Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Engineering
Click here for the English version

Engineering

Sub-nanometer Resolution Imaging med Amplitude-modulation Atomic force mikroskopi i Liquid

Published: December 20, 2016 doi: 10.3791/54924
Automatic Translation
*1, *1, 1, 1, 1, 1
1Physics Department, Durham University
* These authors contributed equally

Summary

Vi præsenterer en metode til opnåelse af billeder sub-nanometer opløsning med amplitude-modulation (aflytning mode) atomic force mikroskopi i væske. Metoden demonstreres på kommercielle atomar kraftmikroskop. Vi forklarer rationalet bag vores valg af parametre og foreslå strategier for opløsning optimering.

Introduction

Siden sin opfindelse, tre årtier siden, atomic force mikroskopi (AFM) 1 har etableret sig som en teknik til valg for at undersøge prøver på nanoskala, især hvor gennemsnit over makroskopiske arealer er ikke muligt, og lokal information er påkrævet. I en typisk AFM måling afbøjningen af ​​en fleksibel cantilever anvendes til at kvantificere interaktionen kraft mellem et lille antal molekyler og en UltraSharp spids monteret ved enden af ​​udliggeren. Afhængigt af hvilken type af interaktioner og de frister overvejes, kan en lang række oplysninger udledes, herunder de viskoelastiske egenskaber af bløde biologiske membraner 2,3, styrken af et enkelt kemisk eller molekylær obligation 4,5, de atomistiske oplysninger om en overflade 6 - 8, den magnetiske 9, kapacitiv 10, ledende 11, termiske 12,13 og kemiske 14 egenskaber af prøver 16 og i flere miljøer såsom vakuum 17, gas 11,18 eller flydende 19,20, fordi den ikke er afhængig af en specifik kraft mellem probe og prøve .

Men i praksis, der opererer AFM i andre end det omgivende forhold kan være udfordrende og mange offentliggjorte resultater stadig opnås i luft. En yderligere vanskelighed kommer fra det faktum, at det sædvanligvis nødvendigt at operere AFM i dynamisk tilstand (vibrerende spids) for at bevare både spidsen og prøven ved at undgå store friktionskræfter. Selv om mere udfordrende, kan dynamisk drift i princippet give flere oplysninger om den analyserede prøve, og uden tab af rumlig opløsning. I det seneste årti, har inden for dynamiske AFM i flydende set vigtige udviklinger, fra fremkomsten af video-rate AFM 21 - 23, til flerfrekvens målinger 26 - 31. AFM operationen, mens nedsænket i væske er nu rutinemæssigt anvendes i biologi og biofysik 32 - 36, polymerforskning 37, elektrokemi 38 - 40 og faststof-væske grænseflader karakterisering 41-44. Tilstedeværelsen af væske omkring vibrerende cantilever betydeligt ændrer sin dynamik 45 samt samspillet mellem spidsen og prøven 29,42. Når de anvendes korrekt, kan væsken udnyttes til at forbedre den billeddannende opløsning 26,29, med en typisk forbedring af næsten en størrelsesorden i forhold til den bedste opløsning opnået i omgivelsesbetingelser 46.

I AFM, den højeste rumlig opløsning opnåelige for en bestemt måling afhænger af både kvaliteten af ​​selve AFM og arten af ​​than interaktion undersøgt 20,47,48. På nuværende tidspunkt er de fleste high-end, kommercielt tilgængelige AFMs nuværende støjniveauer, der er tæt på den for termisk grænse 12, så den afgørende faktor for opløsning er normalt den tip-prøven interaktion. Det er effektivt den rumlige gradient af denne interaktion, der bestemmer opløsning: målinger baseret på kortrækkende, hastigt rådnende interaktion producere resultater højere opløsning end når længere rækkevidde interaktioner er på spil. Flydende, kan solvatisering kræfter forbedre billeddannelse beslutning, fordi de har tendens til at forsvinde i løbet af kun få molekylære diametre af væske (typisk <1 nm), når bevæger sig væk fra overfladen af prøven 49. Disse kræfter stammer fra interaktionen mellem de flydende molekyler og overfladen af ​​prøven. En væske med en stærk affinitet for overfladen vil have tendens til at være mere ordnet og mindre mobile end bulk-væske ved grænsefladen med prøven 29,42,50. Som resultat,det vil tage mere energi til en vibrerende AFM tip til at fortrænge grænsefladespændinger flydende molekyler end bulk-væske 42, hvilket gør målingen meget følsomme over for lokale variationer i grænseflade-flydende egenskaber på nanoskala -den solvatering landskab.

For at udnytte solvatisering kræfter, der skal tages i betragtning adskillige praktiske aspekter. Først svingningsamplituden af ​​spidsen skal være sammenlignelige med mængden af ​​solvatisering kræfter, typisk <1 nm. Det andet den anvendte væske skal være en veldefineret solvatisering landskab ved overfladen af ​​prøven. Makroskopisk, svarer det til at kræve en "befugtning" væske til prøven overvejes. For eksempel i vand er det lettere at opnå molekylært niveau beslutning om hydrofilt glimmer end på hydrofobe grafit 42,51. Endelig skal fjederkonstanten af cantilever støtter spidsen vælges passende 52,53. Når du arbejder i disse conbetingelser, har AFM ikke kun give molekylær-niveau billeder af grænsefladen, men det stammer også oplysninger om den lokale prøve-væske affinitet, som kan anvendes til at opnå kemisk information om prøvens overflade 54.

De mest almindelige dynamiske driftsformer for AFM i flydende er amplitude-modulation (AM, også 'aflytning mode') AFM og frekvens-modulation (FM) AFM. I det første tilfælde 55, spidsen raster-scanner prøven, mens dens vibration amplitude holdes konstant ved en tilbagekoblingssløjfe, der kontinuerligt re-justerer tip-prøven afstand. En topografisk billede af prøven stammer fra den korrektion, som feedback-sløjfe. I FM-AFM 28,41,56, er det oscillationsfrekvensen af cantilever / tip, konstant, mens spidsen scanner prøven. Begge teknikker giver sammenlignelige topografisk opløsning i væske 36,57. Kvantificering af spidsen-prøven interaktion synes at være mere straightforward og præcise i FM-AFM, men AM-AFM er lettere at gennemføre, mere robust, og tillader at arbejde med blødere støtteben, noget nyttigt for at studere let deformerbare eller sarte prøver. Betydeligt, AM-AFM er mere udbredt blandt AFM brugere, også af historiske grunde, men også på grund af det faktum, at det er teknisk lettere at kontrollere.

Selvom amplituden holdes konstant ved feedback-sløjfe under AM-AFM billeddannelse, er fase-lag mellem spidsen svingning og den drivende svingning lov til at ændre frit. Fase-lag kan give nyttige oplysninger om tip-sample interaktioner, er relateret til den energi, der spredes under svingning af spidsen på grænsefladen med prøven 58. Derfor fase-imaging kan erhverves samtidigt til topografisk billedbehandling, og er ofte komplementær i fremhæve heterogenitet af en prøve overflade. Fase billeddannelse er anvendt til forskellige kortlægning af interaktioner, herunder direkte kortlægning af friktion energi 42, viskoelastiske egenskaber 58 og hydrering landskab af en grænseflade 44.

Praktisk, at opnå billeder med høj opløsning i væsken forbliver ikke-triviel grund af det store antal parametre til styring, og fraværet af en enkel, systematisk protokol, som virker i enhver situation. Billedkvaliteten afhænger typisk af cantilever geometri og elasticitet, spidsen kemi, svingningsamplituden, og prøven stivhed, blandt andre 55. AFM målinger er også per definition perturbative til systemet. Som et resultat, kan skiftende imaging variabler og miljømæssige forhold uden ordentlig overvejelser føre til vanskeligheder i reproducerbarhed og / eller misrepresentative observationer og falske resultater.

Her præsenterer vi vores protokol for at opnå høj opløsning billeder af hårde og bløde prøver i opløsning, ved hjælp af kommercielle instrumenter drives i AMPLitude-modulation. Vores mål er at tilbyde en praktisk procedure for at optimere de vigtigste parametre, der kan påvirke beslutningen over forskellige prøver, forklarer i hvert tilfælde begrundelsen for vores valg fra de fysiske principper bag billeddannende proces. Vi detalje en trin-for-trin tilgang, fra underlaget rengøring og forberedelse, til valg af cantilever, justering af de billeddannende parametre og fejlfinding almindelige problemer. Rede for det videnskabelige rationale bag vores valg og procedurer for høj opløsning skal hjælpe gøre rationelle valg, når tilpasning af metoden, og tjene som et udgangspunkt for imaging nye systemer.

I hele denne tekst bruger vi AM til at henvise til den amplitude-modulation driftstilstand af en AFM. Vi henviser til den feedback parameter holdes konstant under enten cantilever afbøjning (kontakt-tilstand) eller svingning amplitude (AM-tilstand) som setpunkt værdi. I AM-tilstand, er cantilever eksternt drevneenten ved en akustisk svingning eller en pulseret laser fokuseret på bunden af ​​udliggeren. Drevet amplitude er intensiteten af det eksterne oscillerende signal. Den absolutte værdi af drevet amplitude kræves for at opnå en given svingningsamplitude af cantilever afhænger af mange parametre, såsom fremgangsmåden til kørsel (akustisk, fototermisk eller magnetisk), cantilever fiksering og parametre (stivhed, geometri) og laser tilpasning. Den nøjagtige værdi af drevet amplitude er derfor ikke relevant, men det er justeret i hvert forsøg for at tilvejebringe en passende (og kvantificerbare) oscillation amplitude af cantilever. Når den drevne cantilever er langt væk fra prøven, og ingen dæmpning af dens vibrationer sker gennem tip-sample interaktioner, er dens svingningsamplitude kaldet frie svingninger amplitude. Som den vibrerende spids nærmer sig overfladen af ​​prøven, dens amplitude begynder at falde. Hvis feedback er aktiveret, vil z-piezo Constgelige og re-justere sin udvidelse, så at kølen den valgte setpunkt amplitude, konstant. Den nominelle værdi normalt altid mindre end den frie amplitude. Det er almindeligt at henvise til setpunkt forholdet er forholdet mellem setpunktet amplitude (billeddannelse amplitude) til de frie amplitude. Jo mindre setpunkt ratio, jo barskere de billeddannende betingelser er.

Protocol

1. Rengøring af værktøj og andre overflader

BEMÆRK: Når sigter mod høj opløsning, kan enhver form for forurening have skadelige konsekvenser. Det er derfor nødvendigt at sikre, at alle de værktøjer, der anvendes til at manipulere prøven, er substrat eller AFM tips grundigt rengjort. Følgende gælder for enhver overflade eller instrument (f.eks pincet), som kan komme i kontakt med prøven, cantilever, eller AFM celle, herunder prøven scenen selv.

  1. Bath-sonikeres instrumenterne i ultrarent vand (18,2 MQ, <5 ppm organics), efterfulgt af isopropanol (99,7% renhed), efterfulgt af igen ultrarent vand, hver i 10 min. Når det er muligt, skal du bruge isopropanol under en emhætte for at reducere indånding af dampe.
  2. Tør under en nitrogenstrøm.
  3. Hvis fuld nedsænkning ikke er muligt (fx til cantilever indehaver / elektronik), fysisk ren overfladen ved aftørring med single-lags, lav fnug væv (lette væv visker) dyppet i ultrapure vand, isopropanol og ultrarent vand, sekventielt. Skal overfladen tørre i luft (sædvanligvis inden for 15 til 30 min).

2. Substrat Forberedelse

BEMÆRK: Substratet betegner den faste overflade direkte støtter prøverne, typisk i fysisk kontakt med både AFM scanner og prøven. De fleste AFMs har en magnetisk beslag og stål diske kan anvendes, men den samme protokol er også egnet til substrater, såsom objektglas. Her antager vi en stål disk, hvorpå en glimmer-disk er fastgjort. Målet med denne procedure er at begrænse så meget som muligt ydre forureningskilder, der kan påvirke billeddannelse. Handsker skal bæres på alle tidspunkter.

  1. Bad-sonikeres stålprøven disken i ultrarent vand (18,2 MQ), efterfulgt af isopropanol, og endelig ved ultrarent vand igen, hver i 10 minutter.
  2. Tør skiverne under en nitrogenstrøm.
  3. Forbered en lille mængde epoxy lim med reagenser blandes grundigt og sted ~ 1081; l på stålet disken.
  4. Fastgør underlaget (moskovitiske glimmer, SiO2 krystal, glas, etc.) til jern- disk ved at anvende pres på underlaget. Lad epoxyen hærde i flere timer ved en forhøjet temperatur (se producentens specifikationer).
  5. Sikre, at ingen epoxy er direkte udsat for luft, omkring kanterne af substratet. Dette vil ske, hvis stor mængde af epoxy bruges og kan blive en kilde til forurening.
    1. For en glimmer substrat, fast trykke ~ 2,5 cm bred tape på substratet, således at hele ansigtet er dækket, og gnidningsløst flå det. Brug mildt tape, og skræl glimmer ved at trække parallelt med overfladen. Den fjernede materiale er synligt på båndet. Gentag denne proces 2-3 gange, indtil glimmer er spejl-glat for øjet.
    2. For glas / SiO2, hvis yderligere kemisk overfladebehandling er påkrævet, gentag bad-lydbehandling rutine trin 2.1-2.2. Alternativt kan du bruge UV eksponering (18 W UV-C bakteriedræbende lamper) i 30-60 min, afhængig af strøm) for at pyrolyseres eventuelle organiske der må fjernes på overfladen. Denne procedure gør også overfladen mere hydrofil uden at forøge ruhed.

3. Udarbejdelse af Cantilever og Tip

  1. Nedsænkes cantilever chip i et bad af isopropanol, efterfulgt af ultrarent vand, hver i 60 minutter.
  2. Hvis cantilever / tip kræver omfattende rengøring (fx efter længere tids opbevaring i gel boks), tilføje en 30 min iblødsætning i acetone (> 99,5% renhed) før trin 1 (se også afsnittet adressering forurening). Opbevaring af tips i gel kasser er efter vores erfaring, en af den primære kilde til forurening, der kan opstå meget hurtigt 59.
  3. Eksponere spidsen for UV-lys kortvarigt (<5 min) for at begunstige dannelsen af stabile hydrering sites 60. Undgå længere overeksponering gange, som det kan beskadige spidsen eller increase sin krumningsradius.
  4. Sæt cantilever i AFM s cantilever indehaver og pipette ~ 50 pi imaging opløsning (arten af ​​opløsningen afhænger af den prøve, der undersøges, men i dette tilfælde anvende en 10 mM opløsning af rubidium-chlorid i ultrarent vand) på udliggeren og tip til at pre-vådt det; dette vil begrænse forekomsten af ​​luftbobler, når man nærmer prøven.

4. Opstilling af AFM Cell

  1. Monter prøve disken og substrat på prøven scenen og tilføje en dråbe imaging væske (væske typisk 2-3 mm tyk på sit højeste punkt).
  2. Tilslut holderen udliggeren til AFM.
  3. Bring udliggeren og prøven i tæt nærhed for at danne et kapillært bro mellem fluiderne på udliggeren / spids og prøven.

5. Initialiserer Måling og kalibrering af Cantilever

  1. Ret måling laser (normalt rød) tæt på tip-end af cantilever. Afhængigt af AFM model, gøre det enten via software kontrollerer eller ved manuel justering af laseren position. Erhverve cantilever termiske spektrum i væsken (se figur 1A). Processen registrerer de termiske fluktuationer af udliggeren ved hjælp af laser, for at finde frekvensen af ​​cantilever vigtigste resonans (fundamental eigenmode). I de fleste moderne AFM, dette gøres gennem automatiserede procedurer i software kontrol, men detaljer kan variere fra AFM til AFM.

figur 1
Figur 1: Tuning og kalibrere cantilever. A: Termisk støjspektrum af cantilever lodrette afbøjning (sort) med en simpel harmonisk oscillator (SHO) pasform af den grundlæggende eigenmode (rød). Her resonansen er 18,7 kHz i vand. De første tre resonansfrekvenser, som svarer til de første tre bøjnings egensvingningsformer er highlighted med blå pile. B: Kalibrering af udliggerens Inverse Optical Lever Sensitivity. Den lineære afbøjning af cantilever presses mod en stiv (ikke-deformerbare) overflade anvendes til at måle omregningsfaktoren (InvOLS) mellem deformation, der måles i volt og den tilsvarende værdi i nanometer. Klik her for at se en større version af dette tal.

  1. Optage en afbøjning vs. afstand kurve med udliggeren på en stiv substrat (f.eks, glimmer og glas) og kalibrere afbøjning ved at pålægge, at hældningen af kurven i den lineære deformation region (som i figur 1B) er enhed 61-63.
    BEMÆRK: Denne proces finder omregningsfaktoren mellem den målte udslag på fotodetektoren (i volt) og den reelle afbøjning af cantilever (i nanometer) - known som Inverse Optical Lever Følsomhed (InvOLS). Kalibreringen kan beskadige spidsen, så det er bedre at gennemføre det efter alle målinger er udført. Brug InvOLS udledt for en anden cantilever af samme type i et tidligere eksperiment for at få et estimat (typisk> 90% nøjagtige) af den sande amplitude før kalibrering.
  2. Monter resonansspids i den termiske spektrum med en simpel harmonisk oscillator model 64 - 66 til opnåelse fjederkonstanten af udliggeren. Denne procedure er automatiseret i de fleste AFM-software og ikke kræver normalt specialviden om den pågældende model.
  3. Tune udliggeren. Find amplitudesvaret af cantilever når eksternt drevet (f.eks akustisk eller ved fototermisk excitation) over et interval af frekvenser tæt på sin nominelle resonansfrekvens. Indstil drivfrekvensen til nær maksimum i dette spektrum, lidt til venstre. Hvis udliggeren er acoustically drevet, mange falsk maksima kan forekomme, når tuning.
    1. Vælg en resonans peak så tæt som muligt på (og inden for rammebeløbet for) resonansen identificeret i den termiske spektrum ved hjælp af kontrol software AFM, men detaljerne kan afhænge af software type og version, der styrer AFM.

6. Tilgang og Initial Check af Sample

  1. Indstil den drivende amplitude, således at den frie svingninger amplitude er ca. 5 nm. Dette svarer typisk til 0,2-0,8 V på de fleste AFMs (i tilfælde af InvOLS er ikke kalibreret). Juster amplitude setpunkt til ~ 80% af den frie amplitude.
  2. Indstil feedback gevinster relativt højt (den absolutte værdi afhænger af AFM), men sikre, at ingen ustabilitet eller ringer opstår.
  3. Indstil første scanning sats og scan størrelse til små værdier (f.eks, til ~ 1 Hz og 10 nm). Dette hjælper med at bevare spidsen, hvis nogle tilbagemeldinger parametre er dårligt justeretved at undgå at scanne over store afstande. Scanningen størrelse kan efterfølgende øges til en større værdi (f.eks 100 nm), såfremt scanningsbetingelserne synes egnet.
  4. Bestemme den omtrentlige højde af overfladen (i nogle tilfælde skal dette gøres optisk) før tilgang.
  5. Indled spidsen tilgang til overfladen ved hjælp af AFM kontrol software. De fine detaljer i denne proces vil afhænge af den model af AFM og software, der anvendes.
    1. Hvis der er problemer med den fremgangsmåde, når der anvendes en blød cantilever, gennemføre fremgangsmåde i kontakt mode. I dette tilfælde, at de gevinster er lavere end i AM-funktion, og indstil setpunktet til en forholdsvis lav værdi (0,1-0,2 V efter centrering laseren på fotodetektor) for at bevare spidsen.
    2. Vurder om spidsen har nået overfladen uden at starte på billedet med lidt ændre setpunkt værdien (stigning i kontakt mode eller fald i AM-tilstand). Hvis spidsen er ved overfladen, virkningen på than forlængelse af Z-piezo bør være ubetydelige. De levende bevægelser af Z-piezo sædvanligvis vist grafisk i styresoftware af de fleste AFM. Hvis setpunktet ændring udløser en synlig bevægelse af piezo, indikerer dette en falsk engagere. I sidstnævnte tilfælde, genstarte tilgang fra den aktuelle spids position, ved anvendelse af en lidt højere (kontakt) eller lavere (AM) sætpunktet.
  6. Når spidsen har nået overfladen, trække Z-piezo (normalt ved blot at trykke på 'Stop'), og genindstille cantilever (gentag trin 5.4.); resonansfrekvensen vil sandsynligvis have skiftet til en lavere værdi på grund af tip-sample interaktioner.
  7. Skift setpunktet til ~ 80% af den nyligt tunet fri amplitude (på dette tip-prøve afstand).
  8. Engager cantilever og gennemføre en 10 × 10 nm 2 scanning af overfladen i AM-tilstand til at kontrollere, at de billeddannende parametre er egnede.
    1. Kontroller, at spor (scanning venstre til højre) og spore (scanning højre til venstre)profiler oven. Hvis ikke yderligere reducere sætpunkt og prøve at øge gevinsten.
    2. Sænk gevinster, hvis billedet bliver støjende.
  9. Gentag operationen med en stor - 1 × 1 um 2 til 5 × 5 um 2 - scanning af prøven forudsat dette er muligt. På bløde eller biologiske prøver, kan dette resultere en kontaminering af spidsen.

7. Høj opløsning Imaging

  1. Reducer scan størrelse til en værdi egnet til visualisering de funktioner (f.eks 100 × 100 nm 2 for proteinkrystaller eller 20 × 20 nm 2 for glimmer og calcit).
  2. Reducer drivamplituden af ​​cantilever nok for tilbagekoblingssløjfen til automatisk at trække Z-piezo og dermed spidsen fra overfladen. Mens udliggeren er væk fra overfladen, justere drevet amplitude, således at cantilever amplitude er ~ 1-2 nm (spids-til-spids).
  3. Brug af AFM kontrol software, Progreslukkende reducere setpunktet en par snese mV ad gangen, indtil Z-piezo udvider igen mod overfladen og det originale billede genvindes. Hold setpunkt amplitude mellem 75% og 95% af den nye frie amplitude.
  4. Juster gevinster ved hjælp af AFM kontrol software; højere gevinster kan bruges ved lavere amplituder uden at indføre væsentlig støj.
    1. Gentag trin 7,2-7,4 for at bestemme den bedste kombination af fri amplitude, setpunkt og vinde for høj opløsning. De optimale betingelser afhænger af prøven (solvatisering landskab og befugtningsegenskaber for væsken), men også udliggeren (fjederkonstant, stivhed).
    2. Udforske forskellige kombinationer af amplituder for at optimere billeddannelse betingelser. Det kan være nødvendigt at stige igen fri amplitude 42. I et sådant tilfælde, justeres først setpunktet til en højere værdi og derefter stige drevet (dvs. omvendte procedure end bruges til at mindske amplituden).
    3. Hold setpoint amplitude i området 0,5 nm - 1,5 nm (spids til spids) med setpunkt forhold holdes over 0,7 (typisk 0,75-0,95). For solvophilic grænseflader, bruge støtteben med en fjeder konstant på 0,5 - 2 N / m. Dette er tilstrækkeligt til spidsen for at fjerne det meste af den grænseflade-væske uden at ramme overfladen. En tommelfingerregel er foreslået i eq. 4 af henvisning 29.

Representative Results

Fremgangsmåden beskrevet i det foregående afsnit protokol er blevet anvendt med succes med flere kommercielle AFMs at opnå molekylære mekanisme eller atomare niveau billeder. Alle billeder blev opnået med arbejder amplituder mellem 0,5 nm og 1,5 nm justeres individuelt efter proceduren trin 7,1-7,4. Resultater kunne opnås over et bredt område af blødt (figur 2) og stive (figur 3) prøver. I hvert tilfælde er de funktioner af interesse fremhævet. En af de store fordele ved teknikken er, at små svingning amplituder og høje set-point minimere den kraft, der udøves af spidsen på prøven, så skrøbelige selv-samlinger af lipider (figur 2A), proteiner (figur 2B og D), og amfifile molekyler (figur 2C), der skal afbildes uden beskadigelse i opløsning. Harder krystallinske materialer, såsom mineraler (figur 3A, B, D) ogenkelt metalioner adsorberes på en overflade (figur 3C) kan afbildes ved hjælp af tilgang, fordi i hvert tilfælde er det grænsefladespændingen væske, der effektivt afbildes med protokollen beskrevet. Solvatiseringen kræfter er sammenlignelige på prøverne viste figur 2 og 3: alle prøver er hydrofile (mere generelt "solvophilic" i tilfælde af figurerne 2C, 3B, 3D) i forhold til det billeddannende opløsning. Konsekvent, cantilevere med sammenlignelig stivhed - blev (0,2 0,8 N / m), som anvendes i alle tilfælde. Både prøven og spidsen bør være solvophilic at sikre, at flydende molekyler danner en veldefineret solvatisering struktur, der kan afbildes. Dette er ikke altid en tilstrækkelig betingelse, men i de fleste tilfælde og for relativt små flydende molekyler, de flydende re-strukturer sig på en måde, der efterligner prøven symmetri. Den vigtigste drivkraft i den høje opløsning er den lokale variation i affinitet de adsorberede molekyler opløsningsmiddelfor overfladerne (Ångström-skala, i tilfælde af figurerne 2A, 3A, 3C). Teknikken er derfor bedst egnet til materialer, hvor opløsningsmidlet struktur varierer i høj grad hen over overfladen.

Figur 2
Figur 2: Bløde grænseflader afbildes af AM-AFM i vandige opløsninger. A: dipalmitoyl-phosphatidylcholin (DPPC) lipiddobbeltlag i gelfase afbildet i i 150 mM KCI. De hexagonalt-pakket lipid hovedgrupper kan skelnes i både topografi og fase, sammen med lokal kontrast angiver stedsspecifikke variationer i hydrering. B: Lilla membraner af Halobacterium salinarum afbildet i 150 mM KCI, 10 mM Tris, pH 7,4. Adskillige bacteriorhodopsin protein trimerer er fremhævet. Fasen udviser en kontrast forskellig fra topografien på grund af lokale hydrering steder på proteinerne. Individuelle protein trimerer kan være lavet (stiplet linier). C: amfifile farvestof (Z907) molekyler adsorberet på overfladen af en TiO2 nanopartikel i et farvestof-sensibiliserede solcelle. Billedet blev købt i ethyl-isopropyl sulfon. Det svampelignende udseende er skabt af de adsorberede farvestofmolekyler. D: Aquaporin krystal i native bovine linser membraner afbildes i den samme buffer som B. En aquaporin tetramer er fremhævet. Sub-struktur, der svarer til mellem spiralformede loops er synlige i topografi, mens fase viser en markant anderledes kontrast på grund af den usædvanlige vand opførsel nær proteinet. Billederne er tilpasset fra dommere 36 (B), ref 38 (C) og ref 67 (D). Skalaen bar er 5 nm (A), 10 nm (B), 3 nm i (C), og 15 nm (D) Farveskalaen angiver henholdsvis en højde og fase variation af 200 pm og 15 ° (A), 600 pm og 4 ° (B), 2,5 nm og 2,5 ° (C), og 1,6 nm og 9,5 ° (D).belastning / 54924 / 54924fig2large.jpg "target =" _ blank "> Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 3
Figur 3: Repræsentant AM-AFM billeder af hårde prøver i flydende løsninger. A: Calcit krystal [ Equation2 ] Overflade afbildes i en ækvilibreret ultrarent vand-opløsning. B: Strontium titanate afbildes opnået i dimethylsulfoxid (DMSO). Høj opløsning ikke var mulig i vand. C: moskovitiske glimmer afbildet i 3 mM RbCI - enkelt adsorberede Rb + ioner er synlige på glimmer s gitter steder i både fase og højde scanninger. D: Siliciumkarbid i afbildet i DMSO. De forventede krystallografiske arrangementer er vist i billeder B og D. Billederne er tilpasset fra ref 68 (A), ref 42 (B og D),og ref 44 (C). Skalalinjen er 3 nm (A, B, D) og 5 nm (C). Farven skala indikerer henholdsvis en højde og fase variation af 250 pm og 14 ° (A), 600 pm og 5,5 ° (B), 800 pm og 15 ° (C), og 500 pm og 3,5 ° (D). Klik her for at se en større version af dette tal.

Discussion

Antages det, at den billeddannende væske og udliggeren stivhed er blevet udvalgt på passende, de mest kritiske trin i opnåelsen vellykket høj opløsning er justeringen af ​​den billeddannende amplitude, og den samlede renlighed af det undersøgte system.

Amplituder svarende til tykkelsen af den grænseflade-væske-regionen (typisk mindre end 2 nm) prober hovedsagelig variation i egenskaberne af grænsefladespænding 42 opløsningsmiddel. Hvis svingningerne amplituden er for stor, vil den vibrerende spids krydse langtrækkende, ikke-lineære kraftfelter 52, som udelukker stabilitet cantilever bevægelse, og uundgåeligt ramte prøven uanset de billeddannende vilkår 29, hvilket resulterer i forringelse af beslutningen. Bortset fra tabet i opløsning, højere harmoniske begynder at dukke op i spidsen bevægelse og systemet bliver mere kompliceret at modellere 55. Alternativt, hvis den billeddannende amplituden er for lille oun del af grænsefladen probes (typisk specifikke lag af grænseflade-væske) og stabilt billeddannelse kan kun opnås med stive støtteben (> 10 N / m i vand 53) for et tilfredsstillende signal-til-støj-forhold, med risiko for skadelige bløde prøver over store højdevariationer. Behovet for stive køreledningsophæng er at overvinde den termiske støj, som kan blive mere markant, at signalet målt Når man arbejder med små amplituder, de langtrækkende interaktioner mellem spidsen og prøven er stadig til stede, men er stort set konstant og påvirker ikke høj opløsning kontrast i billederne opnået.

Rengøring af imaging miljø er af afgørende betydning, når det kommer til høj opløsning AFM. Uønskede forbindelser i systemet kan forstyrre både billeddannelse og kraften spektroskopi. Der er to hovedkategorier af forureninger, der har tendens til at påvirke forsøgene: (i) forurenende stoffer direkte synlig, når billeddannelse ( (figur 4A). Før du ændrer spidsen og prøven, er det værd at erhverve spektroskopiske kurver med en stor afbøjning, effektivt at trykke hårdt spidsen mod prøven gentagne gange. Dette vil normalt skade en ny spids, men kan lejlighedsvis rense en beskidt tip eller inducere stabile hydrering sites egnede til billeddannelse. Dette tip vil dog uundgåeligt være afrundede og dermed være kun egnet til flad prøve selv om billedbehandling forbedres. I tilfælde af mistanke om forurening i stive prøver, kan det være værd at forsøge at billedet med den anden eigenmode af cantilever, inden du forsøger den noget destruktive ovenfor beskrevne. Det kræver blot swkløe den drivende frekvens til den anden eigenmode og justere amplituden / sætpunkt (se fejlfinding diskussionen nedenfor). Den effektive stivhed af cantilever stiger betydeligt, når drives på den anden eigenmode og enhver svagt adsorberet forurenende kan skubbes væk af spidsen, mens billeddannelse. Denne strategi erstatter ikke behovet for en ren prøve og drikkepenge, men tilbyder nogle yderligere muligheder for at erhverve tilfredsstillende billeder, når et tip / prøve er tydeligvis ikke ideel.

Figur 4
Figur 4: Eksempler på forurening observeret når imaging moskovitiske glimmer, der hæmmer høj opløsning billeddannelse. A: Mica afbildet i 5 mM RbCI - ingen forurenende partikler er synlige. B: Forurening i form af aggregater i størrelsesordenen et tocifret antal nm tværs mens billeddannelse i nominelt ultrarent vand. C: Selvstændige samlet strukturer dannet af kontamineringNant partikler formentlig amfifile karakter. Billeddannelse blev igen gennemført i nominelt ultrarent vand. D: lodret forskudt sektioner svarende til de stiplede linier i A, B og C illustrerer afvigelsen fra glimmer er atomisk flad overflade. Scale barer i A, B og C svarer til 300 nm. Klik her for at se en større version af dette tal.

Case (ii) er mere almindelig og karakteriseret hovedsageligt af frustrerende, at sub-nanometer funktioner kan simpelthen ikke løses, uanset de billeddannende betingelser. Underskrivelsen af ​​denne type situation er normalt synlig i kraft spektroskopi måling, som har tendens til at vise nogle uoverensstemmelser. Disse kan omfatte dårligt reproducerbare kurver og amplitude vs distance kurver, der afviger væsentligt fra en typisk S-formet form 42. Hvis forureninger, ioniske eller på anden måde, er Dispersed ensartet i hele væsken, kan de ikke vises i topografisk billedbehandling men kunne forstyrre hydrering struktur af prøven 69, hvilket er afgørende for at opretholde en regelmæssig tip-prøve interaktion 29 og opnå høj opløsning 70. Der kan også være direkte effekter af de forurenende stoffer på prøven, især i bløde, biologiske eksperimenter. For eksempel er det velkendt, at tilstedeværelsen af alkoholer (fra rensning procedure) kan fluidify gel-fase lipiddobbeltlag 71 - 73 umuliggør sub-nanometer-niveau opløsning. Hvis høj opløsning ikke er muligt, bør man være først taget i renseprocessen, især med fokus på alt udstyr, der kommer i kontakt med imaging løsning. Selv tilsyneladende stabile forbindelser såsom epoxyharpiksen kan solvat i fluidet til en vis grad, hvis ikke fuldt hærdet.

Høj opløsning billeddannelse med AM-AFM er krævende, kræver tålmodighed ogofte flere forsøg, før at nå de bedst mulige billeddiagnostiske forhold. Små eksperimentelle spørgsmål kan let blive vigtigt nok til at forhindre høj opløsning og fejlfinding færdigheder er afgørende. Herefter vi nævne nogle af de mest almindelige problemer, vi stødte med vores foreslåede løsning.

cantilever tuning

De fleste kommercielle AFMs bruge akustisk magnetisering at køre cantilever. I så fald tuning cantilever, som beskrevet i trin 5.4, nær dens resonansfrekvens ofte tilvejebringer tilstrækkelig ydeevne til drift i luft. I flydende miljøer, væsken har tendens til at inducere nogle kobling mellem forskellige mekaniske dele af AFM såsom cantilever chip og indehaveren. Dette kan påvirke den tilsyneladende resonans af cantilever, ofte illustreret ved en cantilever frekvensspektrum, der udviser mange skarpe toppe og dale sædvanligvis beskrives som en "skov af toppe". Som følge heraf er det ofte vanskeligt at finde tilsvact drivfrekvensen. Disse toppe også eksistere i gas-miljøer, men på grund af den høje værdi af kvalitet faktor cantilever, amplituden ved resonanser er betydeligt større 74,75. I flydende vælge den relevante top til at drive cantilever muligvis ikke let og kan kræve trial and error. I praksis frekvensen top med stejleste variation i amplitude i "skov af toppe" omkring resonansfrekvensen er normalt den bedste indsats trods bliver ikke nødvendigvis nøjagtigt på resonans, og ofte omfatter en drivende frekvens tilstrækkelig til at opnå høj opløsning billeddannelse.

Billede forvrængning

Imaging afdrift er ofte et problem, når de søger høj opløsning og gør billederne ser forvrængede (typisk strakt). Dens oprindelse er generelt termisk, enten fordi scanneren / AFM ikke har nået sin ligevægt driftstemperatur, eller fordi en del af prøven væsken fordamper hurtigt (fx billeddiagnostik i alkoholer ). I alle tilfælde, afdriften bliver ubetydelig ved termisk ligevægt. Det er derfor nyttigt at fastsætte temperaturen af ​​prøven, hvis muligt. Ellers er det værd at forlade AFM til at scanne en blindprøve (stort format scanning ved langsom scanningshastighed) i flere timer, før udførelse af eksperimentet. Hvis fordampning ikke er et problem, er denne procedure gøres bedst efter trin 6 i proceduren, idet man først trække spidsen en kort afstand (f.eks 20 pm) fra overfladen. Lejlighedsvis vil afdrift forblive selv efter omfattende thermalization. Dette indikerer normalt, at cantilever eller dens chip delvis trække prøven mens billedbehandling, noget, der kan ske på bløde sammenhængende prøver, såsom tynde film, eller hvis spidsen / cantilever / chip er ikke passende placeret. På chips, der vært mere end en cantilever / tip, er det ofte nyttigt at bryde cantilever, der ikke er i brug i stedet for at lade dem trække hen over overfladen.

ionstyrke

ntent "> Da imaging er domineret af den grænseflade-væske, det er nogle gange praktisk at tilføje nogle salt til høj opløsning billeddannelse af den ladede overflade i vand. rolle saltet er dobbelt. For det første ændrer hydrering landskab i overflade afbildet på adsorption, som ofte øger kontrasten. for det andet, det hjælper skærmen stærke elektrostatiske interaktioner mellem spidsen og prøven (fx på glimmer). Generelt større ioner, kalium, rubidium og cæsium tillader bedre billeder på grund af deres specifikke hydrering egenskaber 76, og det faktum, at de ofte adsorberer hovedsagelig i en unik hydrering tilstand 77.

Dårlig cantilever / tip

Hvis der er mistanke om, at cantilever er en kilde til forurening (se symptomer beskrevet ovenfor), skal det først undersøges under et optisk mikroskop. Hvis opbevaret i en gel boks, kan cantilever afhente spor af gel polymerer eller silikoneolie 59, der kan visesI ekstreme tilfælde, som mørkere pletter, på bagsiden af cantilever (som i figur 5A). Fototermisk svingning af udliggeren kan inducere tilsvarende pletter, men de er på grund af nedbrydning / overophedning af cantilever coating ved den drivende laser. Kontaminering tendens til vises tilfældigt på udliggeren. En længere (12 timer) rensning med isopropanol og derpå med ultrarent vand kan fjerne uønskede partikler fra udliggeren.

Figur 5
Figur 5: Sammenligning mellem en ny cantilever og en identisk en, der har været omfattende anvendt på hårde overflader og efterladt i en gel kasse i en længere periode. A: Top; optisk billede af splinternye cantilever, der er blevet renset (se procedure). Bund; optisk billede viser forekomsten af ​​synlige forurening (blå pil) fra gel kassen. B: Sammenligning af cantilevere respektive termisk spektre.Udvidelse af den gamle cantilever første resonans top er klar (grøn pil) og nogle højere orden modes er forbedret (blå pil). Spectra er lodret forskudt og præsenteres på en log-log skala for klarhed. Klik her for at se en større version af dette tal.

Hvis den nødvendige sub-nanometer opløsning ikke er opnået til trods for acceptable billeder ved lavere opløsning, er det muligt, at AFM spids er blevet kemisk modificeret under oplagring miljø. Dette kan behandles ved udsættelse af cantilever chip til en ultraviolet oxidationsmiddel i 120 sek, som hjælper oprettelsen af hydrofile overfladegrupper på spidsen 60. Der skal sørges imidlertid, som det præcise tidspunkt nødvendigt kan variere efter spids geometri og UV magt, og over-eksponering kan resultere i afstumpningsorganet af spidsen og reduceret opløsning.

Termisk støj </ P>

Høj opløsning billeddannelse kræver stor følsomhed over for variationer i kraft og afstande (typisk sub-PN kræfter og sub-Ångström afstande 78). Til blødere cantilevere kan termo-mekanisk bevægelse af udliggeren på grund af sin iboende Brownsk bevægelse (termisk vibration) være et problem. I første tilnærmelse, med en udligger stivhed k, er det ikke muligt at måle indeholder mindre end ligning1 , Amplituden af den termiske støj, hvor k B er Boltzmann konstant, og T er temperaturen. Praktisk anvendelse cantilever med højere resonansfrekvenser spreder støj over et større frekvensområde, og reducerer den samlede støjniveau i målebåndbredde 79.

Højere eigenmode imaging

Det kan undertiden være nyttigt at betjene udliggeren ved sin anden eigenmodepå grund af stigningen effektiv stivhed (se diskussion af kontaminering). I praksis gøres dette ved simpelthen at køre udliggeren ved sin anden eigenmode (den anden resonansspids ved højere frekvens, se figur 1A). Når tuning cantilever, skal du blot vælge den anden eigenmode stedet for den vigtigste resonans og fortsæt til trin 5.4. Bemærk at InvOLS vil være anderledes, når cantilever drives ved den anden eigenmode; typisk ~ 1/3 af de InvOLS målt i trin 5.2 for en rektangulær cantilever.

Den væsentligste begrænsning af teknikken er, at den kræver en stabil solvatisering landskab ved overfladen af ​​prøven. Prøven skal være robust nok til at tillade forstyrrende grænseflade-væske uden at fremkalde signifikant deformation af selve prøven. Dette kan være en udfordring på meget bløde og ustabile prøver så store biomolekyler. Derudover lille amplitude AFM som beskrevet her, kan ikke opnå mekanisk information om properties af en prøve, som cantilever spids tilbringer størstedelen af ​​sin tid i grænsefladeteknik væske. Til dette, kan det være en fordel at bruge andre metoder såsom Kvantitativ nanomekaniske Mapping 80 eller gøre brug af højere harmoniske af cantilever bevægelse. Højere mundharmonikaer er generelt forbedret, når billeddannelse i væske (med lav kvalitet-faktorer) 29,81 - 83 og kan give samtidig topografi og stivhed af prøver 25,81 - 84, men de er generelt skadelige for høj opløsning. Andre begrænsninger, der ligger på alle scanning probe mikroskopi teknikker er stadig gældende her, navnlig den omstændighed, at resultaterne uundgåeligt indeholde oplysninger om måling spids. Anvendelsen af ​​små amplituder er heller ikke ideel for prøver med store højdevariationer; tilbagekoblingssløjfen vil uundgåeligt reagere langsommere, når højden variationer er større end den billeddannende amplitude, således risikere prøve og tip skader. Anvendelsen of blødere cantilever afbøder dette problem til en vis grad.

Den største fordel ved fremgangsmåden præsenteres her, er, at det giver den højeste billedopløsning mulig med AFM i væske, men kan implementeres på en hvilken som helst kommerciel AFM, forudsat at støjniveauet i maskinen er lave nok. Sammenlignelige beslutning om kommercielle instrumenter opnås normalt i kontakt mode, eller lejlighedsvis i FM-AFM med stive støtteben. Arbejde i AM-mode og med relativt bløde støtteben giver mulighed for et bredere udvalg af prøver, og er lettere at gennemføre end FM-AFM på de fleste systemer. Tilgangen bygger på at udnytte Solvatiseringen kræfter eksisterer på grænsefladen mellem en fast og flydende at forbedre opløsning og få lokale kemiske oplysninger. Det kan i princippet anvendes i omgivende forhold, bygger kun på vandlag (typisk flere nanometer tyk) bygger op på de fleste overflader på grund af luftens fugtighed. De principper ligger til grund forhøj opløsning strategi forbliver uændret, men de fleste af spidsen er i luften, med kun et kapillært bro mellem spidsen spids og prøven 85. Høj opløsning er påvist på stive prøver i disse betingelser 86,87. Billeddannelsesproduktet betingelser er imidlertid anderledes end nedsænket væske på grund af en højere Q-faktor af udliggerens svingning. Praktisk, fandt vi det vanskeligt at opnå stabil drift over bløde eller uregelmæssige prøver, formodentlig på grund af tidsmæssige ændringer af den kapillære broen og øget Q-faktorer for en given cantilever stivhed.

Den her beskrevne protokol tilbyder en metode til at opnå billeder af prøver molekylær niveau opløsning i væske med de fleste moderne kommercielle AM-AFMs. Vi leverer det videnskabelige rationale bag vores valg af imaging parametre og understrege betydningen af ​​solvatisering kræfter. Vi diskuterer også fælles problemer og især forurening. De specifikke tip-sample interaktioner CAn varierer dramatisk afhængigt af indholdet af den billeddannende opløsning, cantilever geometri og materiale, og prøven kemi. En praktisk forståelse af karakteren af ​​de dominerende kræfter til stede under scanningen er derfor vigtigt at tilpasse denne protokol til nye systemer og sikrer pålidelige resultater. Når optimeret, den eksperimentelle tilgang er stærk til at vinde i situ lokale molekylære niveau indsigter af prøver i opløsning.

Acknowledgments

Finansiering fra Teknik og Physical Sciences Research Council (tilskud 1.452.230 og EP / M023915 / 1) Bioteknologi og biologiske videnskab Forskningsråd (give BB / M024830 / 1) og Det Europæiske Råd (FP7 CIG 631.186) er taknemmeligt anerkendt.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Multimode IIIA AFM Brucker NA One of the machine used
Cypher ES AFM Asylum Resarch NA One of the machine used
AFM cantilever/tip Nanoworld Arrow UHF-AUD best for high frequency
AFM cantilever/tip Olympus RC800-PSA versatile and cheap
ultrapure water Milipore NA lab filtering systems can induce contamination
Dimethyl sulfoxide Sigma-Aaldrich 200-664-3  standard chemical, no further purification
Monovalent salts Sigma-Aaldrich standard chemical, no further purification
Lipids Avanti Polar Lipids lipid bilayers formed using stadard protocols
Crystals MTI polished crystals
Scotch tape 3M Scotch Magic Tape Translucent tape works best. Transparent sticks too strongly

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Binnig, G., Quate, C. F. Atomic Force Microscope. Phys. Rev. Lett. 56 (9), 930-933 (1986).
  2. Rico, F., Su, C., Scheuring, S. Mechanical mapping of single membrane proteins at submolecular resolution. Nano Lett. 11 (9), 3983-3986 (2011).
  3. Payam, A. F., Ramos, J. R., Garcia, R. Molecular and nanoscale compositional contrast of soft matter in liquid: interplay between elastic and dissipative interactions. ACS Nano. 6 (6), 4663-4670 (2012).
  4. Grandbois, M. How Strong Is a Covalent Bond. Science. 283 (5408), 1727-1730 (1999).
  5. Oesterhelt, F. Unfolding Pathways of Individual Bacteriorhodopsins. Science. 288 (5463), 143-146 (2000).
  6. McLean, R. S., Doyle, M., Sauer, B. B. High-Resolution Imaging of Ionic Domains and Crystal Morphology in Ionomers Using AFM Techniques. Macromolecules. 33 (17), 6541-6550 (2000).
  7. Scheuring, S., Reiss-Husson, F., Engel, A., Rigaud, J. L., Ranck, J. L. High-resolution AFM topographs of Rubrivivax gelatinosus light-harvesting complex LH2. EMBO J. 20 (12), 3029-3035 (2001).
  8. Novoselov, K. S., et al. Two-dimensional atomic crystals. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (30), 10451-10453 (2005).
  9. Freeman, M. R., Choi, B. C. Advances in magnetic microscopy. Science. 294 (5546), 1484-1488 (2001).
  10. Bockrath, M., et al. Scanned Conductance Microscopy of Carbon Nanotubes and λ-DNA. Nano Lett. 2 (3), 187-190 (2002).
  11. Oliver, R. A. Advances in AFM for the electrical characterization of semiconductors. Reports Prog. Phys. 71 (7), 076501 (2008).
  12. Butt, H. -J., Jaschke, M. Calculation of thermal noise in atomic force microscopy. Nanotechnology. 6 (1), 1-7 (1995).
  13. Majumdar, A., Carrejo, J. P., Lai, J. Thermal imaging using the atomic force microscope. Appl. Phys. Lett. 62 (20), 2501 (1993).
  14. Vezenov, D. V., Noy, A., Ashby, P. Chemical force microscopy: probing chemical origin of interfacial forces and adhesion. J. Adhes. Sci. Technol. 19 (3-5), 313-364 (2005).
  15. Gerber, C., Lang, H. P. How the doors to the nanoworld were opened. Nat. Nanotechnol. 1 (1), 3-5 (2006).
  16. Bharat, B. Encyclopedia of Nanotechnology. , Springer Netherlands. Dordrecht. (2012).
  17. Giessibl, F. J. Subatomic Features on the Silicon (111)-(7x7) Surface Observed by Atomic Force Microscopy. Science. 289 (5478), 422-425 (2000).
  18. Haugstad, G. Atomic Force Microscopy. , John Wiley & Sons, Inc. Hoboken. (2012).
  19. Moreno-Herrero, F., Colchero, J., Gòmez-Herrero, J., Barò, A. M. Atomic force microscopy contact, tapping, and jumping modes for imaging biological samples in liquids. Phys. Rev. E. Stat. Nonlin. Soft Matter Phys. 69 (3), Pt 1 031915 (2004).
  20. Gan, Y. Atomic and subnanometer resolution in ambient conditions by atomic force microscopy. Surf. Sci. Rep. 64 (3), 99-121 (2009).
  21. Kodera, N., Yamamoto, D., Ishikawa, R., Ando, T. Video imaging of walking myosin V by high-speed atomic force microscopy. Nature. 468 (7320), 72-76 (2010).
  22. Picco, L. M., et al. High-speed AFM of human chromosomes in liquid. Nanotechnology. 19 (38), 384018 (2008).
  23. Fantner, G. E., et al. Components for high speed atomic force microscopy. Ultramicroscopy. 106 (8-9), 881-887 (2006).
  24. Garcia, R., Herruzo, E. T. The emergence of multifrequency force microscopy. Nat. Nanotechnol. 7 (4), 217-226 (2012).
  25. Raman, A., et al. Mapping nanomechanical properties of live cells using multi-harmonic atomic force microscopy. Nat. Nanotechnol. 6 (12), 809-814 (2011).
  26. Fukuma, T., Higgins, M. J., Jarvis, S. P. Direct imaging of individual intrinsic hydration layers on lipid bilayers at Angstrom resolution. Biophys. J. 92 (10), 3603-3609 (2007).
  27. Higgins, M. J., et al. Structured water layers adjacent to biological membranes. Biophys. J. 91 (7), 2532-2542 (2006).
  28. Kobayashi, K., Oyabu, N., et al. Visualization of hydration layers on muscovite mica in aqueous solution by frequency-modulation atomic force microscopy. J. Chem. Phys. 138 (18), 184704 (2013).
  29. Voïtchovsky, K. Anharmonicity, solvation forces, and resolution in atomic force microscopy at the solid-liquid interface. Phys. Rev. E. Stat. Nonlin. Soft Matter Phys. 88 (2), 022407 (2013).
  30. Müller, D. J., Dufrêne, Y. F. Atomic force microscopy as a multifunctional molecular toolbox in nanobiotechnology. Nat. Nanotechnol. 3 (5), 261-269 (2008).
  31. Alessandrini, A., Seeger, H. M., Di Cerbo, A., Caramaschi, T., Facci, P. What do we really measure in AFM punch-through experiments on supported lipid bilayers. Soft Matter. 7 (15), 7054 (2011).
  32. Schmidt, S., Biegel, E., Müller, V. The ins and outs of Na(+) bioenergetics in Acetobacterium woodii. Biochim. Biophys. Acta. 1787 (6), 691-696 (2009).
  33. Bippes, C. A., Muller, D. J. High-resolution atomic force microscopy and spectroscopy of native membrane proteins. Reports Prog. Phys. 74 (8), 086601 (2011).
  34. Chada, N., et al. Glass is a Viable Substrate for Precision Force Microscopy of Membrane Proteins. Sci. Rep. 5, 12550 (2015).
  35. Möller, C., Allen, M., Elings, V., Engel, A., Müller, D. J. Tapping-mode atomic force microscopy produces faithful high-resolution images of protein surfaces. Biophys. J. 77 (2), 1150-1158 (1999).
  36. Antoranz Contera, S., Voïtchovsky, K., Ryan, J. F. Controlled ionic condensation at the surface of a native extremophile membrane. Nanoscale. 2 (2), 222-229 (2010).
  37. Kumaki, J. Observation of polymer chain structures in two-dimensional films by atomic force microscopy. Polym. J. 48 (1), 3-14 (2015).
  38. Voïtchovsky, K., et al. In Situ Mapping of the Molecular Arrangement of Amphiphilic Dye Molecules at the TiO Surface of Dye-Sensitized Solar Cells. ACS Appl. Mater. Interfaces. 7 (20), 10834-10842 (2015).
  39. Segura, J. J., et al. Adsorbed and near surface structure of ionic liquids at a solid interface. Phys. Chem. Chem. Phys. 15 (9), 3320-3328 (2013).
  40. Hayes, R., Warr, G. G., Atkin, R. Structure and Nanostructure in Ionic Liquids. Chem. Rev. 115 (13), 150601082109009 (2015).
  41. Fukuma, T., Kobayashi, K., Matsushige, K., Yamada, H. True atomic resolution in liquid by frequency-modulation atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 87 (3), 034101 (2005).
  42. Voïtchovsky, K., Kuna, J. J., Contera, S. A., Tosatti, E., Stellacci, F. Direct mapping of the solid-liquid adhesion energy with subnanometre resolution. Nat. Nanotechnol. 5 (6), 401-405 (2010).
  43. Siretanu, I., et al. Direct observation of ionic structure at solid-liquid interfaces: a deep look into the Stern Layer. Sci. Rep. 4, 4956 (2014).
  44. Ricci, M., Spijker, P., Voïtchovsky, K. Water-induced correlation between single ions imaged at the solid-liquid interface. Nat. Commun. 5, 4400 (2014).
  45. Kiracofe, D., Raman, A. On eigenmodes, stiffness, and sensitivity of atomic force microscope cantilevers in air versus liquids. J. Appl. Phys. 107 (3), 033506 (2010).
  46. San Paulo, A., Garcìa, R. High-resolution imaging of antibodies by tapping-mode atomic force microscopy: attractive and repulsive tip-sample interaction regimes. Biophys. J. 78 (3), 1599-1605 (2000).
  47. Garcìa, R., San Paulo, A. Attractive and repulsive tip-sample interaction regimes in tapping-mode atomic force microscopy. Phys. Rev. B. 60 (7), 4961-4967 (1999).
  48. Butt, H. J. Electrostatic interaction in atomic force microscopy. Biophys. J. 60 (4), 777-785 (1991).
  49. Israelachvili, J. N. Intermolecular and Surface Forces. Intermol. Surf. Forces. , (2011).
  50. Yu, C. -J., et al. Order in molecular liquids near solid-liquid interfaces. Appl. Surf. Sci. 182 (3-4), 231-235 (2001).
  51. Ortiz-Young, D., Chiu, H. -C., Kim, S., Voïtchovsky, K., Riedo, E. The interplay between apparent viscosity and wettability in nanoconfined water. Nat. Commun. 4, 2482 (2013).
  52. Patil, S. V., Hoffmann, P. M. Small-Amplitude Atomic Force Microscopy. Adv. Eng. Mater. 7 (8), 707-712 (2005).
  53. Fukuma, T., Jarvis, S. P. Development of liquid-environment frequency modulation atomic force microscope with low noise deflection sensor for cantilevers of various dimensions. Rev. Sci. Instrum. 77 (4), 043701 (2006).
  54. Burkhardt, M., et al. Concept of a molecular charge storage dielectric layer for organic thin-film memory transistors. Adv. Mater. 22 (23), 2525-2528 (2010).
  55. Garcìa, R. Amplitude Modulation Atomic Force Microscopy. , Wiley: Weinheim. (2010).
  56. Uchihashi, T., et al. Quantitative force measurements in liquid using frequency modulation atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 85 (16), 3575 (2004).
  57. Yamada, H., et al. Molecular Resolution Imaging of Protein Molecules in Liquid Using Frequency Modulation Atomic Force Microscopy. Appl. Phys. Express. 2 (9), 095007 (2009).
  58. Stark, M., et al. From Images to Interactions: High-Resolution Phase Imaging in Tapping-Mode Atomic Force Microscopy. Biophys. J. 80 (6), 3009-3018 (2001).
  59. Lo, Y. -S., et al. Organic and Inorganic Contamination on Commercial AFM Cantilevers. Langmuir. 15 (19), 6522-6526 (1999).
  60. Akrami, S. M. R., Nakayachi, H., Watanabe-Nakayama, T., Asakawa, H., Fukuma, T. Significant improvements in stability and reproducibility of atomic-scale atomic force microscopy in liquid. Nanotechnology. 25 (45), 455701 (2014).
  61. Meyer, G., Amer, N. M. Novel optical approach to atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 53 (12), 1045 (1988).
  62. Alexander, S., et al. An atomic-resolution atomic-force microscope implemented using an optical lever. J. Appl. Phys. 65 (1), 164 (1989).
  63. Green, C. P., et al. Normal and torsional spring constants of atomic force microscope cantilevers. Rev. Sci. Instrum. 75 (6), 1988 (2004).
  64. Cleveland, J. P., Manne, S., Bocek, D., Hansma, P. K. A nondestructive method for determining the spring constant of cantilevers for scanning force microscopy. Rev. Sci. Instrum. 64 (2), 403 (1993).
  65. Hutter, J. L., Bechhoefer, J. Calibration of atomic-force microscope tips. Rev. Sci. Instrum. 64 (7), 1868 (1993).
  66. Sader, J. E., Larson, I., Mulvaney, P., White, L. R. Method for the calibration of atomic force microscope cantilevers. Rev. Sci. Instrum. 66 (7), 3789 (1995).
  67. Ricci, M., Quinlan, R., Voitchovsky, K. No Title. Soft Matter. , Forthcoming (2016).
  68. Ricci, M., Spijker, P., Stellacci, F., Molinari, J. -F., Voïtchovsky, K. Direct visualization of single ions in the Stern layer of calcite. Langmuir. 29 (7), 2207-2216 (2013).
  69. Kilpatrick, J. I., Loh, S. -H., Jarvis, S. P. Directly probing the effects of ions on hydration forces at interfaces. J. Am. Chem. Soc. 135 (7), 2628-2634 (2013).
  70. Fukuma, T., et al. Mechanism of atomic force microscopy imaging of three-dimensional hydration structures at a solid-liquid interface. Phys. Rev. B. 92 (15), 155412 (2015).
  71. Maula, T., Westerlund, B., Slotte, J. P. Differential ability of cholesterol-enriched and gel phase domains to resist benzyl alcohol-induced fluidization in multilamellar lipid vesicles. Biochim. Biophys. Acta. 1788 (11), 2454-2461 (2009).
  72. Schroeder, F., Morrison, W. J., Gorka, C., Wood, W. G. Transbilayer effects of ethanol on fluidity of brain membrane leaflets. Biochim. Biophys. Acta - Biomembr. 946 (1), 85-94 (1988).
  73. Tierney, K. J., Block, D. E., Longo, M. L. Elasticity and phase behavior of DPPC membrane modulated by cholesterol, ergosterol, and ethanol. Biophys. J. 89 (4), 2481-2493 (2005).
  74. Basak, S., Raman, A. Dynamics of tapping mode atomic force microscopy in liquids: Theory and experiments. Appl. Phys. Lett. 91 (6), 064107 (2007).
  75. Eslami, B., Solares, S. D. Experimental approach for selecting the excitation frequency for maximum compositional contrast in viscous environments for piezo-driven bimodal atomic force microscopy. J. Appl. Phys. 119 (8), 084901 (2016).
  76. Collins, K. D., Neilson, G. W., Enderby, J. E. Ions in water: characterizing the forces that control chemical processes and biological structure. Biophys. Chem. 128 (2-3), 95-104 (2007).
  77. Lee, S. S., Fenter, P., Park, C., Sturchio, N. C., Nagy, K. L. Hydrated cation speciation at the muscovite (001)-water interface. Langmuir. 26 (22), 16647-16651 (2010).
  78. Liang, S., et al. Thermal noise reduction of mechanical oscillators by actively controlled external dissipative forces. Ultramicroscopy. 84 (1-2), 119-125 (2000).
  79. Hodges, A. R., Bussmann, K. M., Hoh, J. H. Improved atomic force microscope cantilever performance by ion beam modification. Rev. Sci. Instrum. 72 (10), 3880 (2001).
  80. Adamcik, J., Berquand, A., Mezzenga, R. Single-step direct measurement of amyloid fibrils stiffness by peak force quantitative nanomechanical atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 98 (19), 193701 (2011).
  81. Preiner, J., Tang, J., Pastushenko, V., Hinterdorfer, P. Higher harmonic atomic force microscopy: imaging of biological membranes in liquid. Phys. Rev. Lett. 99 (4), 046102 (2007).
  82. Dulebo, A., et al. Second harmonic atomic force microscopy imaging of live and fixed mammalian cells. Ultramicroscopy. 109 (8), 1056-1060 (2009).
  83. Xu, X., Melcher, J., Basak, S., Reifenberger, R., Raman, A. Compositional contrast of biological materials in liquids using the momentary excitation of higher eigenmodes in dynamic atomic force microscopy. Phys. Rev. Lett. 102 (6), 060801 (2009).
  84. Turner, R. D., Kirkham, J., Devine, D., Thomson, N. H. Second harmonic atomic force microscopy of living Staphylococcus aureus bacteria. Appl. Phys. Lett. 94 (4), 043901 (2009).
  85. Barcons, V., Verdaguer, A., Font, J., Chiesa, M., Santos, S. Nanoscale Capillary Interactions in Dynamic Atomic Force Microscopy. J. Phys. Chem. C. 116 (14), 7757-7766 (2012).
  86. Wastl, D. S., Weymouth, A. J., Giessibl, F. J. Atomically resolved graphitic surfaces in air by atomic force microscopy. ACS Nano. 8 (5), 5233-5239 (2014).
  87. Wastl, D. S., Judmann, M., Weymouth, A. J., Giessibl, F. J. Atomic Resolution of Calcium and Oxygen Sublattices of Calcite in Ambient Conditions by Atomic Force Microscopy Using qPlus Sensors with Sapphire Tips. ACS Nano. 9 (4), 3858-3865 (2015).

Tags

Engineering atomic force mikroskopi flydende sub-nanometer opløsning billeddannelse amplitude-modulation lipid dobbeltlag biomembraner krystaller cantilever harmoniske eigenmode solvatisering kræfter
Sub-nanometer Resolution Imaging med Amplitude-modulation Atomic force mikroskopi i Liquid
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Miller, E. J., Trewby, W., Farokh… More

Miller, E. J., Trewby, W., Farokh Payam, A., Piantanida, L., Cafolla, C., Voïtchovsky, K. Sub-nanometer Resolution Imaging with Amplitude-modulation Atomic Force Microscopy in Liquid. J. Vis. Exp. (118), e54924, doi:10.3791/54924 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter