi cartilagine e interzone moduli di Young. Mascella spostamento (aperto a chiuso in micron) è segnato sulla mascella; registrati utilizzando il tasto di colore. Ogni modello (A - L) presenta una diversa combinazione di cartilagine (c = 1,1, 3,1 o 6,1 MPa) o interzone (i = 0,25, 0,5, 0,75, o 1 proprietà MPa). Orizzontale freccia nera mette in evidenza il valore dello spostamento della mascella sulla punta della cartilagine del Meckel (rappresentato dalla freccia nera verticale). M e N alambicchi dal video di 5 DPF minimo che mostra le larve, vale a dire, la mascella chiusa (M) e il massimo, vale a dire, mascella completamente aperto (N) con i due sovrapposti (O) - linea bianca sul O rappresenta lo spostamento (43 micron). In questo caso relativa proprietà della cartilagine di 1.1 con un Interzone di 0,25 (A) migliore corrispondenza gli spostamenti visti in pesci vivi (O). I pannelli AL di questa figura sono stati precedentemente pubblicati in Brunt et al. 15. Clicca qui per visualizzare un vers più grandiione di questa figura.
Figura 5: i dati rappresentativi dei modelli FE simulazione FE-modello di tutti i muscoli applicate in 5 dpf larva (A - C).. (A) di Von Mises (EMaxmin) (B) ceppo minimo principale (E min. P, μɛ) (C) ceppo massima principale (E Max. P., μɛ). simulazione FE-modello di ceppi massimi e minimi principali durante l'apertura della mascella. (D - K): ceppo massima principale (. E Max P., μɛ) a (D) vista mascella ventrale e (E) ventrale vista comune (E) indica la posizione delle sezioni prossimale-distale attraverso la cartilagine del Meckel congiunta e il Interzone in (e ') e (e' '), rispettivamente. (F): lateralemascella vista. (G): vista laterale congiunta. (H - K): ceppo minimo principale (. E Min P, μɛ) a (H) vista ventrale mascella e (I) ventrale vista comune. (I) indica la posizione delle sezioni prossimale-distale attraverso congiunta cartilagine di Meckel e Interzone a (I ') e (I' '), rispettivamente (J): vista laterale della mascella. (K): vista laterale congiunta. Questo dato è stato pubblicato in precedenza in Brunt et al. 15. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
| Numero di fibre muscolari | Area di fibra muscolare (micron 2) | zona gruppo muscolare (micron2) | Forza (N) | |
| 5 dpf intermandibularis anteriore | 5 | 23.8 | 119 | 4.76e-6 |
| 5 dpf goniometro hyoideus | 6 | 23.8 | 142.8 | 5.71e-6 |
| 5 dpf adduttore mandibulae | 9 | 23.8 | 214.2 | 8.57e-6 |
Tabella 1: Muscle quantificazione. Calcolato forze muscolari medi del Intermandibularis anteriore, adduttore Mandibulae e goniometro Hyoideus a 5 dpf utilizzando 40 nN / micron 2 (valore per unità di superficie preso da riferimento 17). (Iorga et al., 2011) (n = 3).
Discussion
Modelli ad elementi finiti sono stati utilizzati per collegare le aree di elementi scheletrici che sono sotto sforzo con quelli in fase di formazione ossea 10, così come per mappare le aree sotto sforzo durante encondrale e morfogenesi giunto 8,12,21. Altri studi sono stati anche in grado di applicare modelli di crescita teorici per replicare le modifiche durante lo sviluppo congiunto 11,12. Qui vi mostriamo il protocollo per la costruzione di modelli FE per un sistema relativamente semplice, la mascella zebrafish 20. A differenza dei metodi alternativi di raccolta immagini RAW per i modelli FE, come la TAC 22, l'imaging confocale di linee transgeniche o zebrafish immunostained consente più tessuti da studiare. Si può, quindi, di fornire informazioni dirette sui punti di attacco muscolare in relazione alla cartilagine. Tra i modelli vertebrati zebrafish sono particolarmente suscettibili di manipolazione genetica e farmacologica. La generazione di modelli FE per zebrafishcartilagine craniofacciale ora apre la possibilità di un ulteriore studio della interazione tra biomeccanica e genetica nella morfogenesi congiunta.
Ci sono un certo numero di fasi critiche del processo di creazione di un modello FE; il primo sta generando una accurata rappresentazione tridimensionale del sistema. Ciò richiede l'imaging a una risoluzione abbastanza alta per definire chiaramente i confini. Si noti che anche con imaging ad alta risoluzione per fare una buona superficie di uno può avere per appianare alcune regioni. Un altro passo importante è la definizione del corretto posizionamento del carico e vincoli corretti. Un modello sufficientemente vincolato mancherà di risolvere e scorretto posizionamento dei carichi provoca movimenti anomali.
Alcuni elaborazione dei dati grezzi (Figura 2) è necessario come superficie generata dai dati grezzi sarebbe difficile maglia (Figura 2B). Abbiamo filtrato i dati utilizzando un filtro gaussiano (Figura 2C
È importante ricordare che ci sono sempre limitazioni un modello ipotetico essumptions fatto per i modelli FE. Quando solo modellare uno o un piccolo numero di campioni è fondamentale per garantire che un campione rappresentativo viene scelto come ci saranno probabilmente piccole variazioni tra gli individui. Poiché solo alcuni degli elementi a ganascia e muscoli sono stati inclusi, il modello è una versione semplificata del sistema muscolo-scheletrico craniofacciale zebrafish. Pertanto, i vincoli dovevano essere posizionato per spiegare dove gli elementi a ganascia modellati sarebbero collegarsi con il resto del cranio e il modello fu artificialmente vincolate al centro per fissarlo in 'spazio'. Questo vincolo artificiale non ha impatto sull'interpretazione disegnato dai modelli come il ceratohyal in sé non è stato analizzato. L'inclusione di più della struttura cranio-facciale, in particolare altri apertura della mascella muscoli come i sternohyals e la sua cartilagine allegato 23, potuto aggiungere al modello, ma le limitazioni includono la capacità di modelli più grandi per l'esecuzione del software degli elementi finiti.
s = "jove_content"> Un'altra limitazione è che non abbiamo modellato inserimento legamento, anche se ciò potrebbe essere ottenuto mediante l'inserimento di molle 8. Un'altra ipotesi fatte in questo caso era che il modello sarebbe comportato linearmente. Le grandezze dei ceppi sui modelli erano paragonabili a quelle di modelli pubblicati e applicati alle cellule 10,24 in vitro, con ceppi di essere al di sotto di 3500 e sopra -5.000 μɛ parte di vincolo e di attacco muscolare punti. Pertanto, i ceppi alle regioni rilevanti del modello sono state considerate all'interno di un range accettabile per un modello lineare. La cartilagine non si comporta esclusivamente come materia lineare ed è stata precedentemente modellato come un materiale poroelastic, che ha permesso l'analisi del comportamento del fluido nel modello 25. Diffusione i punti di attacco muscolare tra un gruppo di nodi locali avrebbe distribuito le forze di picco e rappresentano più accuratamente l'inserzione muscolo per alcuni muscoli.
ent "> L'utilizzo di FE consente una valutazione delle tensioni e sollecitazioni che agiscono su una struttura. Come tecnica è spesso utilizzato in molte discipline bioscienze tra cui ortopedia, paleontologia e, più recentemente, la biologia dello sviluppo. Qui si descrive come costruire FE per il pesce zebra mascella inferiore. in futuro questi modelli potrebbe essere esteso a guardare il corpo della mandibola, compreso il palato. tecniche simili potrebbero essere utilizzate per modellare biomeccanica della colonna vertebrale nei pesci, che fino ad oggi sono in gran parte stati studiati con mezzi cinematici.Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Alcuni dati delle figure 3-5 è stato ristampato da J.Biomech, 48 (12), Brunt et al., Elemento di modellazione Finite prevede cambiamenti di forma congiunta e il comportamento delle cellule a causa della perdita di tensione muscolare in fase di sviluppo della mascella, 3112-22. 2015, con il permesso di Elsevier 15.
Acknowledgments
LHB è stato finanziato dal programma di dottorato cellulare Wellcome Trust dinamico; KAR è stata finanziata dal MRC progetto di sovvenzione MR / L002566 / 1 (assegnato a EJR e CLH) e CLH è stato finanziato da Aruk concessione 19479. Vorremmo anche ringraziare l'impianto Wolfson Bioimmagini per un consiglio di imaging.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Coll2 | Abcam | ab34712 | Type II collagen antibody - stains all cartilage |
| A4.1025 / MF20 | Developmental studies hybridoma bank | A4.1025 | Skeletal mysoin antibody - marks all skeletal muscle |
| Low melt agarose | Sigma | A9414-5G | For mounting zebrafish |
| MS222 (Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate ) | Sigma | E10521-10G | To make anesthetic |
| Trypsin | Fisher | T/3760/48 | sample permeablilisation |
| Dylight 488 Mouse IgG | Thermofisher | 35502 | Secondary antibody |
| Dylight 550 Rabbit IgG | Thermofisher | 84541 | Secondary antibody |
| SP8/SP5 or SPE confocal | Leica | For imaging | |
| LAS Leica capture software | Leica | Imaging software | |
| Aviso (version 7.0.0) | FEI Visualization Science Group | 3D image analysis software (Section 2) | |
| Hypermesh part of the Hyperworks package (version 10) | Altair Engineering | FE model generating software (Section 4-5) | |
| Abaqus (version 6.14) | SIMULIA | FE analysis software (Section 5.7-5.8) |
References
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