Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Engineering
Click here for the English version

Engineering

Sub-nanometer Resolution Imaging med amplitudmodulering atomkraftsmikroskopi i Liquid

Published: December 20, 2016 doi: 10.3791/54924
Automatic Translation
*1, *1, 1, 1, 1, 1
1Physics Department, Durham University
* These authors contributed equally

Summary

Vi presenterar en metod för att uppnå upplösning sub-nanometer med amplitud-modulering (gängläge) atomkraftsmikroskopi i vätska. Metoden demonstreras på kommersiella Atomkraftsmikroskopi. Vi förklarar logiken bakom våra val av parametrar och föreslå strategier för upplösning optimering.

Introduction

Sedan dess uppfinning, tre decennier sedan, har atomkraftsmikroskopi (AFM) ett etablerat sig som en teknik för val för att undersöka prover på nanonivå, särskilt när genomsnitt över makroskopiska ytor är inte möjligt och lokal information krävs. I en typisk AFM mätning, är avböjningen av en flexibel fribärande användas för att kvantifiera interaktionen kraften mellan ett litet antal molekyler och en knivskarp spets monterad vid änden av konsolen. Beroende på vilken typ av interaktion och de tidsramar som anses, kan ett brett utbud av information härledas, inklusive de viskoelastiska egenskaperna hos mjuka biologiska membran 2,3, styrkan av en enda kemisk eller molekylär bindning 4,5, de atomistiska detaljerna i en yta 6-8, magnet 9, kapacitiv 10, genomför 11, termiska 12,13 och kemiska 14 egenskaperna hos prover 16 och i flera miljöer såsom vakuum 17, gas 11,18 eller vätska 19,20, eftersom det inte är beroende av en specifik kraft mellan prob och prov .

I praktiken har emellertid, som verkar AFM i andra än omgivningens villkor kan vara utmanande och många publicerade resultat fortfarande erhålles i luft. En extra svårighet kommer från det faktum att det är vanligen nödvändigt att använda AFM i dynamiskt läge (vibrerande spets) för att bevara både spets och prov genom att undvika stora friktionskrafter. Även mer utmanande, kan dynamisk drift i princip ge mer information om det analyserade provet, och utan förlust av rumslig upplösning. Under det senaste årtiondet har det gäller dynamiska AFM i flytande sett viktiga utvecklingar, från tillkomsten av video-rate AFM 21-23 till flerfrekvensmätningar 26 - 31. AFM drift medan nedsänkt i vätska nu rutinmässigt används inom biologi och biofysik 32-36, polymer forskning 37, elektro 38-40 och fast-flytande gränssnitt karakterisering 41-44. Närvaron av vätska runt den vibrerande fribärande förändrar avsevärt dess dynamik 45 liksom interaktionen mellan spetsen och provet 29,42. När det används på rätt sätt, kan vätskan utnyttjas för att förbättra bildupplösning 26,29, med en typisk förbättring av nästan en storleksordning jämfört med den bästa upplösningen uppnås i omgivningsförhållanden 46.

I AFM, den högsta rumsliga upplösningen som kan uppnås för en viss mätning beror på både kvaliteten på AFM själva och arten av than interaktion sonde 20,47,48. I dagsläget, så den avgörande faktorn för resolutionen mest avancerade kommersiellt tillgängliga AFMs nuvarande bullernivåer som är nära den termiska gräns 12 vanligtvis tip-prov interaktion. Det är ett effektivt sätt den rumsliga gradienten av denna interaktion som bestämmer upplösningen: mätningar baserade på korta avstånd, snabbt ruttnande interaktion ger högre upplösning resultat än när längre räckvidd interaktioner på spel. I flytande form, kan solvatisering krafter förbättra avbildning upplösning eftersom de tenderar att försvinna under endast ett fåtal molekylära diametrar vätskan (typiskt <1 nm) när du flyttar bort från ytan av provet 49. Dessa krafter kommer från växelverkan mellan de flytande molekylerna och ytan av provet. En vätska med en stark affinitet för ytan kommer att tendera att vara mer ordnade och mindre rörliga än bulkvätska vid gränsytan med provet 29,42,50. Som ett resultat,det kommer att ta mer energi för en vibrerande AFM spets för att förskjuta gränsvätskemolekyler än bulk vätska 42, vilket gör mätningen mycket känslig för lokala variationer i gräns flytande egenskaper på nanonivå -Den lösnings landskap.

För att utnyttja solvatisering krafter, flera praktiska aspekter måste beaktas. Först måste den oscillationsamplitud av spetsen för att vara jämförbar med intervallet för de solvatisering krafter, typiskt <1 nm. För det andra, den vätska som används måste bilda en väldefinierad solvatisering landskapet vid ytan av provet. Makroskopiskt är detta likvärdigt med att kräva en "vätning" vätska för provet övervägas. Till exempel, det är lättare att uppnå på molekylnivå resolution om hydrofil glimmer än på hydrofoba grafit 42,51 i vatten. Slutligen måste fjäderkonstanten för fribärande uppbär spetsen väljas på ett lämpligt 52,53. När du arbetar i dessa conförhållanden, inte AFM inte bara ge molekylär nivå bilder av gränssnittet, men det också hämtar information om lokala provvätskeaffinitet som kan användas för att få kemisk information om provets yta 54.

De vanligaste dynamiska driftlägen för AFM i flytande är amplitud-modulation (AM, även "knacka mode") AFM och frekvensmodulering (FM) AFM. I det första fallet 55, spets raster-skannar provet medan dess vibrationsamplitud hålls konstant genom att en återkopplingsslinga som kontinuerligt åter justerar tip-sample avstånd. En topografisk bild av provet erhålls från en korrigering genom återkopplingsslingan. I FM-AFM 28,41,56, är det svängningsfrekvens av konsolen / spets som hålls konstant medan spetsen skannar provet. Båda teknikerna ger jämförbara topografisk upplösning i flytande 36,57. Kvantifiering av tip-sample interaktion den tenderar att vara mer straightforward och exakt i FM-AFM, men AM-AFM är enklare att implementera, mer robust, och tillåter att arbeta med mjukare utliggare, något nyttigt för att studera lätt deformerbara eller ömtåliga prover. Betecknande är AM-AFM mer utbredd bland AFM användare, dels av historiska skäl men också på grund av det faktum att det är tekniskt sett lättare att kontrollera.

Även amplituden hålls konstant genom återkopplingsslingan under AM-AFM avbildning är fas-lag mellan spetsen svängning och driv svängning får ändra fritt. Fas-lag kan ge värdefull information om tip-prov interaktioner de, är relaterad till den energi som förbrukas under svängning av spetsen vid gränssnittet med provet 58. Därför fas-avbildning kan förvärvas samtidigt topografisk avbildning, och är ofta kompletterar att belysa heterogenitet en provyta. Fas avbildning har använts för olika kartläggning av interaktioner, inklusive direkt kartläggning av vidhäftningsenergi 42, viskoelastiska egenskaper 58 och hydrering landskap av ett gränssnitt 44.

Praktiskt, erhålla bilder med hög upplösning i vätskan förblir icke-trivialt beroende på det stora antal parametrar för att styra, och frånvaron av en enkel, systematisk protokoll som fungerar i alla situationer. Bildkvaliteten beror vanligtvis på den fribärande geometri och elasticitet, spetsen kemi, svängningsamplitud och provet styvhet, bland andra 55. AFM-mätningar är också per definition störnings till systemet. Som ett resultat kan förändras avbildnings variabler och miljöförhållanden utan ordentlig överväganden leder till svårigheter vid reproducerbarhet och / eller misrepresentative observationer och falska resultat.

Här presenterar vi våra protokoll för att uppnå hög upplösning av hårda och mjuka prov i lösning, med hjälp av kommersiella instrument som drivs i amplitude-modulering. Vårt mål är att erbjuda en praktisk procedur för att optimera de viktigaste parametrarna som kan påverka upplösning över olika prover, förklarar i varje fall den logiska grunden för våra val från de fysikaliska principer avbildningsprocessen. Vi detalj en steg-för-steg, från substrat städning och förberedelser, val av fribärande, justering av bildparametrar och felsökning vanliga problem. Förklarar den vetenskapliga grunden bakom våra val och förfaranden för att med hög upplösning bör bidra till att göra rationella val när anpassa metoderna, och fungera som en utgångspunkt för avbildning nya system.

I hela denna text som vi använder AM för att hänvisa till amplitudmodulering driftläge av ett AFM. Vi hänvisar till återkopplingsparametern hålls konstant under antingen fribärande nedböjning (kontaktläge) eller svängning amplitud (AM-läge) som börvärdet. I AM-läge, är fribärande externt drivnaantingen genom en akustisk oscillation eller av en pulsad laser fokuserad vid basen av den fribärande. Driv amplitud är intensiteten hos den externa oscillerande signalen. Det absoluta värdet av driv amplitud som krävs för att uppnå en given svängningsamplitud av konsolen beror på många parametrar såsom metod för att driva (akustisk, fototermiska eller magnetiskt), fribärande fixering och parametrar (stelhet, geometri) och laseruppriktning. Det exakta värdet av driv amplituden är därför inte relevant men det justeras i varje experiment för att tillhandahålla en lämplig (och kvantifierbar) svängning amplitud av konsolen. När den drivna fribärande är långt borta från provet och ingen dämpning av dess vibrationer uppstår genom spets-prov interaktioner dess svängning amplitud kallas fri svängning amplitud. Som den vibrerande spetsen närmar sig ytan av provet, börjar dess amplitud att minska. Om återkopplingen är aktiverad, kommer z-piezo Constgav i såväl åter justera sin förlängning, så att till köl den valda inställnings amplitud, konstant. Börvärdet är normalt alltid mindre än den fria amplitud. Det är vanligt att hänvisa till börvärdet förhållande, förhållandet mellan börvärdet amplitud (imaging amplitud) över den fria amplitud. Ju mindre börvärdet förhållandet, det hårdare bildförhållanden är.

Protocol

1. Rengöring av verktyg och andra ytor

OBS: När siktar på hög upplösning, kan någon form av föroreningar har skadliga konsekvenser. Det är därför nödvändigt att säkerställa att alla de verktyg som används för att manipulera provet är substrat eller AFM tips ordentligt rengjorda. Följande gäller för alla ytor eller instrument (t.ex. pincett) som kan komma i kontakt med provet, fribärande eller AFM cell, inklusive provstadiet själv.

  1. Bath-sonikera instrumenten i ultrarent vatten (18,2 MQ, <5 ppm Organics), följt av isopropanol (99,7% renhet), följt av åter ultrarent vatten, vardera under 10 minuter. När det är möjligt, använda isopropanol under en huv för att minska inandning av rök.
  2. Torrt under kväveflöde.
  3. Om full nedsänkning inte är möjligt (t.ex. för konsolhållare / elektronik), fysiskt ren ytan genom att torka med ett lager, låg ludd vävnader (lätta vävnader torkare) indränkt i ultrapure vatten, isopropanol och ultrarent vatten, i tur och ordning. Låt ytan torka i luft (vanligen inom 15 till 30 min).

2. Substrat Förberedelse

OBS: Substratet betecknar den fasta ytan direkt stöder proverna, vanligtvis i fysisk kontakt med både AFM skannern och provet. De flesta AFMs har en magnetfäste och diskar stål kan användas, men samma protokoll är också lämplig för substrat såsom glasskivor. Här antar vi en skiva stål som en glimmer skiva är fäst. Målet med detta förfarande är att begränsa så mycket som möjligt externa föroreningskällor som kan påverka bild. Handskar ska användas vid alla tillfällen.

  1. Bad-sonikera provet stålskiva i ultrarent vatten (18,2 MQ), följt av isopropanol, och slutligen av ultrarent vatten igen, var och en under 10 min.
  2. Torka skivorna under kväveflöde.
  3. Förbereda en liten mängd epoxi lim med reagens blandas grundligt och plats ~ 1081; l på skivan stål.
  4. Anbringa substratet (muskovit glimmer, SiO 2 kristall, glas, etc.) till skivan stål genom anbringande av tryck på substratet. Tillåt epoxin härda under flera timmar vid förhöjd temperatur (se tillverkarens specifikationer).
  5. Se till att ingen epoxi direkt exponerad för luften, runt kanterna av substratet. Detta kommer att hända om överdriven mängd epoxi används och kan bli en källa till kontaminering.
    1. För en glimmersubstrat, fast tryck ~ 2,5 cm bred tejp på substratet, så att hela ansiktet är täckt, och smidigt dra bort det. Använda milt tejp, och skala glimmer genom att dra parallellt med ytan. Det avlägsnade materialet syns på bandet. Upprepa denna process 2-3 gånger, tills glimmer är spegelblanka för ögat.
    2. För glas / SiO 2, om ytterligare kemisk ytmodifiering krävs, upprepa bad-sonication rutin steg 2,1-2,2. Alternativt kan du använda UV exponeringsenhet (18 W UV-C bakteriedödande lampor) för 30-60 minuter, beroende på effekt) för att pyrolysera de organiska som kan lämnas på ytan. Denna procedur gör också ytan mer hydrofil utan att signifikant öka ytråhet.

3. Beredning av Gren och Tips

  1. Sänk ned fribärande chip i ett bad av isopropanol, följt av ultrarent vatten, var och en under 60 min.
  2. Om fribärande / spetsen kräver omfattande rengöring (t.ex. efter långvarig lagring i gel box), lägg till en 30 min blötläggning i aceton (> 99,5% renhet) före steg 1 (se även avsnittet adresse föroreningar). Lagringen av tips i gel lådor är, enligt vår erfarenhet, en av de primära föroreningskällan som kan uppstå mycket snabbt 59.
  3. Exponera spetsen för UV-ljus kortvarigt (<5 min) för att gynna bildningen av stabila hydratiseringsställen 60. Undvik längre överexponering gånger som det kan skada spetsen eller inkrease dess krökningsradie.
  4. Sätt i fribärande in i AFM s fribärande hållare och pipett ~ 50 | il av bildlösning (arten av lösningen kommer att bero på det prov som undersöks, men i detta fall använda en 10 mM lösning av rubidiumklorid i ultrarent vatten) på den fribärande och tippa till pre-våt det; detta kommer att begränsa uppkomsten av luftbubblor när man närmar sig provet.

4. Ställ upp AFM Cell

  1. Montera provet skiva och substrat på provet scenen och lägga till en droppe av avbildnings vätska (vätska typiskt 2-3 mm tjockt vid sin högsta punkt).
  2. Anslut fribärande hållaren till AFM.
  3. Bringa fribärande och provet i omedelbar närhet för att bilda en kapillär brygga mellan fluiderna på fribärande / spetsen och provet.

5. Initiera mätning och kalibrering av Gren

  1. Rikta mäts laser (vanligtvis röd) nära spetsen-end av konsolen. Beroende på AFM modell, gör det antingen via programkontroll eller genom manuell justering av laserläget. Förvärva fribärande termiska spektrum i vätska (se figur 1A). Förfarandet registrerar de termiska fluktuationer hos fribärande med hjälp av laser, för att finna frekvensen hos den fribärande huvudresonans (fundamental egenmod). I de flesta moderna AFM, görs detta genom automatiserade rutiner i kontrollerna programvara, men detaljer kan variera från AFM till AFM.

Figur 1
Figur 1: Tuning och kalibrera fribärande. A: Termiskt brus spektrum av konsolen vertikala nedböjning (svart) med en enkel harmonisk oscillator (SHO) passning av grundläggande egenmod (röd). Här resonansen är 18,7 kHz i vatten. De första tre resonansfrekvenser, vilka motsvarar de tre första böjningsegenmoder är unghted med blå pilar. B: Kalibrering av konsolen är Inverse Optical Lever känslighet. Den linjära avböjningen av den fribärande pressas mot en styv (icke deformerbar) yta används för att mäta omvandlingsfaktorn (InvOLS) mellan avböjningen mäts i volt och motsvarande värde i nanometer. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

  1. Spela in en avböjning vs. avstånd kurva med fribärande på en styv substrat (t.ex. glimmer eller glas) och kalibrera avböjning genom att införa att lutningen på kurvan i den linjära deformationen region (som i figur 1B) är enhet 61-63.
    OBS: Denna process finner omräkningsfaktorn mellan den uppmätta nedböjning på fotodetektorn (i volt) och den verkliga deformationen av konsolen (i nanometer) - known som Inverse Optical Lever Känslighet (InvOLS). Kalibreringen kan skada spets, så det är bättre att genomföra den efter alla mätningar är slutförda. Använd InvOLS värde beräknats för en annan konsol av samma typ under ett tidigare experiment för att få en uppskattning (typiskt> 90% korrekt) av den verkliga amplituden före kalibrering.
  2. Passa resonanstoppen i den termiska spektrum med en enkel harmonisk oscillator modell 64-66 för erhållande av fjäderkonstanten av konsolen. Detta förfarande är automatiserat i de flesta AFM programvara och brukar inte kräva specialistkunskaper av modellen i fråga.
  3. Tune konsolen. Hitta amplitudsvaret av konsolen när externt drivna (t.ex. akustiskt eller genom fototermisk excitation) över ett frekvensområde nära dess nominella resonansfrekvens. Ställ den drivande frekvensen till den nära maximum i detta spektrum, något till vänster. Om cantilever är ACOUstically driven, många falska maxima kan visas vid inställning.
    1. Välj en resonanstopp så nära som möjligt (och inom höljet av) resonans identifieras i termiskt spektrum med hjälp av styrprogram för AFM men detaljerna kan bero på vilken typ programvara och version som styr AFM.

6. Tillvägagångssätt och inledande kontroll av prov

  1. Ställ den drivande amplituden så att den fria svängning amplitud är ungefär 5 nm. Detta motsvarar typiskt 0,2-0,8 V på de flesta AFMs (i fall InvOLS inte är kalibrerad). Justera amplituden börvärde till ~ 80% av den fria amplitud.
  2. Ställ återkopplings vinster relativt hög (det absoluta värdet beror på AFM) men se till att ingen instabilitet eller ringning sker.
  3. Ställ den ursprungliga svephastighet och skanningsstorlek för små värden (t.ex. till ~ 1 Hz och 10 nm respektive). Detta hjälper till att bevara spetsen vid vissa återkopplingsparametrarna är dåligt justeradgenom att undvika skanning över stora avstånd. Skanningen storlek kan därefter ökas till ett större värde (t.ex. 100 nm) om skanningsförhållandena verkar lämplig.
  4. Bestämma den ungefärliga höjden på ytan (i vissa fall måste göras optiskt) innan metoden.
  5. Initiera spetsen inställning till ytan med hjälp av styrmjukvaran AFM. De fina detaljerna i denna process kommer att vara beroende på vilken modell av AFM och programvara som används.
    1. Om det finns problem med den metod vid användning av en mjuk fribärande, genomföra strategin i kontakt läge. I detta fall, se till att vinsterna är lägre än i AM mod och ställ in börvärdet till ett relativt lågt värde (0,1-0,2 V efter centrering av lasern på fotodetektom) att bevara spetsen.
    2. Bedöma om spetsen har nått ytan utan att börja bild av något ändra börvärdet (ökning i kontakt läge eller minskning i AM-läge). Om spetsen är vid ytan, effekten på than förlängning av Z-piezo bör vara försumbar. De levande rörelser hos Z-piezo vanligen visas grafiskt i styrmjukvaran hos de flesta AFM. Om börvärdesändring utlöser en synlig rörelse piezo, indikerar detta en falsk ingrepp. I det senare fallet, åter påbörja tillvägagångssätt från den aktuella spetspositionen, med användning av en något högre (kontakt) eller lägre (AM) börvärde.
  6. När spetsen har nått ytan, dra tillbaka Z-piezo (vanligen genom att helt enkelt trycka på "stopp") och retune fribärande (upprepa steg 5,4.); resonansfrekvensen kommer sannolikt har skiftat till ett lägre värde på grund av tip-prov interaktioner.
  7. Ändra börvärdet till ~ 80% av den nyligen inställda fri amplitud (vid denna spetsprovavstånd).
  8. Engagera fribärande och genomföra en 10 x 10 nm 2 avsökning av ytan i AM-läge för att kontrollera att bildparametrar är lämpliga.
    1. Kontrollera att spåret (skanning från vänster till höger) och spåra (scanning höger till vänster)profiler lagra. Om inte ytterligare minska börvärdet och försök att öka vinsten.
    2. Sänk vinster om bilden blir högljudd.
  9. Upprepa proceduren med en stor - 1 x 1 mm 2-5 x 5 pm 2 - genomsökning av provet förutsatt att detta är möjligt. På mjuka eller biologiska prover, kan detta resultera en kontaminering av spetsen.

7. Högupplöst Imaging

  1. Minska skanningsstorlek till ett värde som är lämpligt för att visualisera de funktioner (t.ex. 100 × 100 nm 2 för proteinkristaller eller 20 × 20 nm 2 för glimmer eller kalcit).
  2. Minska driv amplituden hos den fribärande tillräckligt för återkopplingsslingan för att automatiskt dra in Z-piezo och därmed spetsen från ytan. Medan den fribärande är bort från ytan, justera driv amplitud så att den fribärande amplitud är ~ 1-2 nm (topp-till-topp).
  3. Med hjälp av styrprogram AFM, Progrestande minska börvärdet några tiotal mV i taget tills Z-piezo sträcker igen mot ytan och den ursprungliga bilden återvinns. Hålla börvärdet amplitud mellan 75% och 95% av den nya fria amplitud.
  4. Justera vinster med hjälp av AFM styrprogram; högre vinster kan användas vid lägre amplituder utan att införa betydande störningar.
    1. Upprepa steg från 7,2 till 7,4 för att bestämma den bästa kombinationen av fri amplitud, börvärde och få hög upplösning. De optimala betingelserna beror på provet (solvatisering landskapet och vätande vätskans egenskaper), utan även den fribärande (fjäderkonstant, styvhet).
    2. Utforska olika kombinationer av amplituder för att optimera avbildningsbetingelser. Det kan bli nödvändigt att öka igen den fria amplitud 42. I ett sådant fall, justera först börvärdet till ett högre värde och sedan öka driv (dvs. omvända förfarandet än används för att minska amplituden).
    3. Håll setpoint amplitud i intervallet 0,5 nm - 1,5 nm (topp till topp) med börvärden förhållanden hålls över 0,7 (typiskt 0,75 till 0,95). För solvophilic gränssnitt, använda utliggare med en fjäderkonstant av 0,5-2 N / m. Detta är tillräckligt för spetsen att avlägsna det mesta av det interfacial vätskan utan att träffa ytan. En tumregel föreslås i eq. 4 av referens 29.

Representative Results

Det protokoll som beskrivits i föregående avsnitt har framgångsrikt tillämpats med flera kommersiella AFMs att uppnå molekylär- eller atomnivå bilder. Alla bilder erhölls med arbets amplituder mellan 0,5 nm och 1,5 nm justeras individuellt enligt det förfarande som steg från 7,1 till 7,4. Resultat skulle kunna erhållas över ett brett område av mjuk (figur 2) och stela (Figur 3) prover. I varje fall är funktionerna av intresse markeras. En av de stora fördelarna med tekniken är att små svängnings amplituder och höga börvärden minimera kraften som utövas av spetsen på provet, så att ömtåliga självaggregat av lipider (figur 2A), proteiner (figur 2B och D), och amfifila molekyler (Figur 2C) som ska avbildas utan skador i lösning. Hårdare kristallina material, såsom mineraler (figurerna 3A, B, D) ochenkelmetalljoner adsorberade på en yta (fig 3C) kan avbildas med användning av tillvägagångssättet eftersom det i varje fall är det gräns vätska som effektivt avbildas med det protokoll som beskrivs. De solvatisering krafterna är jämförbara på proverna visade figurerna 2 och 3: alla prover är hydrofila (mer generellt, "solvophilic" när det gäller figurerna 2C, 3B, 3D) med avseende på bildlösning. Genomgående, utliggare med jämförbar styvhet - var (0,2 0,8 N / m) som används i samtliga fall. Både provet och spetsen bör vara solvophilic för att säkerställa att vätskemolekyler bildar en väldefinierad solvatisering struktur som kan avbildas. Detta är inte alltid ett tillräckligt villkor, men i de flesta fall och för relativt små vätskemolekyler, de flytande re-strukturer sig på ett sätt som efterliknar provets symmetri. Den huvudsakliga drivkraften för den högupplösta är den lokala variationen i affinitet adsorberade lösningsmedelsmolekylernaför de ytor (Ångström-skala, i fallet med figurerna 2A, 3A, 3C). Tekniken är därför bäst lämpad för material där lösningsmedlet strukturen varierar i hög grad över ytan.

figur 2
Figur 2: Mjuka gränssnitt avbildas av AM-AFM i vattenlösningar. A: Dipalmitoyl-fosfatidylkolin (DPPC) lipiddubbelskiktet i gelfasen avbildas i 150 mM KCl. De hexagonalt packad lipid huvudgrupper kan särskiljas i både topografi och fas, tillsammans med lokal kontrast indikerar platsspecifika variationer i fukt. B: Lila membran av Halobacterium salinarum avbildas i 150 mM KCl, 10 mM Tris, pH 7,4. Flera bacteriorhodopsin protein trimerer är markerade. Fasen uppvisar en kontrast som skiljer sig från topografi på grund av lokala hydratiseringsställen på proteinerna. Enskilda protein trimerer kan göras (streckade linjer). C: Amfifil färgämne (Z907) molekyler adsorberade på ytan av ett TiO 2 nanopartikel i en grätzelsolcell. Bilden förvärvades etyl-isopropyl sulfon. Den svampliknande utseende skapas av de adsorberade färgämnesmolekyler. D: Aquaporin kristall i nativt bovint linsmembran avbildas i samma buffert som B. Ett aquaporin tetramer markeras. Sub-struktur som motsvarar mellan spiralslingor är synliga i topografin medan fas visar en slående annorlunda kontrast på grund av den ovanligt vatten beteende nära proteinet. Bilderna är anpassade från refs 36 (B), ref 38 (C) och ref 67 (D). Skalan bar är 5 nm (A), 10 nm (B), 3 nm (C), och 15 nm (D) Färgskalan visar respektive en höjd och fasvariation av 200 pm och 15 ° (A), 600 pm och 4 ° (B), 2,5 nm och 2,5 ° (C) och 1,6 nm och 9,5 ° (D).belastning / 54924 / 54924fig2large.jpg "target =" _ blank "> Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figur 3
Figur 3: representant AM-AFM-bilder av hårda prov i vätskelösningar. A: Kalcit kristall [ Equation2 ] Yta avbildas i en jämviktad lösningen ultrarent vatten. B: Strontium titanat avbildas erhållits i dimetylsulfoxid (DMSO). Högupplöst inte var möjligt i vatten. C: Muscovite glimmer avbildas i 3 mM RbCl - enstaka adsorberade Rb + joner är synliga på glimmer s gitterplatser i både fas och höjd skannar. D: Kiselkarbid i avbildas i DMSO. De förväntade kristallografiska arrangemang visas i bilder B och D. Bilderna anpassas från ref 68 (A), ref 42 (B och D),och ref 44 (C). Skalstrecket är 3 nm (A, B, D) och 5 nm (C). Färgskalan anger respektive en höjd och fasvariation av 250 pm och 14 ° (A), 600 pm och 5,5 ° (B), 800 pm och 15 ° (C), och 500 pm och 3,5 ° (D). Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Discussion

Om man antar att det bildgivande vätska och den fribärande styvhet har valts på lämpligt sätt, de mest kritiska stegen för att uppnå framgångsrik med hög upplösning är justeringen av avbildnings amplitud, och den övergripande renligheten hos systemet undersöktes.

Amplituder jämförbara med tjockleken hos gränsvätskaregionen (typiskt mindre än 2 nm) utför där huvudsakligen variation i egenskaperna hos den interfacial lösningsmedel 42. Om svängningsamplituden är för stor, kommer den vibrerande spetsen passera långdistans, icke-linjära kraftfält 52 som hindrar stabilitet fribärande rörelse, och oundvikligen drabbade provet oavsett bildförhållanden 29, vilket resulterar i försämring av upplösning. Bortsett från förlusten i upplösning, högre övertoner börjar synas i spetsen rörelse och systemet blir mer komplicerat att modellera 55. Alternativt, om avbildnings amplitud är för liten ondast del av gränssnittet probas (typiskt specifika skikt i gräns vätska) och stabil avbildning kan endast uppnås med styva utliggare (> 10 N / m i vatten 53) för en tillfredställande signal-till-brus-förhållande, med risk för skadliga mjuka prover över stora höjdvariationer. Behovet av styva utliggare är att övervinna den termiskt brus som kan bli mer betydelsefullt att uppmätta signalen När du arbetar med små amplituder, de långväga interaktioner mellan spetsen och provet är fortfarande närvarande, men är i stort sett konstant och påverkar inte högupplösande kontrast i bilder som erhålls.

Städning av bildbehandlingsmiljö är av största vikt när det gäller hög upplösning AFM. Oönskade föreningar i systemet kan störa både avbildning och kraften spektroskopi. Det finns två huvudkategorier av föroreningar som tenderar att påverka experimenten: (i) föroreningar direkt synlig när avbildning ( (Figur 4A). Innan du ändrar spetsen och provet, är det värt att skaffa spektroskopiska kurvor med en stor nedböjning effektivt trycka hårt spetsen mot provet flera gånger. Detta skulle normalt skada en ny spets, men kan ibland rengöra en smutsig tips eller framkalla stabila hydra platser som lämpar sig för avbildning. Detta tips kommer dock oundvikligen trubbiga och därmed endast lämpligt för platta prov även om bild förbättras. Vid misstänkt förorening över stela prover, kan det vara värt att försöka bilden med andra egenmod av konsolen innan den något destruktivt förfarande som beskrivs ovan. Detta kräver helt enkelt swklåda den drivande frekvensen till den andra egenmod och justera amplituden / börvärdet (se felsöknings diskussionen nedan). Den effektiva styvheten hos fribärande ökar avsevärt när drivs på andra egenmod och någon svagt adsorberat förorening kan skjutas bort av spetsen medan avbildning. Denna strategi ersätter inte behovet av en ren prov och dricks, men erbjuder några ytterligare möjligheter att förvärva tillfredsställande bilder när ett tips / prov är uppenbarligen inte perfekt.

figur 4
Figur 4: Exempel på föroreningar som observerats när avbildning muskovit glimmer som hämmar hög upplösning. A: Mica avbildas i 5 mM RbCl - inga förorenande partiklar är synliga. B: Förorening i form av aggregat i storleksordningen tiotals nm över medan avbildning i nominellt ultrarent vatten. C: Själv sammansatta strukturer som bildas av kontaminenant partiklar förmodligen amfifila i naturen. Imaging återigen genomfördes i nominellt ultrarent vatten. D: vertikalt förskjutna sektioner motsvarande de streckade linjerna i A, B och C illustrerar avvikelsen från glimmer s Atomically plan yta. Skalstrecken i A, B och C motsvarar 300 nm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Fall (ii) är vanligare och kännetecknas främst av frustrerande att under nanometer funktioner kan helt enkelt inte lösas, oavsett bildförhållanden. Undertecknandet av denna typ av situation är oftast synlig i kraft spektroskopi mätningen som tenderar att visa vissa inkonsekvenser. Dessa kan omfatta dåligt reproducerbara kurvor och amplitud vs distanskurvor som väsentligt avviker från en typisk sigmoidal form 42. Om föroreningar, joniska eller på annat sätt, är DispersEd homogent genom vätskan, de får inte dyka upp i topografisk avbildning men kunde störa vätskestrukturen av provet 69, vilket är avgörande för att upprätthålla en regelbunden tip-prov interaktion 29 och uppnå hög upplösning 70. Det kan också vara direkta effekterna av föroreningar på provet, speciellt i mjuka, biologiska experiment. Till exempel, är det väl känt att närvaron av alkoholer (från rengöringsförfarandet) kan fluidify gel-fas lipiddubbelskikt 71-73, vilket gör sub-nanometernivå upplösning omöjlig. Om hög upplösning är inte möjligt, bör man först tas i reningsprocessen, med särskilt fokus på all utrustning som kommer i kontakt med bildlösning. Ens skenbart stabila föreningar, såsom epoxihartset kan solvat i fluiden till viss del, om inte helt härdat.

Högupplöst avbildning med AM-AFM är krävande, kräver tålamod ochofta flera försök innan de når bästa möjliga avbildningsbetingelser. Små experimentella frågor kan lätt bli tillräckligt viktigt för att förhindra hög upplösning och felsökning färdigheter är väsentliga. Livet listar vi några av de vanligaste problemen vi möter med vår föreslagna lösning.

fribärande tuning

De flesta kommersiella AFMs använder akustisk excitering för att driva fribärande. I ett sådant fall kan inställning av fribärande, såsom beskrivs i steg 5,4, nära dess resonansfrekvens ger ofta tillräckliga prestanda för drift i luft. I flytande miljöer, tenderar vätskan att förmå någon koppling mellan olika mekaniska delar av AFM såsom fribärande chip och hållaren. Detta kan påverka den skenbara resonans av konsolen, ofta illustreras av en fribärande frekvensspektrum som uppvisar många skarpa toppar och dalar som vanligen beskrivs som en "skog av toppar". Som ett resultat är det ofta svårt att hitta den motsvact drivfrekvens. Dessa toppar finns också i gasmiljöer, men på grund av det höga värdet av kvalitetsfaktorn hos fribärande, är amplituden på resonanser betydligt större 74,75. I vätskan kan vara inte lätt att välja lämplig topp för att driva den fribärande och kan kräva försök och misstag. I praktiken är det frekvenstoppen med brantaste variationen i amplitud i "skogen av toppar" runt resonansfrekvensen vanligtvis den bästa insatsen trots att inte nödvändigtvis exakt på resonans och ger ofta en drivfrekvens tillräcklig för att få hög upplösning.

bildförvrängning

Imaging drift är ofta ett problem när de söker med hög upplösning och gör att bilderna ser förvrängd (typiskt sträckt). Dess ursprung är i allmänhet termisk, antingen på grund av scanner / AFM inte har nått sin jämvikt driftstemperatur, eller eftersom en del av provvätskan avdunstar snabbt (t.ex. avbildning i alkoholer ). I samtliga fall blir driften försumbar termisk jämvikt. Det är därför lämpligt att fixera temperaturen hos provet om möjligt. Annars är det värt att lämna AFM skanna ett blankprov (stor storlek bild vid låg avsökningshastighet) under flera timmar innan de utför experimentet. Om avdunstning är inte en fråga, är detta förfarande bäst efter steg 6 i proceduren, var noga med att först dra tillbaka spetsen ett kort avstånd (t.ex. 20 um) från ytan. Ibland kommer driften att förbli även efter omfattande term. Detta tyder oftast på att konsolen eller dess chip delvis dra provet medan avbildning, något som kan hända på mjuka kohesiva prover såsom tunna filmer eller om spetsen / fribärande / chip inte lämpligt placerad. På marker som värd mer än en fribärande / spets, är det ofta bra att bryta konsolen som inte används hellre än att låta dem dra över ytan.

jonstyrka

ntent "> Eftersom avbildnings domineras av interfacial vätska, är det ibland användbart för att lägga till vissa salt för högupplösande avbildning av den laddade ytan i vatten. Rollen av saltet är dubbelt. För det första modifierar den hydratiseringen landskapet i yta avbildas på adsorption, som ofta förbättrar kontrasten. för det andra, det hjälper skärm starka elektrostatiska interaktioner mellan spetsen och provet (t.ex. på glimmer). Generellt större joner, kalium, rubidium och cesium tillåter bättre bilder på grund av deras specifika hydra egenskaper 76, och det faktum att de ofta adsorberar huvudsakligen i en unik hydratiseringstillstånd 77.

Bad fribärande / tips

Om man misstänker att konsolen är en källa till kontaminering (se symptom som beskrivs ovan), bör det först kontrolleras under ett optiskt mikroskop. Vid förvaring i en gel låda, kan konsolen plocka upp spår av gel polymerer eller silikonolja 59 som kan visasI extrema fall, som mörkare fläckar, på baksidan av konsolen (såsom i figur 5A). Fototermisk svängning av konsolen kan inducera liknande fläckar, men de är på grund av nedbrytning / överhettning av fribärande beläggningen genom den drivande laser. Föroreningar tenderar att visas slumpmässigt på fribärande. En längre (12 timmar) rengöring med isopropanol och därefter med ultrarent vatten kan avlägsna eventuella oönskade partiklar från den fribärande.

figur 5
Figur 5: Jämförelse mellan en ny fribärande och en identisk ett som har använts i stor utsträckning på hårda ytor och lämnas i ett gelboxen under en längre period. A: Top; optiska bilden av helt nya konsol som har rengjorts (se förfarande). Botten; optisk bild visar utseendet av synliga föroreningar (blå pil) från gel rutan. B: Jämförelse av utliggare "respektive termisk spektra.Breddning av gamla fribärande första resonanstopp är klar (grön pil) och några högre ordningens moder förstärks (blå pil). Spectra har vertikalt offset och presenteras på en log-log-skala för tydlighetens skull. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Om den nödvändiga under nanometer upplösning inte uppnås, är det trots acceptabla bilder med lägre upplösning möjligt att AFM spets har blivit kemiskt modifierade under sin lagringsmiljö. Detta kan behandlas genom exponering av den fribärande chip för en ultraviolett oxidator för 120 sekund, vilket underlättar skapandet av hydrofila ytgrupper på spetsen 60. Försiktighet bör iakttas dock som den exakta tid som krävs kan variera beroende på spetsgeometrin och UV makt, och överexponering kan leda till avtrubbning av spetsen och lägre upplösning.

Termiskt brus </ P>

Högupplöst avbildning kräver stor känslighet för variationer i kraft och avstånd (typiskt sub-PN styrkor och under Ångström avstånd 78). För mjukare utliggare kan den termomekaniska rörelse av konsolen på grund av dess inneboende Brownsk rörelse (termisk vibration) vara ett problem. I första approximation, är det med en fribärande av styvhet k inte möjligt att mäta funktioner mindre än Equation1 , Amplituden för den termiskt brus, där k B är Boltzmanns konstant och T är temperaturen. I praktiken använder fribärande med högre resonansfrekvenser sprider ljudet över ett större frekvensområde, och minskar den totala ljudnivån i mätbandbredd 79.

Högre egenmod imaging

Det kan ibland vara användbart att driva fribärande vid sin andra egenmodpå grund av ökningen effektiv styvhet (se diskussionen om kontaminering). Praktiskt sker detta helt enkelt genom att köra den fribärande vid sin andra egenmod (den andra resonanstopp vid högre frekvens, se fig 1A). När tuning fribärande, helt enkelt välja andra egenmod i stället för huvud resonans och gå vidare till steg 5,4. Notera att de InvOLS kommer att vara annorlunda när den fribärande drivs vid den andra egenmod; typiskt ~ 1/3 av de InvOLS uppmätt i steg 5.2 för en rektangulär fribärande.

Den största begränsningen av tekniken är att den kräver en stabil lösnings landskap vid ytan av provet. Provet bör vara tillräckligt robust för att tillåta att störa gräns vätska utan att inducera signifikant deformering av själva provet. Detta kan vara en utmaning på mycket mjuka och instabila prover så stora biomolekyler. Dessutom, liten amplitud AFM som beskrivs här kan inte få mekanisk information om pEGENSKAPER av ett prov, som fribärande spetsen tillbringar större delen av sin tid i gränsvätska. För detta kan det vara fördelaktigt att använda andra metoder såsom kvantitativ nanomechanical Mapping 80 eller utnyttja högre övertoner av fribärande rörelse. Högre munspel i allmänhet förbättras när avbildning i vätska (med låg kvalitet-faktorer) 29,81 - 83 och kan ge samtidigt topografi och styvhet av prover 25,81 - 84 men de är i allmänhet skadliga för hög upplösning. Andra begränsningar inneboende i alla svepspetsmikroskopi tekniker fortfarande är giltiga här, särskilt det faktum att resultaten innehåller oundvikligen information om mätspetsen. Användningen av små amplituder är också inte idealiskt för prover med stora höjdvariationer; återkopplingsslingan kommer oundvikligen reagera långsammare när höjdvariationer är större än avbildnings amplitud, därmed riskera prov och dricks skador. Användningen of mjukare fribärande mildrar detta problem i viss utsträckning.

Den största fördelen med den metod som presenteras här är det faktum att det ger den högsta bildupplösningen möjligt med AFM i vätska men kan implementeras på något kommersiellt AFM, under förutsättning att bullernivåerna i maskinen är tillräckligt låg. Jämförbar upplösning på kommersiella instrument uppnås vanligen i kontakt läge, eller ibland i FM-AFM med styva konsoler. Att arbeta i AM-läge och med relativt mjuka utliggare möjliggör ett bredare urval av prover, och är lättare att genomföra än FM-AFM på de flesta system. Tillvägagångssättet bygger på att utnyttja solvatisering krafter som föreligger vid gränsytan mellan en fast och flytande för att öka upplösning och få lokal kemisk information. Det kan i princip användas i omgivningsförhållanden, att förlita sig enbart på vattenskikt (typiskt flera nanometer tjock) byggs upp på de flesta ytor på grund av luftens fuktighet. De principer som ligger till grundhög upplösning strategi förblir oförändrade men de flesta av spetsen är i luft, med endast en kapillär bro mellan spetsen apex och provet 85. Högupplöst har visats på styva prov under dessa förhållanden 86,87. De avbildningsbetingelser är dock annorlunda än de i nedsänkt vätska på grund av ett högre Q-faktor på den fribärande s oscillation. Praktiskt, fann vi det svårt att uppnå stabil drift över mjuka eller oregelbundna prover, förmodligen på grund av tidsmässiga förändringar av det kapillära bron och ökade Q-faktorer för en given fribärande styvhet.

Protokollet som beskrivs häri erbjuder en metod för att uppnå upplösning molekylär nivå av prover i vätska med de flesta moderna kommersiella AM-AFMs. Vi tillhandahåller den vetenskapliga grunden bakom vårt val av avbildningsparametrar och betona vikten av solvatisering krafter. Vi diskuterar också vanliga problem och i synnerhet kontaminering. De specifika tips prov interaktioner can varierar kraftigt beroende på innehållet i bild lösning, konsol geometri och material, och provet kemi. En praktisk förståelse av naturen av de dominerande krafterna närvarande under skanningen är därför viktigt att anpassa detta protokoll för att nya system och säkerställa tillförlitliga resultat. När optimerad, är det experimentellt förhållande kraftfull för att få in situ lokala molekylär nivå insikter prover i lösning.

Acknowledgments

Finansiering från Engineering and Physical Science Research Council (bidrag 1.452.230 och EP / M023915 / 1), bioteknik och biologisk forskningsrådet (bevilja BB / M024830 / 1) och Europeiska rådet (FP7 CIG 631.186) är tacksamma.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Multimode IIIA AFM Brucker NA One of the machine used
Cypher ES AFM Asylum Resarch NA One of the machine used
AFM cantilever/tip Nanoworld Arrow UHF-AUD best for high frequency
AFM cantilever/tip Olympus RC800-PSA versatile and cheap
ultrapure water Milipore NA lab filtering systems can induce contamination
Dimethyl sulfoxide Sigma-Aaldrich 200-664-3  standard chemical, no further purification
Monovalent salts Sigma-Aaldrich standard chemical, no further purification
Lipids Avanti Polar Lipids lipid bilayers formed using stadard protocols
Crystals MTI polished crystals
Scotch tape 3M Scotch Magic Tape Translucent tape works best. Transparent sticks too strongly

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Binnig, G., Quate, C. F. Atomic Force Microscope. Phys. Rev. Lett. 56 (9), 930-933 (1986).
  2. Rico, F., Su, C., Scheuring, S. Mechanical mapping of single membrane proteins at submolecular resolution. Nano Lett. 11 (9), 3983-3986 (2011).
  3. Payam, A. F., Ramos, J. R., Garcia, R. Molecular and nanoscale compositional contrast of soft matter in liquid: interplay between elastic and dissipative interactions. ACS Nano. 6 (6), 4663-4670 (2012).
  4. Grandbois, M. How Strong Is a Covalent Bond. Science. 283 (5408), 1727-1730 (1999).
  5. Oesterhelt, F. Unfolding Pathways of Individual Bacteriorhodopsins. Science. 288 (5463), 143-146 (2000).
  6. McLean, R. S., Doyle, M., Sauer, B. B. High-Resolution Imaging of Ionic Domains and Crystal Morphology in Ionomers Using AFM Techniques. Macromolecules. 33 (17), 6541-6550 (2000).
  7. Scheuring, S., Reiss-Husson, F., Engel, A., Rigaud, J. L., Ranck, J. L. High-resolution AFM topographs of Rubrivivax gelatinosus light-harvesting complex LH2. EMBO J. 20 (12), 3029-3035 (2001).
  8. Novoselov, K. S., et al. Two-dimensional atomic crystals. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (30), 10451-10453 (2005).
  9. Freeman, M. R., Choi, B. C. Advances in magnetic microscopy. Science. 294 (5546), 1484-1488 (2001).
  10. Bockrath, M., et al. Scanned Conductance Microscopy of Carbon Nanotubes and λ-DNA. Nano Lett. 2 (3), 187-190 (2002).
  11. Oliver, R. A. Advances in AFM for the electrical characterization of semiconductors. Reports Prog. Phys. 71 (7), 076501 (2008).
  12. Butt, H. -J., Jaschke, M. Calculation of thermal noise in atomic force microscopy. Nanotechnology. 6 (1), 1-7 (1995).
  13. Majumdar, A., Carrejo, J. P., Lai, J. Thermal imaging using the atomic force microscope. Appl. Phys. Lett. 62 (20), 2501 (1993).
  14. Vezenov, D. V., Noy, A., Ashby, P. Chemical force microscopy: probing chemical origin of interfacial forces and adhesion. J. Adhes. Sci. Technol. 19 (3-5), 313-364 (2005).
  15. Gerber, C., Lang, H. P. How the doors to the nanoworld were opened. Nat. Nanotechnol. 1 (1), 3-5 (2006).
  16. Bharat, B. Encyclopedia of Nanotechnology. , Springer Netherlands. Dordrecht. (2012).
  17. Giessibl, F. J. Subatomic Features on the Silicon (111)-(7x7) Surface Observed by Atomic Force Microscopy. Science. 289 (5478), 422-425 (2000).
  18. Haugstad, G. Atomic Force Microscopy. , John Wiley & Sons, Inc. Hoboken. (2012).
  19. Moreno-Herrero, F., Colchero, J., Gòmez-Herrero, J., Barò, A. M. Atomic force microscopy contact, tapping, and jumping modes for imaging biological samples in liquids. Phys. Rev. E. Stat. Nonlin. Soft Matter Phys. 69 (3), Pt 1 031915 (2004).
  20. Gan, Y. Atomic and subnanometer resolution in ambient conditions by atomic force microscopy. Surf. Sci. Rep. 64 (3), 99-121 (2009).
  21. Kodera, N., Yamamoto, D., Ishikawa, R., Ando, T. Video imaging of walking myosin V by high-speed atomic force microscopy. Nature. 468 (7320), 72-76 (2010).
  22. Picco, L. M., et al. High-speed AFM of human chromosomes in liquid. Nanotechnology. 19 (38), 384018 (2008).
  23. Fantner, G. E., et al. Components for high speed atomic force microscopy. Ultramicroscopy. 106 (8-9), 881-887 (2006).
  24. Garcia, R., Herruzo, E. T. The emergence of multifrequency force microscopy. Nat. Nanotechnol. 7 (4), 217-226 (2012).
  25. Raman, A., et al. Mapping nanomechanical properties of live cells using multi-harmonic atomic force microscopy. Nat. Nanotechnol. 6 (12), 809-814 (2011).
  26. Fukuma, T., Higgins, M. J., Jarvis, S. P. Direct imaging of individual intrinsic hydration layers on lipid bilayers at Angstrom resolution. Biophys. J. 92 (10), 3603-3609 (2007).
  27. Higgins, M. J., et al. Structured water layers adjacent to biological membranes. Biophys. J. 91 (7), 2532-2542 (2006).
  28. Kobayashi, K., Oyabu, N., et al. Visualization of hydration layers on muscovite mica in aqueous solution by frequency-modulation atomic force microscopy. J. Chem. Phys. 138 (18), 184704 (2013).
  29. Voïtchovsky, K. Anharmonicity, solvation forces, and resolution in atomic force microscopy at the solid-liquid interface. Phys. Rev. E. Stat. Nonlin. Soft Matter Phys. 88 (2), 022407 (2013).
  30. Müller, D. J., Dufrêne, Y. F. Atomic force microscopy as a multifunctional molecular toolbox in nanobiotechnology. Nat. Nanotechnol. 3 (5), 261-269 (2008).
  31. Alessandrini, A., Seeger, H. M., Di Cerbo, A., Caramaschi, T., Facci, P. What do we really measure in AFM punch-through experiments on supported lipid bilayers. Soft Matter. 7 (15), 7054 (2011).
  32. Schmidt, S., Biegel, E., Müller, V. The ins and outs of Na(+) bioenergetics in Acetobacterium woodii. Biochim. Biophys. Acta. 1787 (6), 691-696 (2009).
  33. Bippes, C. A., Muller, D. J. High-resolution atomic force microscopy and spectroscopy of native membrane proteins. Reports Prog. Phys. 74 (8), 086601 (2011).
  34. Chada, N., et al. Glass is a Viable Substrate for Precision Force Microscopy of Membrane Proteins. Sci. Rep. 5, 12550 (2015).
  35. Möller, C., Allen, M., Elings, V., Engel, A., Müller, D. J. Tapping-mode atomic force microscopy produces faithful high-resolution images of protein surfaces. Biophys. J. 77 (2), 1150-1158 (1999).
  36. Antoranz Contera, S., Voïtchovsky, K., Ryan, J. F. Controlled ionic condensation at the surface of a native extremophile membrane. Nanoscale. 2 (2), 222-229 (2010).
  37. Kumaki, J. Observation of polymer chain structures in two-dimensional films by atomic force microscopy. Polym. J. 48 (1), 3-14 (2015).
  38. Voïtchovsky, K., et al. In Situ Mapping of the Molecular Arrangement of Amphiphilic Dye Molecules at the TiO Surface of Dye-Sensitized Solar Cells. ACS Appl. Mater. Interfaces. 7 (20), 10834-10842 (2015).
  39. Segura, J. J., et al. Adsorbed and near surface structure of ionic liquids at a solid interface. Phys. Chem. Chem. Phys. 15 (9), 3320-3328 (2013).
  40. Hayes, R., Warr, G. G., Atkin, R. Structure and Nanostructure in Ionic Liquids. Chem. Rev. 115 (13), 150601082109009 (2015).
  41. Fukuma, T., Kobayashi, K., Matsushige, K., Yamada, H. True atomic resolution in liquid by frequency-modulation atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 87 (3), 034101 (2005).
  42. Voïtchovsky, K., Kuna, J. J., Contera, S. A., Tosatti, E., Stellacci, F. Direct mapping of the solid-liquid adhesion energy with subnanometre resolution. Nat. Nanotechnol. 5 (6), 401-405 (2010).
  43. Siretanu, I., et al. Direct observation of ionic structure at solid-liquid interfaces: a deep look into the Stern Layer. Sci. Rep. 4, 4956 (2014).
  44. Ricci, M., Spijker, P., Voïtchovsky, K. Water-induced correlation between single ions imaged at the solid-liquid interface. Nat. Commun. 5, 4400 (2014).
  45. Kiracofe, D., Raman, A. On eigenmodes, stiffness, and sensitivity of atomic force microscope cantilevers in air versus liquids. J. Appl. Phys. 107 (3), 033506 (2010).
  46. San Paulo, A., Garcìa, R. High-resolution imaging of antibodies by tapping-mode atomic force microscopy: attractive and repulsive tip-sample interaction regimes. Biophys. J. 78 (3), 1599-1605 (2000).
  47. Garcìa, R., San Paulo, A. Attractive and repulsive tip-sample interaction regimes in tapping-mode atomic force microscopy. Phys. Rev. B. 60 (7), 4961-4967 (1999).
  48. Butt, H. J. Electrostatic interaction in atomic force microscopy. Biophys. J. 60 (4), 777-785 (1991).
  49. Israelachvili, J. N. Intermolecular and Surface Forces. Intermol. Surf. Forces. , (2011).
  50. Yu, C. -J., et al. Order in molecular liquids near solid-liquid interfaces. Appl. Surf. Sci. 182 (3-4), 231-235 (2001).
  51. Ortiz-Young, D., Chiu, H. -C., Kim, S., Voïtchovsky, K., Riedo, E. The interplay between apparent viscosity and wettability in nanoconfined water. Nat. Commun. 4, 2482 (2013).
  52. Patil, S. V., Hoffmann, P. M. Small-Amplitude Atomic Force Microscopy. Adv. Eng. Mater. 7 (8), 707-712 (2005).
  53. Fukuma, T., Jarvis, S. P. Development of liquid-environment frequency modulation atomic force microscope with low noise deflection sensor for cantilevers of various dimensions. Rev. Sci. Instrum. 77 (4), 043701 (2006).
  54. Burkhardt, M., et al. Concept of a molecular charge storage dielectric layer for organic thin-film memory transistors. Adv. Mater. 22 (23), 2525-2528 (2010).
  55. Garcìa, R. Amplitude Modulation Atomic Force Microscopy. , Wiley: Weinheim. (2010).
  56. Uchihashi, T., et al. Quantitative force measurements in liquid using frequency modulation atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 85 (16), 3575 (2004).
  57. Yamada, H., et al. Molecular Resolution Imaging of Protein Molecules in Liquid Using Frequency Modulation Atomic Force Microscopy. Appl. Phys. Express. 2 (9), 095007 (2009).
  58. Stark, M., et al. From Images to Interactions: High-Resolution Phase Imaging in Tapping-Mode Atomic Force Microscopy. Biophys. J. 80 (6), 3009-3018 (2001).
  59. Lo, Y. -S., et al. Organic and Inorganic Contamination on Commercial AFM Cantilevers. Langmuir. 15 (19), 6522-6526 (1999).
  60. Akrami, S. M. R., Nakayachi, H., Watanabe-Nakayama, T., Asakawa, H., Fukuma, T. Significant improvements in stability and reproducibility of atomic-scale atomic force microscopy in liquid. Nanotechnology. 25 (45), 455701 (2014).
  61. Meyer, G., Amer, N. M. Novel optical approach to atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 53 (12), 1045 (1988).
  62. Alexander, S., et al. An atomic-resolution atomic-force microscope implemented using an optical lever. J. Appl. Phys. 65 (1), 164 (1989).
  63. Green, C. P., et al. Normal and torsional spring constants of atomic force microscope cantilevers. Rev. Sci. Instrum. 75 (6), 1988 (2004).
  64. Cleveland, J. P., Manne, S., Bocek, D., Hansma, P. K. A nondestructive method for determining the spring constant of cantilevers for scanning force microscopy. Rev. Sci. Instrum. 64 (2), 403 (1993).
  65. Hutter, J. L., Bechhoefer, J. Calibration of atomic-force microscope tips. Rev. Sci. Instrum. 64 (7), 1868 (1993).
  66. Sader, J. E., Larson, I., Mulvaney, P., White, L. R. Method for the calibration of atomic force microscope cantilevers. Rev. Sci. Instrum. 66 (7), 3789 (1995).
  67. Ricci, M., Quinlan, R., Voitchovsky, K. No Title. Soft Matter. , Forthcoming (2016).
  68. Ricci, M., Spijker, P., Stellacci, F., Molinari, J. -F., Voïtchovsky, K. Direct visualization of single ions in the Stern layer of calcite. Langmuir. 29 (7), 2207-2216 (2013).
  69. Kilpatrick, J. I., Loh, S. -H., Jarvis, S. P. Directly probing the effects of ions on hydration forces at interfaces. J. Am. Chem. Soc. 135 (7), 2628-2634 (2013).
  70. Fukuma, T., et al. Mechanism of atomic force microscopy imaging of three-dimensional hydration structures at a solid-liquid interface. Phys. Rev. B. 92 (15), 155412 (2015).
  71. Maula, T., Westerlund, B., Slotte, J. P. Differential ability of cholesterol-enriched and gel phase domains to resist benzyl alcohol-induced fluidization in multilamellar lipid vesicles. Biochim. Biophys. Acta. 1788 (11), 2454-2461 (2009).
  72. Schroeder, F., Morrison, W. J., Gorka, C., Wood, W. G. Transbilayer effects of ethanol on fluidity of brain membrane leaflets. Biochim. Biophys. Acta - Biomembr. 946 (1), 85-94 (1988).
  73. Tierney, K. J., Block, D. E., Longo, M. L. Elasticity and phase behavior of DPPC membrane modulated by cholesterol, ergosterol, and ethanol. Biophys. J. 89 (4), 2481-2493 (2005).
  74. Basak, S., Raman, A. Dynamics of tapping mode atomic force microscopy in liquids: Theory and experiments. Appl. Phys. Lett. 91 (6), 064107 (2007).
  75. Eslami, B., Solares, S. D. Experimental approach for selecting the excitation frequency for maximum compositional contrast in viscous environments for piezo-driven bimodal atomic force microscopy. J. Appl. Phys. 119 (8), 084901 (2016).
  76. Collins, K. D., Neilson, G. W., Enderby, J. E. Ions in water: characterizing the forces that control chemical processes and biological structure. Biophys. Chem. 128 (2-3), 95-104 (2007).
  77. Lee, S. S., Fenter, P., Park, C., Sturchio, N. C., Nagy, K. L. Hydrated cation speciation at the muscovite (001)-water interface. Langmuir. 26 (22), 16647-16651 (2010).
  78. Liang, S., et al. Thermal noise reduction of mechanical oscillators by actively controlled external dissipative forces. Ultramicroscopy. 84 (1-2), 119-125 (2000).
  79. Hodges, A. R., Bussmann, K. M., Hoh, J. H. Improved atomic force microscope cantilever performance by ion beam modification. Rev. Sci. Instrum. 72 (10), 3880 (2001).
  80. Adamcik, J., Berquand, A., Mezzenga, R. Single-step direct measurement of amyloid fibrils stiffness by peak force quantitative nanomechanical atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 98 (19), 193701 (2011).
  81. Preiner, J., Tang, J., Pastushenko, V., Hinterdorfer, P. Higher harmonic atomic force microscopy: imaging of biological membranes in liquid. Phys. Rev. Lett. 99 (4), 046102 (2007).
  82. Dulebo, A., et al. Second harmonic atomic force microscopy imaging of live and fixed mammalian cells. Ultramicroscopy. 109 (8), 1056-1060 (2009).
  83. Xu, X., Melcher, J., Basak, S., Reifenberger, R., Raman, A. Compositional contrast of biological materials in liquids using the momentary excitation of higher eigenmodes in dynamic atomic force microscopy. Phys. Rev. Lett. 102 (6), 060801 (2009).
  84. Turner, R. D., Kirkham, J., Devine, D., Thomson, N. H. Second harmonic atomic force microscopy of living Staphylococcus aureus bacteria. Appl. Phys. Lett. 94 (4), 043901 (2009).
  85. Barcons, V., Verdaguer, A., Font, J., Chiesa, M., Santos, S. Nanoscale Capillary Interactions in Dynamic Atomic Force Microscopy. J. Phys. Chem. C. 116 (14), 7757-7766 (2012).
  86. Wastl, D. S., Weymouth, A. J., Giessibl, F. J. Atomically resolved graphitic surfaces in air by atomic force microscopy. ACS Nano. 8 (5), 5233-5239 (2014).
  87. Wastl, D. S., Judmann, M., Weymouth, A. J., Giessibl, F. J. Atomic Resolution of Calcium and Oxygen Sublattices of Calcite in Ambient Conditions by Atomic Force Microscopy Using qPlus Sensors with Sapphire Tips. ACS Nano. 9 (4), 3858-3865 (2015).

Tags

Engineering atomkraftsmikroskopi vätska sub-nanometer upplösning avbildning amplitudmodulering lipiddubbelskikt biomembran kristaller fribärande övertoner egenmod solvatisering krafter
Sub-nanometer Resolution Imaging med amplitudmodulering atomkraftsmikroskopi i Liquid
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Miller, E. J., Trewby, W., Farokh… More

Miller, E. J., Trewby, W., Farokh Payam, A., Piantanida, L., Cafolla, C., Voïtchovsky, K. Sub-nanometer Resolution Imaging with Amplitude-modulation Atomic Force Microscopy in Liquid. J. Vis. Exp. (118), e54924, doi:10.3791/54924 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter